Artykuł metodologiczny

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego

DOI:

10.3791/54065

⸱

14 lipca 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, School of Medicine, Johns Hopkins University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł opisuje procedurę wywoływania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe u myszy. Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym służy do modelowania ludzkich patologii charakteryzujących się upośledzonym dostarczaniem tlenu i składników odżywczych do siatkówki, umożliwiając naukowcom zbadanie potencjalnych mechanizmów komórkowych i metod leczenia chorób układu nerwowo-naczyniowego siatkówki u ludzi.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reperfuzja niedokrwienno-reperfuzyjna siatkówki (I/R) jest procesem patofizjologicznym przyczyniającym się do uszkodzenia komórek w wielu chorobach oczu, w tym jaskrze, retinopatii cukrzycowej i niedrożności naczyń siatkówki. Modele uszkodzeń I/R u gryzoni dostarczają istotnych informacji na temat mechanizmów i strategii leczenia urazów I/R u ludzi, zwłaszcza w odniesieniu do uszkodzeń neurodegeneracyjnych w jednostce nerwowo-naczyniowej siatkówki. Przedstawiono tutaj protokół indukowania uszkodzenia I/R siatkówki u myszy poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego (IOP). W tym protokole przednia komora oka jest kaniulowana igłą, przez którą przepływa kroplówka z podwyższonego zbiornika soli fizjologicznej. Używając tej kroplówki do podniesienia ciśnienia wewnątrzgałkowego powyżej skurczowego ciśnienia tętniczego krwi, lekarz tymczasowo zatrzymuje wewnętrzny przepływ krwi w siatkówce (niedokrwienie). Kiedy krążenie zostaje przywrócone (reperfuzja) przez usunięcie kaniuli, dochodzi do poważnego uszkodzenia komórek, co ostatecznie prowadzi do neurodegeneracji siatkówki. Ostatnie badania wykazują stan zapalny, przepuszczalność naczyń krwionośnych i zwyrodnienie naczyń włosowatych jako dodatkowe elementy tego modelu. W porównaniu z alternatywnymi metodologiami I/R siatkówki, takimi jak podwiązanie tętnic siatkówki, uszkodzenie I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe oferuje korzyści w zakresie specyficzności anatomicznej, wykonalności eksperymentalnej i dostępności technicznej, prezentując się jako cenne narzędzie do badania patogenezy neuronów i terapii w jednostce nerwowo-naczyniowej siatkówki.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedokrwienie siatkówki z reperfuzją (I/R) charakteryzuje wiele ludzkich patologii siatkówki, w tym jaskrę, retinopatię cukrzycową i niedrożność naczyń siatkówki1. W I/R siatkówki zmniejszony przepływ krwi (niedokrwienie) w unaczynieniu siatkówki powoduje stan nadwrażliwości siatkówki na tlen i inne składniki odżywcze, przyspieszając poważne uszkodzenia oksydacyjne i zapalne, gdy krążenie zostaje następnie przywrócone (reperfuzja)2. Siatkówka nerwowa wydaje się szczególnie podatna na te zmiany, przy czym neurodegeneracja siatkówki jest prawdopodobnie najbardziej istotną cechą uszkodzeń wywołanych przez I/R. Przedstawiono protokół modelowania uszkodzenia I/R siatkówki u myszy. Technika ta umożliwia naukowcom zbadanie potencjalnych mechanizmów i strategii leczenia chorób układu nerwowo-naczyniowego siatkówki.

Zapoczątkowany w 1952 roku przez chirurgów starających się zrozumieć neurodegeneracyjne konsekwencje niedokrwistości chirurgicznej3, I/R siatkówki gryzoni przy podwyższonym ciśnieniu wewnątrzgałkowym (IOP) został przywrócony w 1991 roku w celu standaryzacji neurodegeneracyjnych punktów końcowych po chorobie niedokrwiennej4. Wykorzystując kroplówkę zbiornika soli fizjologicznej do podniesienia ciśnienia wewnątrzgałkowego powyżej skurczowego ciśnienia krwi, badania te wykazały, że kaniulacja oka pod ciśnieniem była wystarczająca, aby zawiesić krążenie siatkówki, a tym samym zainicjować zwyrodnienie neuronów. Nowsze wysiłki wykorzystujące I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe zaczęły opracowywać mechanizmy leżące u podstaw neurodegeneracji siatkówki indukowanej przez I/R 5-12. Wiele grup zgłosiło dodatkowe zmiany patologiczne, w tym stan zapalny13,14, przepuszczalność naczyń krwionośnych15,16 i zwyrodnienie naczyń włosowatych14,17. Podsumowując, badania te ustaliły uszkodzenie I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe jako model choroby nerwowo-naczyniowej siatkówki w bardziej ogólnym ujęciu.

