Artykuł metodologiczny

Iniekcja do tętnicy biodrowej w celu skutecznego i selektywnego modelowania mikroskopijnych przerzutów do kości

DOI:

10.3791/53982

⸱

26 września 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Lester and Sue Smith Breast Center, Baylor College of Medicine, 2Department of Molecular and Cellular Biology, Baylor College of Medicine, 3Graduate Program in Developmental Biology, Baylor College of Medicine, 4Department of Molecular and Human Genetics, Baylor College of Medicine, 5McNair Medical Institute, Baylor College of Medicine, 6Dan L. Duncan Cancer Center, Baylor College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt zawiera szczegółową procedurę wstrzykiwania do tętnicy biodrowej (IIA), techniki dostarczania komórek rakowych specyficznie do tkanek kończyn tylnych, w tym kości, w celu ustalenia eksperymentalnych przerzutów do kości. Chociaż początkowo ustalono go na podstawie modeli guzów piersi, protokół ten można łatwo rozszerzyć na inne typy raka.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wstrzyknięcie do tętnicy biodrowej (IIA) jest skutecznym podejściem do wprowadzania przerzutowych zmian różnych komórek rakowych u zwierząt. W porównaniu z powszechnie stosowanymi iniekcjami dosercowymi i piszczelowymi, iniekcja IIA ma kilka zalet. Po pierwsze, może dostarczyć dużą ilość komórek rakowych specyficznie do kości kończyn tylnych, zapewniając w ten sposób czasowo zsynchronizowane zdarzenia kolonizacji we wczesnym stadium i umożliwiając solidną kwantyfikację i szybkie wykrywanie rozsianych komórek nowotworowych. Po drugie, wstrzykuje komórki rakowe do krążenia bez uszkadzania lokalnych tkanek, unikając w ten sposób procesów zapalnych i gojenia się ran, które zakłócają proces kolonizacji kości. Po trzecie, wstrzyknięcie IIA powoduje bardzo mały wzrost przerzutów w narządach innych niż kości, zapobiegając w ten sposób zwierzętom uleganiu innym ważnym przerzutom i umożliwiając ciągłe monitorowanie powolnych zmian w kościach. Zalety te są szczególnie przydatne do kontroli progresji od pojedynczych komórek nowotworowych do mikroprzerzutów wielokomórkowych, które w przeszłości były w dużej mierze nieuchwytne. W połączeniu z najnowocześniejszymi podejściami do obrazowania biologicznego i histologii kości, iniekcja IIA może być stosowana do różnych celów badawczych związanych z przerzutami do kości.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przerzuty odpowiadają za ponad 90% zgonów spowodowanych guzami litymi. Kość jest najczęstszym narządem dotkniętym przerzutami różnych typów nowotworów, zwłaszcza raka piersi i prostaty. Po zdiagnozowaniu w klinice, przerzuty do kości zwykle weszły już w zaawansowane stadium ze zmianami osteolitycznymi lub osteoblastycznymi w kości, którym często towarzyszą objawy neurologiczne.

Poprzednie badania koncentrowały się głównie na jawnych przerzutach osteolitycznych do kości1-3, jednak obecnie mamy ograniczoną wiedzę na temat mikroprzerzutów w kościach przed rozpoczęciem procesu osteolitycznego. Wynika to przynajmniej częściowo z braku odpowiednich modeli i podejść eksperymentalnych. Genetycznie zmodyfikowane mysie modele raka piersi często dają przerzuty do płuc, ale znacznie mniej skutecznie dokości4. Podobnie, w guzach przeszczepionych ortotopowo rzadko rozwijają się spontaniczne przerzuty do kości, z niektórymi podklonami raka sutka 4T1 z tropikalnymi kośćmi i transgenicznym modelem myszy z nadekspresją MSP PyMT jako wyjątkami5-7. Wiercenie dopiszczelowe może dostarczyć komórki rakowe do kości8-10, ale powoduje również uszkodzenia i stan zapalny lokalnych tkanek. Obecnie wstrzyknięcie dosercowe linii komórkowych raka piersi jest głównym podejściem do badania kolonizacji kości11-13. Jednak po wprowadzeniu komórek rakowych do lewej komory tylko niewielka ich część ostatecznie dotrze do kości i szpiku kostnego, co utrudnia śledzenie mikroskopijnych przerzutów w wymierny sposób.

