Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie bioluminescencyjne w celu wykrycia późnego stadium zakażenia trypanosomatozą afrykańską

7.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54032

⸱

18 maja 2016

 , 
1Department of Infection and Immunity, London School of Hygiene & Tropical Diseases

W tym artykule

Podsumowanie

Ten manuskrypt opisuje użycie bioluminescencyjnego szczepu afrykańskich trypanosomów do śledzenia późnych stadiów infekcji i pokazuje, jak obrazowanie na żywo in vivo może być wykorzystane do wizualizacji infekcji w ośrodkowym układzie nerwowym w czasie rzeczywistym.

Streszczenie

Ludzka trypanosomatoza afrykańska (HAT) jest wieloetapową chorobą, która objawia się w dwóch etapach; wczesnym stadium krwi i późnym stadium, gdy pasożyt atakuje ośrodkowy układ nerwowy (OUN). Badania in vivo na późnym etapie były ograniczone, ponieważ tradycyjne metodologie wymagają usunięcia mózgu w celu określenia obecności pasożytów.

Obrazowanie bioluminescencyjne to nieinwazyjna, bardzo czuła forma obrazowania optycznego, która umożliwia wizualizację patogenu transfekowanego lucyfekazą w czasie rzeczywistym. Stosując transfekowany szczep trypanosomu, który ma zdolność do wywoływania późnego stadium choroby u myszy, jesteśmy w stanie badać kinetykę infekcji OUN u jednego zwierzęcia w trakcie infekcji, a także obserwować ruch i rozprzestrzenianie się infekcji ogólnoustrojowej.

Tutaj opisujemy solidny protokół do badania infekcji OUN za pomocą bioluminescencyjnego modelu afrykańskiej trypanosomatozy, dostarczając nieinwazyjne obserwacje w czasie rzeczywistym, które mogą być dalej analizowane za pomocą opcjonalnych metod dalszych działań.

Wprowadzenie

Ludzka afrykańska trypanosomatoza (HAT), czyli śpiączka, jest wywoływana przez przenoszone przez wektory pasożyty pierwotniaków Trypanosoma brucei spp1. Szacuje się, że obecna liczba zachorowań wynosi mniej niż 7 tysięcy rocznie, a prawie 70 milionów ludzi jest narażonych na ryzyko zakażenia pasożytem na kontynencie afrykańskim. Choroba, która nie jest leczona, jest najczęściej śmiertelna, obejmuje wczesne stadium hemolimfyfy, w którym pasożyty są obecne we krwi, przechodząc do późnego stadium, gdy pasożyty atakują ośrodkowy układ nerwowy (OUN) i nie są już podatne na leczenie lekami trypanosomalnymi we wczesnym stadium2. Obecne terapie lekowe w późnym stadium HAT charakteryzują się zarówno złożonymi, długotrwałymi schematami leczenia, jak i poważnymi skutkami niepożądanymi, a także zgłaszaną opornością, dlatego konieczne są badania nad nowymi terapiami lekowymi3,4.

Badanie późnego stadium ludzkiej trypanosomatozy afrykańskiej (HAT) w tradycyjnych modelach mysich jest długotrwałe i złożone, a usunięcie tkanki mózgowej jest wymagane do monitorowania obciążenia pasożytniczego5. Zwierzęcy szczep zakaźny T. b. brucei jest używany jako model badawczy trypanosomatozy, której późne stadium pojawia się 21 dni po zakażeniu (dpi). Aby monitorować zakażenie pasożytem niebioluminescencyjnym typu dzikiego w modelu mysim, jedynymi metodami określania obciążenia pasożytami są błony krwi obwodowej lub ilościowy PCR. W przypadku obciążenia pasożytami w mózgu, mysz musi zostać poddana ubojowi, wycięciu mózgu i przeprowadzeniu qPCR na tkankach, co uniemożliwia śledzenie pasożytów przez wiele punktów czasowych w późnym stadium infekcji. Powoduje to niemożność śledzenia w czasie rzeczywistym infekcji w obrębie ośrodkowego układu nerwowego (OUN).

