Artykuł metodologiczny

Immobilizacja wielu biokatalizatorów w kulkach alginianowych w celu regeneracji kofaktora i poprawy możliwości ponownego użycia

DOI:

10.3791/53944

⸱

22 kwietnia 2016

 ,  ,  , 
1Department of Chemical Engineering, Konkuk University, 2Department of Chemical Engineering, University of Michigan

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono protokół komobilizacji biokatalizatorów całych komórek w celu regeneracji kofaktora i poprawy możliwości ponownego wykorzystania, na przykładzie produkcji L-ksylulozy. Regenerację kofaktora uzyskuje się poprzez sprzężenie dwóch szczepów Escherichia coli wykazujących ekspresję funkcjonalnie uzupełniających się enzymów; Immobilizacja biokatalizatora całej komórki odbywa się poprzez enkapsulację komórek w kulkach alginianu wapnia.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedawno opracowaliśmy prosty, wielorazowy i sprzężony system biokatalityczny dla całych komórek z możliwością regeneracji kofaktora i immobilizacji biokatalizatora w celu zwiększenia wydajności produkcji i trwałej syntezy. Poniżej opisano eksperymentalną procedurę rozwoju takiego systemu składającego się z dwóch szczepów E. coli, które eksprymują funkcjonalnie komplementarne enzymy. Razem te dwa enzymy mogą działać wspólnie, pośrednicząc w regeneracji drogich kofaktorów w celu poprawy wydajności produktu bioreakcji. Ponadto przedstawiono metodę syntezy unieruchomionej formy sprzężonego układu biokatalitycznego poprzez enkapsulację całych komórek w kulkach alginianu wapnia. Jako przykład przedstawiamy ulepszoną biosyntezę L-ksylulozy z L-arabinitolu poprzez sprzęganie komórek E. coli wykazujących ekspresję enzymów dehydrogenazy L-arabinitolu lub oksydazy NADH. W optymalnych warunkach i przy początkowym stężeniu 150 mM L-arabinitolu maksymalny uzysk L-ksylulozy osiągnął 96%, czyli więcej niż podawano w literaturze. Unieruchomiona forma sprzężonych biokatalizatorów całokomórkowych wykazała dobrą stabilność operacyjną, utrzymując 65% wydajności uzyskanej w pierwszym cyklu po 7 cyklach kolejnego ponownego użycia, podczas gdy wolny układ komórkowy prawie całkowicie utracił aktywność katalityczną. W związku z tym przedstawione tutaj metody zapewniają dwie strategie, które mogą pomóc w poprawie przemysłowej produkcji L-ksylulozy, a także innych związków o wartości dodanej wymagających ogólnego stosowania kofaktorów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Redukcyjna biotransformacja całych komórek przy użyciu mikroorganizmów stała się powszechną metodą chemoenzymatycznej syntezy komercyjnie i terapeutycznie ważnych biomolekuł 1-3. Ma to kilka zalet w porównaniu ze stosowaniem izolowanych enzymów, w szczególności eliminację kosztownych procesów oczyszczania i wykazanie wydłużonej żywotności 4-7. W przypadku szlaków biokatalitycznych, w których kofaktory są wymagane do tworzenia produktu, systemy całokomórkowe mają potencjał, aby zapewnić regenerację kofaktora in situ poprzez dodanie niedrogich kosubstratów oddanych elektronom5,8,9. Jednak zdolność ta jest zmniejszona w przypadku reakcji, które wymagają stechiometrycznego stężenia rzadkich lub drogich kosubstratów10-13. W połączeniu ze słabą możliwością ponownego wykorzystania całych ogniw utrudnia to stworzenie skalowalnego i ciągłego systemu produkcji. Aby przezwyciężyć wyżej wymienione ograniczenia, konieczne są strategiczne modyfikacje systemów całokomórkowych dla tych zależnych od kofaktora biotransformacji. W szczególności wykazano, że połączenie biokatalizatorów całokomórkowych, które współpracują ze sobą, znacznie zwiększa produktywność i stabilność enzymówzawierających 14. Czynniki te, które często mają kluczowe znaczenie dla umożliwienia produkcji na dużą skalę komercyjnie opłacalnych produktów, można dodatkowo zoptymalizować poprzez współimmobilizację mikroorganizmów biokatalitycznych15. Niedawno opracowaliśmy prosty i wielokrotnego użytku system biokatalityczny dla całych komórek, który umożliwia zarówno regenerację kofaktora, jak i immobilizację biokatalizatora do produkcji L-ksylulozy16. W tym badaniu system ten został wykorzystany jako przykład do zilustrowania eksperymentalnych procedur stosowania tych dwóch strategii w celu poprawy wydajności produkcji biotransformacji i możliwości ponownego użycia biokatalizatorów.

