Synteza i charakterystyka koloidów supramolekularnych

Solidna platforma koloidów supramolekularnych musi spełniać trzy główne wymagania. Po pierwsze, sprzężenie ugrupowania supramolekularnego powinno odbywać się w łagodnych warunkach, aby zapobiec degradacji. Po drugie, siły powierzchniowe przy separacjach większych niż kontakt bezpośredni powinny być zdominowane przez motywy na uwięzi, co oznacza, że niepowlekane koloidy powinny oddziaływać prawie wyłącznie poprzez oddziaływania o wyłączonej objętości. Dlatego właściwości fizykochemiczne koloidów powinny być dostosowane do tłumienia innych oddziaływań nieodłącznie związanych z układami koloidalnymi, takich jak van der Waalsa lub siły elektrostatyczne. Po trzecie, charakterystyka powinna pozwolić na jednoznaczne przypisanie zespołu do obecności ugrupowań supramolekularnych. Aby spełnić te trzy warunki wstępne, opracowano solidną dwuetapową syntezę koloidów supramolekularnych (ryc. 1a). W pierwszym etapie przygotowuje się hydrofobowe cząstki krzemionki funkcjonalizowane NVOC do dyspersji w cykloheksanie. Grupa NVOC może być łatwo rozszczepiona, dając cząstki funkcjonalizowane aminami. Wysoka reaktywność amin umożliwia prostą postfunkcjonalizację z pożądaną cząstką supramolekularną przy użyciu szerokiego zakresu łagodnych warunków reakcji. W tym miejscu otrzymujemy koloidy supramolekularne poprzez funkcjonalizację kulek krzemionkowych alkoholem stearylowym i pochodną benzeno-1,3,5-trikarboksyamidu (BTA)²⁰. Alkohol stearylowy odgrywa kilka ważnych ról: sprawia, że koloidy są organofilne i wprowadza odpychanie steryczne krótkiego zasięgu, co pomaga zmniejszyć niespecyficzne oddziaływanie między koloidami^21,22. Siły van der Waalsa są dodatkowo zmniejszone ze względu na ścisłe dopasowanie między współczynnikiem załamania koloidów a rozpuszczalnikiem²³. Lekkie i termoczułe siły przyciągania powierzchniowego krótkiego zasięgu są generowane przez włączenie BTA ²⁰ chronionych o-nitrobenzylem. Ugrupowanie O-nitrobenzylowe jest grupą fotorozszczepialną, która blokuje tworzenie wiązań wodorowych między sąsiednimi BTA, gdy jest włączona do amidów w dyskotykach (ryc. 1b). Po fotorozszczepieniu przez światło UV, BTA w roztworze jest w stanie rozpoznać i oddziaływać z identycznymi cząsteczkami BTA poprzez 3-krotny układ wiązań wodorowych, o sile wiązania, która jest silnie zależna od temperatury¹⁷. Ponieważ przyciąganie van der Waalsa jest minimalne dla cząstek krzemionki pokrytej stearylem w cykloheksanie, a także niezależne od światła i temperatury, obserwowany zespół koloidalny reagujący na bodźce musi być pośredniczony przez BTA.

Ten szczegółowy film pokazuje, jak syntetyzować i charakteryzować koloidy supramolekularne oraz jak badać ich samoorganizację po naświetlaniu promieniowaniem UV za pomocą mikroskopii konfokalnej. Ponadto przedstawiono prosty protokół analizy obrazu w celu odróżnienia koloidalnych singletów od koloidów skupionych oraz określenia ilości koloidów w klastrach. Wszechstronność strategii syntezy pozwala na łatwą zmianę wielkości cząstek, pokrycia powierzchni, a także wprowadzonego ugrupowania wiążącego, co otwiera nowe możliwości rozwoju dużej rodziny koloidalnych bloków budulcowych dla zaawansowanych materiałów mezostrukturalnych.

1. Synteza cząstek krzemionki typu core-shell

Uwaga: Cząstki krzemionki są syntetyzowane zgodnie z następującą procedurą, która opiera się na metodzie Stöbera^24,25.

