Artykuł metodologiczny

Czyste pobieranie próbek i analiza wód rzecznych i ujść rzek do badań metali śladowych

DOI:

10.3791/54073

⸱

1 lipca 2016

 ,  , 
1Department of Oceanography, National Sun Yat-sen University, 2Institute of Oceanography, National Taiwan University, 3Taiwan Ocean Research Institute, National Research Laboratories, 4Department of Oceanography and Marine Sciences, Texas A&M University at Galveston

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wymagana jest szczególna ostrożność przy użyciu "czystych technik" do prawidłowego pobierania i przetwarzania próbek wody do badań metali śladowych w środowisku wodnym. Przedstawiono protokół pobierania próbek, przetwarzania i procedur analitycznych w celu uzyskania wiarygodnych danych i wyników z monitoringu środowiskowego o wysokiej czułości dla szczegółowych badań metali śladowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Większość stężeń metali śladowych w otaczających wodach uzyskanych kilka dekad temu została uznana za niewiarygodną z powodu braku kontroli zanieczyszczeń. Rozwój niektórych technik mających na celu zmniejszenie zanieczyszczenia metalami śladowymi w ciągu ostatnich kilku dekad spowodował, że zgłaszane stężenia są obecnie o rzędy wielkości niższe niż w przeszłości. Te niskie stężenia często wymagają wstępnego zagęszczenia próbek wody przed analizą instrumentalną próbek. Ponieważ zanieczyszczenie może pojawić się na wszystkich etapach analizy metali śladowych, w tym podczas pobierania próbek (i podczas przygotowywania pojemników do pobierania próbek), przechowywania i obchodzenia się z nimi, obróbki wstępnej i analizy instrumentalnej, należy zachować szczególną ostrożność w celu zmniejszenia poziomów zanieczyszczenia na wszystkich etapach. Wysiłek włożony w opracowanie i wykorzystanie "czystych technik" w badaniach nad metalami śladowymi pozwala naukowcom na bardziej szczegółowe badanie rozmieszczenia metali śladowych oraz zachowań chemicznych i biologicznych. Postęp ten zapewnia również wymaganą dokładność i precyzję danych dotyczących metali śladowych, co pozwala na powiązanie warunków środowiskowych ze stężeniami metali śladowych w środowisku wodnym.

Ten protokół, który jest tutaj przedstawiony, szczegółowo opisuje potrzebne materiały do przygotowania próbki, pobierania próbek, wstępnej obróbki próbki, w tym wstępnego zatężania, oraz analizy instrumentalnej. Poprzez zmniejszenie zanieczyszczenia we wszystkich wyżej wymienionych fazach analizy metali śladowych można osiągnąć znacznie niższe granice wykrywalności, a tym samym dokładność. Skuteczność "czystych technik" wykazano ponadto przy użyciu niskiej liczby ślepych prób polowych i dobrego odzysku dla standardowego materiału referencyjnego. Jakość danych, którą można uzyskać, umożliwia w ten sposób ocenę rozkładu metali śladowych i ich zależności od parametrów środowiskowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Powszechnie uznano, że niektóre wyniki badań metali śladowych uzyskane dla wód naturalnych mogą być niedokładne z powodu artefaktów wynikających z nieodpowiednich technik stosowanych podczas pobierania próbek, obróbki i oznaczania1,2. Rzeczywiste stężenia rozpuszczonych metali śladowych (w zakresie od sub-nM do nM w wodach powierzchniowych 3) są obecnie do dwóch rzędów wielkości niższe niż poprzednio publikowane wartości. Taką samą sytuację stwierdzono w chemii morskiej, gdzie dopuszczalne stężenia rozpuszczonych metali śladowych w wodach oceanicznych zmniejszyły się o rzędy wielkości w ciągu ostatnich 40 lat, ponieważ wprowadzono ulepszone metody pobierania próbek i analizy. Podjęto wysiłki w celu poprawy jakości danych poprzez opracowanie "czystych technik" mających na celu zmniejszenie lub wyeliminowanie zanieczyszczenia metalami śladowymi we wszystkich fazach analizy metali śladowych 4-8. Do oznaczania stężeń metali śladowych na poziomach otoczenia często wymagane jest wstępne zatężenie. Techniki wymiany jonowej 8-12 są powszechnie stosowane w celu skutecznego zatężania wstępnego.