Obrazowanie bioluminescencyjne in vivo (BLI) może zapewnić bardzo czułe, nieinwazyjne wykrywanie rozprzestrzeniania się pasożytów i progresji choroby w modelu mysim, które można śledzić u pojedynczego zwierzęcia przez cały eksperyment6. BLI opiera się na emisji światła w widmie widzialnym wytwarzanego w reakcji katalizowanej lucyferazą. Emitowane fotony są następnie wykrywane przez kamerę z urządzeniem sprzężonym z ładunkiem (CCD)7. W tym celu patogen jest genetycznie modyfikowany w celu ekspresji białka lucyferazy, a substrat, lucyferyna, jest wprowadzany w punktach zainteresowania przez wstrzyknięcie. Główną zaletą tej metody jest możliwość przeprowadzania badań podłużnych, w których to samo zwierzę można obrazować kilkakrotnie przy minimalnych skutkach ubocznych. Uzyskany sygnał bioluminescencyjny można określić ilościowo, wskazując w ten sposób obciążenie patogenem.

Optymalizacja i walidacja bioluminescencyjnego T. b. brucei z przesunięciem ku czerwieni umożliwiła badanie późnego stadium infekcji za pomocą nieinwazyjnych procedur, wykrywając pasożyty wcześniej niż mikroskopia filmu krwi i znacznie redukując czas, koszt i liczbę zwierząt potrzebnych do badania infekcji OUN i badań przesiewowych leków w późnym stadium trypanosomatozy8,9. W tym protokole pokazujemy zakażenie myszy bioluminescencyjnymi trypanosomami i sposób wizualizacji pasożytów in vivo w celu ilościowego określenia progresji choroby i penetracji OUN.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Etyka
Wszystkie prace zostały przeprowadzone za zgodą brytyjskiego Ministerstwa Spraw Wewnętrznych ds. Zwierząt (Procedury Naukowe) z 1986 r. oraz Komisji ds. Dobrostanu Zwierząt i Etyki London School of Hygiene & Tropical Medicine. W niniejszym raporcie przestrzegane są wytyczne ARRIVE.