Scharakteryzowanie mechanizmów uszkodzenia I/R jest niezbędne do badania chorób naczyniowych. Uszkodzenie I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe jest jednym z wielu modeli uszkodzeń wywołanych niedotlenieniem, w tym urazów I/R w płucach18, sercu19, mózgu20, wątrobie21, nerkach22 i jelicie23. Modele te odegrały kluczową rolę w pogłębieniu naszej wiedzy na temat chorób naczyniowych i ich klinicznych środków zaradczych. Rozszerzając badania procesów I/R na tkanki oka, uszkodzenie I/R siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym pomaga nakreślić bardziej kompleksowy obraz tych powiązanych schorzeń.

Ściśle odpowiadając klinicznym stanom neurodegeneracyjnym siatkówki, uszkodzenie I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe stanowi cenne narzędzie dla badaczy zainteresowanych badaniem patogenezy niedokrwiennej. Opisany w niniejszym dokumencie protokół jest ukierunkowany, wykonalny i dostępny. Uzupełniają go punkty końcowe w zwyrodnieniu neuronów, takie jak kwantyfikacja neuronów siatkówki, pomiar grubości siatkówki i elektrofizjologiczny zapis funkcji neuronów siatkówki. Model ten dowiódł swojej użyteczności w rozwoju badań nerwowo-naczyniowych i jest obiecujący, zdobywając status podstawowego protokołu w badaniach nad medycyną wizualną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oświadczenie etyczne: Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi określonymi przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Johnsa Hopkinsa.

Uwaga: Myszy używane podczas filmowania to myszy C57BL/6 z Jackson, chociaż inne szczepy lub gatunki gryzoni mogą być również używane. W przypadku stosowania innych szczepów lub gatunków należy pamiętać, że dawki znieczulenia i czas urazu mogą się różnić. Ważne jest, aby dostosować warunki I/R do szczepów, gatunków i zmian eksperymentalnych.

1. Przygotuj koktajl anestezjologiczny

  1. Połącz 1,25 ml ketaminy, 0,625 ml ksylazyny, 0,375 ml acepromazyny i 22,75 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami w probówce wirówkowej o pojemności 50 ml.
    UWAGA: Przez pozostałą część manuskryptu roztwór ten będzie określany jako koktajl.
  2. Przefiltruj koktajl do nowej sterylnej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml i filtra 0,20 μm. Oznacz i datuj tę nową tubę.
  3. Całkowicie owiń rurkę koktajlową folią aluminiową, aby zapobiec degradacji środka znieczulającego wywołanej światłem.
    UWAGA: Koktajl może być przechowywany w temperaturze pokojowej i ponownie używany do daty ważności jego najwcześniejszego składnika, który wygasa.

2. Przygotuj wzmacniacz znieczulenia

  1. W probówce wirówkowej o pojemności 50 ml wymieszaj 4 ml ketaminy i 16 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami.
    UWAGA: To rozwiązanie będzie odtąd określane jako wzmacniacz.
  2. Przefiltrować wzmacniacz do nowej sterylnej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml i filtra 0,20 μm. Oznacz i opatrz datą tę nową tubę.
    UWAGA: Wzmacniacz może być przechowywany w temperaturze pokojowej i ponownie używany do daty ważności jego najwcześniejszego składnika, który wygasa
    3. .

3. Przygotuj salę operacyjną

  1. Ustaw temperaturę w pomieszczeniu w zakresie od 18 °C do 21 °C.
  2. Włącz stół operacyjny i dostosuj jego ciepło powierzchniowe do najwyższej temperatury.
  3. Przykryj wszystkie powierzchnie robocze podkładkami chirurgicznymi.
  4. Ułóż pustą klatkę lub inny pojemnik na stole operacyjnym, aby się ogrzał.
  5. Na blacie ułóż wagę i kolczyk do uszu.