Zanieczyszczenie może powstać z powierzchni pojemników, czyszczenia pojemników, próbnika, obsługi i przechowywania próbek oraz konserwacji i analizy próbek 7,13. Wszystkie badania przeprowadzone w ostatnim czasie z użyciem czystych metod wskazują, że stężenia metali śladowych w wodach naturalnych są zazwyczaj znacznie poniżej granic wykrywalności metod rutynowych 7. Od czasu rozpoznania podejrzanych danych dotyczących metali śladowych na początku lat dziewięćdziesiątych XX wieku, czyste metody zostały włączone do wytycznych US EPA (Environmental Protection Agency) dotyczących oznaczania metali śladowych 14 , a Amerykańska Służba Geologiczna przyjęła czyste metody dla swoich projektów monitorowania jakości wody 15. We wszystkich projektach należy stosować czyste metody badań nad metalami śladowymi w celu stworzenia solidnej i dokładnej bazy danych.

Zasadniczo, próbki wody używane do oznaczania metali śladowych powinny być pobierane za pomocą odpowiednich narzędzi do pobierania próbek określonego materiału i składu, przechowywane i odpowiednio uzdatniane przy użyciu odpowiednich pojemników i aparatury, przed przystąpieniem do analizy instrumentalnej. Ponieważ zawieszone cząstki stałe (SPM) mogą ulegać zmianom w okresie przechowywania próbki i zmieniać skład wody, szybkie oddzielanie SPM od próbek wody jest powszechną praktyką w badaniach metali śladowych w środowisku wodnym. Do oznaczania stężeń rozpuszczonych metali śladowych w wodach naturalnych konieczna jest filtracja, a techniki filtracji liniowej są odpowiednie i skuteczne.

Na rozmieszczenie i zachowanie metali śladowych w środowiskach wodnych, takich jak wody powierzchniowe i gruntowe, mogą wpływać czynniki naturalne (np. wietrzenie) i antropogeniczne (np. ścieki), a także inne warunki środowiskowe, takie jak geologia regionalna, morfologia, użytkowanie gruntów i roślinność oraz klimat 16-19. Może to prowadzić do różnic w parametrach fizykochemicznych, takich jak stężenia pyłu zawieszonego (SPM), rozpuszczonego węgla organicznego (DOC), ligandów antropogenicznych (np. kwasu etylenodiaminotetraoctowego, EDTA), soli, potencjału redoks i pH 17-20. W związku z tym dokładne i odpowiednie badania metali śladowych wymagają odpowiedniego pobrania próbek do analizy metali śladowych, a także do określenia powiązanych czynników i parametrów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie próbnika