L-ksyluloza należy do klasy biologicznie użytecznych cząsteczek zwanych rzadkimi cukrami. Cukry rzadkie to unikalne cukrów prostych lub pochodne cukrów, które występują bardzo rzadko w przyrodzie, ale odgrywają kluczową rolę jako pierwiastki rozpoznające w cząsteczkach bioaktywnych17,18. Mają one różnorodne zastosowania, począwszy od słodzików, żywności funkcjonalnej, a skończywszy na potencjalnych terapiach19. L-ksyluloza może być stosowana jako potencjalny inhibitor wielu α-glukozydaz, a także może być stosowana jako wskaźnik zapalenia wątroby lub marskości wątroby17,20. Wysoka skuteczność konwersji ksylitolu do L-ksyluliozy w układach całokomórkowych została wcześniej opisana w Pantoea ananatis21,22, Alcaligenes sp. 701B23, Bacillus pallidus Y2524,25 i Escherichia coli26. Jednak u E. coli osiągnięto to tylko przy użyciu niskich (<67 mM) stężeń ksylitolu26 ze względu na potencjalne hamujące działanie początkowego stężenia ksylitolu wyższego niż 100 mM na aktywność dehydrogenazy ksylitol-421,26. Wykazano, że równowaga termodynamiczna między ksylulozą a ksylitolem silnie sprzyja tworzeniu się ksylitolu25,27. Ponadto uzysk ksylulozy jest ograniczony przez ilość drogich kofaktorów, które muszą być dostarczane w przypadku braku systemu regeneracji kofaktorów in situ. Łącznie czynniki te ograniczają potencjał skalowania do zrównoważonych systemów biosyntezy L-ksylulozy.

Aby przezwyciężyć te ograniczenia i zwiększyć wydajność biotransformacji L-ksylulozy, najpierw zastosowano strategię regeneracji kofaktora, tworząc sprzężony system biokatalityczny dla całej komórki. W szczególności wybrano 4-dehydrogenazę L-arabinitolu (EC 1.1.1.12) z Hypocrea jecorina (HjLAD), enzymu w szlaku katabolicznym grzybów L-arabinozy, w celu katalizowania przemiany L-arabinitolu w L-ksylulozę28,29. Podobnie jak wiele enzymów biosyntetycznych, głównym ograniczeniem HjLAD jest to, że wymaga stechiometrycznej ilości drogiego kofaktora dinukleotydu nikotynamidoadeninowego (NAD+, utleniona forma NADH) do przeprowadzenia tej konwersji. Wykazano, że oksydaza NADH znajdująca się w Streptococcus pyogenes (SpNox) wykazuje wysoką aktywność regeneracyjną kofaktora30,31. Wykorzystując tę cechę SpNox, komórki E. coli eksprymujące HjLAD do produkcji L-ksylulozy sprzężono z komórkami E. coli eksprymującymi SpNox w celu regeneracji NAD + w celu zwiększenia produkcji L-ksylulozy przedstawionej przez sprzężoną reakcję pokazaną na rysunku 1A. W optymalnych warunkach i przy zastosowaniu początkowego stężenia 150 mM L-arabinitolu maksymalny uzysk L-ksylulozy osiągnął 96%, co czyni ten system znacznie bardziej wydajnym niż te opisywane w literaturze.

