Niedoczynność gruczołów ślinowych, główny niekorzystny efekt radioterapii głowy i szyi obniża jakość życia pacjenta. Wykazanie skuteczności nowych terapii na modelach zwierzęcych jest warunkiem wstępnym przed przejściem klinicznym. Protokół ten opisuje podawanie wsteczne i miejscowe napromienianie gruczołów podżuchwowych szczura.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Zaporodowe wkraplanie gruczołu podżuchwowego i miejscowe frakcjonowane napromienianie w szczurzym modelu niedoczynności śliny
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Normalne tkanki, które leżą wewnątrz bram promieniowania, są przypadkowo uszkodzone. Gruczoły ślinowe są często uszkadzane podczas radioterapii głowy i szyi. Nieodwracalne uszkodzenie komórek powoduje przewlekłą utratę funkcji śliny, która upośledza podstawowe czynności jamy ustnej i zwiększa ryzyko infekcji jamy ustnej i próchnicy. Niedoczynność śliny i jej powikłania mają poważny wpływ na komfort pacjenta. Obecne leczenie objawowe choroby jest nieskuteczne i potrzebne są nowsze terapie w celu złagodzenia stanu.
Gruczoły ślinowe to gruczoły zewnątrzwydzielnicze, które wydalają swoje wydzieliny do jamy ustnej przez kanały wydalnicze. Kaniulacja tych przewodów zapewnia bezpośredni dostęp do gruczołów. Wsteczne dostarczanie środka kontrastowego do głównych gruczołów ślinowych jest rutynową procedurą ambulatoryjną w diagnostyce obrazowej. Przy użyciu podobnej procedury możliwe jest miejscowe leczenie gruczołów. Jednak zastosowanie tej techniki w badaniach przedklinicznych na małych zwierzętach wiąże się z wyjątkowymi wyzwaniami. W tym badaniu opisujemy technikę podawania wstecznego w gruczołach podżuchwowych szczura, procedurę, która została udoskonalona w laboratorium dr Bruce'a Bauma (NIH)1, i określamy procedurę miejscowego napromieniania gruczołów.
Wprowadzenie
Przypadkowe niszczenie zdrowych tkanek odpowiada za szereg szkodliwych skutków ubocznych leczenia raka. Część lub całość głównych gruczołów ślinowych, które leżą w polu promieniowania, jest nieuchronnie niszczona. Dlatego większość pacjentów poddawanych radioterapii z powodu raka głowy i szyi, chłoniaka szyjki macicy lub naświetlania całego ciała przed przeszczepem szpiku kostnego cierpi na jedno z najczęstszych i najbardziej uporczywych działań niepożądanych promieniowania, niedoczynność gruczołów ślinowych2-6.
Produkujące płyny komórki groniaste gruczołów ślinowych są bardzo wrażliwe na promieniowanie. Uszkodzenie gruczołów ślinowych powoduje drastyczne zmniejszenie przepływu śliny, stan określany jako niedoczynność śliny. Przewlekłe zmniejszenie przepływu śliny upośledza kluczowe czynności jamy ustnej, takie jak żucie, połykanie, mowa i smak, ale chorobliwe następstwa intensywnego bólu, rozdarcia błony śluzowej, dysfagii, infekcji oportunistycznych i próchnicy zębów pogarszają samopoczucie i funkcjonowanie pacjenta2,3.
Ponieważ utrata komórek ślinowych związana z radioterapią jest nieodwracalna, nie ma leczenia korekcyjnego kserostomii. Obecne leczenie, które koncentruje się na łagodzeniu objawów za pomocą sztucznych substytutów śliny i leków wydzielniczych, jest nieskuteczne w długotrwałej łagodzeniu6. Chociaż ulepszone techniki dostarczania promieniowania pomogły zmniejszyć nasilenie stanu, normalna toksyczność tkankowa i jej powikłania pozostają czynnikiem ograniczającym w leczeniu raka6,7. W związku z tym środki zapobiegawcze mające na celu zapobieganie powikłaniom związanym z radioterapią stają się normą. Środki radioprotekcyjne, które wymiatają wolne rodniki tlenowe, wspomagają repopulację komórek lub poprawiają naprawę DNA, są badane w celu uniknięcia niedoczynności śliny 8-11.