  1. Sampler
    1. Montaż próbnika
      1. Podłącz rurkę fluorowanego etylenu i propylenu (FEP) o długości 4 m (średnica zewnętrzna 0,635 cm, średnica zewnętrzna 0,95 cm lub podobna) do 1,5-metrowej odpornej chemicznie silikonowej rurki pompującej (średnica zewnętrzna 0,635 cm).
      2. Włóż polipropylenowy łącznik Y do rurki pompującej i podłącz rurkę pompującą o długości 50 cm do jednego wylotu, a filtr kapsułkowy 0,45 μm (za pomocą rurki pompującej o długości 20 cm) do drugiego.
      3. Po oczyszczeniu należy zmontować rurki w czystym pomieszczeniu (ławce) (patrz poniżej) i przechowywać zestaw w dwóch warstwach worków polietylenowych.
    2. Czyszczenie próbnika
      1. Napełnij (poprzez przymocowanie rurki pompującej o długości 1,5 m do pompy perystaltycznej) zestaw węży roztworem detergentu laboratoryjnego i moczyć go przez 24 godziny. Przepłucz zestaw przewodów wodą dejonizowaną, a następnie napełnij go 10% (v/v) HCl (klasa odczynnika) i moczyć przez 48 godzin.
      2. Kilkakrotnie dokładnie przepłucz zestaw węży wodą dejonizowaną i przechowuj zestaw w plastikowych torebkach. Wyczyść złącza Y i krótkie rurki pompujące, mocząc je w 50% (v/v) roztworze HNO3 (klasa odczynnika) na 24 godziny.
    3. Filtry kapsułkowe
      1. Wyczyść filtry kapsułek, najpierw przepłukując je wodą dejonizowaną, a następnie 10% (v/v) roztworem HCl na 48-godzinny etap namaczania.
      2. Po namoczeniu kwasem przepłukać filtry wodą dejonizowaną i dodać 1 ml 21% (wagowo) roztworu NH4OH (podgotowanego) do każdego filtra, aby zneutralizować kwas.
      3. Uszczelnij pojedynczy filtr pętlą z 30-centymetrowej oczyszczonej rurki pompującej łączącej wlot i wylot i przechowuj w workach z polietylenu zapinanych na zamek.
  2. Pojemniki na próbki
    1. Do oznaczania metali śladowych należy używać butelek z polietylenu (PE, 1 000 ml) i FEP (500 ml i 1 000 ml).
      1. Wyczyść butelki, mocząc je najpierw w detergencie (1%), a następnie w 50% (v/v) roztworach HNO3 (klasa odczynnika) i 10% (v/v) HCl (klasa odczynnika) odpowiednio przez 24, 48 i 24 godziny, a następnie przepłucz butelki wodą dejonizowaną między dwoma etapami namaczania.
      2. Po ostatnim namoczeniu HCl dokładnie wypłucz butelki wodą dejonizowaną (DIW) i wysusz butelki (z uszczelnioną nakrętką) w czystym pomieszczeniu lub na czystej ławce klasy 100.
      3. Oczyszczone butelki należy zamknąć w polietylenowych workach zapinanych na zamek błyskawiczny i podwójnie zapakować je w worki polietylenowe na czas transportu.
    2. Czyste szklane butelki do oznaczania rozpuszczonego węgla organicznego (DOC)
      1. Butelki ze szkła borokrzemianowego (40 ml) do analizy rozpuszczonego węgla organicznego (DOC) namoczyć w 10% HCl przez 48 godzin. Oczyszczone szklane butelki opłukać wodą dejonizowaną i spalać w temperaturze 480 °C przez 2 godziny przed użyciem. Zamykaj butelki pojedynczo w workach polietylenowych zapinanych na zamek błyskawiczny na czas transportu.