4. Przygotuj zbilansowany roztwór soli z heparyną sodową

  1. Dodać 0,5 ml heparyny sodowej do 500 ml butelki dożylnej ze zrównoważonym roztworem soli (HBSS).
  2. Włóż ostry koniec wstępnie przekłutej rurki w kształcie litery Y do butelki z 0,1% heparyną sodową.

5. Ustaw stojak na kroplówki

  1. Zawieś butelkę z 0,1% heparyną sodową na przedłużeniu bieguna dożylnego i otwórz nasadkę filtra powietrza na głównym, wstępnie przebitym wężyku w kształcie litery Y.
  2. Podnieś butelkę z 0,1% heparyną sodową na wysokość 163 cm (120 mm Hg). Zmierz wysokość od blatu do szczytu kroplówki z heparyną sodową.
  3. Usuń wszelkie pęcherzyki powietrza z rurki dożylnej, ręcznie przesuwając wstępnie przebitą rurkę w kształcie litery Y z zestawu głównego.

6. Zainstaluj kroplówkę z heparyną sodową

  1. Podłącz główny zestaw wstępnie przebitych przewodów w kształcie litery Y do kolektora pięciozaworowego.
  2. Podłącz igły 1/2 cala o rozmiarze 30 do kolektora pięcioportowego za pomocą złączek rurkowych Luer męskich do męskich Luer.
  3. Włóż każdą z igieł o rozmiarze 30 i średnicy 1/2 cala do własnego 10-calowego segmentu rurki o rozmiarze 30.
  4. Za pomocą hemostatów oderwij końcówki igieł od nowych igieł o rozmiarze 30 i średnicy 1/2 cala i włóż ich końce do rurki o rozmiarze 30. W kroku 8.3 konieczna będzie sterylność lub dezynfekcja końcówek igieł.
  5. Za pomocą taśmy ułóż rurki o rozmiarze 30 z igłami w taki sposób, aby rurki połączone z portami wewnętrznymi były umieszczone na rurkach podłączonych do portów zewnętrznych. Taki układ zapobiegnie plątaniu się rurki podczas kaniulacji komory przedniej.
  6. Włącz przepływ 0,1% heparyny sodowej do pięciozaworowego kolektora i do każdego pojedynczego portu.
    1. Upewnij się, że 0,1% heparyny sodowej płynie silnie do każdego portu. Jeśli port przepływa słabo, wymień go lub wyczyść powietrzem ze sterylnej strzykawki.
    2. Pozwól 0,1% heparynie sodowej płynąć przez 2-3 minuty, aby usunąć pęcherzyki powietrza z rurek o rozmiarze 30 i 5-zaworowego kolektora.
  7. Wyłącz wszystkie porty w 5-zaworowej kolektorze zaworowym.

7. Przygotuj myszy do operacji

  1. Przyprowadź myszy na salę operacyjną. Do każdej klatki należy dostarczyć butelki z wodą, aby zapobiec odwodnieniu zwierzęcia podczas operacji.
  2. Zapisz wagę każdej myszy.
  3. Każdej myszy wstrzyknąć dootrzewnowo 0,02 ml koktajlu na gram masy ciała.
  4. Oznacz i zapisz numer każdej myszy.
  5. Umieść wszystkie myszy w pustym pojemniku na stole operacyjnym. Odczekaj 5-10 minut, aby wszystkie myszy osiągnęły głębokie znieczulenie, potwierdzone brakiem reakcji wycofania pedału na uszczypnięcie palca.
  6. Dla każdej myszy należy podać jedną kroplę tropikamidu do każdego oka w celu rozszerzenia źrenicy i krótkotrwałego nawilżenia.
  7. Dla każdej myszy podaj jedną kroplę proparakainy do każdego oka w celu znieczulenia miejscowego i krótkotrwałego nawilżenia.
  8. Ułóż myszy w kolejności znieczulenia tak, aby pierwsza mysz, która zostanie znieczulona, była pierwszą myszą, która zostanie kaniulowana.
  9. Odczekaj około 2 minut, aż krople do oczu zaczną działać.
  10. Przygotuj proste 4-calowe kawałki taśmy, mocno pociągając za taśmę. Odłóż na bok jeden kawałek taśmy na każdą mysz.
    UWAGA: Niemocne pociągnięcie za taśmę spowoduje zwijanie się taśmy.