1. Przejście in vivo bioluminescencyjnego Trypanosoma brucei brucei

  1. Usunąć kriokonserwowany wywar (określany jako stabilat) szczepu T. b. brucei GVR35-VSL-2 (dostępny u profesora Johna Kelly'ego w London School of Hygiene & Tropical Medicine za pośrednictwem MTA)9 z ciekłego azotu i pozostawić do zrównoważenia do temperatury pokojowej. Rozcieńczyć stabilat do 2 x 104 trypanosomów/ml w sterylnym roztworze soli fizjologicznej glukozy buforowanej fosforanami (PBS-G) pH 8,0 (1 l PBS + 15 g glukozy)10,
    Uwaga: T. b. brucei GVR35-VSL-2 nie jest zakaźny dla ludzi i wymaga obiektów licencjonowanych przez SAPO do przeprowadzania eksperymentów.
  2. Wstrzyknąć 20-25 g samicy myszy CD1 z 0,2 ml rozcieńczonych trypanosomów drogą dootrzewnową (i.p.) za pomocą igły 25 G. To jest "mysz dawcy". Umieść zakażoną mysz w klatce wolnej od specyficznych patogenów (SPF) i karm ad libitum.
    Uwaga: Myszy CD1 są szczepem niekrewniaczym, a infekcje T. b. brucei GVR35 są dobrze scharakteryzowane w tym szczepie. Jednak protokół ten ma również zastosowanie do szczepów wsobnych lub genetycznie zmodyfikowanych, ale ważne jest, aby pamiętać, że kolor futra może mieć wpływ na czułość obrazowania6,9.
  3. Monitoruj parazytemię obwodową poprzez pobieranie próbek krwi. Umieść mysz w plastikowym ograniczniku i pobierz 5 μl krwi z ogona przez nakłucie żyły igłą 21 G lub żyłką i wymieszaj 1/10 z 0,85% sterylnego chlorku amonu, aby zlizować czerwone krwinki i umożliwić łatwiejsze liczenie.
  4. Policz rozcieńczoną krew w hemocytometrze Neubauera.
    1. Załaduj rozcieńczoną krew do obu komór. Policz całą centralną siatkę jednej komory, aby uzyskać n trypanosomów. Stężenie trypanosomów we krwi = n x 104 trypanosomy/ml, dostosować do dowolnego współczynnika rozcieńczenia i obliczyć średnią z dwóch komór.
      Uwaga: Po około 5-7 dniach od zakażenia parazytemia obwodowa powinna wzrosnąć na tyle, aby przeprowadzić infekcję w stężeniu 2 x 104 trypanosomów/ml.
  5. Gdy poziom trypanosomów jest wystarczająco wysoki dla wymaganej liczby myszy, przejdź do kroku 1.6. Poziom parazytemii wynoszący 6 x 104 trypanosom/ml u jednej myszy dawcy jest wystarczający do zakażenia 10 myszy.
    Uwaga: W przypadku statystycznie istotnych wielkości grup potrzebne jest n = 6 dla każdej grupy myszy poddanej działaniu substancji8. W przypadku innych modeli infekcji konieczne byłoby zastosowanie obliczeń mocy w celu określenia odpowiedniej wielkości grup.
  6. Umieść myszy w pojemniku grzewczym (w temperaturze 28-30 °C przez około 5-10 minut), aby umożliwić rozszerzenie żył ogonowych. W celu wywołania znieczulenia końcowego należy podać 20 mg/kg pentobarbitalu dożylnie za pomocą igły 25 G. Upewnij się, że mysz jest znieczulona, delikatnie naciskając podnóżki, aby upewnić się, że nie ma odruchu odstawienia.
  7. Heparynizacja igły 21 G poprzez porcjowanie 5 ml heparyny w stężeniu 5 000 jednostek USP / ml do probówki Bijou i dwukrotne zasysanie igły dołączonej do strzykawki o pojemności 1 ml.
  8. Weź heparynizowaną igłę 21 G i strzykawkę o pojemności 1 ml i wykonaj nakłucie serca znieczulonej myszy pasażowej, wkładając igłę centralnie pod klatkę piersiową (kropla krwi będzie gromadzić się u podstawy igły) i delikatnie pociągnij tłok, aby nie zapaść komory serca. Pobrać co najmniej 0,7 ml krwi.
  9. Rozcieńczyć zakażoną krew, aby uzyskać inokulum 2 x 104 trypanosomów/ml w PBS-G pH 8,0, jak krok 1.1 powyżej.
    Uwaga: W tym momencie pozostałą krew można poddać krioprezerwacji w celu wytworzenia stabilatu poprzez zmieszanie z 8% glicerolu, 20% inaktywowaną termicznie surowicą cielęcej płodu (hi-FCS) i 72% zakażoną krwią. Powoli zamrażać w temperaturze -80 °C za pomocą pojemnika do zamrażania o spowolnionym zamrażaniu, aby osiągnąć szybkość chłodzenia -1 °C/min, przed przeniesieniem do ciekłego azotu.