2. Pobieranie próbek

  1. Pobieranie próbek wody
    1. Po przybyciu do miejsca pobierania próbek należy oznaczyć numer identyfikacyjny próbki na zewnętrznej torbie i przechowywać butelki w oryginalnych torebkach.
    2. Na brzegu rzeki lub na łodzi niech jedna osoba otworzy worek z próbnikiem i przymocuje 4-metrową rurkę FEP do 3-metrowego słupa polipropylenowego (oczyszczonego). Wysuń drążek jak najdalej od brzegu i utrzymuj wlot rurki FEP około 30 cm pod powierzchnią bieżącej wody rzecznej przed włączeniem pompy.
    3. Poproś inną osobę, aby przymocowała rurkę pompującą do głowicy pompy perystaltycznej (pompa do pobierania próbek z wewnętrznymi bateriami). Uruchomić pompę i spuścić wodę (po stronie wylotowej) co najmniej 3 razy więcej niż wynosi całkowita objętość próbnika. Załóż rękawice bezpudrowe i otwórz torbę z butelkami i nakrętkami, aby rozpocząć napełnianie butelek z próbkami.
      1. Alternatywnie, jeżeli dostępna jest inna osoba, niech trzecia osoba będzie odpowiedzialna za otwarcie wewnętrznych torebek i nakrętek na próbkę oraz przytrzymanie rurki do pobierania próbek, która odprowadza próbkę do butelki.
    4. Zbierz niefiltrowaną próbkę do plastikowej butelki o pojemności 125 ml w celu pomiarów przewodności, temperatury i pH w terenie.
    5. Pobrać niefiltrowane próbki (500 ml lub 1 000 ml w przypadku pobierania próbek cząstek stałych) najpierw (przez wylot bez filtra), a następnie zamknąć wylot plastikowym zaciskiem, aby wymusić przepływ wody przez filtr kapsułkowy w celu pobrania przefiltrowanej próbki wody (1 l do oznaczania rozpuszczonych metali śladowych).
    6. Przefiltrowane próbki (przez wylot z filtrem) należy zebrać w 40-mililitrowych butelkach ze szkła oranżowego do pomiarów DOC i EDTA.
    7. Pobieraj próbki wody przy natężeniu przepływu od około 500 ml/min do 1 000 ml/min. Wymień filtry kapsułkowe, gdy ciśnienie zacznie rosnąć (zgodnie ze specyfikacją filtrów). Dla każdego rodzaju próbki należy pobrać dodatkowe próbki, a także ślepe próby polowe w wybranych lokalizacjach, aby służyły jako podwielokrotności kontroli jakości.
    8. Umieść szklane butelki o pojemności 40 ml na suchym lodzie i przechowuj w skrzyni na lód, a butelki polietylenowe w skrzyniach na lód.
  2. Zbieranie pyłu zawieszonego (SPM)
    1. Zebrać SPM na filtrach membranowych z poliwęglanu (PC) o grubości 0,4 μm (przemytych kwasem i wstępnie zważonych) przez filtrację próżniową, za pomocą plastikowego lejka filtracyjnego i naczynia.
    2. Liofilizowane filtry membranowe w laboratorium w celu uzyskania stężeń SPM i dostarczenia próbek cząstek do oznaczania cząstek stałych w postaci metali śladowych.

3. Wstępna obróbka próbki (rozpuszczone metale śladowe)

  1. W celu oznaczenia rozpuszczonych metali śladowych dodać 2 ml stężonego podgotowanego HNO3 (na 1 l próbki) do butelek na próbki. Rozpuszczone próbki metali śladowych (zakwaszone) przenieść do butelek FEP. Alternatywnie, próbki można pobierać bezpośrednio do butelek FEP. Naświetlanie UV próbek w butelkach FEP przez 24 godziny (8 15-watowych lamp UV).