8. Kanetonacja komory przedniej

  1. Umieść pierwszą mysz pod mikroskopem chirurgicznym i skoncentruj mikroskop na preferowanej rogówce.
    UWAGA: Kaniulację można wykonać na dowolnym oku. Chirurdzy praworęczni dominujący mogą mieć najłatwiej kaniulację lewego oka, podczas gdy chirurdzy leworęczni dominujący mogą preferować prawe.
  2. Włącz pierwszy port sodowy 0,1% heparyny na pięciozaworowym kolektorze.
  3. Pod mikroskopem chirurgicznym użyj kleszczy, aby delikatnie podeprzeć oko. Włóż igłę kaniuli o rozmiarze 30 do przedniej komory mniej więcej w połowie odległości między włóknami zonuli a wierzchołkiem rogówki.
    1. Uważaj, aby nie zarysować ani nie przebić tęczówki, soczewki lub wewnętrznej powierzchni rogówki.
    2. Unikaj penetracji rogówki po raz drugi.
    3. Wykonując delikatny ruch skręcający, aby przezwyciężyć tarcie między kaniulą a rogówką, włóż kaniulę głęboko do przedniej komory.
  4. Użyj paska taśmy, aby przymocować rurkę o rozmiarze 30 do stołu. Aby zminimalizować ruch włożonej kaniuli, dociśnij rurkę o rozmiarze 30 do blatu, sięgając po taśmę.
  5. Zapisz godzinę rozpoczęcia zabiegu.
  6. Za pomocą mikroskopu sprawdź, czy nie ma widocznych wycieków. Jeśli występuje wyciek, ruch płynu będzie widoczny w pobliżu oka.
  7. Wizualnie potwierdź rozdęcie oka, obserwując, że oko I/R jest większe niż oko przeciwległe. Łącznie brak przecieku i obecność rozdęcia gałki ocznej wskazują na pomyślne podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego.
  8. Nałóż hypromelozę na oba oczy. Hypromeloza służy do smarowania rogówki i uszczelniania mikrowycieków. W razie potrzeby ponownie nałóż hypromelozę (mniej więcej co 30 minut), aby uzyskać trwałe smarowanie.
  9. Powtarzaj krok 8, aż wszystkie zwierzęta zostaną kaniulowane.

9. Monitor anestezjologii

  1. Użyj szczypania palców u stóp, wizualnej obserwacji wąsów lub wizualnej obserwacji ogona, aby sprawdzić, czy każda mysz pozostaje znieczulona. Jeśli mysz zademonstruje reakcję wycofania pedału, drganie wąsów lub ruch ogona, przejdź natychmiast do kroku 9.2.
  2. Jeśli mysz zacznie się budzić podczas operacji, podnieś ogon, aby wstrzyknąć 0,05 ml dawki przypominającej dootrzewnowo w dolną część brzucha zza myszy. Odczekaj 1-2 minuty, aż wzmacniacz zacznie działać.
  3. Jeśli mysz wymaga dodatkowej sedacji, w razie potrzeby powtórz krok 9.

10. Usuń kaniulę z przedniej komory

  1. Dla każdego zwierzęcia, po upływie 90 minut, delikatnie wyciągnij kaniulę z przedniej komory.
  2. Odklej mysz od stołu chirurgicznego, uważając, aby nie naruszyć rurki kaniuli sąsiednich zwierząt.
  3. Nasmaruj oba oczy galaretką smarującą.
  4. Po usunięciu kolejnych kaniul ułóż myszy w pustym pojemniku na stole operacyjnym, aby doszły do siebie po operacji. Nie wyłączaj ogrzewania stołu chirurgicznego.
  5. Odczekaj co najmniej 2-3 godziny na rekonwalescencję na podgrzewanym stole operacyjnym. Często obserwuj myszy, aż w pełni wyzdrowieją ze znieczulenia.

