Tutaj prezentujemy małe inkubacje rdzenia do pomiaru wymiany gazu osad-woda i substancji rozpuszczonej. Umożliwią one wiarygodne pomiary wymiany osad-woda, które ocenią rolę osadów we wpływie na procesy biologiczne i biogeochemiczne w ekosystemach wodnych.
Artykuł metodologiczny
Bentosowa wymianaO2, N2 i rozpuszczonych składników odżywczych przy użyciu inkubacji z małym rdzeniem
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Pomiar wymiany osad-woda między gazami i substancjami rozpuszczonymi w osadach wodnych dostarcza danych cennych dla zrozumienia roli osadów w obiegach składników odżywczych i gazów. Po zebraniu rdzeni z nienaruszonymi granicami faz osad-woda, są one zanurzane w zbiornikach inkubacyjnych i utrzymywane w warunkach tlenowych w temperaturach in situ. Aby zainicjować przebieg w czasie nałożonego składu chemicznego wody, rdzenie są uszczelniane bez pęcherzyków za pomocą górnej nasadki z zawieszonym mieszadłem. Do określenia szybkości wymiany wody osadowej wykorzystuje się przebiegi czasowe 4-7 punktów poboru próbek. Sztuczne oświetlenie symuluje warunki dzienne dla płytkich osadów fotosyntetycznych, a w połączeniu z ciemnymi inkubacjami może zapewnić codzienną wymianę sieci. Pomiar netto N2 jest możliwy dzięki pobieraniu próbek z przebiegu czasowego stężeń rozpuszczonych gazów, przy czym wysoce precyzyjna analiza spektrometryczna mas stosunków N2:Ar zapewnia środki do pomiaru stężeń N2. Z powodzeniem zastosowaliśmy to podejście do jezior, zbiorników wodnych, ujść rzek, terenów podmokłych i stawów wody burzowej, a przy zachowaniu ostrożności podejście to dostarcza cennych informacji na temat równowagi biogeochemicznej w ekosystemach wodnych.
Wprowadzenie
Osady są kluczowymi składnikami biogeochemicznymi ekosystemów wodnych i często są ważnymi pochłaniaczami składników odżywczych i zanieczyszczeń. Pionierskie badania biogeochemii składników odżywczych, gazów i metali przejściowych w osadach jeziornych ujawniły wymianę osadów rozpuszczonych i gazów z leżącą nad nimi wodą, która miała różne warunki redoks1,2. W przypadku składników odżywczych osady mogą być źródłem fosforu i związanego azotu po remineralizacji materii organicznej oraz pochłaniaczem tlenu w środowiskach niefotosyntetycznych3,4. Fotosynteza zanurzonych makrofitów, makroglonów i mikroalg bentosowych może mieć głęboki wpływ na wymianę rozpuszczonych substancji na granicy faz osad-woda5,6.
Pomiary wymiany substancji rozpuszczonych i gazów na granicy styku osad-woda są przeprowadzane zarówno dla celów nauk podstawowych, jak i stosowanych, w tym kalibracji inżynierskich i naukowych modeli jakości wody7,8. Celem tych metod, w jak największym stopniu, jest zapewnienie wiarygodnych i dokładnych wskaźników wymiany osad-woda. Do oceny wymiany chemicznej na granicy faz osad-woda zastosowano wiele różnych podejść. Akumulacja gazów i substancji rozpuszczonych w wodach dennych w układach warstwowych może być przydatna9, ale nie jest ważna dla wymiany osad-woda powyżej termoklin lub piknoklin. Korelacja wirowa wymaga pomiarów wysokiej częstotliwości gazów, na ogół tlenu, w połączeniu z pomiarem pionowych prędkości wody o wysokiej częstotliwości; Technika ta jest niezwykle obiecująca, ale obecnie nie może dostarczyć danych do badań nad wymianą składników odżywczych. Kopuły lub komory in situ są wysoce preferowaną metodą, której zaletą jest pokrycie większej powierzchni osadów i utrzymanie temperatury in situ, ciśnienia w głębokiej wodzie i poziomu światła10. W praktyce są to bardzo kosztowne pomiary, wymagające dużo czasu na większych statkach badawczych; Większość zastosowań dotyczy głębszej strefy przybrzeżnej lub osadów oceanicznych. Techniki inkubacji rdzeniowej wykorzystujące przepływ przez komory, które osiągają stan ustalony, są doskonałe do utrzymywania względnie stałego składu chemicznego wody, w tym tlenu, podczas inkubacji11. Ponieważ szybkość jest określana w stanie ustalonym na podstawie różnic stężeń między dopływającą i odpływającą wodą oraz na podstawie szybkości wymiany wody, inkubacje te mogą zająć dużo czasu.