4. Wstępne zatężanie i obróbka w analizie metali śladowych

  1. Żywica przed zatężeniem
    1. Odważyć 2 g żywicy kationowymiennej do małego (10-30 ml pojemności) plastikowego kubka i dodać do niego niewielką ilość roztworu 2 N HNO3. Wlać żywicę do kolumny chromatograficznej o pojemności 10 ml. Wyczyść żywicę, przemywając kolumnę dwukrotnie 5 ml 2 N HNO3 (podgotowanego) i 3 razy spłucz wodą o wysokiej czystości (HPW).
    2. Dodać 10 ml 1 M NH4OH (podgotowanego) do kolumny, aby przekształcić żywicę w formę NH4+.
  2. Roztwór buforowy (1 M octan amonu)
    1. Dodać 57 ml lodowatego kwasu octowego (podgotowanego) do około 800 ml HPW. Dodać ~60 ml wodorotlenku amonu (21%, podgotowanego) i wymieszać z kwasem octowym. Dostosuj końcowe pH do 5,5, a końcową objętość do 1 000 ml.
  3. Procedura wstępnego zatężania (rozpuszczone metale śladowe)
    1. Dostosować pH zakwaszonych, napromieniowanych promieniami UV próbek do 5,5 ± 0,3, dodając do próbek 30 ml 1 M roztworu buforowego octanu amonu i trochę (~2,8 ml) NH4OH (podgotowanego).
    2. Umieścić butelkę z próbką ~30 cm nad kolumną wypełnioną żywicą kationowymienną (sekcja 4.1) i połączyć butelkę z próbką i kolumnę do wstępnego zatężania za pomocą rurki FEP o średnicy ~60 cm oraz nasadki i łącznika chromatograficznego (żeński Luer).
    3. Reguluj natężenie przepływu na poziomie 3-5 ml/min za pomocą 2-drogowego kranu podłączonego nad kolumną. Pozwolić, aby próbki przeszły przez kolumny ze wstępnym zatężaniem. Po przejściu próbek przez kolumnę odłącz rurki i nasadki od kolumn.
    4. Potraktować kolumny 2 x 5 ml HPW i 4 x 5 ml 1 M octanu amonu (pH 5,5) i 2 x 5 ml HPW w celu oddzielenia głównych kationów od innych metali śladowych.
    5. Umieść 30-mililitrową butelkę PE przemytą kwasem tuż pod kolumną i umyj kolumnę 7 x 1-ml 2 N HNO3 (podgotowanym) do butelki PE.
    6. Określić objętość ścieków 2 N HNO3 (~ 8,0 ml), uzyskując masę i ciężar właściwy ścieków 2 N HNO3
      7. .
  4. Trawienie zawieszonych cząstek stałych
    1. Zamrozić suche filtry PC z próbkami SPM i zważyć je po wysuszeniu. Umieścić próbki SPM z filtrami w wstępnie zważonych naczyniach z alkanami perfluoroalkoksylowymi (PFA) (o pojemności 60 ml) i dodać do nich 3 ml stężonego HNO3
      2. .
    2. Dokręcić naczynia stałym momentem obrotowym 2,5 kg-metra i trawić w konwencjonalnym piecu w temperaturze 130 °C przez 12 godzin. Po schłodzeniu otworzyć naczynia i dodać do nich 2 ml HF.
    3. Dokręcić naczynia stałym momentem obrotowym 2,5 kg-metra i trawić w konwencjonalnym piecu w temperaturze 130 °C przez 12 godzin. Po schłodzeniu otworzyć naczynia i dodać do nich 16 ml 4,5% roztworu kwasu borowego.
    4. Dokręcić naczynia stałym momentem obrotowym 2,5 kg-metra i wytrawić w konwencjonalnym piecu w temperaturze 130 °C przez 12 godzin. Zważyć każde naczynie i określić ciężar właściwy każdego roztworu trawiącego, aby uzyskać ostateczną objętość trawienia.
    5. Obliczyć współczynnik rozcieńczenia dla każdego roztworu na podstawie końcowej objętości i masy SPM na filtrze (końcowa objętość roztworu podzielona przez masę próbki na filtrze).

5. Przykładowa analiza

  1. Metale śladowe
    1. Oznaczyć stężenia metali śladowych (Cd, Co, Cu, Fe, Mn, Ni, Pb i Zn) we wstępnie zagęszczonej rozpuszczonej próbce i roztworze z cząstek stałych za pomocą płomieniowej spektrometrii absorpcji atomowej, spektrometrii absorpcji atomowej w piecu grafitowym i/lub spektrometru masowego ze wzbudzeniem w plazmie sprzężonej indukcyjnie.
    2. Oznaczyć stężenia głównych jonów i niektórych metali śladowych w podpróbkach pobranych przed wstępnym zatężeniem i trawieniem zawieszonych cząstek stałych, za pomocą indukcyjnie sprzężonej plazmowo-atomowej spektrometrii emisyjnej.
  2. Parametry pomocnicze
    1. Określ temperaturę próbki, pH, zasolenie i przewodność w terenie za pomocą urządzeń przenośnych.
    2. Określić stężenia rozpuszczonego węgla organicznego (DOC) za pomocą analizatora całkowitego węgla organicznego, w oparciu o utlenianie na mokro z detekcją dwutlenku węgla za pomocą spektrometrii w podczerwieni 21. Oznaczyć całkowite stężenie EDTA za pomocą wysokosprawnej chromatografii cieczowej (z detektorem SPD-M10AV Diodearray) zgodnie z ustalonymi procedurami 22,23.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wraz z rozwojem i zastosowaniem "czystych technik", obecnie dobrze wiadomo, że w celu uzyskania dokładnych stężeń metali śladowych w otaczających wodach, powszechną praktyką jest wstępne zagęszczanie śladowych ilości metali w próbkach wody. Podczas gdy większość kryteriów jakości wody dla metali śladowych w wodach naturalnych mieści się w niskim zakresie μg/l, niższe granice wykrywalności są potrzebne do zbadania geochemicznego i biologicznego wpływu na metale śladowe w stężeniach otoczen...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uzyskanie wiarygodnych danych dotyczących metali śladowych w wodach naturalnych wymaga dużej staranności, co podkreśla się podczas pobierania, przetwarzania, obróbki wstępnej i analizy, które mają na celu zmniejszenie zanieczyszczenia. Stężenia metali śladowych w wodach naturalnych uzyskane przy użyciu "czystych technik" w ciągu ostatnich dwóch dekad wykazały, że stężenia mogą być o rzędy wielkości niższe niż wcześniej zgłaszano. Kryteria jakości wody dla metali śladowych w wodzie są obecnie łatwiej oceniane, gdy poziomy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują doktorom Bobby'emu J. Presleyowi, Robertowi Tayloyowi, Paulowi Boothe'owi, panu Bryanowi Brattinowi i panu Mike'owi Metcalfowi za ich pomoc podczas żmudnego pobierania próbek w terenie i pracy laboratoryjnej nad praktycznym rozwojem i zastosowaniem "czystych technik".

