Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Charakterystyka i zastosowanie próbników pasywnych do monitorowania pestycydów w wodzie

9.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54053

⸱

3 sierpnia 2016

 ,  ,  , 
1Department of Aquatic Sciences and Assessment, Swedish University of Agricultural Sciences, 2Center for Chemical Pesticides, Swedish University of Agricultural Sciences

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiono protokół dotyczący charakterystyki i zastosowania pięciu różnych pasywnych urządzeń do próbkowania.

Streszczenie

Pięć różnych pasywnych próbników wody zostało skalibrowanych w warunkach laboratoryjnych do pomiaru 124 starszych i obecnie używanych pestycydów. Badanie to zawiera protokół pasywnego przygotowania próbnika, kalibracji, metody ekstrakcji i analizy instrumentalnej. Częstotliwości próbkowania (RS) i współczynniki podziału pasywnego próbnika i wody (KPW) obliczono dla kauczuku silikonowego, próbnika integracyjnego polarnego organicznego chemicznego POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS i dysku C18. Absorpcja wybranych związków zależała od ich właściwości fizykochemicznych, tj. kauczuk silikonowy wykazywał lepszą absorpcję dla większej ilości związków hydrofobowych (współczynnik podziału logarytmiczno-oktanol-woda (KOW> 5,3), podczas gdy dysk POCIS-A, POCIS-B i SDB-RPS były bardziej odpowiednie dla związków hydrofilowych (log KOW < 0,70).

Wprowadzenie

Pestycydy są stale wprowadzane do środowiska wodnego i mogą stanowić zagrożenie dla organizmów wodnych1. Monitorowanie pestycydów w środowisku wodnym przeprowadza się zazwyczaj za pomocą pobierania próbek, jednak ta technika pobierania próbek nie uwzględnia w pełni czasowych zmian stężeń spowodowanych wahaniami przepływu lub epizodycznymi danymi wejściowymi (np. opadami, przelewami kanalizacji ogólnospławnej, uwalnianiem do laguny ścieków)2,3. W związku z tym należy udoskonalić metody monitorowania w celu lepszego oszacowania zagrożeń dla środowiska związanych z pestycydami. Pasywne pobieranie próbek umożliwia ciągłe monitorowanie przez dłuższy czas przy minimalnej infrastrukturze i niskich stężeniach zanieczyszczeń4,5.

Pasywne próbniki okazały się cennym narzędziem do monitorowania wód gruntowych6, słodkiej wody7-10, ścieków11 i wód morskich12. Oprócz celów monitorowania13,14 próbniki pasywne były również wykorzystywane do analiz niedocelowych15, badań toksykologicznych16,17 oraz jako alternatywa dla monitorowania osadów i biomonitoringu18. Próbniki pasywne akumulują substancje chemiczne w sposób ciągły z wody i zapewniają średnie stężenia ważone w czasie (TWA)14. Absorpcja zanieczyszczenia zależy od częstotliwości pobierania próbek (RS) i współczynnika podziału pasywnego próbnika od wody (KPW), który zależy od konstrukcji próbnika pasywnego, materiału próbnika, właściwości fizykochemicznych zanieczyszczenia oraz warunków środowiskowych (np. turbulencji wody, temperatury)13,14,19,20.

Szczegółowy film ma na celu pokazanie, jak kalibrować i stosować pasywne próbniki do pestycydów w wodzie. Cele szczegółowe obejmowały: i) przeprowadzenie przygotowania, ekstrakcji i analizy instrumentalnej dla 124 pojedynczych pestycydów przy użyciu pięciu różnych typów próbników pasywnych, w tym kauczuku silikonowego, polarnego próbnika integracyjnego do chemikaliów organicznych (POCIS)-A, POCIS-B, SDB-RPS i krążka C18, (ii) oceny RS i KPW dla pestycydów w laboratoryjnym badaniu absorpcji oraz (iii) zademonstrowanie, w jaki sposób wybrać odpowiedni próbnik bierny docelowego związku będącego przedmiotem zainteresowania oraz jak obliczyć stężenia TWA dla odpowiedniego próbnika pasywnego.