Wydzieliny zewnątrzwydzielniczych gruczołów ślinowych spływają do ust przez główne kanały wydalnicze. Kaniulacja wewnątrzustna przewodów wydalniczych w celu wstrzyknięcia środków kontrastowych jest wykonywana rutynowo jako zabieg ambulatoryjny. Stosując podobne podejście, gruczoły ślinowe mogą być bezpośrednio ukierunkowane na leczenie miejscowe12. Oprócz zmniejszenia ryzyka wystąpienia ogólnoustrojowych skutków ubocznych, wkraplanie gruczołu wstecznego ma dodatkowe korzyści. Jednowarstwowe ułożenie komórek ślinowych wokół drzewa przewodowego umożliwia celowanie we wszystkie komórki nabłonka śliny, a włókniste otoczenie gruczołu działa jak bariera ograniczająca niepożądane rozprzestrzenianie się terapeutyczne. W istocie, gruczoły ślinowe są optymalnie przystosowane do celowanego leczenia dolegliwości gruczołów, takich jak niedoczynność śliny wywołana promieniowaniem.
Konwencjonalne promieniowanie w leczeniu raka jest dostarczane w małych dawkach (1,8 - 2,5 Gy/frakcję/dzień, pięć dni w tygodniu) przez okres tygodni. W związku z tym radioprotekcyjny środek terapeutyczny, który wykazuje skuteczność przeciwko długotrwałemu schematowi promieniowania w modelach eksperymentalnych, ma większe znaczenie kliniczne. Upośledzoną funkcję śliny po frakcjonowanym promieniowaniu odnotowano u małych zwierząt, ale źródło promieniowania, frakcja dawki i stosowane protokoły są zróżnicowane9,10,13.
Ten raport ustanawia metody wstecznego dostarczania i miejscowego promieniowania gruczołów podżuchwowych szczurów przy użyciu odpowiedniego dla pacjenta źródła promieniowania i frakcji dawki.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez LSU Health, Shreveport, Animal Care and Use Committee i były zgodne z wytycznymi NIH dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych.
1. Kaniulacja gruczołów ślinowych podżuchwowych szczura
- Przygotowanie zespołu rurki strzykawkowej
- Wytnij skalpelem rurkę z polietylenu PE10 o długości 10 cm. Przytrzymaj oba końce rurki między palcem wskazującym a kciukiem. Podgrzej środkową część rurki nad delikatnym płomieniem i delikatnie rozciągnij zmiękczoną rurkę, aby podwoić jej długość, ciągnąc za obie strony.
- Przetnij rurkę na środku skalpelem pod kątem 45o, aby uzyskać 2 kaniule - każda ze zwężającym się końcem. Rozpręż niestożkowy koniec kaniuli, umieszczając ją na igle 29 G i strzykawce insulinowej o pojemności 0,5 cm3.
- Wyjąć kaniulę i pobrać do strzykawki 220 μl roztworu soli fizjologicznej. Stuknij, aby usunąć pęcherzyki powietrza. Załóż kaniulę na igłę i naciśnij tłok strzykawki, aby usunąć powietrze i zapewnić swobodny przepływ roztworu przez kaniulę. Dostosuj głośność do 200 μl.
- Kaniulacja wewnątrzustna przewodu podżuchwowego
UWAGA: Autoklaw narzędzia przed zabiegiem i sterylizuj między zabiegami w sterylizatorze z gorącymi kulkami.- Zważyć szczura rasy Sprague Dawley i odmierzyć obliczoną objętość mieszanki ketaminy (42 mg/kg)/ksylazyny (8 mg/kg)/acepromazyny (1,4 mg/kg) w strzykawce podskórnej.