Strategia immobilizacji całych komórek została zastosowana w celu dalszego zwiększenia możliwości ponownego użycia sprzężonego systemu biokatalitycznego. Powszechnie stosowane metody immobilizacji całych komórek obejmują adsorpcję/kowalencyjne łączenie z matrycami stałymi, sieciowanie/uwięzienie i enkapsulację w sieciach polimerowych32. Wśród tych podejść najbardziej odpowiednią metodą immobilizacji komórek jest enkapsulacja w kulkach alginianu wapnia. Ich łagodne właściwości żelowania, obojętna wodna matryca i wysoka porowatość pomagają zachować właściwości fizjologiczne i funkcjonalność kapsułkowanych substancji biologicznych33. W związku z tym sprzężony układ biokatalizatora zawierający obie komórki E. coli zawierające HjLAD lub SpNox został unieruchomiony w kulkach alginianu wapnia, aby umożliwić wiele cykli produkcji L-ksylulozy (ryc. 2). Unieruchomiony układ biokatalizatora wykazał dobrą stabilność operacyjną, utrzymując 65% wydajności konwersji z pierwszego cyklu po 7 cyklach kolejnego ponownego użycia, podczas gdy układ wolnych komórek prawie całkowicie utracił swoją aktywność katalityczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie biokatalizatorów dla całych komórek

UWAGA: Rekombinowane komórki E. coli zawierające pET28a-SpNox 31 lub pET28a-HjLAD 28 są dalej określane odpowiednio jako E. coliSpNox i E. coliHjLAD.

  1. Zaszczepić pojedynczą kolonię E. coliHjLAD w 3 ml pożywki Luria-Bertani (LB) uzupełnionej kanamycyną (50 μg/ml) i inkubować w inkubatorze wytrząsarka O/N w temperaturze 37 oC, 250 obr./min.
  2. Rozcieńczyć kulturę w stosunku 1:100 w 200 ml świeżego LB zawierającego 50 μg/ml kanamycyny i inkubować w temperaturze 37 oC, 250 obr./min, aż OD600 osiągnie ~0,6.
  3. Indukować ekspresję białka HjLAD przez dodanie 0,1 mM izopropylo β-D-tiogalaktopiranozydu (IPTG) do pożywki hodowlanej i inkubować w temperaturze 16 oC, 180 obr./min przez 16 godzin.
    1. Alternatywnie przeprowadzić indukcję w temperaturze 25 oC, 200 obr./min przez 6 godzin, jeśli biosynteza L-ksylulozy (krok 2 poniżej) jest przeprowadzana tego samego dnia.
  4. Zebrać indukowane komórki HjLAD E. coli przez odwirowanie w stężeniu 3 200 x g przez 20 minut w temperaturze 4 oC. Odrzucić supernatant i przejść do etapu 2 w celu przetworzenia osadu komórkowego.
  5. Równolegle wykonaj kroki 1.1 - 1.4 dla E. coliSpNox.

2. Biosynteza L-ksylulozy przez sprzężenie E. coliHjLAD i E. coliSpNox w celu regeneracji kofaktora

  1. Zawiesić oddzielnie osady komórkowe E. coliHjLAD i E. coliSpNox w 50 mM buforze Tris-HCl (pH 8,0) przy gęstości komórek 5,0 g suchej masy komórek (gDCW)/L,
    Uwaga: W celu ułatwienia eksperymentu można ustalić korelację między gDCW a gęstością optyczną zmierzoną przy 600 nm (OD600). Wzór używany w tym protokole to 1 gDCW/L=0,722*OD600 - 0,0965, który może się różnić w zależności od różnych spektrometrów.
  2. Wymieszaj 600 μl 5,0 gDCW/L E. coliHjLAD, 600 μl 5,0 gDCW/L E. coliSpNox, 100 μl 20 mM NAD+ i 150 μl 2 M L-arabinitolu w 14 ml probówce okrągłodennej i doprowadź objętość reakcji do 2 ml, dodając 550 μl 50 mM Tris-HCl (pH 8,0).
    Uwaga: Stosunek ilości dwóch biokatalizatorów całokomórkowych można zoptymalizować w celu poprawy biosyntezy produktu. Dla opisanego systemu stwierdzono, że stosunek E. coliSpNox:E. coliHjLAD = 1:1 jest optymalny dla biosyntezy L-ksylulozy (ryc. 1B).
  3. Mieszaninę reakcyjną inkubować w temperaturze 30 °C, 200 obr./min przez 8 godzin.
  4. Zebrać supernatant po odwirowaniu w temperaturze 4 oC, 3,200 x g przez 10 minut i przystąpić do ilościowego oznaczania produkcji L-ksylulozy, jak opisano w kroku 3 poniżej.