Wzorce referencyjne i pasywne urządzenia do pobierania próbek

Docelowe związki obejmowały 124 starsze i obecnie używane pestycydy, w tym herbicydy, insektycydy i fungicydy (Tabela 1). Mieszanina wzorca wewnętrznego (mieszanina IS) zawierała fenoprop (2,4,5-TP), klotianidynę-D3, etyon i terbutyloazynę-D5. Inne stosowane chemikalia to metanol (MeOH), acetonitryl (ACN), aceton (ACE), dichlorometan (DCM), cykloheksan (CH), octan etylu (EA), eter naftowy (PE), 2-propanol, 25% roztwór amoniaku, kwas octowy (HAc) i kwas mrówkowy (FA). Scharakteryzowano pięć różnych pasywnych urządzeń do pobierania próbek, w tym gumę silikonową, POCIS-A i POCIS-B, SDB-RPS i dysk C18 1,21.

Tabela 1. Częstotliwość pobierania próbek w próbniku pasywnym (R'S, L dzień-1), współczynniki podziału próbka-woda (K'PW, L kg-1) oraz równania (Eq) stosowane do obliczania stężeń w próbkach polowych dla poszczególnych pestycydówa. (Przedruk z Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Charakterystyka pięciu pasywnych urządzeń do pobierania próbek do monitorowania pestycydów w wodzie, 1-11, Copyright (2015), za zgodą Elsevier.)22 Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Projektowanie i przygotowanie pasywnego próbownika

  1. Arkusze gumy silikonowej
    1. Używając przecinaka ze stali nierdzewnej, potnij arkusze gumy silikonowej (600 mm x 600 mm, grubość 0,5 mm) na paski o wymiarach 2,5 mm x 600 mm oraz 2,5 mm x 314 mm, a następnie połącz je za pomocą nitownicy i ślepych nitów ze stali nierdzewnej (3,2 mm x 10 mm), aby uzyskać końcowy rozmiar paska próbnika 2,5 mm x 914 mm (powierzchnia = 457 cm2, masa sorbentu = 15,6 g, objętość = 22,9 cm3).
  2. Umieść gumy silikonowe w komorze ekstrakcyjnej aparatu Soxhleta. Do komory ekstrakcyjnej wlej 50 ml EA, a do kolby okrągłodennej o pojemności 500 ml wlej 250 ml EA i dodaj trzy kamienie wrzenia.
    1. Połącz komorę ekstrakcyjną z kolbą i chłodnicą. Oczyść gumy silikonowe metodą ekstrakcji Soxhleta przez 96 hr w temperaturze około 80 °C, a następnie wysusz je pod delikatnym strumieniem azotu.
  3. Zamocuj pasek gumy silikonowej do uchwytu na próbki typu „spider” wykonanego ze stali nierdzewnej, owijając pasek wokół prętów uchwytu (Rysunek 1). Przytwierdź oba końce paska gumy silikonowej do pręta uchwytu za pomocą opasek zaciskowych.

Silikonowa gumowa taśma: właściwości mechaniczne, wykres sprężystości przedstawiający naprężenia, profile powierzchni.
Rysunek 1. Schemat gumy silikonowej. Schemat pasywnego próbnika dla gumy silikonowej przedstawiający mocowanie paska gumy silikonowej do uchwytu próbek z ciekłego metalu wykonanego ze stali nierdzewnej A) w widoku z góry oraz B) w widoku z boku. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. POCIS-A i POCIS-B
    1. W przypadku POCIS-A umieść 220 mg sorbentu sypkiego HLB (powierzchnia właściwa = 1.78 x 106 cm2) pomiędzy dwiema kwadratowymi membranami z polietersulfonu (PES) o wymiarach 9,0 cm na 9,0 cm (Rycina 2).
    2. W przypadku POCIS-B umieść 220 mg mieszaniny sorbentów (t.j. hydroksylowaną żywicę polistyren-divinylobenzenową (80%) oraz adsorbent węglowy rozproszony na kopolimerze styren-divinylobenzenu (20%)) (powierzchnia właściwa = 2.82 x 106 cm2) pomiędzy dwiema membranami PES (Rycina 2).
    3. Sorbent i dwie membrany PES dociśnij ręcznie pomiędzy dwoma stalowymi pierścieniami (średnica wewnętrzna Ø = 5,4 cm) i zamocuj na stalowym uchwycie do próbek (Rycina 2).