- Powstrzymaj zwierzę, chwytając podstawę ogona między palcem wskazującym a kciukiem jednej ręki i przesuwając drugą ręką po ciele, aby je chwycić. Oprzyj palce wskazujący i środkowy wzdłuż boków głowy, jednocześnie przytrzymując tułów kciukiem i pozostałymi palcami.
- Wstrzyknąć środek znieczulający w mięśnie kończyn tylnych. Potwierdź głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi i odruch powiekowy. Zastosuj lubrykant do oczu, aby zapobiec wysuszeniu, gdy zwierzę jest pod narkozą.
- Umieść zwierzę na specjalnie zaprojektowanej platformie (ryc. 1) i zaczep górne siekacze o pręt poprzeczny. Pociągnij dolną szczękę w dół, owijając gumkę wokół dolnych siekaczy i zakotwiczając ją do platformy.
- Przełóż sterylny szew przez język i podnieś go, aby podnieść dno jamy ustnej. Zacisnąć szwy hemostatem i przeciągnąć go przez poprzeczny pręt.
- Rozszerz policzki za pomocą specjalnie zbudowanego rozsiewacza policzków (ryc. 1), a następnie pod mikroskopem preparacyjnym zlokalizuj brodawki podjęzykowe na dnie jamy ustnej.
- Chwyć stożkowy koniec wstępnie uformowanej rurki PE10 za pomocą delikatnych kleszczyków. Delikatnie wciśnij końcówkę kaniuli w otwór przewodowy na brodawkach podjęzykowych. Potwierdź umieszczenie kaniuli, wkręcając ją 3 - 5 mm w kanał; Upewnij się, że przechodzi bez żadnych przeszkód.
- Wkraplanie gruczołu podżuchwowego
- Wstrzyknąć atropinę (0,5 mg/kg) podskórnie w kark szyi i odczekać 10 minut na zmniejszenie wydzielania śliny.
- Przymocuj kaniulę do otworu kanału za pomocą kropli cyjanoakrylanu (kleju) i pozostaw do wyschnięcia. Wkroplić roztwór do gruczołu (200 μl/gruczoł), powoli naciskając tłok strzykawki z szybkością ~ 50 μl/min.
- Zmiażdżyć rurkę hemostatem i ostrożnie wyjąć strzykawkę. Trzymaj rurkę w kanale przez 30 - 60 minut, aż zwierzę odzyska przytomność. Usuń szew, który przytrzymuje język.
- Przenieś zwierzę do osobnej klatki i użyj lampy grzewczej, aby utrzymać je w cieple podczas rekonwalescencji. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
- Gdy zwierzę jest już w pełni zdolne do poruszania się, umieść je w wiwarium z nieograniczonym dostępem do jedzenia i wody.
2. Miejscowe frakcjonowane napromienianie gruczołów podżuchwowych
- Unieruchomić zwierzę w sposób opisany wcześniej i znieczulić je domięśniowo mieszanką ketaminy (33 mg/kg) / ksylazyny (6 mg / kg) / acepromazyny (1 mg / kg) w kończynę tylną. Potwierdź głębokość znieczulenia i nałóż lubrykant na oczy.
- Połóż zwierzę na wznak na blacie akceleratora liniowego i wyprostuj jego szyję, przechylając głowę. Skolimuj pole promieniowania (szerokość szczeliny 3 cm), aby objąć obszar od dolnej granicy żuchwy do górnej części mostka.
- Umieść 1 cm bolus odpowiadający tkankom w okolicy i dostosuj odległość między źródłem promieniowania a górną częścią bolusa do 100 cm.