Podejście do inkubacji rdzenia czasowego stosowane przez nasze laboratorium zostało zaadaptowane z metod stosowanych przez wiele różnych laboratoriów w Ameryce Północnej i Europie, i istnieje znaczna ilość literatury opartej na tym ogólnym podejściu. Dostosowaliśmy to podejście do pomiaru strumieni N2-N 12, często określanych jako denitryfikacja, i zastosowaliśmy je do fotosyntetycznych i niefotosyntetycznych środowisk osadowych, w tym ujść rzek13, jezior, zbiorników wodnych i terenów podmokłych14. Dzięki tym badaniom znaleźliśmy wiele środowisk, w których nasze ogólne podejście działa dobrze, a niektóre nie. Pomiar denitryfikacji został przeprowadzony w wielu różnych środowiskach lądowych i wodnych, ponieważ proces ten stanowi kluczową utratę azotu w ekosystemach. Do wykonania pomiarów denitryfikacji zastosowano wiele podejść, niektóre bezpośrednie, a niektóre pośrednie15. Pomiary bezpośredniego strumieniaN2 są bardzo trudne ze względu na wysoką zawartość w atmosferzeN2 i wynikające z tego wysokie stężenia rozpuszczone w wodzie16. Okazało się, że dwa podejścia najlepiej reprezentują wskaźniki istotne dla środowiska: parowanie izotopów przy użyciu izotopów N17 oraz stosunek N2:Ar stosowany w naszym laboratorium. Metoda parowania izotopów jest z powodzeniem stosowana w wielu środowiskach i charakteryzuje się bardzo wysoką czułością przy niskich szybkościach. Stosujemy podejście oparte na stosunku N2:Ar ze względu na jego prostotę oraz dlatego, że jest ono wystarczająco czułe w środowiskach, których często badamy.
W tym artykule opisujemy techniczne podejście, które stosowaliśmy w ciągu ostatnich dwóch dekad do pomiaru wymiany osad-woda między gazami i substancjami rozpuszczonymi. Wszelkie pomiary wymiany osad-woda muszą uwzględniać warunki polowe oraz szereg parametrów doświadczalnych. Czynniki te obejmują temperaturę, warunki jasne/ciemne18, mieszanie/przepływ fizyczny na granicy faz osad-woda19, stężenia tlenu rozpuszczonego20 i inne czynniki, które są kluczowymi elementami dokonywania dobrych pomiarów. Na przykład, jeśli rdzenie są pobierane z obszarów, które otrzymują wystarczające oświetlenie do wzrostu mikroalg bentosowych, konieczne jest opracowanie eksperymentów, które obejmują zarówno ciemne, jak i jasne warunki21. Podobnie, dodanie natlenionej wody leżącej nad powierzchnią do rdzeni beztlenowych nie odtwarza warunków polowych. Eksperymentalne ogrodzenie jakiejkolwiek części ekosystemów wodnych może prowadzić do nieuniknionych artefaktów22; Niezwykle ważne jest, aby podejścia stosowane w programie pomiaru wymiany osad-woda: 1) rozpoznawały czynniki kontrolujące wymianę osad-woda w każdym ekosystemie oraz 2) minimalizowały artefakty pochodzące z manipulacji eksperymentalnej.
Protokół
Uwaga: Pobranie rdzeni z niezakłóconym interfejsem osad-woda jest niezbędne do przeprowadzenia dokładnych pomiarów eksperymentalnych wymiany; silnie zakłócone rdzenie mogą wymieniać rozpuszczone substancje z wody porowej z wodą nadkładającą oraz wykazywać zwiększony pobór tlenu w wyniku utleniania Fe(II) i zredukowanych związków siarki. W niniejszej pracy skupiamy się na procedurach inkubacji osadów, uwzględniając jedynie zarys technik poboru prób osadów oraz analiz chemicznych rozpuszczonych substancji i gazów. Przed pobraniem próbek, lub w oparciu o wstępne wyniki, należy ustalić stopień powtarzalności, kierując się ogólnymi potrzebami projektu, projektem statystycznym lub oczekiwaną skalą zmienności przestrzennej. Duplikaty rdzeni to minimum stosowane w wielu badaniach, natomiast triplikaty są przydatne dla umożliwienia lepszej analizy statystycznej.
1. Pobieranie i przygotowanie osadów
Uwaga: Pobieranie osadów do eksperymentów wymianowych przeprowadza się za pomocą: 1) ręcznego wbijania rdzeni przez nurków, w płytkiej wodzie lub na terenach podmokłych poprzez brodzenie, 2) pobierania rdzeni za pomocą pręta aluminiowego z ręcznie zamykanym zaworem do zatrzymania osadów lub 3) pobierania rdzeni za pomocą próbników skrzynkowych.
- W każdym punkcie zapisz lokalizację za pomocą GPS, określ zawartość tlenu w wodzie przydennej, temperaturę oraz zasolenie przy użyciu sondy jakości wody, a także zmierz promieniowanie czynne fotosyntetycznie (PAR) na powierzchni i przy dnie za pomocą czujnika/miernika PAR.
- Opuść sondę jakości wody na wysokość ok. 1 m nad osadami i zapisz charakterystykę wody przydennej (głębokość, temperaturę, tlen rozpuszczony, temperaturę oraz zasolenie/przewodność).