W tym badaniu ustalamy technikę, a mianowicie wstrzyknięcie14 do tętnicy biodrowej (IIA), aby selektywnie dostarczać komórki rakowe do tkanek kończyn tylnych, wzbogacając w ten sposób komórki rakowe w kości i szpiku kostnym bez powodowania uszkodzeń lokalnych tkanek. Ze względu na specyficzność kości, takie podejście daje również wystarczająco dużo czasu na ostateczną kolonizację leniwych komórek rakowych, zanim zwierzęta ulegną pierwotnym guzom lub przerzutom do innych ważnych narządów. W połączeniu z wieloma innymi technikami, takimi jak obrazowanie bioluminescencyjne, barwienie immunofluorescencyjne i histomorfometria kości, wstrzyknięcie IIA jest potencjalnie przydatne w szerokim zakresie celów badawczych związanych z przerzutami do kości, zwłaszcza do śledzenia progresji od pojedynczych komórek rakowych do mikroprzerzutów wielokomórkowych. W szczególności wykazaliśmy, że iniekcja IIA umożliwia nam wizualizację interakcji między komórkami nowotworowymi a różnymi typami otaczających komórek w mikrośrodowisku kości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie prace nad zwierzętami zostały wykonane zgodnie z wytycznymi Baylor College of Medicine dotyczącymi opieki nad zwierzętami.

1. Przygotowanie komórek

Uwaga: Różne linie komórek rakowych mogą być używane do wstrzykiwania IIA, w zależności od celów badawczych. W naszych badaniach wykorzystaliśmy linie komórkowe raka piersi MCF7, 4T1, 4T07, MDA-MB-361, MDA-MB-231, MDA-MB-436 oraz linię komórkową raka prostaty C4-2. Zazwyczaj używamy do naszego badania komórek rakowych znakowanych lucyferazą GFP i świetlików i pokazujemy tutaj pewne dane z linii komórkowej MCF7 znakowanej GFP-lucyferazy.

  1. Utrzymuj komórki w DMEM zawierające 10% FBS i 0,1 mg/ml penicyliny-streptomycyny w temperaturze 37 °C w 5% CO2 .
  2. Przed wstrzyknięciem IIA trypsynizuj komórki w 80 - 90% zbiegu z 0,25% roztworem trypsyny/EDTA. Użyj zimnego PBS do dwukrotnego umycia komórek i ponownie zawieś komórki w 10 ml PBS do zliczania komórek. Aby usunąć PBS, odwiruj komórki w temperaturze 800 x g przez 5 minut.
  3. Ponownie zawiesić komórki w stężeniu 5 x 106 komórek/ml w lodowatym PBS.
  4. Użyj 100 μl komórek rakowych znakowanych lucyferazą GFP i świetlikiem do wstrzyknięcia IIA jednej myszy.
    Uwaga: Dlatego liczba komórek otrzymanych przez każde zwierzę wynosi 5 x 105. Liczba ta może wymagać zmiany w zależności od agresywności linii komórkowych.
  5. Utrzymuj zawiesiny komórkowe na lodzie.
    Uwaga: Wibracje mogą być konieczne, aby zapobiec agregacji komórek co kilka minut, aż będą gotowe do wstrzyknięcia. W przypadku niektórych linii komórkowych (takich jak MDA-MB-231) mogą być konieczne bardziej rygorystyczne procedury (np. przepuszczenie przez sitko komórkowe 45 μm), aby zapobiec agregacji. Należy pamiętać, że zatkanie naczyń może powodować martwicę tkanek, a tym samym zakłócać eksperymenty.