- Napromieniować zwierzę (2,5 Gy) za pomocą wiązki fotonów o mocy 6 MV z akceleratora liniowego. Szybkość dawki, wielkość pola i odległość od źródła promieniowania do powierzchni bolusa będą decydować o czasie ekspozycji. W obecnej konfiguracji zwierzęta były napromieniane dawką ~ 1 Gy/min.
- Powtórz ekspozycję; 2,5 Gy/dzień przez łącznie 8 dni; 4 dni w tygodniu z 2-dniową przerwą pomiędzy nimi. Utrzymuj zwierzę w cieple podczas rekonwalescencji. Przenieś zwierzę do wiwarium po tym, jak będzie w pełni zdolne do chodzenia.
- Zbierz stymulowaną ślinę gruczołu podżuchwowego 8 tygodni po promieniowaniu, aby zmierzyć czynność gruczołów14. Eutanazja zwierząt pod narkozą przez perfuzję serca zimnego 4% paraformaldehydu / soli fizjologicznej buforowanej fosforanem pH 7,2. Usuwanie gruczołów podżuchwowych do analiz histologicznych i immunohistochemicznych14.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Dzięki adaptacji małoinwazyjnej techniki sialografii możliwe jest miejscowe leczenie głównych ślinianek. Podanie retroduktalne do ślinianek podżuchwowych szczura podjęto poprzez dokanalowanie wewnątrzjamowe przewodówna Whartonie (Rysunek 2). Przewodyna Whartonie otwierają się na brodawkach podjęzykowych znajdujących się na dnie jamy ustnej, jednak ich ujścia nie są łatwo widoczne. Wprowadzenie kaniuli odbywało się zatem poprzez delikatne sondowanie. Aby uniknąć niepożądan...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Gruczoły ślinowe często otrzymują dawki promieniowania przekraczające próg regeneracji tkanek u pacjentów poddawanych radioterapii z powodu raka głowy i szyi, planowej ablacji węzłów szyjnych lub regionalnych nowotworów hematologicznych. Chociaż komórki groniaste gruczołu wydzielające płyn są ostatecznie zróżnicowane, paradoksalnie są wrażliwe na promieniowanie. Funkcja wydzielnicza spada w ciągu pierwszych tygodni promieniowania, a nieodwracalne uszkodzenie gruczołów powoduje przewlekłą niską wydalanie śliny. Aby zwalcz...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Dziękujemy Dr. Johnowi Changowi (Radioterapii Onkologicznej, LSU Health Science Center) za pomoc w pomiarach dawki promieniowania. Badanie było wspierane przez American Cancer Society (numer grantu: 116945-RSG-09-038-01-CCE), National Institute of Health (numer grantu: R21CA173162) oraz Feist-Weiller Cancer Center.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Rurki polietylenowe Intramedic (PE10) | Becton Dickson | ||
| 1/2 cc U-100 | Becton Dickson | 309306 | |
| Sztuczne łzy | Miller Vet Supply | 5098-9840-64 | |
| Sterylizator gorących koralików | Fine Science Tools | 18000-45 | |
| Nici jedwabne Perma-Hand | Ethicon | K833H | |
| Kleszcz Graefe | Narzędzia do nauki o naprawie | 11051-10 | |
| Olympus SZX16 Mikroskop stereoskopowy | Polowanie Optyka i obrazowanie | ||
| Akcelerator liniowy 6 MV | Elekta | ||
| Bolus - Bez skóry | Lampa | MTCB410 | |
| Braintree Scientific | HL-1 110V |
Bibliografia
- Delporte, C., et al. Increased fluid secretion after adenoviral-mediated transfer of the aquaporin-1 cDNA to irradiated rat salivary glands. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (7), 3268-3273 (1997).
- Chambers, M. S., Rosenthal, D. I., Weber, R. S. Radiation-induced xerostomia. Head Neck. 29 (1), 58-63 (2007).
- Sciubba, J. J., Goldenberg, D. Oral complications of radiotherapy. Lancet Oncol. 7 (2), 175-183 (2006).