1. Synteza fluorescencyjnych nasion krzemionki
   1. Rozpuścić 105 mg (0,27 mmol) izotiocyjanianu fluoresceiny w 5 ml etanolu.
   2. Dodać 100 μl (3-aminopropylo)trietoksysilanu (APTES, 0,43 mmol) do poprzedniego roztworu.
   3. Sonikować roztwór przez 5 minut i pozostawić go na noc w atmosferze argonu w temperaturze pokojowej, mieszając. Funkcjonalizowany barwnikiem kompleks APTES jest stosowany bez oczyszczania.
   4. W kolbie okrągłodennej o pojemności 1 l zmieszać 2,5 ml barwnika APTES z 25 ml amoniaku (25% w wodzie) i 250 ml etanolu.
   5. Dodać 10 ml tetraetyloortokrzemianu (TEOS) pod meniskiem poprzedniej mieszaniny reakcyjnej za pomocą szklanej pipety, mieszając mieszadłem magnetycznym.
   6. Podobnie, po 5 godzinach dodaj kolejne 1,75 ml TEOS i mieszaj mieszaninę przez noc w atmosferze argonu.
   7. Wlej dyspersję do kilku probówek o pojemności 45 ml.
   8. Odwirować probówki (350 x g, 30 min), usunąć supernatant i dodać 30 ml świeżego etanolu do każdej probówki. Poddać sonifikacji nowe dyspersje przez 3 minuty i ponownie odwirować w celu usunięcia supernatantu. Powtórz te kroki prania 3 razy.
   9. Nasiona fluorescencyjne należy przechowywać w etanolu w stężeniu około 13,6 mg/ml i w ciemności (unikać ekspozycji na światło).
   10. Przygotować nasiona niefluorescencyjne zgodnie z tą samą procedurą, pomijając dodawanie barwnika fluorescencyjnego.
       Uwaga: Po tej procedurze uzyskuje się nasiona o promieniu około 100 nm.
2. Synteza cząstek krzemionki typu core-shell
   1. Napełnić kolbę okrągłodenną o pojemności 1 l 51 ml etanolu, 17 ml wody dejonizowanej, 3,4 ml amoniaku (25% w wodzie) i 4 ml dyspersji nasion (około 54,4 mg nasion fluorescencyjnych).
   2. Napełnić plastikową strzykawkę 5 ml TEOS i 10 ml etanolu.
   3. Napełnij drugą plastikową strzykawkę 1,34 ml amoniaku (25% w wodzie), 3,4 ml wody dejonizowanej i 10,25 ml etanolu.
   4. Połączyć obie strzykawki z kolbą okrągłodenną z plastikowym wężem.
   5. Wyposażyć kolbę w przepływowy argon i mieszadło magnetyczne. Wlot argonu musi znajdować się obok wylotu drugiej strzykawki, aby uniknąć kontaktu gazów amoniaku z kropelek TEOS, aby zapobiec wtórnemu zarodkowaniu.
   6. Dodać zawartość obu strzykawek w tym samym czasie w tempie 1,7 ml/godz. za pomocą pomp perystaltycznych, mieszając mieszaninę. Upewnij się, że uzyskasz swobodnie spadające kropelki, aby uniknąć ślizgania się po ścianach, a tym samym wtórnego zarodkowania.
   7. Przerwać dodawanie po 7 godzinach, aby uzyskać cząstki typu rdzeń-otoczka o promieniu około 300 nm.
   8. Wlać zawartość kolby do kilku probówek o pojemności 45 ml.
   9. Odwirować probówki (350 x g, 30 min), usunąć supernatant i dodać 30 ml świeżego etanolu do każdej probówki. Sonizować nową dyspersję przez 3 minuty i ponownie odwirować w celu usunięcia supernatantu. Powtórz te kroki prania 3 razy.
   10. Cząstki skorupy rdzenia należy przechowywać w etanolu i w ciemności (unikać ekspozycji na światło).
   11. Przygotować niefluorescencyjne cząstki krzemionki zgodnie z tą samą procedurą, ale przy użyciu niefluorescencyjnych nasion.