Schemat pasywnego próbnikowania, membrana PES, stalowy pierścień, faza odbiorcza; układ próbkowania.
Rycina 2. Schemat dysków pasywnych próbników. Schemat pasywnych próbników dla POCIS A, POCIS B, dysku SDB-RPS i dysku C18 przedstawiający A) montaż pasywnego próbnika z użyciem stalowych pierścieni, membran z polietersulfonu (PES) i fazy odbiorczej oraz B) montaż w stalowym uchwycie na próbki. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Disk SDB-RPS i disk C18
    1. Umieścić disk SDB-RPS (powierzchnia = 35 cm2, masa sorbentu = 0.34 g, objętość = 1.7 cm3) oraz disk C18 (powierzchnia = 35 cm2, masa sorbentu = 0.58 g, objętość = 1.7 cm3) pomiędzy dwiema membranami PES (Rysunek 2). Ścisnąć dyski i dwie membrany PES pomiędzy dwoma pierścieniami ze stali nierdzewnej ręcznie (średnica wewnętrzna Ø = 5.4 cm) i zamocować całość na uchwycie do próbek ze stali nierdzewnej (Rysunek 2).

2. Eksperymenty z pobieraniem w warunkach laboratoryjnych

UWAGA: Laboratoryjne eksperymenty dotyczące absorpcji przeprowadzono w celu ilościowej charakterystyki kinetyki absorpcji 124 poszczególnych pestycydów dla pięciu różnych urządzeń do pasywnego próbkowania w kontrolowanych warunkach.

  1. Przeprowadzić badanie poboru w prostokątnych szklanych zbiornikach (każdy o pojemności ~95 L): zbiornik 1) guma silikonowa (n = 16), zbiornik 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16) oraz zbiornik 3) dysk SDB-RPS (n = 16), dysk C18 (n = 16). Napełnić trzy zbiorniki wodą naturalną.
  2. Wszystkie eksperymenty przeprowadzić w stałej temperaturze wody (~20 °C) i w warunkach turbulentnego przepływu wody (~10 cm sec-1), używając dwóch pomp elektrycznych zamocowanych do ścianek po obu stronach. Eksperymenty przeprowadzić w ciemności, aby zminimalizować efekt fotodegradacji.
  3. Do każdego szklanego zbiornika wprowadzić za pomocą szklanej strzykawki standardową mieszaninę pestycydów zawierającą 124 pestycydy (stężenie c ≈ 400 ng L-1 dla poszczególnych pestycydów w zbiorniku z wodą). Wyjmować pasywne próbniki z zbiorników ręcznie, w odstępach czasowych 5, 11, 20 i 26 dni, aby wyznaczyć szybkości poboru pestycydów.
  4. Monitorować stężenia pestycydów w każdym zbiorniku, pobierając 100 ml próbek wody w dniach 0, 5, 11, 20 i 26. Analizę próbek wody przeprowadzić zgodnie z opisem zamieszczonym w innym opracowaniu21.
    1. W celu kontroli jakości wystawić próbki ślepe na działanie powietrza pokojowego przez 1 h w dniu 0, a następnie przechowywać i traktować je jak próbki rzeczywiste. Wszystkie ekstrakty oraz pobrane ze zbiorników 100 ml próbek wody przechowywać w temperaturze -18 °C do czasu dalszej analizy.