2. Przygotowanie zwierząt

  1. W celu leczenia bólu zwierząt należy podawać myszom karprofen w dawce 5 mg/kg mc./dobę (lub inny środek przeciwbólowy) z suplementem diety nie mniej niż 24 godziny przed zabiegiem. Dawkę 0,1 mg/ml buprenorfiny należy podać podskórnie na 60 minut przed zabiegiem. Uwaga: opcjonalną procedurą jest wszczepienie palety estradiolu w grzbiet zwierzęcia w celu dostarczenia dodatkowego estradiolu. Przyspieszy to wzrost komórek nowotworowych ER+ (np. komórek MCF-7)9.
  2. Znieczulić 4-6 tygodniową mysz (około 20 g) ketaminą (80 - 100 mg / kg) i ksylazyną (10 -12,5 mg / ml) przez wstrzyknięcie dootrzewnowe.
  3. Potwierdź odpowiedni poziom sedacji myszy o wadze 20 g przez uszczypnięcie palca u nogi i zaobserwowanie 50% zmniejszenia częstości oddechów i różowych błon śluzowych (np. skóry uszu myszy i skóry łap). Monitoruj te parametry życiowe co 15 minut podczas zabiegu. Uwaga: Brak ruchu zwierzęcia wskazuje, że zwierzę jest wystarczająco znieczulone i gotowe do operacji.
  4. Używaj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  5. Ogol mysz w dolnej części brzucha, szczególnie w prawej okolicy pachwiny, w której odbędzie się operacja i wstrzyknięcie.
    Uwaga: Nie jest to konieczne, jeśli używane są atymiczne myszy nagie.
  6. Połóż mysz na plecach, rozłóż nogi w ich naturalnych pozycjach i przyklej palce u nóg do mobilnego kartonu preparacyjnego za pomocą taśmy.
  7. Przetrzyj prawy obszar pachwiny sterylnymi wacikami nasączonymi 70% etanolem izopropylowym, a następnie kilkakrotnie przetrzyj peeling chirurgiczny betadyny.

3. Wspólne umiejscowienie i separacja żyły biodrowej i tętnicy

  1. Wykonaj nacięcie skóry o długości 1,0 - 1,2 cm między 4. a 5. sutkami w dolnej prawej części brzucha za pomocą sterylnych ostrzy skalpela ze stali węglowej #10 umieszczonych w rękojeści nr 3. Następnie użyj sterylnej serwety chirurgicznej, aby przykryć ciało zwierzęcia z wyjątkiem miejsca nacięcia.
  2. Przenieś zwierzę do standardowego mikroskopu preparacyjnego na stole. Do wstrzykiwania należy używać powiększenia 4X.
  3. Pod 4-krotnym powiększeniem mikroskopu preparacyjnego włóż kleszcze separacyjne między tkanką tłuszczową a otrzewną i wypchnij tkanki na zewnątrz po obu stronach, aby odsłonić naczynia biodrowe i nerwy (patrz ryc. 1).
    Uwaga: Tętnica między aortą od linii środkowej a dolną częścią odgałęzień tętnicy nazywana jest tętnicą biodrową wspólną. To tutaj odbywa się wstrzyknięcie.
  4. Użyj jednej pary prostych cienkich kleszczy, aby przebić się przez tkankę łączną (jak błonę) między naczyniami a nerwem, bliżej naczyń.
  5. Przesuń proste cienkie kleszcze na lewą rękę. Chwyć parę cienkich kleszczy pod kątem, używając prawej ręki. Włóż kleszcze prawej ręki w tę samą pozycję, w której zostały przerwane tkanki łączne. A potem wsuń kleszcze prawej ręki pod naczynia.
  6. W tym samym czasie włóż kleszczyki lewej ręki do tkanek łącznych po lewej stronie naczyń, aby poprowadzić przechodzące kleszcze prawej ręki.
  7. Gdy kleszcze prawej ręki znajdą się pod naczyniami, spróbuj nieco bardziej oddzielić naczynia od otaczającej tkanki, a następnie trzymaj je na kleszczach prawej ręki.
  8. Użyj kleszczyków lewej ręki, aby dostarczyć końcówkę jedwabnego szwu 4-0 do kleszczyków prawej ręki, a następnie delikatnie i powoli przeciągnij szew pod naczyniami. Uwaga: Teraz zarówno żyła wspólna, jak i naczynia tętnicze są podnoszone przez szew (patrz ryc. 2).