2. Funkcjonalizacja koloidów krzemionkowych

1. Synteza koloidów funkcjonalizowanych NVOC
   1. Rozproszyć 10 mg cząstek krzemionki w 1 ml etanolu razem z 12 mg (0,03 mmol) cząsteczki NVOC-C11-OH i 31 mg (0,11 mmol) alkoholu stearylowego w kolbie okrągłodennej o pojemności 50 ml (co daje stosunek molowy NVOC-C11-OH/alkoholu stearylowego 20/80).
   2. Sonikować mieszaninę przez 10 minut, aby upewnić się, że wszystkie cząsteczki są rozpuszczone, a cząstki są dobrze zdyspergowane.
   3. Dodać do mieszaniny mieszadło magnetyczne i odparować etanol stałym strumieniem argonu o temperaturze pokojowej. Przed kontynuowaniem upewnij się, że nie ma już etanolu, w przeciwnym razie może on reagować z grupami silanolowymi cząstek. Aby sprawdzić, czy etanol został całkowicie odparowany, należy zwrócić uwagę na temperaturę dna kolby. Jeśli jest zimny, etanol nie jest jeszcze całkowicie odparowany.
   4. Podgrzewać kolbę do temperatury 180 °C przez 6 godzin, ciągle mieszając i pod stałym strumieniem argonu²².
   5. Pozostawić kolbę do ostygnięcia do temperatury pokojowej.
   6. Dodać 3 ml CHCl₃ do kolby i dokonywać sonikacji przez 5 minut (lub do momentu, gdy cała zawartość stała zostanie rozpuszczona lub rozproszona).
   7. Odwirować dyspersję (2 600 x g, 4 min), usunąć supernatant i dodać świeży_{CHCl 3}. Sonizować nową dyspersję przez 3 minuty i ponownie odwirować w celu usunięcia supernatantu. Powtórz te kroki prania 6 razy.
   8. Wysuszyć cząstki w temperaturze 70 °C w próżni przez noc i przechowywać je w eksykatorze.
2. Synteza koloidów BTA
   1. Rozproszyć 10 mg cząstek funkcjonalizowanych stosunkiem molowym 20/80 alkoholu NVOC-C11-OH/stearylu w 3 ml CHCl₃.
   2. Naświetlić dyspersję w piecu UV (λ_max=354 nm) przez 1 godzinę w celu rozszczepienia grupy NVOC. Upewnij się, że deochrona jest jednorodna na powierzchni cząstek, delikatnie mieszając dyspersję mieszadłem magnetycznym podczas usuwania ochrony. W ten sposób uzyskuje się cząstki funkcjonalizowane aminami (rysunek 1a).
   3. Rozpuścić 9 mg pochodnej benzeno-1,3,5-trikarboksyamidu (BTA, 0,01 mmol), 8,7 μl N,N-diizopropyloetyloaminy (DIPEA, 0,05 mmol) i 5,2 mg heksafluorofosforanu (benzotriazol-1-yloksy)trirolidinofosfoniowego (PyBOP, 0,01 mmol) w 1 ml CHCl 3.
   4. Dodać roztwór do dyspersji cząstek funkcjonalizowanych aminami i mieszać przez noc w temperaturze pokojowej i w atmosferze argonu.
   5. Odwirować dyspersję (2,600 x g, 4 min), usunąć supernatant i dodać 3 ml świeżego CHCl₃. Sonizować nową dyspersję przez 3 minuty i ponownie odwirować w celu usunięcia supernatantu. Powtórz te kroki prania 6 razy.
   6. Suszyć cząstki w temperaturze 70 °C w próżni przez 48 godzin i przechowywać je w eksykatorze.

3. Statyczne pomiary rozpraszania światła (SLS)

Uwaga: Używaj cząstek niefluorescencyjnych, ponieważ rdzeń fluorescencyjny pochłania światło o tej samej długości fali, co padające światło laserowe konwencjonalnych urządzeń do rozpraszania światła.

1. Funkcjonalizować 10 mg niefluorescencyjnych cząstek krzemionki wyłącznie alkoholem stearylowym (bez NVOC-C11-OH) zgodnie z procedurą opisaną w sekcji 2.1.
2. Przygotować 500 μl mieszaniny 0,033 mg/ml niefunkcjonalizowanych cząstek w wodzie i kolejną porcję 2 mg/ml cząstek pokrytych alkoholem stearylowym w cykloheksanie.
3. Sonikować obie dyspersje przez co najmniej 20 minut, aby upewnić się, że cząstki są dobrze zdyspergowane.
4. Zmierzyć intensywność rozproszenia obu dyspersji, rozpuszczalników i rozpuszczalnika odniesienia w zakresie od 30° do 120° w krokach co 5°.
5. Wykreślić intensywność próbki (_próbki I) w funkcji q
   (Równanie 1) q = 4πn_{rozpuszczalnik}sin(θ/2)/λ_o
   przy kącie rozproszenia θ, współczynniku załamania światła rozpuszczalnika N_{rozpuszczalnika} i długości fali lasera λ_O.
6. Dopasuj dane do poniższego równania za pomocą oprogramowania (np. Origin)
   (Równanie 2) I_próbka = CP(qR)
   gdzie C jest stałą, a współczynnik kształtu P(qR) jest określony wzorem
   (Równanie 3)
   