3. Ekstrakcja próbki

  1. Guma silikonowa
    1. Przed ekstrakcją osuszyć pasek gumy silikonowej strumieniem azotu o wysokiej czystości.
    2. W przypadku analizy metodą chromatografii gazowej sprzężonej ze spektrometrią mas (GC-MS), przeprowadzić ekstrakcję ciało stałe-ciecz z wykorzystaniem ekstraktora Soxhleta22.
      1. Umieścić gumę silikonową w ekstraktorze Soxhleta. Do kolby okrągłodennej dodać 250 ml PE/ACE (50/50, v/v) oraz 3 kamyczki wrzenia.
      2. Do gumy silikonowej nanieść 100 µl mieszaniny IS (c = 5 ng ml-1) za pomocą strzykawki szklanej. Do ekstraktora Soxhleta dodać 50 ml PE/ACE (50/50, v/v). Włączyć grzanie i prowadzić ekstrakcję w aparacie Soxhleta przez 19 hr, a następnie wyłączyć grzanie.
      3. Ekstrakty zagęścić za pomocą ewaporatora rotacyjnego, a następnie ostrożnie odparować strumieniem azotu do objętości 1 ml. Dokonać wymiany rozpuszczalnika na CH/ACE (90/10, v/v), dodając trzykrotnie 1 ml CH/ACE (90/10, v/v) podczas odparowywania strumieniem azotu do 1 ml.
    3. W przypadku analizy metodą chromatografii cieczowej sprzężonej z tandemową spektrometrią mas (LC-MS/MS), przeprowadzić ekstrakcję z wykorzystaniem ekstraktora Soxhleta22.
      1. Umieścić gumę silikonową w ekstraktorze Soxhleta. Do kolby okrągłodennej dodać 250 ml MeOH i 3 kamyczki wrzenia, a do ekstraktora Soxhleta 50 ml MeOH. Do gumy silikonowej nanieść 100 µl mieszaniny IS (c = 5 ng ml-1) za pomocą strzykawki szklanej.
      2. Włączyć grzanie i prowadzić ekstrakcję w aparacie Soxhleta przez 19 hr, a następnie wyłączyć grzanie. Ekstrakty zagęścić za pomocą ewaporatora rotacyjnego, a następnie ostrożnie odparować strumieniem azotu do objętości 1 ml. Dokonać wymiany rozpuszczalnika na ACN, dodając 1 ml ACN podczas odparowywania strumieniem azotu do 1 ml.
  2. POCIS-A i POCIS-B
    1. Ostrożnie otworzyć próbnik POCIS i za pomocą lejka przenieść sorbent wodą ultrapure do uprzednio oczyszczonego pustego polipropylenowego wkładu do ekstrakcji w fazie stałej (SPE) (6 ml) zawierającego dwa frity polietylenowe (PE). Osuszyć sorbent w próżni, aby usunąć wodę. Zważyć pusty i wypełniony wkład SPE w celu kontroli masy materiału sorbentu. Należy pamiętać, że do analiz GC-MS i LC-MS/MS stosuje się różne wkłady.
    2. Przed elucją do sorbentu nanieść 100 µl mieszaniny IS (c = 5 ng ml-1) za pomocą strzykawki szklanej. Eluować sorbenty POCIS-A i POCIS-B za pomocą 5 ml EA do analizy GC-MS22.
      1. Ekstrakty zagęścić do 1 ml poprzez ostrożne odparowanie strumieniem azotu. Dokonać wymiany rozpuszczalnika na CH/ACE (90/10, v/v), dodając trzykrotnie 1 ml CH/ACE (90/10, v/v) podczas odparowywania strumieniem azotu do 1 ml.
    3. Eluować wkłady POCIS-A i POCIS-B za pomocą 1,5 ml MeOH, a następnie 8 ml DCM/MeOH (80/20, v/v) do analizy LC-MS/MS22. Ekstrakty zagęścić do 1 ml poprzez ostrożne odparowanie strumieniem azotu. Dokonać wymiany rozpuszczalnika na ACN, dodając 1 ml ACN podczas odparowywania strumieniem azotu do 1 ml.
  3. Dysk SDB-RPS i C18
    1. Przenieść poszczególne dyski SDB-RPS i C18 do zlewki szklanej i osuszyć je w strumieniu azotu. Na dyski nanieść 100 µl mieszaniny IS (c = 5 ng ml-1) za pomocą strzykawki szklanej i poddać je sonikacji dwukrotnie w zlewce szklanej w temperaturze pokojowej: najpierw w 5 ml EA przez 10 min, a następnie w 3 ml EA przez 10 min.
    2. Przenieść oba ekstrakty do jednej probówki szklanej, zagęścić je do 2 ml poprzez ostrożne odparowanie strumieniem azotu i podzielić na dwie frakcje po 1 ml (odpowiednio do analizy GC-MS i LC-MS/MS).
    3. Ekstrakty zagęścić do 0,5 ml poprzez ostrożne odparowanie strumieniem azotu i dokonać wymiany rozpuszczalnika na CH/ACE (90/10, v/v) do analizy GC-MS22. Ekstrakty zagęścić do 0,5 ml poprzez ostrożne odparowanie strumieniem azotu i dokonać wymiany rozpuszczalnika na ACN do analizy LC-MS/MS22.