4. Pielęgnacja iniekcyjna i poiniekcyjna

  1. Przygotować komórki do wstrzyknięcia w strzykawce insulinowej 31 G. Należy użyć 100 μl zawiesiny komórkowej w PBS na wstrzyknięcie. Upewnij się, że pipetujesz w górę i w dół kilka razy, aby oddzielić komórki i uniknąć agregacji, aby wstrzyknięte komórki nie zatkały się i nie zablokowały przepływu krwi.
  2. Trzymając kleszcze pod kątem w lewej ręce, umieść kleszcze pod naczyniami wzdłuż prowadnicy szwu, a następnie otwórz dwa ramiona kleszczy, delikatnie trzymając naczynia na kleszczach.
    Uwaga: Odstęp między dwoma ramionami kleszczy będzie miejscem wstrzyknięcia.
  3. Trzymać igłę 31 G z zawiesinami komórek 100 μl w prawej ręce, skosem igły do góry, gotową do wstrzyknięcia.
  4. Wbić igłę do światła tętnicy (krew dostanie się do końcówki igły). Następnie powoli wepchnij zawiesinę komórek, aby wstrzyknąć komórki. Zawiesina komórkowa odepchnie czerwoną krew w naczyniu. Staraj się nie rozbijać naczyń ani nie przeciekać zawiesiny komórek.
  5. Po zakończeniu wstrzyknięcia delikatnie odciągnij igłę i przytrzymaj naczynia na kleszczach lewej ręki, aby zatamować krwawienie. Następnie odciągnij szew.
  6. Odciągnij kleszcze lewej ręki i szybko użyj bawełnianego wacika, aby docisnąć obszar nacięcia tętnicy, aby zatrzymać krwawienie.
    Uwaga: Zwykle 5 - 10 minut ciągłego ucisku wystarcza, aby zatrzymać krwawienie.
  7. Po ustaniu krwawienia użyj kleju do skóry, aby zamknąć krawędzie skóry w obszarze operacyjnym. Zrób kolczyk w uszach i sprawdź, czy sygnalizacja bioluminescencji bada rozmieszczenie wstrzykniętych komórek.
    Uwaga: Udane wstrzyknięcie spowoduje uzyskanie obrazu podobnego do pokazanego na rysunku 3.
    1. Sprawdź sygnalizację bioluminescencyjną przez wstrzyknięcie 100 μl 15 mg/ml lucyferyny do PBS w stężeniu myszy 75 mg/kg przez zatokę wewnątrzoczodołową.
      1. W przypadku wstrzyknięcia doorbitalnego połóż palce po obu stronach oka myszy, użyj nacisku, aby gałka oczna lekko wyskoczyła z oprawki oka, włóż igły do strzykawki insulinowej 28 G między gałkę oczną a nos, a następnie powoli wciśnij strzykawkę, aby wstrzyknąć lucyferynę.
        Uwaga: W prawidłowej pozycji igła powinna być w stanie osiągnąć głębokość 2 - 3 mm przed uderzeniem w twardą tkankę (kość).
      2. Umieść mysz w systemie obrazowania do obrazowania in vivo całych zwierząt na 10 - 60 sekund w ciągu 5 minut (patrz rysunek 3).
        Uwaga: Opcjonalna procedura polega na wszczepieniu osadu estradiolu w plecy zwierząt w celu dostarczenia dodatkowego estradiolu. Przyspieszy to wzrost komórek nowotworowych ER+ (np. komórek MCF-7)15.
  8. Pozostaw mysz na ciepłej poduszce grzewczej, aż się obudzi. Monitoruj krwawienie, obrzęk, oznaki rozejścia się i ból w okresie pooperacyjnym. Umieść myszy z powrotem w klatce z pokryciem przeciwbólowym (sugerowany suplement diety karprofin) podawanym w celu leczenia bólu, aż do momentu, gdy nie pojawią się oznaki bólu. Zwróć szczególną uwagę i troskę o zwierzęta przez 7 dni po zabiegu.

5. Monitorowanie wzrostu przerzutów

  1. Histomorfometria:
    1. Zbierz tkanki kostne zawierające guz, utrwal kości w 4% paraformaldehydzie przez 24 godziny, a następnie odwapnij je w roztworze pH 7,0 14% EDTA przez 3 - 5 dni i poddaj osadzaniu w parafinie, jak opisano wcześniej14.
    2. Przeciąć tkanki kostne zatopione w parafinie o grubości 3 μm i przeprowadzić standardową metodę histologiczną barwienia Hematoksyliną/Eozyną, jak opisano wcześniej14.
  2. Immunohistochemia:
    1. Poddano zatopiony w parafinie guz z przenoszoną kośćmi do barwienia immunohistochemicznego w różnych celach, jak opisano wcześniej14. Krótko mówiąc, immunostaina komórek nowotworowych MCF7 za pomocą przeciwciał anty-GFP, a komórki osteogenne immunostainy (pre-osteoblasty i osteoblasty) odpowiednio za pomocą przeciwciał anty-Osterix i przeciwciał anty-fosfatazy alkalicznej (ALP).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 1 ilustruje anatomiczne położenie i związek między wspólną tętnicą biodrową (czerwona) a żyłą (niebieska).