- Rodrigues, N. A., et al. A prospective study of salivary gland function in lymphoma patients receiving head and neck irradiation. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 75 (4), 1079-1083 (2009).
- Coracin, F. L., et al. Major salivary gland damage in allogeneic hematopoietic progenitor cell transplantation assessed by scintigraphic methods. Bone Marrow Transplant. 37 (10), 955-959 (2006).
- Jensen, S. B., et al. A systematic review of salivary gland hypofunction and xerostomia induced by cancer therapies: management strategies and economic impact. Support Care Cancer. 18 (8), 1061-1079 (2010).
- de Castro, G. Jr, Federico, M. H. Evaluation, prevention and management of radiotherapy-induced xerostomia in head and neck cancer patients. Curr Opin Oncol. 18 (3), 266-270 (2006).
- Epperly, M. W., Carpenter, M., Agarwal, A., Mitra, P., Nie, S., Greenberger, J. S. Intraoral manganese superoxide dismutase-plasmid/liposome (MnSOD-PL) radioprotective gene therapy decreases ionizing irradiation-induced murine mucosal cell cycling and apoptosis. In Vivo. 18 (4), 401-410 (2004).
- Cotrim, A. P., Sowers, A., Mitchell, J. B., Baum, B. J. Prevention of irradiation-induced salivary hypofunction by microvessel protection in mouse salivary glands. Mol Ther. 15 (12), 2101-2106 (2007).
- Zheng, C., et al. Prevention of radiation-induced salivary hypofunction following hKGF gene delivery to murine submandibular glands. Clin Cancer Res. 17 (9), 2842-2851 (2011).
- Palaniyandi, S., et al. Adenoviral delivery of Tousled kinase for the protection salivary glands against ionizing radiation damage. Gene Ther. 18 (3), 275-282 (2011).
- Baum, B. J., Voutetakis, A., Wang, J. Salivary glands: novel target sites for gene therapeutics. Trends Mol Med. 10 (12), 585-590 (2004).
- Limesand, K. H., et al. Insulin-like growth factor-1 preserves salivary gland function after fractionated radiation. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 78 (2), 579-586 (2010).
- Timiri Shanmugam, P. S., et al. Recombinant AAV9-TLK1B administration ameliorates fractionated radiation-induced xerostomia. Hum Gene Ther. 24 (6), 604-612 (2013).
- Coppes, R. P., Vissink, A., Konings, A. W. T. Comparison of radiosensitivity of rat parotid and submandibular glands after different radiation schedules. Radiother Oncol. 63 (3), 321-328 (2002).
- Sunavala-Dossabhoy, G., Palaniyandi, S., Richardson, C., De Benedetti, A., Schrott, L., Caldito, G. TAT-mediated delivery of Tousled protein to salivary glands protects against radiation-induced hypofunction. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 84 (1), 257-265 (2012).
- Baum, B. J., et al. Transfer of the AQP1 cDNA for the correction of radiation-induced salivary hypofunction. Biochim Biophys Acta. 1758 (8), 1071-1077 (2006).
- Tran, S. D., et al. Paracrine effects of bone marrow soup restore organ function, regeneration, and repair in salivary glands damaged by irradiation. PLoS One. 8 (4), e61632(2013).
- Nanduri, L. S., et al. Salisphere derived c-Kit+ cell transplantation restores tissue homeostasis in irradiated salivary gland. Radiother Oncol. 108 (3), 458-463 (2013).
- Arany, S., Benoit, D. S., Dewhurst, S., Ovitt, C. E. Nanoparticle-mediated gene silencing confers radioprotection to salivary glands in vivo. Mol Ther. 21 (6), 1182-1194 (2013).
- Voutetakis, A., et al. Reengineered salivary glands are stable endogenous bioreactors for systemic gene therapeutics. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (9), 3053-3058 (2004).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