4. Próbki wody

  1. Do 20 ml próbki wody dodać 100 µl mieszaniny IS (c = 5 ng ml-1) za pomocą szklanej strzykawki, dodać 3 ml DCM, mieszać w wortexie przez 3 min, a następnie przelać do separatora faz w celu analizy GC-MS 22.
    1. Po rozdzieleniu obu faz przelać fazę DCM do szklanej probówki. Powtórzyć ekstrakcję, używając 3 ml DCM, a następnie przepłukać probówkę 2 ml DCM. Na koniec zagęścić ekstrakty do objętości 0,5 ml poprzez delikatne nadmuchiwanie azotem i wymienić rozpuszczalnik na CH/ACE (90/10, v/v).
  2. Próbki wody poddać analizie z zastosowaniem wtrysku dużej objętości, analogicznie do metody LC-MS/MS opisanej w innym opracowaniu 21.

5. Analiza instrumentalna

  1. Analiza GC-MS
    1. Przeprowadzić analizę instrumentalną ekstraktów CH/ACE przy użyciu systemów GC-MS odpowiednio w trybie jonizacji elektronowej (EI) oraz negatywnej jonizacji chemicznej (NCI)22.
    2. Dla metody GC-MS z użyciem EI, wstrzyknąć aliquoty 1 µl metodą bezpodziałową (splitless) na kolumnę HP-5MS UI (30 m, średnica wewnętrzna 0,25 mm, grubość warstwy 0,25 µm).
    3. Dla metody GC-MS z użyciem CI, wstrzyknąć aliquoty 3 µl na kolumnę HP-5MS UI (30 m, średnica wewnętrzna 0,25 mm, grubość warstwy 0,25 µm).
  2. Analiza HPLC-MS/MS
    1. Przeprowadzić analizę instrumentalną ekstraktów ACN przy użyciu HPLC-MS/MS sprzężonego ze źródłem jonizacji elektrorspray w trybie jonów negatywnych ((-)ESI) i dodatnich ((+)ESI)22.
    2. Dla (+)ESI, rozcieńczyć 100 µl ekstraktów ACN w 900 µl wody ultrapurej z pH dostrojonym do 5 za pomocą FA.
    3. Dla (-)ESI, rozcieńczyć 100 µl ekstraktów ACN w 900 µl roztworu 1% FA w wodzie ultrapurej.
    4. Dla (+)ESI, zastosować gradient binarny składający się z 2-propanolu/metanolu/10 mM formatu amonu (6/2/92, v/v/v) oraz MeOH przy szybkości przepływu 0,3 ml min-1.
    5. Dla (-)ESI, zastosować gradient binarny składający się z ACN/wody ultrapurej 0,1% HAc oraz ACN + 0,1% HAc przy szybkości przepływu 0,3 ml min-1.
    6. Wstrzyknąć wszystkie próbki, stosując dużą objętość iniekcji 500 µl przy użyciu dwóch kolumn SPE online (obie o wymiarach 20 x 2 mm id i wielkości cząstek 20-25 µm) oraz kolumny analitycznej (C18, 100 x 3 mm, 3,5 µm)21.

6. Teoria pobierania pasywnego

UWAGA: Profil poboru substancji chemicznej przez medium pasywnego próbnika (PSM) jest podzielony na trzy sekcje: liniową, krzywoliniową i stan równowagi (Rysunek 3).