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwas azotowySeastar ChemicalsKlasa podstawowa
Wodorotlenek amonuSeastar ChemicalsKlasa podstawowa
Kwas octowySeastar ChemicalsKlasa podstawowa
Kwas azotowyJ. T. Baker9601-05Klasa odczynnika
Kwas solnyJ. T. Baker9530-33Klasa
Kolumny chromatograficzneBio-Rad7311550 Poli-Przygotowanie
Zaślepki kolumnBio-Rad7311555
Łączniki nasadkowe (żeńskie Luers)Bio-Rad7318223
2-drogowe kranyBio-Rad7328102
Żywica kationowymiennaBio-Rad1422832 Czelex-100
Przenośny próbnik (pompa do pobierania próbek)Cole PalmerEW-07571-00
Rurka FEPCole PalmerEW-06450-07Średnica wewnętrzna 6,4 mm, średnica zewnętrzna 9,5 mm
Rurka do pompowaniaCole PalmerEW-06424-246,4 mm ID C-Flex
Filtr kapsułkowy (0,4 mm)Fisher Scientific WP4HY410F0polipropylenowa obudowa
1 L butelka z polietylenu o niskiej gęstościNALGE NUNC INTERNATIONAL312088-0032
L (lub 500 ml) butelka FEPNALGE NUNC INTERNATIONAL381600-0032
odczynnika 1