3. Test kolorymetryczny do oznaczania ilościowego L-ksylulozy

  1. Odessać 100 μl supernatantu reakcyjnego zebranego z kroku 2.4 do probówki o pojemności 1,5 ml.
  2. Dodać 50 μl 1,5% cysteiny, 900 μl 70% kwasu siarkowego i 50 μl 0,1% karbazolu rozpuszczonego w etanolu i delikatnie wymieszać, odwracając probówkę 3 razy.
  3. Mieszaninę reakcyjną inkubować w temperaturze 37 oC, 200 obr./min przez 20 min.
  4. Zmierzyć absorbancję optyczną mieszaniny reakcyjnej przy długości fali 560 nm (A560) za pomocą spektrofotometru.
    1. Rozcieńczyć mieszaninę reakcyjną, jeśli odczyt A560 jest wyższy niż 1.

4. Immobilizacja rekombinowanych katalizatorów całokomórkowych w kulkach alginianu wapnia

  1. Rozpuścić 4 g alginianu sodu w 100 ml wody destylowanej. Przygotuj roztwór alginianu, dodając alginian sodu do wody, aby uniknąć tworzenia się grudek. W razie potrzeby podgrzej mieszaninę.
  2. Dodać 600 μl 5,0 gDCW/L E. coliHjLAD i 600 μl 5,0 gDCW/L E. coliSpNox w 1,2 ml 4% alginianu przygotowanego w kroku 4.1 i wymieszać komórki i alginian przez delikatne pipetowanie, aby uniknąć tworzenia się pęcherzyków.
  3. Odessać zawiesinę alginian/komórkową do strzykawki za pomocą igły i dodawać mieszaninę kroplami do 0,3 M roztworu chlorku wapnia (CaCl2) w zlewce o pojemności 100 ml, ciągle mieszając.
    Uwaga: Objętość roztworu CaCl2 użytego do tworzenia kulek alginianowych powinna być wystarczająca, aby kropelki alginianu były całkowicie zanurzone. Dodatkowo odległość między igłą strzykawki a powierzchnią roztworu chlorku wapnia musi być zachowana w optymalnym zakresie, aby zapewnić tworzenie jednolicie kulistych kulek. Optymalny zakres odległości można określić doświadczalnie i zależy on od wewnętrznej średnicy igły. Szacunkowo stwierdzono, że odległość ~15 ± 5 cm jest optymalna dla igły strzykawkowej o średnicy 0,6 cm (średnica wewnętrzna).
  4. Pozostaw kulki w roztworze CaCl2 na 2 - 3 godziny w temperaturze pokojowej bez mieszania, aby umożliwić sieciowanie i tworzenie się kulek żelowych.
  5. Zdekantować roztwór CaCl2 bez naruszania kulek, ostrożnie wlewając roztwór CaCl2 do stożkowej probówki o pojemności 50 ml i przenieść pozostałe kulki z roztworu CaCl2 do innej stożkowej probówki o pojemności 50 ml.
  6. Umyj kulki 10 ml trzykrotnie buforu 50 mM Tris-HCl (pH 8,0), aby usunąć nadmiar CaCl2 i niekapsułkowane komórki.
    UWAGA: Na żadnym etapie nie odwirowuj kulek, ponieważ spowoduje to ich pęknięcie. Aby oddzielić kulki od roztworu, pozostaw zawiesinę w spokoju na 3 - 5 minut. Koraliki osiądą na dnie, a bufor do płukania można zdekantować do innego pojemnika.
    1. Nie wyrzucaj zużytego bufora do mycia. Połączyć zużyty bufor do przemywania Tris-HCl (30 ml) ze zużytym roztworem CaCl2 zebranym z kroku 4.5.
  7. Osadzać nieunieruchomione komórki E. coli przez odwirowanie zbiorczego roztworu CaCl2 i Tris-HCl zebranych z kroku 4.6 w temperaturze 3,200 x g przez 20 minut. Aby określić skuteczność immobilizacji, należy obliczyć gęstość granulowanych, niekapsułkowanych komórek w gDCW/L, jak opisano w kroku 2.1.
  8. Przenieś umyte koraliki z kroku 4.6 do tuby. Wykonaj kroki 2.2 - 3.4, aby ocenić biosyntezę L-ksylulozy przy użyciu wszystkich przemytych kulek zamiast granulek komórkowych.