Wykresy skumulowanej ilości i stężenia w zbiorniku z wodą w funkcji czasu ekspozycji; naukowa analiza danych.
Rycina 3. Krzywa poboru dla próbników pasywnych. A) i C) krzywa poboru dla skumulowanej ilości odpowiednio acetamiprydu i dimetoatu w próbnikach pasywnych (Nt) w ng absolutnych, oraz B) i D) stężenie acetamiprydu i dimetoatu w zbiorniku z wodą, odpowiednio w ng L-1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Oblicz równoważną objętość wody (Veq L) dla próbnika pasywnego, dzieląc ilość związków docelowych nagromadzonych w próbniku pasywnym po t dniach ekspozycji (N't, ng) przez stężenie w fazie wodnej uzyskane za pomocą poboru prób punktowych oraz aktywnego poboru zintegrowanego w czasie (cw, ng L-1).
    Wzór na równowagę statyczną, Veq=Nt/cw, równanie do analizy stężenia substancji chemicznych. (1)
  2. Wyznacz szybkość pobierania próbek (RS, L day-1) z liniowej fazy poboru profilu poboru, wyliczając nachylenie Veq w funkcji czasu ekspozycji.
  3. Oblicz KPW (L kg-1) dla poszczególnych pestycydów, korzystając z równania 2.
    Wzór na współczynnik podziału, \(K_{PW}=\frac{N^t}{c_w m_p}\), równanie równowagi chemicznej. (2)
    gdzie mp to masa sorbentu na próbnik (ng).
  4. W liniowej fazie poboru oblicz stężenie TWA analitycznego w wodzie wyznaczone przez próbnik pasywny (cTWA, ng L-1) za pomocą równania 3.
    Wzór na średnią ważoną w czasie (CTWA) do obliczania ekspozycji na stężenie w bezpieczeństwie chemicznym. (3)
    gdzie RS to szybkość pobierania próbek (L day-1), a t to czas ekspozycji (dni).
  5. W fazie krzywoliniowej oblicz cTWA korzystając z równania 4.
    Wzór na równowagę chemiczną ilustrujący zależność stężenie-czas w badaniu równowagi statycznej. (4)
  6. W fazie równowagi oblicz cTWA korzystając z równania 5.
    Wzór chemiczny, równanie analizy stężenia, schemat oceny bezpieczeństwa pracy. (5)

   

7. Statystyczna analiza danych

  1. Przetestuj brak rozkładu normalnego danych za pomocą testu Shapiro-Wilka23Zastosuj nieparametryczną korelację rang Spearmana w celu KPW i RS kontra właściwości fizykochemiczne badanych pestycydów (rho Spearmana w zakresie od -1 do 1)24.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Porównano pięć różnych technik pasywnego próbkowania w celu pobrania 124 pestycydów, w tym zarówno tych starszego typu, jak i obecnie stosowanych, obejmując gumę silikonową (Rycina 1) oraz POCIS A, POCIS B, SDB-RPS i dyski C18 (Rycina 2). Zoptymalizowano wydajność metody ekstrakcji oraz analizy instrumentalnej. Wyniki laboratoryjnych doświadczeń z pobieraniem mogą być wykorzystane do obliczenia wartości R'S oraz log K'