11. Wyczyść sprzęt

  1. Zdezynfekuj kaniule za pomocą chusteczek nasączonych alkoholem.
    UWAGA: Można zastąpić inne metody dezynfekcji lub sterylizacji, takie jak autoklawowanie.
  2. Usunąć 0,1% heparyny sodowej z kolektora 5-zaworowego, igieł 30G, rurki 30Gauge i kaniul za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml wypełnionej powietrzem.
  3. Przepłucz 5-zaworowy kolektor, igły 30G, rurkę 30Gauge i kaniule za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml wypełnionej wodą destylowaną.
  4. Wylej wodę destylowaną z 5-portowego kolektora, igieł o rozmiarze 30, rurki o rozmiarze 30 i kaniul za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml wypełnionej powietrzem.
  5. Po zdezynfekowaniu kaniul i wypłukaniu aparatu do rurek, przechowuj ten sprzęt do ponownego użycia.
  6. Przechowuj, wyrzuć lub wyłącz cały inny sprzęt. Pozostaw włączone ciepło stołu chirurgicznego.

12. Wróć wszystkie myszy do ich domowych klatek.

  1. Po obudzeniu myszy po operacji (po 2-3 godzinach) każde zwierzę powinno wrócić do swojej domowej klatki. Zapewnij karmę w żelu dla każdej klatki. Zwróć wszystkie klatki do wyznaczonych pomieszczeń.
  2. Wyłącz ogrzewanie stołu chirurgicznego. Wyrzuć wszystkie odpady i wytrzyj salę operacyjną.

13. Wykonaj ocenę siatkówki

  1. W razie potrzeby zbierz siatkówki do analizy histologicznej lub myszy przystosowane do ciemności do zapisu elektroretinogramu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neurodegeneracyjne skutki I/R siatkówki przez podwyższone IOP są zwykle oceniane przy użyciu dwóch standardowych podejść. Znakowanie immunologiczne NeuN jąder neuronalnych ujawniło znaczną utratę komórek neuronalnych w wyniku uszkodzenia I / R (ryc. 1). Krótko mówiąc, oczy wyłuszczone 7 dni po I/R zostały utrwalone paraformaldehydem, oznaczone markerem komórek neuronalnych NeuN i zamontowane w całości. Obrazy uchwycono za pomocą mikroskopii konfokalnej, a komórki znakowan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uszkodzenie I/R siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym udowodniło swoją przydatność w modelowaniu uszkodzeń i dysfunkcji komórek, w szczególności neurodegeneracji, w jednostce nerwowo-naczyniowej siatkówki gryzoni. Procedura ta zapewnia solidną tkankę kontrolną i jest łatwo dostępna pod względem zaawansowania technicznego. W tym i innych modelach urazów I/R zauważono, że zwiększenie ciśnienia i czasu trwania niedokrwienia możezwiększyć nasilenie urazu. Z tego powodu niektórzy praktycy z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty badawcze z National Institutes of Health (EY022383 i EY022683; EJD) oraz Core grant (P30EY001765), Imaging and Microscopy Core Module.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Heparyna sodowa do wstrzykiwań, USPAbraxis Produkty1,000 USP / ml
BSS Sterylny roztwór do irygacjiAlcon Laboratories, Inc.9007754-0212
Cyfrowa waga kieszonkowa SC-2 kgAmerican Weigh Scales, Inc.SC-2 kg
Tropicamide Roztwór okulistyczny USP 1%Bausch + Lomb1% (10 mg / ml)
Chlorowodorek proparakainy Roztwór okulistyczny USP, 0,5%Bausch + Lomb0,5% (5 mg / ml)
INTRAMEDIC Rurki polietylenoweBecton Dickinson and Company427400Średnica wewnętrzna: 427400
30 G 1/2 Igły PrecisionGlideBenton Dickinson and Company
BC Strzykawka 1 ml TB, wąska końcówka z śródskórną igłą do ukosu, 26 G x 3/8Benton Dickinson and Company309625
BD 60 ml Strzykawka Luer-Lok KońcówkaBenton Dickinson and Company309653
Mikroskop Zeiss OPMI Visu 200/S8Carl Zeiss AG000000-1179-101
Sterylny filtr strzykawkowyCorning Inc.CLS4312240,20 &mikro; m
Podkłady DurasorbCovidien103823 x 24 cale
Preparat alkoholowyCovidien68182 warstwy, średni
Kleszcze studenckie Dumont #5 Narzędziado nauki pięknej91150-20
Hartman HemostatsFine Science Tools13002-10
Zestaw podstawowy, Macrobore, wstępnie przebite Y-Site, 80 caliHospira12672-28
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami pH 7,4 (1x)Invitrogen10010-049500 ml
Woda destylowanaInvitrogen15230-204500 ml
C57BL/6J MyszyJackson Laboratory664
AnaSed Wstrzyknięcie: sterylny roztwór ksylazynyLLOYD, Inc.20 mg / ml
Galaretka smarująca, rozpuszczalna w wodzie bakteriostatycznaMediChoice3-gramowy pakiet
NAMIC angiograficzny kolektor monitorowania ciśnieniaNavilyst Medical, Inc.700393555-zaworowy kolektor z siedmioma portami żeńskimi
Goniosoft, Hypromeloza 2,5% Okulistyczny roztwór łagodzący: HydroksypropylometylocelulozaOCuSOFT, Inc.2,5% (25 mg / ml)
Ketaset CIII: Chlorowodorek ketaminyPfizer, Inc.100 mg/ml
Trans-Pal I.V. Podstawa Produkty Pryor372Wyposażony w domowej konstrukcję 60-centymetrowego przedłużenia ze stali nierdzewnej
Acepromazyna: Wstrzyknięcie maleinianu acepromazyny, USPVet One10 mg / ml
Stół chirurgiczny V-Top / regulowany hydraulicznyVSSI100-4041-21
Łącznik rurki Luer Męski na Luer MęskiWarner Instruments64-1579
farmaceutyczne o pojemności 500 ml 305106