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Taylor, H. E., Shiller, A. M. Mississippi River Methods Comparison Study: Implications for water quality monitoring of dissolved trace elements. Environmental Science and Technology. 29, 1313-1317 (1995).
  2. Windom, H. L., Byrd, J. T., Smith, R. G., Huan, F. Inadequacy of NASQAN data for assessing metal trends in the nation's rivers. Environmental Science and Technology. 25 (6), 1137-1142 (1991).
  3. Mason, R. P. Trace Metals in Aquatic Systems. , Wiley-Blackwell. (2013).
  4. Wen, L. -S., Santschi, P., Gill, G., Paternostro, C. Estuarine trace metal distributions in Galveston Bay: importance of colloidal forms in the speciation of the dissolved phase. Marine Chemistry. 63, 185-212 (1999).
  5. Wen, L. -S., Stordal, M. C., Tang, D., Gill, G. A., Santschi, P. H. An ultraclean cross-flow ultrafiltration technique for the study of trace metal phase speciation in seawater. Marine Chemistry. 55, 129-152 (1996).
  6. Benoit, G. Clean technique measurement of Pb, Ag, and Cd in freshwater: A redefinition of metal pollution. Environmental Science and Technology. 28, 1987-1991 (1994).
  7. Benoit, G., Hunter, K. S., Rozan, T. F. Sources of trace metal contamination artifacts during collection, handling, and analysis of freshwater. Analytical Chemistry. 69 (6), 1006-1011 (1997).
  8. Jiann, K. -T., Presley, B. J. Preservation and determination of trace metal partitioning in river water by a two-column ion exchange method. Analytical Chemistry. 74 (18), 4716-4724 (2002).
  9. Fardy, J. J. Preconcentration Techniques for Trace Elements. Alfassi, Z. B., Wai, C. M. , CRC Press. 181-210 (1992).
  10. Pai, S. -C. Pre-concentration efficiency of Chelex-100 resin for heavy metals in seawater. Part 2. Distribution of heavy metals on a Chelex-100 column and optimization of the column efficiency by a plate simulation method. Analytica Chimica Acta. 211, 271-280 (1988).
  11. Pai, S. -C., Fang, T. -H., Chen, C. -T. A., Jeng, K. -L. A low contamination Chelex-100 technique for shipboard pre-concentration of heavy metals in seawater. Marine Chemistry. 29, 295-306 (1990).
  12. Pai, S. -C., Whung, P. -Y., Lai, R. -L. Pre-concentration efficiency of Chelex-100 resin for heavy metals in seawater. Part 1. Effects of pH and salts on the distribution ratios of heavy metals. Analytica Chimica Acta. 211, 257-270 (1988).
  13. Salbu, B., Oughton, D. H. Trace Elements in Natural Waters. Salbu, B., Steinnes, E. , CRC Press. 41-69 (1995).
  14. U.S. Environmental Protection Agency. Method 1669. Sampling ambient water for trace metals at EPA Water Quality criteria levels. , 30 U.S. Environmental Protection Agency. Washington, D.C. Available from: https://www3.epa.gov/caddis/pdf/Metals_Sampling_EPA_method_1669.pdf (1996).
  15. Horowitz, A. J., et al. Problems associated with using filtration to define dissolved trace metal concentrations in natural water samples. Environmental Science and Technology. 30, 954-963 (1996).
  16. Cortecci, G., et al. Geochemistry of trace elements in surface waters of the Arno River Basin, northern Tuscany, Italy. Applied Geochemistry. 24 (5), 1005-1022 (2009).
  17. Markich, S. J., Brown, P. L. Relative importance of natural and anthropogenic influences on the fresh surface water chemistry of the Hawkesbury-Nepean River, south-eastern Australia. The Science of the Total Environment. 217, 201-230 (1998).
  18. Shafer, M. M., Overdier, J. T., Hurley, J. P., Armstrong, D., Webb, D. The influence of dissolved organic carbon, suspended particles, and hydrology on the concentration, partitioning and variability of trace metals in two contrasting Wisconsin watersheds (U.S.A.). Chemical Geology. 136, 71-97 (1997).
  19. Warren, L. A., Haack, E. A. Biogeochemical controls on metal behaviour in freshwater environments. Earth-Science Reviews. 54, 261-320 (2001).
  20. Jiann, K. -T., Santschi, P. H., Presley, B. J. Relationships between geochemical parameters (pH, DOC, SPM, EDTA Concentrations) and trace metal (Cd, Co, Cu, Fe, Mn, Ni, Pb, Zn) concentrations in river waters of Texas (USA). Aquatic Geochemistry. 19 (2), 173-193 (2013).
  21. Peltzer, E. T., et al. A comparison of methods for the measurement of dissolved organic carbon in natural waters. Marine Chemistry. 54, 85-96 (1996).
  22. Nowack, B., Kari, F., Hilger, S. U., Sigg, L. Determination of dissolved and adsorbed EDTA species in water and sediments by HPLC. Analytical Chemistry. 68 (3), 561-566 (1996).
  23. Bergers, P. J. M., de Groot, A. C. The analysis of EDTA in water by HPLC. Water Research. 28 (3), 639-642 (1994).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analiza ladowa metalipobieranie pr bek wodyprzygotowanie pr bektechniki prekoncentracjianaliza instrumentalnakontrola kontaminacjilepe pr bki terenowemateria odniesieniawymiana jonowa

Powiązane artykuły