5. Test stabilności immobilizowanych biokatalizatorów do produkcji L-ksylulozy

  1. Zebrać kulki z kroku 4.8 i przemyć dwukrotnie 10 ml 50 mM buforu Tris-HCl (pH 8,0) bez wirowania (jak opisano w kroku 4.6).
  2. Użyj wszystkich umytych kulek, aby przeprowadzić reakcję zgodnie z opisem w krokach 2.2 - 3.4.
  3. Powtórzyć kroki 5.1 - 5.2 dla żądanej liczby cykli produkcyjnych i zmierzyć ilość L-ksylulozy wytwarzanej w supernatance reakcyjnej w każdym cyklu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby umożliwić regenerację kofaktora, przeprowadzono syntezę L-ksylulozy w sprzężonym systemie biokatalitycznym całych komórek, zawierającym komórki E. coliHjLAD i E. coliSpNox. Po optymalizacji różnych parametrów poprawiono możliwość ponownego użycia tego systemu poprzez unieruchomienie go w kulkach alginianu wapnia (ryc. 2).

Produkcja L-ksylulozy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedawny postęp technologiczny umożliwił gwałtowny wzrost komercjalizacji rekombinowanych bioterapeutyków, co spowodowało stopniowy wzrost ich wartości rynkowej w branży biotechnologicznej. Jednym z takich postępów jest pojawienie się inżynierii metabolicznej w rekombinowanych mikroorganizmach, która okazała się bardzo obiecująca w tworzeniu skalowalnych systemów przemysłowych38. Podobnie jak w przypadku większości procesów, udana komercjalizacja rekombinowanych biomolekuł wytwarzanych przez genetycznie modyfi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych. Artykuł ma na celu przedstawienie szczegółowej metodyki generowania sprzężonego całokomórkowego systemu biokatalitycznego unieruchomionego w kulkach alginianowych. Nowości naukowe zostały zgłoszone w poprzednim badaniu16.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Te badania były wspierane przez Program Badań Podstawowych za pośrednictwem Narodowej Fundacji Badawczej Korei (NRF) finansowany przez Ministerstwo Edukacji, Nauki i Technologii (NRF-2013R1A1A2012159 i NRF-2013R1A1A2007561), Uniwersytet Konkuk oraz Wydział Inżynierii Chemicznej i Program MCubed na Uniwersytecie Michigan.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rosół LB Sigma AldrichL3022-6X1KG
KanamycinFisherBP906-5
Izopropyl β-D-tiogalaktopiranozyd (IPTG)Sigma AldrichI6758-10G
Tris baseFisherBP1521
B-hydrat dinukleotydu nikotynamidoadeninowegoSigma AldrichN7004-1G
L-ArabinitolSigma AldrichA3506-10G
L-cysteinaSigma Aldrich168149
Kwas siarkowySigma Aldrich320501-500ML
KarbazolSigma AldrichC5132
Etanol FisherBP2818-4
Alginian soduSigma AldrichW201502
Dwuwodny chlorek wapniaSigma Aldrich223506-500G
Inkubator z wytrząsarką Excella E24New Brunswick Scientific
Cary 60 Spektrofotometr UV-VisWirówka Agilent Technologies
5810REppendrof
ZlewkiFisher
StrzykawkaFisher
NeedleFisher
Pioneer Waga analityczna i precyzyjnaOhaus