2. Zakażenie myszy doświadczalnych

  1. Umieść samice myszy CD1 (~21-25 g) w pudełku grzewczym, aby delikatnie się ogrzać i rozszerzyć żyły. Umieść rozgrzane myszy w plastikowym ograniczniku i wstrzyknij dożylnie 0,2 ml rozcieńczonego inokulum za pomocą igły 25 G do żyły ogonowej, co odpowiada 4000 trypanosomów na mysz. Następnie należy uciskać miejsce wstrzyknięcia, aby zatamować krwawienie.
    Uwaga: Zakażenie dootrzewnowe jest ważną drogą zakażenia i było stosowane w poprzednich badaniach10, ale stwierdziliśmy, że jest to mniej powtarzalne niż droga dożylna.
  2. Losowo dobieraj zakażone myszy i klatkę w grupach po 3 w klatkach wentylowanych przez SPF. Jako kontrolę, wstrzyknąć samicom myszy CD1 niebioluminescencyjnego pasożyta typu dzikiego, T. b. brucei GVR35 (n = 3).
  3. Monitorowanie zakażenia za pomocą mikroskopii filmu krwi
    1. Pobrać 5 μl krwi z nakłucia żyły lub wenesekcji na szkiełku podstawowym i wykonać rozmaz krwi (za pomocą drugiego szkiełka delikatnie przepchnąć kroplę krwi przez szkiełko, aby uzyskać cienki film). Pozostaw szkiełka do wyschnięcia na powietrzu.
    2. Utrwalić rozmaz krwi 100% metanolem i zabarwić preparatem Giemsa przez 10 minut, a następnie spłukaćdH2O i pozostawić do wyschnięcia na powietrzu. Poniżej celu 100X policz liczbę trypanosomów w 10 polach widzenia (f.o.v.).
      Uwaga: Filmowanie krwi przeprowadza się wraz z nieinwazyjnym obrazowaniem całego zwierzęcia już jednego dnia po zakażeniu. Podczas przetwarzania wielu zwierząt ta metoda oznaczania ilościowego trypanosomów jest preferowana w stosunku do liczenia hemocytometru, ponieważ próbki mogą być przechowywane w temperaturze pokojowej i liczone później.

3. Obrazowanie bioluminescencyjne do śledzenia infekcji

Uwaga: Do monitorowania infekcji można użyć nieinwazyjnego obrazowania całego zwierzęcia.

  1. Przygotować roztwór podstawowy D-lucyferyny, substratu lucyferazy świetlika, w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (DPBS) firmy Dulbecco w stężeniu 30 mg/ml. Przefiltrować, wysterylizować i zamrozić w porcjach w temperaturze -20 °C.
    Uwaga: D-Lucyferyna jest wrażliwa na światło, dlatego należy chronić ją przed światłem, owijając porcje w folię. Nie zamrażaj i nie rozmrażaj wielokrotnie lucyferyny, ponieważ może to wpływać na aktywność11.
  2. Podgrzej porcję D-lucyferyny do temperatury pokojowej. Wyjąć każdą mysz z klatki (w tym myszy kontrolne zakażone niebioluminescencyjnym szczepem pasożyta typu dzikiego) i wstrzyknąć 150 mg/kg podgrzanej D-lucyferyny (rozcieńczonej w DPBS) dootrzewnowo za pomocą igły 25 G. Umieść myszy w komorze izofluorowej na około 5 minut, aby wywołać znieczulenie 2% mieszanką izofluoranu/O2 w tempie 2,5 l/min.
    Uwaga: Myszy stają się nieruchome, gdy są pod narkozą. W przypadku zastosowanego tutaj imagera można przetwarzać 3 myszy jednocześnie. Jeśli myszy są znieczulone dłużej niż 30 minut, można zastosować okulistyczną maść na sztuczne łzy, aby zapobiec wysuszeniu oczu myszy.
  3. W przypadku opisanego tutaj imagera otwórz oprogramowanie i zainicjuj urządzenie za pomocą oprogramowania zgodnie z instrukcjami producenta. Rejestruj obrazy, gdy kamera i podgrzewana płyta osiągną temperaturę.
    Uwaga: Ten przyrząd zwykle nie jest wyłączany, dzięki czemu urządzenie może wykonywać kalibracje w tle przez noc. W przypadku, gdy konieczne jest ponowne uruchomienie, należy najpierw przeprowadzić kontrolę kalibracji.
  4. Umieścić znieczulone myszy w imagerze (patrz 3.5). Użyj dużych czarnych separatorów między myszami, aby zminimalizować przebijanie jasnego sygnału bioluminescencyjnego. Obrazuj myszy przy użyciu zestawu czasów ekspozycji; 1, 3, 10, 30, 60 i 180 s, ze średnim binningiem, 1 przysłonie i otwartym filtrem oraz polem widzenia E (12,5 x 12,5 cm2).
    Uwaga: Myszy kontrolne zakażone niebioluminescencyjnymi pasożytami GVR35 typu dzikiego zapewniają wartość bioluminescencji tła. Z eksperymentu kinetyki lucyferyny (ryc. 6) z tym modelem stwierdziliśmy, że sygnał bioluminescencji osiąga szczyt po 10 minutach od podania, a obrazowanie trwa około 5 minut dla 3 myszy. Weź tę skalę czasową pod uwagę podczas znieczulania i obrazowania myszy.
  5. Aby zapewnić dokładne obrazowanie myszy, obróć, aby uzyskać widok brzuszny, grzbietowy i boczny. Zachowaj spójność w kolejności orientacji dla obrazowania między sekwencyjnymi zwierzętami.
  6. Po obrazowaniu pozwól myszom dojść do siebie po znieczuleniu pod obserwacją przed powrotem do klatki SPF.
  7. Kontynuuj obrazowanie myszy co 7 dni do 21 dnia po zakażeniu. Sygnał bioluminescencji powinien stale wzrastać na całym zwierzęciu.
  8. W D21 obraz i film krwi myszy należy wykonać zgodnie z powyższym opisem, a myszom podać aceturację diminazenu w dawce 40 mg/kg dootrzewnowo. Lek ten usunie parazytemię obwodową, ale nie przekroczy bariery krew-mózg, a zatem umożliwia lepszą wizualizację infekcji OUN.
    Uwaga: Octan diminazenu jest dobrze znanym lekiem stosowanym w leczeniu trypanosomatozy zwierzęcej we wczesnym stadium.
  9. Kontynuuj obrazowanie i monitorowanie w D28 i D35.