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Osborne, N. N., et al. Retinal ischemia: mechanisms of damage and potential therapeutic strategies. Prog Retin Eye Res. 23 (1), 91-147 (2004).
  2. Bonne, C., Muller, A., Villain, M. Free radicals in retinal ischemia. Gen Pharmacol. 30 (3), 275-280 (1998).
  3. Smith, G. G., Baird, C. D. Survival time of retinal cells when deprived of their blood supply by increased intraocular pressure. Am J Ophthalmol. 35 (5:2), 133-136 (1952).
  4. Buchi, E. R., Suivaizdis, I., Fu, J. Pressure-induced retinal ischemia in rats: an experimental model for quantitative study. Ophthalmologica. 203 (3), 138-147 (1991).
  5. Block, F., Schwarz, M. The b-wave of the electroretinogram as an index of retinal ischemia. Gen Pharmacol. 30 (3), 281-287 (1998).
  6. Katai, N., Yoshimura, N. Apoptotic retinal neuronal death by ischemia-reperfusion is executed by two distinct caspase family proteases. Invest Ophthalmol Vis Sci. 40 (11), 2697-2705 (1999).
  7. Toriu, N., et al. Lomerizine, a Ca2+ channel blocker, reduces glutamate-induced neurotoxicity and ischemia/reperfusion damage in rat retina. Exp Eye Res. 70 (4), 475-484 (2000).
  8. Kawai, S. I., et al. Modeling of risk factors for the degeneration of retinal ganglion cells after ischemia/reperfusion in rats: effects of age, caloric restriction, diabetes, pigmentation, and glaucoma. FASEB J. 15 (7), 1285-1287 (2001).
  9. Chidlow, G., Schmidt, K. G., Wood, J. P., Melena, J., Osborne, N. N. Alpha-lipoic acid protects the retina against ischemia-reperfusion. Neuropharmacology. 43 (6), 1015-1025 (2002).
  10. Fei, F., et al. Upregulation of Homer1a Promoted Retinal Ganglion Cell Survival After Retinal Ischemia and Reperfusion via Interacting with Erk Pathway. Cell Mol Neurobiol. , (2015).
  11. Xu, Z., et al. Neuroprotective role of Nrf2 for retinal ganglion cells in ischemia-reperfusion. J Neurochem. 133 (2), 233-241 (2015).
  12. Kim, B. J., Braun, T. A., Wordinger, R. J., Clark, A. F. Progressive morphological changes and impaired retinal function associated with temporal regulation of gene expression after retinal ischemia/reperfusion injury in mice. Mol Neurodegener. 8 (21), (2013).
  13. Portillo, J. A., et al. CD40 mediates retinal inflammation and neurovascular degeneration. J Immunol. 181 (12), 8719-8726 (2008).
  14. Wei, Y., et al. Nrf2 has a protective role against neuronal and capillary degeneration in retinal ischemia-reperfusion injury. Free Radic Biol Med. 51 (1), 216-224 (2011).
  15. Abcouwer, S. F., et al. Effects of ischemic preconditioning and bevacizumab on apoptosis and vascular permeability following retinal ischemia-reperfusion injury. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (11), 5920-5933 (2010).
  16. Abcouwer, S. F., et al. Minocycline prevents retinal inflammation and vascular permeability following ischemia-reperfusion injury. J Neuroinflammation. 10 (149), (2013).