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Carballeira, J. D., et al. Microbial cells as catalysts for stereoselective red-ox reactions. Biotech Adv. 27 (6), 686-714 (2009).
  2. Sun, B., Kantzow, C., Bresch, S., Castiglione, K., Weuster-Botz, D. Multi-enzymatic one-pot reduction of dehydrocholic acid to 12-keto-ursodeoxycholic acid with whole-cell biocatalysts. Biotechnol. Bioeng. 110 (1), 68-77 (2013).
  3. Smith, M. R., Khera, E., Wen, F. Engineering novel and improved biocatalysts by cell surface display. Ind. Eng. Chem. Res. 54 (16), 4021-4032 (2015).
  4. Wen, F., Sun, J., Zhao, H. Yeast surface display of trifunctional minicellulosomes for simultaneous saccharification and fermentation of cellulose to ethanol. Appl. Environ. Microbiol. 76 (4), 1251-1260 (2009).
  5. Siedler, S., Bringer, S., Bott, M. Increased NADPH availability in Escherichia coli: improvement of the product per glucose ratio in reductive whole-cell biotransformation. Appl. Microbiol. Biotechnol. 92 (5), 929-937 (2011).
  6. Kim, C. S., Seo, J. H., Kang, D. G., Cha, H. J. Engineered whole-cell biocatalyst-based detoxification and detection of neurotoxic organophosphate compounds. Biotech Adv. 32 (3), 652-662 (2014).
  7. Tufvesson, P., Lima-ramos, J., Nordblad, M., Woodley, J. M. Guidelines and cost analysis for catalyst production in biocatalytic processes. Org. Process Res. Dev. 15 (1), 266-274 (2011).
  8. Mouri, T., Michizoe, J., Ichinose, H., Kamiya, N., Goto, M. A recombinant Escherichia coli whole cell biocatalyst harboring a cytochrome P450cam monooxygenase system coupled with enzymatic cofactor regeneration. Appl Microbiol Bioechnol. 72 (3), 514-520 (2006).
  9. Xiao, Z., et al. A novel whole-cell biocatalyst with NAD+ regeneration for production of chiral chemicals. PloS one. 5 (1), e8860(2010).
  10. Zhao, H., van der Donk, W. A. Regeneration of cofactors for use in biocatalysis. Curr. Opin. Biotechnol. 14 (6), 583-589 (2003).
  11. Thomas, S. M., Dicosimo, R., Nagarajan, V. Biocatalysis: applications and potentials for the chemical industry. Trends Biotechnol. 20 (6), 238-242 (2002).
  12. Wang, Y., Li, L., Ma, C., Gao, C., Tao, F., Xu, P. Engineering of cofactor regeneration enhances (2S,3S)-2,3-butanediol production from diacetyl. Sci Rep. 3, 2643(2013).
  13. Uppada, V., Bhaduri, S., Noronha, S. B. Cofactor regeneration - an important aspect of biocatalysis. Curr. Sci. India. 106 (7), 946-957 (2014).
  14. Fu, N., Peiris, P., Markham, J., Bavor, J. A novel co-culture process with Zymomonas mobilis and Pichia stipitis for efficient ethanol production on glucose/xylose mixtures. Enzyme Microb. Technol. 45 (3), 210-217 (2009).
  15. Chen, H. -Y., Guan, Y. -X., Yao, S. -J. A novel two-species whole-cell immobilization system composed of marine-derived fungi and its application in wastewater treatment. J. Chem. Technol. Biotechnol. 89 (11), 1733-1740 (2014).
  16. Gao, H., et al. Repeated production of L-xylulose by an immobilized whole-cell biocatalyst harboring L-arabinitol dehydrogenase coupled with an NAD+ regeneration system. Biochem. Eng. J. 96, 23-28 (2015).
  17. Beerens, K., Desmet, T., Soetaert, W. Enzymes for the biocatalytic production of rare sugars. J Ind Microbiol Biotechnol. 39 (6), 823-834 (2012).
  18. Poonperm, W., Takata, G., Izumori, K. Polyol conversion specificity of Bacillus pallidus. Biosci., Biotechnol., Biochem. 72 (1), 231-235 (2008).
  19. Leviiz, G., Zehner, L., Saunders, J., Beedle, J. Sugar substitutes: their energy values, bulk characteristics and potential health benefits. Am. J. Clin. Nutr. 62 (5), 1161S-1168S (1995).
  20. Zhang, Y. -W., Tiwari, M. K., Jeya, M., Lee, J. -K. Covalent immobilization of recombinant Rhizobium etli CFN42 xylitol dehydrogenase onto modified silica nanoparticles. Appl Microbiol Bioechnol. 90 (2), 499-507 (2011).