4. Potwierdzenie zakażenia CNS

  1. W D35 zobrazuj myszy zgodnie z powyższym opisem (kroki 3.1-3.4).
  2. Po obrazowaniu pozwól myszom dojść do siebie po znieczuleniu i wykrwawić myszy, jak opisano w kroku 1.6-1.8, pobierając krew do dalszej analizy.
  3. Po nakłuciu serca należy wykonać perfuzję myszy z 20 ml PBS (opcjonalnie: dodać 3 mg / ml lucyferyny do roztworu perfuzyjnego) przez serce, aby usunąć krew z narządów i ponownie wprowadzić etykietę lucyferyny, która mogła zostać usunięta z obszaru mózgu w przedziale czasu od kroku 4.1.
  4. Delikatnie usuń mózg za pomocą zakrzywionych nożyczek, odcinając od podstawy wokół obwodu czaszki i podnosząc górną część czaszki, aby umożliwić delikatne wyniesienie mózgu za pomocą zakrzywionych kleszczy.
  5. Umieścić wycięty mózg na odcinku czarnego plastiku i zapipetować 50 μl 15 mg / ml lucyferyny nad narządem przed obrazowaniem, aby upewnić się, że odpowiednia lucyferyna została dodana do wyciętego mózgu. Obraz przy użyciu ustawień jak wyżej. To wykaże lokalizację infekcji w półkulach mózgowych.
    Uwaga: Dalsza kwantyfikacja parazytemii na wyciętym mózgu może być przeprowadzona za pomocą qPCR, jak opisano wcześniej8. Inne alternatywne zastosowania mogą obejmować histologię lub immunohistochemię w celu identyfikacji pasożytów w tkance mózgowej po utrwaleniu.

5. Kwantyfikacja obrazowania bioluminescencyjnego

Uwaga: Bioluminescencja może być określona ilościowo za pomocą obszaru zainteresowania (ROI) za pomocą oprogramowania do obrazowania i skorygowana o bioluminescencję tła.