   w którym średni promień koloidów sferycznych wynosi R.
7. Wyodrębnij R z pasowań dla każdej dyspersji.
8. Oblicz współczynnik Rayleigha (R_θ), który jest bezwzględną miarą natężenia rozproszonego światła, zgodnie z następującym równaniem, dla każdego θ,
   (Równanie 4)
   
   z intensywnością próbki, rozpuszczalnikiem i odniesieniem, próbką I, rozpuszczalnikiem I i _odniesieniem I, współczynnikiem załamania światła rozpuszczalnika i odpowiednio rozpuszczalnikiem odniesienia n i _{n odniesieniem} oraz współczynnikiem Rayleigha odniesienia R. Tutaj użyj toluenu jako odniesienia, tak że n_wody = 1,332, n_toluen = 1,497, n_cykloheksan = 1,426; R_toluen = 2,74x10-3 ^{m-1 26}.
9. Oblicz średni współczynnik załamania koloidów (n_koloidów) z R_θ i równania 5.
   (Równanie 5)
   
   przy liczbie cząstek na objętość N, objętość cząstki v_cząstki danej przez v_cząstkę =4/3πR³, przy założeniu, że współczynnik struktury S(q)~1, który jest granicą cząstek nieoddziałujących.

4. Kwantyfikacja liczby miejsc aktywnych na cząstkę

Uwaga: Używaj małych cząstek o promieniu 13 nm (o większym stosunku powierzchni do objętości).

1. Funkcjonalizować małe dostępne w handlu cząstki o stosunku molowym NVOC-C11-OH/alkoholu stearylowego 20/80 zgodnie z procedurą opisaną w sekcji 2.1.
2. Rozproszyć 20 mg małych, funkcjonalizowanych cząstek w 1 ml CHCl₃ i napromieniować dyspersję w piecu UV (λ_max=354 nm) przez 1 godzinę w celu rozszczepienia grupy NVOC. Delikatnie wymieszaj dyspersję za pomocą mieszadła magnetycznego podczas usuwania ochrony. W ten sposób koloidy nie osadzają się, a ich powierzchnia pozostaje wystawiona na działanie światła UV, zapewniając w ten sposób jednorodną deprotekcję.
3. Odwirować powstałe cząstki funkcjonalizowane aminami (3 400 x g, 10 min) i usunąć supernatant.
4. Suszyć cząstki w temperaturze 70 °C przez 2 godziny.
5. Rozpuścić 0,50 mg 3-(2-pirydyloditio)propionianu sukcynimidylu (SPDP, 0,0016 mmol) w 200 μl dimetyloformamidu (DMF).
6. Dodać roztwór SPDP do 20 mg wysuszonych cząstek funkcjonalizowanych aminami i wirować system przez 30 minut. W tym czasie wszystkie dostępne aminy pierwszorzędowe na koloidach zareagowały z SPDP.
7. Przemyć cząstki 1 ml DMF przez 6 razy (lub do momentu, gdy spektroskopia UV-Vis nie wykryje wolnego SPDP w supernatancie przy λ=375 nm). Na ostatnim etapie prania postaraj się usunąć jak najwięcej supernatantu.
8. Rozpuścić 0,53 mg ditiotreitolu (DTT, 0,0034 mmol) w 50 μl DMF. Dodaj roztwór DTT do cząstek i wiruj dyspersję przez 30 minut. W tym czasie grupa pirydyno-2-tionowa zostaje rozszczepiona.
9. Oznaczyć absorbancję wolnego pirydyno-2-tionu uwolnionego w supernatancie przy λ=293 nm za pomocą mikroobjętościowego spektrofotometru UV-Vis.
10. Skonstruuj krzywą kalibracyjną, aby określić współczynnik ekstynkcji ɛ (~12,1x10^{3 M-1 cm-1}) pirydyno-2-tionu w DMF, mierząc absorbancję serii rozcieńczeń różnych znanych ilości SPDP z nadmiarem DTT.
11. Obliczyć stężenie pirydyno-2-tionu, C_p2t, który jest oddzielany od cząstek za pomocą prawa Lamberta-Beera:
    (Równanie 6) Abs = C_p2t ε l
    przy stężeniu molowym pirydyno-2-tionu C_p2t, współczynniku ekstynkcji ɛ i długości drogi l.
12. Oblicz liczbę miejsc aktywnych (amin) na cząstkę za pomocą następującego równania
    (Równanie 7)
    przy masie jednej cząstki _Cząstka M, która jest _cząstką M = 4/3πR³ρ, przy ρ = 1,295 g/cm³, całkowita ważona masa cząstek M_całkowita (20 mg) i całkowita objętość V_całkowita (50 μl). Równanie to zakłada, że wszystkie dostępne aminy reagują z SPDP, a DTT redukuje wszystkie cząsteczki SPDP przyłączone do cząstek.