  21. Aarnikunnas, J. S., Pihlajaniemi, A., Palva, A., Leisola, M., Nyyssölä, A. Cloning and expression of a Xylitol-4-Dehydrogenase gene from Pantoea ananatis. Appl. Environ. Microbiol. 72 (1), 368-377 (2006).
  22. Doten, R. C., Mortlock, R. P. Production of D- and L-Xylulose by mutants of Klebsiella pneumoniae and Erwinia uredovora. Appl. Environ. Microbiol. 49 (1), 158-162 (1985).
  23. Khan, A. R., Tokunaga, H., Yoshida, K., Izumori, K. Conversion of Xylitol to L-Xylulose by Alcaligenes sp. 701B-cells. J. Ferment. Bioeng. 72 (6), 488-490 (1991).
  24. Poonperm, W., Takata, G., Morimoto, K., Granström, T. B., Izumori, K. Production of L-xylulose from xylitol by a newly isolated strain of Bacillus pallidus Y25 and characterization of its relevant enzyme xylitol dehydrogenase. Enzyme Microb. Technol. 40 (5), 1206-1212 (2007).
  25. Takata, G., Poonperm, W., Morimoto, K., Izumori, K. Cloning and overexpression of the xylitol dehydrogenase gene from Bacillus pallidus and its application to L-xylulose production. Biosci., Biotechnol., Biochem. 74 (9), 1807-1813 (2010).
  26. Usvalampi, A., Kiviharju, K., Leisola, M., Nyyssölä, A. Factors affecting the production of L-xylulose by resting cells of recombinant Escherichia coli. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 36 (10), 1323-1330 (2009).
  27. Rizzi, M., Harwart, K., Bui-Thananh, N. -A., Dellweg, H. A kinetic study of the NAD+-Xylitol-Dehydrogenase from the yeast Pichia stipitis. J. Ferment. Bioeng. 67 (1), 25-30 (1989).
  28. Pail, M., et al. The metabolic role and evolution of L-arabinitol 4-dehydrogenase of Hypocrea jecorina. Eur. J. Biochem. 271 (10), 1864-1872 (2004).
  29. Tiwari, M. K., et al. pH-rate profiles of L-arabinitol 4-dehydrogenase from Hypocrea jecorina and its application in L-xylulose production. Bioorg. Med. Chem. Lett. 24 (1), 173-176 (2014).
  30. Gao, H., et al. Role of surface residue 184 in the catalytic activity of NADH oxidase from Streptococcus pyogenes. Appl. Microbiol. Biotechnol. 98 (16), 7081-7088 (2014).
  31. Gao, H., Tiwari, M. K., Kang, Y. C., Lee, J. -K. Characterization of H2O-forming NADH oxidase from Streptococcus pyogenes and its application in L-rare sugar production. Bioorg. Med. Chem. Lett. 22 (5), 1931-1935 (2012).
  32. Roy, I., Gupta, M. N. Hydrolysis of starch by a mixture of glucoamylase and pullulanase entrapped individually in calcium alginate beads. Enzyme Microb. Technol. 34 (1), 26-32 (2004).
  33. Gombotz, W. R., Wee, S. F. Protein release from alginate matrices. Adv Drug Deliv Rev. 31 (3), 267-285 (1998).
  34. Smrdel, P., Bogataj, M., Mrhar, A. The influence of selected parameters on the size and shape of alginate beads prepared by ionotropic Gelation. Sci Pharm. 76 (1), 77-89 (2008).
  35. Idris, A., Wahidin, S. Effect of sodium alginate concentration, bead diameter, initial pH and temperature on lactic acid production from pineapple waste using immobilized Lactobacillus delbrueckii. Process Biochem. 41 (5), 1117-1123 (2006).
  36. Lee, K. Y., Mooney, D. J. Alginate: properties and biomedical applications. Prog. Polym. Sci. 37 (1), 106-126 (2012).
  37. Chen, X. -H., Wang, X. -T., et al. Immobilization of Acetobacter sp. CCTCC M209061 for efficient asymmetric reduction of ketones and biocatalyst recycling. Microb. Cell Fact. 11 (1), 119-131 (2012).
  38. Yadav, V. G., et al. The future of metabolic engineering and synthetic biology: Towards a systematic practice. Metab. Eng. 14 (3), 233-241 (2012).
  39. Demain, A. L. From natural products discovery to commercialization: a success story. J Ind Microbiol Biotechnol. 33 (7), 486-495 (2006).
  40. Baneyx, F., Mujacic, M. Recombinant protein folding and misfolding in Escherichia coli. Nature Biotechnol. 22 (11), 1399-1408 (2004).