  1. Korzystając z narzędzia ROI, utwórz prostokątny ROI dla oceny ilościowej całego zwierzęcia i umieść go nad obrazem myszy, aby zakryć czubek nosa do podstawy ogona myszy. Użyj pudełka o tym samym rozmiarze dla każdego zwierzęcia i każdego punktu czasowego. Patrząc na ROI dla mózgu, użyj okrągłego ROI w ten sam sposób, umieszczając go nad obszarem głowy myszy na obrazie.
  2. W razie potrzeby dostosuj obrazy tak, aby pojawiały się w tym samym spektrum, aby uzyskać wizualną reprezentację infekcji.
    Uwaga: Użyte tutaj oprogramowanie generuje mapę kolorów dla każdego obrazu, automatycznie dostosowaną do minimalnej i maksymalnej liczby fotonów. Aby umożliwić wizualne porównanie serii obrazów, skala kolorów musi być ustawiona na te same wartości dla wszystkich obrazów.
    1. Korzystając z obrazu o najwyższej bioluminescencji i zakładki "Dopasowanie obrazu" na palecie narzędzi, wybierz skalę logarytmiczną oraz odpowiednią minimalną i maksymalną skalę kolorów (do wyznaczenia empirycznego). Zastosuj tę skalę do wszystkich obrazów w całym eksperymencie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejszy protokół demonstruje sposób monitorowania progresji choroby po zakażeniu myszy T. b. brucei, będącej modelem ludzkiej trypanosomiazy afrykańskiej. Rysunek 1 przedstawia oś czasu protokołu eksperymentalnego, wskazując harmonogram kroków terapeutycznych i obrazowania. Rysunek 2 pokazuje typowe pole widzenia w utrwalonym i barwionym metodą Giemsy rozmazie krwi użytym do ilościowego oznaczania pasożytemii obwodowej, z widocznymi trypanosoma...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opracowanie bioluminescencyjnego szczepu T. b. brucei GVR35 pozwala na wizualizację infekcji trypanosomem od wczesnego do późnego stadium. Poprzednie modele infekcji nie były w stanie wykryć późnego stadium, kiedy pasożyty znajdują się w mózgu, w czasie rzeczywistym na podstawie mikroskopii filmu krwi i wymagało uboju i usunięcia mózgów zakażonych myszy w celu określenia obciążenia pasożytami12. Bioluminescencja zmniejsza zmienność między myszami, ponieważ pojedyncza mysz może być śledzona przez cały ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Johnowi Kelly'emu i Martinowi Taylorowi (London School of Hygiene & Tropical Medicine) za dostarczenie T. b. brucei GVR35-VSL-2 oraz dr Andrei Zelmer (LSHTM) za porady dotyczące obrazowania in vivo. Praca ta była wspierana przez Globalny Program Zdrowia Fundacji Billa i Melindy Gatesów (grant numer OPPGH5337).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
PBSSigma, Wielka BrytaniaP4417tabletki pH 7,4
GlukozaSigma, Wielka BrytaniaG827099,5% (molekularny)
chlorek amonuSigma, Wielka BrytaniaA943499,5% (molekularny) stopień
Heparyna (sól litu)Sigma, Wielka BrytaniaH0878
Hi-FCSGibco, Life Technologies, Wielka Brytania10500-064500 ml
DPBSSigma, Wielka BrytaniaD4031Sterylny filtrowany
Mr. FrostyNalgene, Wielka Brytania
GiemsaSigma, Wielka BrytaniaG5637
D-LucyferinPerkin Elmer, Wielka Brytania
Sigma, Wielka Brytania115144-35-9
Octan diminazenuSigma, Wielka BrytaniaD7770Klasa analityczna
IVIS Lumina IIPerkin Elmer, Wielka Brytaniainne bioimagery dostępne np. firmy Bruker, Kodak
Living Image v. 4.2Perkin Elmer, brytyjskiezastrzeżone oprogramowanie dla instrumentów Perkin Elmer IVIS; inne instrumenty mogą mieć własną
strzykawkę 1 mlFisher Scientific, Wielka Brytania10142104
Strzykawka 20 mlFisher Scientific, Wielka Brytania10743785
Igły25 GGreiner Bio-oneN2516
21 G IgłyGreiner Bio-oneN2138
Podwójnie matowy szkiełko mikroskopoweVWR, Wielka Brytania631-0117
1,5 ml Probówka do mikrowirówekStarLab, Wielka BrytaniaI1415-1000
7 ml Probówka BijouStarLab, Wielka BrytaniaE1412-0710
Ogranicznik myszySigma, Wielka BrytaniaZ756903Nasz ogranicznik został wykonany we własnym zakresie, jest to podobny model