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W celu kontroli jakości, jako standardowej procedury, zbadano ślepe próby laboratoryjne, granice wykrywalności (LOD), odzysk i powtarzalność23. W ślepych próbkach wykryto kilka pestycydów o niskich stężeniach. LOD wyznaczono jako wartość najniższego punktu na krzywej kalibracyjnej, który spełnia kryteria stosunku sygnału do szumu wynoszącego 3. Średnie LOD wynosiły 8,0 pg bezwzględnie wstrzyknięte na kolumnę dla kauczuku silikonowego, 1,7 pg bezwzględne dla POCIS-A, 1,6 pg bezwzględne dla POCIS-B, 3,0 pg bezwz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Szwedzka EPA (Naturvårdsverket) (umowa 2208-13-001) i Centrum ds. Pestycydów Chemicznych (CKB) są wdzięczne za finansowanie tego projektu. Dziękujemy Märit Peterson, Henrikowi Jernstedtowi, Emmie Gurnell i Elin Paulsson z laboratorium OMK, SLU, za umiejętną pomoc w zakresie wsparcia analitycznego i dostarczania standardów pestycydów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
MetanolMerck Millipore1.06035.2500
AcetonitrylMerck Millipore1.00029.2500 
AcetonMerck Millipore1.00012.2500
2-propanolMerck Millipore1.00272.2500
DichlorometanMerck Millipore1.06054.2500
AmoniakMerck Millipore1.05428.1000Czystość 25%
Kwas mrówkowySigma-Aldrich94318-50ML-FCzystość ~98%
Etyl octan Sigma-Aldrich31063-2.5Ldo analizy pozostałości pestycydów
Eter naftowy Sigma-Aldrich34491-4X2.5Ldo analizy pozostałości pestycydów
Kwas octowy Sigma-Aldrich320099-500MLCzystość ≥ 99,7%
Cykloheksan Fisher ChemicalsC/8933/17do analizy pozostałości
Pusta polipropylenowa rurka SPE z frytami PE, 20 μ m Porowatość, objętość 6  mlSupelco57026
Empore SPE Dyski, C18, średnica 47  mmSupelco66883-UPróbnik pasywny
Empore SPE Dyski, SDB-RPS (Sulfonian Odwróconej Fazy), średnica 47  mmSupelco66886-U Próbnik pasywny
POCIS-A ESTPOCIS-HLBPróbnik pasywny
POCIS-BESTPOCIS-Pestycyd Próbnik pasywny
Membrany polieterosulfonowe (PES)ESTPES
Arkusz kauczuku silikonowegoAltec03-65-4516Próbnik pasywny
Agilent 5975CAgilent Technologies5975CGC-MS
HP-5MS UIJ& W ScientificHP-5MSKolumna analityczna do GC-MS
Agilent 6460Agilent Technologies6460HPLC-MS/MS
Strata C18– E, średnica wewnętrzna 20 x 2 mm i 20– 25 μ m wielkość cząstekPhenomenexStrata C18– E KolumnaSPE online do LC-MS/MS
Strata X, 20 x 2 mm id i 20– 25 μ m wielkość cząstekKolumna PhenomenexStrata XOnline SPE do LC-MS/MS
Zorbax Eclipse Plus C18Agilent TechnologiesZorbax Eclipse Plus C18Kolumna analityczna do LC-MS/MS
Separator faz izolutu, 25 mlBiotage120-1907-E
Nit zrywalny ze stali nierdzewnej, 3,2x10  mmEjot & Avdel951222

Bibliografia

  1. Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19 (6), 1557-1575 (2013).
  2. Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216 (3), 227-251 (1998).
  3. Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32 (2), 337-344 (2013).
  4. Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23 (7), 1640-1648 (2004).
  5. Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
  6. Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39 (4), 1173-1180 (2010).
  7. Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158 (5), 1809-1816 (2010).
  8. Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218 (51), 9162-9173 (2011).
  9. Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22 (11), 8044-8057 (2015).
  10. Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
  11. Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41 (3), 311-321 (2000).
  12. Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159 (4), 991-997 (2011).
  13. Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43 (14), 5383-5390 (2009).
  14. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC - Trend. Anal. Chem. 24 (10), 845-868 (2005).
  15. Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32 (8), 1718-1726 (2013).
  16. Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
  17. Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159 (3), 735-741 (2011).
  18. Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40 (12), 3893-3900 (2006).
  19. Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31 (12), 2724-2738 (2012).
  20. Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. an, Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49 (11), 6791-6799 (2015).
  21. Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93 (6), 1732-1747 (2010).
  22. Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
  23. Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2 (3), 117-119 (1992).
  24. Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman's rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2 (4), 359-362 (2001).
  25. Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC - Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
  26. Water Quality - Sampling - Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. , (2011).
  27. Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using "pharmaceutical" POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Monitorowanie pestycyd wanaliza wodyszybko ci pr bkowaniawsp czynniki podzia uguma silikonowapr bnik POCISdysk SDB RPSdysk C18ekstrakcja do fazy sta ej
Charakterystyka i zastosowanie próbników pasywnych do monitorowania pestycydów w wodzie
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.