  41. De Marco, A., Deuerling, E., Mogk, A., Tomoyasu, T., Bukau, B. Chaperone-based procedure to increase yields of soluble recombinant proteins produced in E. coli. BMC Biotechnol. 7, 32-40 (2007).
  42. Terpe, K. Overview of bacterial expression systems for heterologous protein production: from molecular and biochemical fundamentals to commercial systems. Appl. Microbiol. Biotechnol. 72 (2), 211-222 (2006).
  43. Alper, H., Fischer, C., Neviogt, E., Stephanopoulos, G. Tuning genetic control through promoter engineering. PNAS. 103 (8), 12678-12683 (2006).
  44. Salis, H. M., Mirsky, E. A., Voigt, C. A. Automated design of synthetic ribosome binding sites to control protein expression. Nat. Biotechnol. 27 (10), 946-950 (2009).
  45. Riaz, Q. U., Masud, T. Recent trends and applications of encapsulating materials for probiotic stability. Crit Rev Food Sci Nutr. 53 (3), 231-244 (2013).
  46. Hossain, G. S., Li, J., et al. One-step biosynthesis of α-keto-γ-methylthiobutyric acid from L-methionine by an Escherichia coli whole-cell biocatalyst expressing an engineered L-amino acid deaminase from Proteus vulgaris. PloS one. 9 (12), e114291(2014).
  47. Bhushan, B., Pal, A., Jain, V. Improved enzyme catalytic characteristics upon glutaraldehyde cross-linking of alginate entrapped xylanase Isolated from Aspergillus flavus MTCC 9390. Enzyme Res. (218704), (2015).
  48. Chen, R. Bacterial expression systems for recombinant protein production: E. coli and beyond. Biotech Adv. 30 (5), 1102-1107 (2012).
  49. Truppo, M. D., Hughes, G. Development of an improved immobilized CAL-B for the enzymatic resolution of a key intermediate to odanacatib. Org. Process Res. Dev. 15 (5), 1033-1035 (2011).
  50. Twala, B. V., Sewell, B. T., Jordaan, J. Immobilisation and characterisation of biocatalytic co-factor recycling enzymes, glucose dehydrogenase and NADH oxidase, on aldehyde functional ReSyn polymer microspheres. Enzyme Microb. Technol. 50 (6-7), 331-336 (2012).
  51. Wang, X. -T., et al. Biocatalytic anti-Prelog stereoselective reduction of ethyl acetoacetate catalyzed by whole cells of Acetobacter sp. CCTCC M209061. J. Biotechnol. 163 (3), 292-300 (2013).
  52. Rios-Solis, L., et al. Modelling and optimisation of the one-pot, multi-enzymatic synthesis of chiral amino-alcohols based on microscale kinetic parameter determination. Chem. Eng. Sci. 122, 360-372 (2015).
  53. Wang, B., Barahona, M., Buck, M. A modular cell-based biosensor using engineered genetic logic circuits to detect and integrate multiple environmental signals. Biosens Bioelectron. 40 (1), 368-376 (2013).
  54. Saratale, R. G., Saratale, G. D., Kalyani, D. C., Chang, J. S., Govindwar, S. P. Enhanced decolorization and biodegradation of textile azo dye Scarlet R by using developed microbial consortium-GR. Bioresour. Technol. 100 (9), 2493-2500 (2009).
  55. Malik, A. Metal bioremediation through growing cells. Environ. Int. 30 (2), 261-278 (2004).
  56. Bazot, S., Lebeau, T. Effect of immobilization of a bacterial consortium on diuron dissipation and community dynamics. Bioresour. Technol. 100 (18), 4257-4261 (2009).
  57. Brethauer, S., Studer, M. H. Consolidated bioprocessing of lignocellulose by a microbial consortium. Energy Environ Sci. 7 (4), 1446(2014).
  58. Malusá, E., Sas-Paszt, L., Ciesielska, J. Technologies for beneficial microorganisms inocula used as biofertilizers. Sci World J. 2012 (491206), (2012).
  59. Brune, K. D., Bayer, T. S. Engineering microbial consortia to enhance biomining and bioremediation. Front Microbiol. 3 (203), (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Unieruchamianie biokatalizatorabiokatalizatory ca okom rkowebiosynteza L ksylulozyszczepy E colichlorek wapniabufor Tris HCltest kolorymetrycznyocena mo liwo ci ponownego wykorzystania

Powiązane artykuły