Bibliografia

  1. Brun, R., Blum, J., Chappuis, F., Burri, C. Human African trypanosomiasis. Lancet. 375 (9709), 148-159 (2010).
  2. Rodgers, J. Trypanosomiasis and the brain. Parasitology. 137 (14), 1995-2006 (2010).
  3. Barrett, M. P., Boykin, D. W., Brun, R., Tidwell, R. R. Human African trypanosomiasis: pharmacological re-engagement with a neglected disease. Br. J. Pharmacol. 152 (8), 1155-1171 (2007).
  4. Barrett, M. P., Vincent, I. M., Burchmore, R. J. S., Kazibwe, A. J. N., Matovu, E. Drug resistance in human African trypanosomiasis. Future Microbiol. 6 (9), 1037-1047 (2011).
  5. Jennings, F. W., Whitelaw, D. D., Urquhart, G. M. The relationship between duration of infection with Trypanosoma brucei in mice and the efficacy of chemotherapy. Parasitology. 75 (2), 143-153 (1977).
  6. Andreu, N., Zelmer, A., Wiles, S. Noninvasive biophotonic imaging for studies of infectious disease. FEMS Microbiol. Rev. 35 (2), 360-394 (2011).
  7. Sadikot, R. T., Blackwell, T. S. Bioluminescence imaging. Proc. Am. Thorac. Soc. 2 (6), 537-540 (2005).
  8. Burrell-Saward, H., Rodgers, J., Bradley, B., Croft, S. L., Ward, T. H. A sensitive and reproducible in vivo imaging mouse model for evaluation of drugs against late-stage human African trypanosomiasis. J. Antimicrob. Chemother. 70 (2), 510-517 (2015).
  9. McLatchie, A. P., et al. Highly sensitive in vivo imaging of Trypanosoma brucei expressing 'red-shifted' luciferase. PLoS Negl. Trop. Dis. 7 (11), e2571(2013).
  10. Jennings, F. W., et al. Human African trypanosomiasis: potential therapeutic benefits of an alternative suramin and melarsoprol regimen. Parasitol. Int. 51 (4), 381-388 (2002).
  11. Wiles, S., Robertson, B. D., Frankel, G., Kerton, A. Bioluminescent monitoring of in vivo colonization and clearance dynamics by light-emitting bacteria. Methods Mol. Biol. 574, 137-153 (2009).
  12. Rodgers, J., Bradley, B., Kennedy, P. G. E. Combination chemotherapy with a substance P receptor antagonist (aprepitant) and melarsoprol in a mouse model of human African trypanosomiasis. Parasitol. Int. 56 (4), 321-324 (2007).
  13. Kamerkar, S., Davis, P. H. Toxoplasma on the brain: understanding host-pathogen interactions in chronic CNS infection. J. Parasitol. Res. 2012, 589295(2012).
  14. Franke-Fayard, B., et al. Murine malaria parasite sequestration: CD36 is the major receptor, but cerebral pathology is unlinked to sequestration. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102 (32), 11468-11473 (2005).
  15. Hitziger, N., Dellacasa, I., Albiger, B., Barragan, A. Dissemination of Toxoplasma gondii to immunoprivileged organs and role of Toll/interleukin-1 receptor signalling for host resistance assessed by in vivo bioluminescence imaging. Cell. Microbiol. 7 (6), 837-848 (2005).
  16. Lewis, M. D., et al. Bioluminescence imaging of chronic Trypanosoma cruzi infections reveals tissue-specific parasite dynamics and heart disease in the absence of locally persistent infection. Cell. Microbiol. 16 (9), 1285-1300 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

zakażenie OUNobrazowanie in vivoTrypanosoma bruceimikroskopia rozmazów krwiwstrzykiwanie lucyferynyaceturat diminazynyobszar zainteresowaniaobciążenie mózgu pasożytami
Obrazowanie bioluminescencyjne w celu wykrycia późnego stadium zakażenia trypanosomatozą afrykańską
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.