  17. Zheng, L., Gong, B., Hatala, D. A., Kern, T. S. Retinal ischemia and reperfusion causes capillary degeneration: similarities to diabetes. Invest Ophthalmol Vis Sci. 48 (1), 361-367 (2007).
  18. Weyker, P. D., Webb, C. A., Kiamanesh, D., Flynn, B. C. Lung ischemia reperfusion injury: a bench-to-bedside review. Semin Cardiothorac Vasc Anesth. 17 (1), 28-43 (2013).
  19. Raedschelders, K., Ansley, D. M., Chen, D. D. The cellular and molecular origin of reactive oxygen species generation during myocardial ischemia and reperfusion. Pharmacol Ther. 133 (2), 230-255 (2012).
  20. Di, Y., et al. MicroRNAs expression and function in cerebral ischemia reperfusion injury. J Mol Neurosci. 53 (2), 242-250 (2014).
  21. Saidi, R. F., Kenari, S. K. Liver ischemia/reperfusion injury: an overview. J Invest Surg. 27 (6), 366-379 (2014).
  22. Malek, M., Nematbakhsh, M. Renal ischemia/reperfusion injury; from pathophysiology to treatment. J Renal Inj Prev. 4 (2), 20-27 (2015).
  23. Mallick, I. H., Yang, W., Winslet, M. C., Seifalian, A. M. Ischemia-reperfusion injury of the intestine and protective strategies against injury. Dig Dis Sci. 49 (9), 1359-1377 (2004).
  24. Hesketh, E. E., et al. Renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration. J Vis Exp. (88), (2014).
  25. Stefansson, E., Wilson, C. A., Schoen, T., Kuwabara, T. Experimental ischemia induces cell mitosis in the adult rat retina. Invest Ophthalmol Vis Sci. 29 (7), 1050-1055 (1988).
  26. Honjo, M., et al. Statin inhibits leukocyte-endothelial interaction and prevents neuronal death induced by ischemia-reperfusion injury in the rat retina. Arch Ophthalmol. 120 (12), 1707-1713 (2002).
  27. Otori, Y., et al. Expression of c-fos and c-jun mRNA following transient retinal ischemia: an approach using ligation of the retinal central artery in the rat. Surv Ophthalmol. 42, Suppl 1 96-104 (1997).
  28. Liu, J., et al. Epac2-deficiency leads to more severe retinal swelling, glial reactivity and oxidative stress in transient middle cerebral artery occlusion induced ischemic retinopathy. Sci China Life Sci. 58 (6), 521-530 (2015).
  29. Zhang, Y., Zhang, Z., Yan, H. Simvastatin inhibits ischemia/reperfusion injury-induced apoptosis of retinal cells via downregulation of the tumor necrosis factor-alpha/nuclear factor-kappaB pathway. Int J Mol Med. , (2015).
  30. Li, B., Pang, I. H., Barnes, G., McLaughlin, M., Holt, W. A new method and device to induce transient retinal ischemia in the rat. Curr Eye Res. 24 (6), 458-464 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

podwy szenie ci nienia wewn trzga kowegokaniulacja przedniej komoryperfuzja heparyn sodowpomiar rozszerzenia ga ki ocznejimmunoznakowanie NeuNocena w elektroretinografiiobrazowanie konfokalneneuronaczyniowa jednostka siatk wkimocowanie kaniuli chirurgicznej

Powiązane artykuły