Rysunek 2 pokazuje względne położenie naczyń biodrowych i nerwów pod mikroskopem preparacyjnym. Jak pokazano na rycinie 2A, naczynia i nerwy znajdują się tuż pod ścianą otrzewnej i mogą zostać odsłonięte po wykonaniu nacięcia skóry i odepchnięciu otrzewnej. Żyła bio...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż tylko tętnica biodrowa jest celem wstrzyknięcia komórek rakowych, zalecamy oddzielenie zarówno żyły biodrowej, jak i tętnicy od otaczających tkanek i uniesienie ich razem jako wiązki. Dzieje się tak, ponieważ żyła i tętnica intensywnie stykają się ze sobą, a ściana naczynia żylnego jest cienka i łatwa do złamania. Dlatego, aby wstrzyknięcie zakończyło się sukcesem, oszczędza czas i wysiłek, aby utrzymać oba naczynia razem, chociaż komórki rakowe są wstrzykiwane tylko do tętnicy. Aby wspomóc ten proces, stosuje si...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania w laboratorium Zhang były wspierane przez X. H.-F. Z. NCI CA151293, CA183878, Fundacja Badań nad Rakiem Piersi, Departament Obrony USA DAMD W81XWH-13-1-0195, Nagroda Pilota CA149196-04, McNair Medical Institute oraz przez Departament Obrony USA DAMD W81XWH-13-1-0296.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiały
DMEMHyCloneSH30022.01
FBSGibco16000
Pen/Strep Amphatericin BLonza Biowhittaker17-745E
PBSLonza Biowhittaker17-516F
Roztwór trypsyny/EDTAHyCloneSH30042.01
45 μ Sitko do komórek MMiędzynarodowe Laboratorium VWR195-2545
MediGel CPF z karprofenem Kontrolowany przedmiot z opieki weterynaryjnej w BCMDo leczenia bólu
Buprenorfina Kontrolowany przedmiot z opieki weterynaryjnej w BCMDo leczenia bólu
Granulat estradioluInnowacyjne badania AmerykiSE-121
Ketamina i ksylazynaKontrolowany przedmiot z opieki weterynaryjnej w BCM
Maść weterynaryjnaKontrolowany przedmiot z opieki weterynaryjnej w BCMUnikaj suchości oczu
GolarkaOster78005-050Do myszy futrzane
Etanol izopropylowyACROS67-63-0
Peeling chirurgiczny BetadineKontrolowany przedmiot z opieki weterynaryjnej w
#10Ted Pella, Inc549-3CS-10Wielokrotny
uchwyt nr 3Ted Pella, Inc541-31Musi być autoklawowany
Sterylna serweta chirurgicznaTechnologiainfuzji SaiPSS-SD1
Kleszcze proste Instrument chirurgiczny RobozRS-5132Musi być autoklawowany
Proste cienkie kleszczeFine Science Tools11253-20Muszą być autoklawowane
Kleszcze drobno krawędzioweFine Science Tools11253-25Muszą być autoklawowane
4-0 Nici jedwabneVicryl Johnson & Strzykawki insulinowe Johnson Health CareJ214H
31 GBD328418
Waciki bawełniane z wieloma końcówkami Q (sterylne)Międzynarodowe laboratorium VWR89031-272
Klej do skóryHenry Schein Zdrowie zwierząt31477Do zamykania skóry w miejscu operacji
Aplikator kolczykówFine Science Tools24220-00
KolczykiFine Science Tools24220-50
D-luciferinGold BiotechnologyLUCKUnikaj światła i połóż na lodzie
strzykawki insulinowe 28 GBD329410Do wstrzykiwań doorbitalnych
ParaformadehydAlfa Aesar30525-89-4Do utrwalania tkanek
EDTAOmniPur4050Do odkamieniania tkanki kostnej
< strong>NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprzęt
Mikroskop preparacyjnyLeicaLeica S6E stereo
IVIS Lumina II system obrazowaniaZaawansowane widzenie
molekularneNazwaFirma>Numer katalogowyKomentarze
Przeciwciała
Przeciwciała anty-GFP (JL-8)Przeciwciała anty-ALP Clontech632381
Abcamab108337
Anty-Osterix przeciwciałaAbcamab22552
ostrzach skalpela BCM