5. Monitorowanie montażu koloidalnego za pomocą mikroskopii konfokalnej

Uwaga: Użyj cząsteczek krzemionki z rdzeniem (z rdzeniem fluorescencyjnym i powłoką niefluorescencyjną).

1. Przygotować 400 μl dyspersji 0,1% wag. cząstek funkcjonalizowanych BTA w cykloheksanie i sonikować próbkę przez 20 minut.
2. Napromienić fiolkę z próbką w piecu UV (λ_max = 354 nm) w celu odszczepienia grupy o-nitrobenzylowej BTA. Pobrać 25 μl podwielokrotności w różnych momentach napromieniania, na przykład od 0 do 30 minut, aby monitorować proces grupowania.
3. Umieść różne porcje na różnych szkiełkach za pomocą przekładki i zamknij komory szkiełkiem nakrywkowym (rozmiar komory to 13 mm średnicy × 0,12 mm wysokości). Po zamknięciu komory należy obrócić szkiełko nakrywkowe do góry nogami, aby cząsteczki osiadły i zaadsorbowały się na szkle, co ułatwia obrazowanie.
4. Należy wykonać kilka zdjęć każdej próbki za pomocą mikroskopu konfokalnego tak szybko, jak to możliwe po przygotowaniu próbki dla każdego czasu napromieniania.

6. Analiza obrazu

1. Kwantyfikacja liczby pojedynczych punktów za pomocą ImageJ
   Uwaga: Wszystkie polecenia użyte do napisania skryptu są opisane w podręczniku ImageJ:
   http://imagej.nih.gov/ij/docs/guide/user-guide.pdf
   1. Wygładź obrazy konfokalne, aby usunąć izolowane piksele z krawędzi i wypełnić małe z uruchomioną funkcją "Wygładzanie".
   2. Biorąc pod uwagę, że tylko jądra są fluorescencyjne, rozszerzaj jasne obszary, aż krawędź cząstek należących do tej samej gromady dotknie się i cząstki się połączą. Zrób to za pomocą filtra "Rozszerz". W przypadku cząstek o grubości powłoki około 180 nm i obrazach o rozdzielczości 0,02 μm/piksel wystarczą dwa etapy dylatacji.
   3. Przekonwertuj obrazy na obraz binarny z uruchomioną funkcją "Utwórz plik binarny".
   4. Ustaw skalę, uruchamiając narzędzie ""Ustaw skalę...", odległość = 1 znany = 0,02 piksela = 1 jednostka = um"" dla zdjęć zrobionych z rozdzielczością 0,02 μm / piksel, na przykład.
   5. Zastosuj rozmiar progowy, aby odróżnić szum i cząstki nieostre od cząstek ostrych. Na przykład w przypadku zdjęć wykonanych z rozdzielczością 0,02 μm/piksel wszystkie obszary mniejsze niż 0,2 piksela są wykluczone. Zrób to za pomocą polecenia "Analizuj cząstki...", "size=0.2-Infinity".
   6. Utwórz obraz all.jpg i plik all.txt o rozmiarze wszystkich jasnych obszarów obrazu (klastry i wyróżnienia) za pomocą poleceń ""wyniki", _all.txt"" i ""JPEG", "wszystko"".
   7. Załóżmy, że wszystkie jasne obszary o rozmiarze od 0,2 do 0,7 piksela i z okrągłością (okrągłość = 4 π Obszar/Obwód²) między 0,7 a 1,0 są podkoszulkami z poleceniem "Analizuj cząstki...", "okrągłość=0,7-1,0".
   8. Utwórz obraz singlets.jpg i plik singlets.txt z informacjami o wszystkich jasnych obszarach, które są podkoszulkami, za pomocą poleceń ""wyniki", _singlets.txt"" i ""JPEG", "singlety".
2. Przetwarzaj informacje za pomocą Matlaba
   1. Przeczytaj plik z .txt singletem i oblicz średni rozmiar podkoszulka na zdjęcie (_singlet).
   2. Użyj średniego rozmiaru singletu, aby obliczyć liczbę cząstek w klastrze (_dublet A =_singlet 2A, A_triplet =_singlet 3A ...) oraz całkowitą liczbę cząstek na zdjęciu z drugiego pliku all.txt.
   3. Obliczyć frakcję cząstek w singletach dla każdego czasu ekspozycji: f_singlety = liczba singletów/całkowita liczba cząstek
   4. Oblicz ułamek dubletów, trójek itp.: f_dublety = 2 * liczba dubletów/całkowite cząstki itp.