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kang, Y., et al. A multigenic program mediating breast cancer metastasis to bone. Cancer cell. 3 (6), 537-549 (2003).
  2. Lu, X., et al. VCAM-1 promotes osteolytic expansion of indolent bone micrometastasis of breast cancer by engaging alpha4beta1-positive osteoclast progenitors. Cancer cell. 20 (6), 701-714 (2011).
  3. Ell, B., Kang, Y. SnapShot: Bone Metastasis. Cell. 151 (3), 690-690 (2012).
  4. Kretschmann, K. L., Welm, A. L. Mouse models of breast cancer metastasis to bone. Cancer Metastasis Rev. 31 (3-4), 579-583 (2012).
  5. Lelekakis, M., et al. A novel orthotopic model of breast cancer metastasis to bone. Clin Exp Metastasis. 17 (2), 163-170 (1999).
  6. Rose, A. A., et al. Osteoactivin promotes breast cancer metastasis to bone. Mol Cancer Res. 5 (10), 1001-1014 (2007).
  7. Welm, A. L., et al. The macrophage-stimulating protein pathway promotes metastasis in a mouse model for breast cancer and predicts poor prognosis in humans. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (18), 7570-7575 (2007).
  8. Li, X., et al. Loss of TGF-beta Responsiveness in Prostate Stromal Cells Alters Chemokine Levels and Facilitates the Development of Mixed Osteoblastic/Osteolytic Bone Lessions. Mol. Cancer. Res. 10 (4), 494-503 (2012).
  9. Gregory, L. S., Choi, W., Burke, L., Clements, J. A. Breast Cancer Cells Induce Osteolytic Bone Lesions In vivo through a Reduction in Osteoblast Activity in Mice. PLoS ON. 8 (9), e68103(2013).
  10. Waning, D. L., et al. Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice. Nat Med. 21 (11), 1262-1271 (2015).
  11. Simmons, J. K., et al. Animal Models of Bone Metastasis. Vet Pathol. 52 (5), 827-841 (2015).
  12. Werbeck, J. L., et al. Tumor microenvironment regulates metastasis and metastasis genes of mouse MMTV-PymT mammary cancer cells in vivo. Vet Pathol. 51 (4), 868-881 (2014).
  13. Xiang, J., et al. CXCR4 Protein Epitope Mimetic Antagonist, POL5551, Disrupts Metastasis and Enhances Chemotherapy Effect in Triple Negative Breast Cancer. Mol Cancer Ther. 14 (11), 2473-2485 (2015).
  14. Wang, H., et al. The osteogenic niche promotes early-stage bone colonization of disseminated breast cancer cells. Cancer Cell. 27 (2), 193-210 (2015).
  15. Hoffmann, J., et al. Characterization of new estrogen receptor destabilizing compounds: effects on estrogen-sensitive and tamoxifen-resistant breast cancer. J Natl Cancer Inst. 96 (3), 210-218 (2004).
  16. Tannehill-Gregg, S. H., Levine, A. L., Nadella, M. V., Iguchi, H., Rosol, T. J. The effect of zoledronic acid and osteoprotegerin on growth of human lung cancer in the tibias of nude mice. Clin Exp Metastasis. 23 (1), 19-31 (2006).
  17. Slyfield, C. R., Tkachenko, E. V., Wilson, D. L., Hernandez, C. J. Three-Dimensional Dynamic Bone Histomorphometry. J Bone Miner Res. 27 (2), 486-495 (2012).
  18. Koba, W., Jelicks, L. A., Fine, E. J. MicroPET/SPECT/CT imaging of small animal models of disease. Am J Pathol. 182 (2), 319-324 (2013).
  19. Simmons, J. K., et al. Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo. Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).
  20. Amend, S. R., et al. Thrombospondin-1 regulates bone homeostasis through effects on bone matrix integrity and nitric oxide signaling in osteoclasts. J Bone Miner Res. 30 (1), 106-115 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model przerzut w do ko cidostarczanie kom rek nowotworowychko ci ko czyn tylnychobrazowanie bioluminescencyjnebarwienie H Ebarwienie immunofluorescencyjneprofilowanie RNA Seqwykrywanie zmian mikroskopowychanaliza interakcji ze zr bem

Powiązane artykuły