Biorąc pod uwagę, że dwuetapowa procedura stosowana do syntezy koloidów supramolekularnych (Rysunek 1a), łączy pochodne BTA (Rysunek 1b) w drugim etapie w temperaturze pokojowej i w warunkach łagodnej reakcji, jej stabilność jest zapewniona.

Rysunek 1. Schemat syntezy koloidów supramolekularnych. A) Sprzężenie alkoholu stearylowego i łańcucha alkilowego chronionego przez NVOC z koloidami krzemionkowymi, a następnie deprotekcja amin po napromieniowaniu światłem UV w piecu UV, a następnie sprzężenie cząsteczki BTA. B) Struktura zastosowanej pochodnej benzeno-1,3,5-trikarboksyamidu (BTA). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Poprzez dopasowanie danych statycznego rozpraszania światła (SLS) uzyskuje się współczynnik załamania światła koloidów pokrytych gołym i stearyloalkoholem. Znajdujemy nkrzemionki = 1,391 i nsilica@stearyl alkoholu = 1,436 (rysunek 2). To wyraźnie pokazuje, że funkcjonalizacja powierzchni ma wpływ na współczynnik załamania światła koloidów. Skład chemiczny monowarstwy koloidów pokrytych alkoholem stearylowym i koloidów BTA jest bardzo podobny, ponieważ frakcja molowa BTA wynosi co najwyżej 0,2. Dlatego zakładamy, że współczynnik załamania światła koloidów BTA jest bliski nsilica@stearyl alkohol = 1,436.

Rysunek 2. Statyczne pomiary rozpraszania światła koloidów krzemionkowych. Natężenie światła rozproszonego w funkcji kąta detekcji θ dla A) gołych cząstek krzemionki w wodzie i B) cząstek pokrytych alkoholem stearylowym w cykloheksanie. Linie przerywane są dopasowaniami do eksperymentalnych punktów danych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Korzystając ze schematu reakcji pokazanego na rysunku 3, małe cząstki funkcjonalizowane stosunkiem molowym 20/80 NVOC-C11-OH/stearyl alkoholu dają 1 aminę na 46,4 nm2 na ich powierzchni. Liczba ta może być z kolei skorelowana z liczbą cząstek supramolekularnych, które mogą być sprzężone, co nazywamy wielowartościowością cząstek.

Rysunek 3. Ocena ilości miejsc aktywnych na cząstkę. Procedura stosowana w celu określenia ilości amin na cząstkę: koloidy funkcjonalizowane aminami reagują z SPDP. Następnie DTT jest dodawany do systemu w celu odcięcia grupy pirydyno-2-tionowej, którą można wykryć za pomocą fotospektrometrii przy jej maksimum absorpcji λmax = 293 nm w DMF. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Na obrazach konfokalnych, większość supramolekularnych koloidów dyspersji przed naświetlaniem światłem UV to singlelety (Rysunek 4, góra). Co ciekawe, po napromieniowaniu obserwuje się ewolucję od stanu singletowego do stanu skupienia (Rysunek 4 w środku i na dole). Analiza obrazu służy do monitorowania agregacji w bardziej ilościowy sposób. Gwałtowny spadek liczby podkoszulków z 80% do 9% obserwuje się po naświetlaniu promieniami UV w ciągu pierwszych 5 minut.

Rysunek 4. Procedura przetwarzania obrazu. Oryginalne obrazy z mikroskopii konfokalnej, obrazy binarne i obszar podkoszulków dla próbek odbezpieczonych przez (góra) 0 min, (środek) 15 sekund i (dół) 5 min. Podziałka skali reprezentuje 10 μm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.