- Opuść czujnik PAR z podwodną sondą do granicy osad-woda, używając ramy opuszczającej. Porównaj odczyty PAR w pobliżu powierzchni osadów z odczytami bezpośrednio pod granicą powietrze-woda, aby oszacować tłumienie światła w panujących warunkach oświetlenia.
- Wpuść czerpak skrzynkowy (box corer) przez burtę łodzi/statku, opuszczając go powoli, aby zminimalizować zaburzenia podczas wnikania w osady. Sprawdź, czy w skrzynce z rdzeniem nie ma widocznych zaburzeń lub nadmiernej resuspensji.
- W przypadku czerpaka skrzynkowego wprowadź rurki rdzeniowe w osady i użyj korka butylowego do zakrycia góry rdzenia. W eksperymentach dotyczących strumieni, choć idealny stosunek osadów do wody w rdzeniu to 15 cm wody i 15 cm osadów, w przypadku osadów gruboziarnistych lub silnie zagęszczonych dopuszczalne jest pobranie mniejszej głębokości osadu. Jeśli tempo ubytku tlenu jest nadmierne, zwiększ proporcję na rzecz wyższej kolumny wody.
- Zazwyczaj do badań w głębokich wodach stosuje się rdzenie o średnicy wewnętrznej 6,35 cm, a dla osadów z mikroalgami bentosowymi lub dużymi populacjami zwierząt rdzenie o średnicy wewnętrznej 10 cm. Głównym ograniczeniem rozmiaru rdzenia jest możliwość zamknięcia jego dna.
- Zamknij dno akrylową płytką denną z wbudowanym pierścieniem O-ring. Powtarzaj ten proces, aż zostanie zebrana wystarczająca liczba powtórzeń. W przypadku czerpaka rurowego (pole corer) najpierw umieść akrylową płytkę denną w koszulce rdzenia, wyjmij rdzeń z czerpaka, a następnie dodaj korek.
- Umieść rdzenie w wysokim izolowanym pojemniku chłodzącym, wypełnionym wodą otoczenia pobraną z danego punktu; pomaga to utrzymać temperatury in situ. Upewnij się, że pojemnik pozostaje w pozycji pionowej. Odrzuć rdzenie, które zostały zaburzone podczas transportu.
- Przepompuj wodę przydenną pobraną w pobliżu powierzchni osadów do 20 L bani dla potrzeb eksperymentów. Użyj pompy membranowej o wydajności 10-20 L/min lub szybkiej pompy perystaltycznej.
- W płytkich wodach niestratyfikowanych napełnij banię poprzez jej „zanurzenie” w wodzie. Filtracja wody przydennej przy użyciu wysokowydajnego wbudowanego filtra kartridżowego może być przydatna w punktach o wysokim tempie poboru tlenu przez kolumnę wody lub intensywnej fotosyntezie (w świetle), co zminimalizuje konieczność korekty względem kontrolnych rdzeni zawierających tylko kolumnę wody.
- Przetransportuj rdzenie tak szybko, jak to możliwe, do laboratorium inkubacyjnego. W przypadku długotrwałego transportu rdzenie tlenowe mogą stać się anoksyczne, co czyni koniecznym sztuczne napowietrzanie lub cyrkulację.
2. Konfiguracja wstępna
- W pomieszczeniu inkubacyjnym umieść rdzenie w kuwecie inkubacyjnej, albo w pomieszczeniu z kontrolowaną temperaturą, albo w inkubatorze z podwójnymi ściankami z kontrolą temperatury za pomocą cyrkulatora grzejąco-chłodzącego. Ustaw temperaturę na wartość odpowiadającą temperaturze wody przy dnie zmierzonej w punkcie 1.1.1.
- Dolej do inkubatora wodę przydenną, całkowicie zanurzając rdzenie osadów. Napełnij również wodą 5 L gąsiorami z kranikami, które posłużą do dozowania wody zastępczej.
- Umieść w inkubatorze rdzeń zawierający samą wodę (bez osadu). Stosowanie tzw. białych prób (blanks) słupa wody jest istotne w większości środowisk, aby skompensować procesy zachodzące w słupie wody, które wpływają na gazy i substancje rozpuszczone. W przypadku pomiaru denitryfikacji próby te mogą odzwierciedlać nie tylko procesy w słupie wody, ale także wymianę gazów z akrylowymi ściankami rdzenia.
- Napowietrzaj rdzenie powietrzem przez minimum 2 hr, aby zapewnić równowagę termiczną i pełne natlenienie wody przypowierzchniowej. Można je przechowywać przez noc i rozpocząć pomiary kinetyczne następnego ranka. Nie oceniano skuteczności dłuższych okresów preinkubacji.
- Do napowietrzania użyj niewielkiego napowietrzacza w kształcie litery „T”, składającego się z rury PVC o średnicy ½" z trójnikiem; włożona na dno litery T rurka o średnicy 1/8' powoduje zasysanie wody w górę podczas bąblowania, co zapewnia nie tylko natlenienie, ale i cyrkulację wody w rdzeniu z wodą w kuwecie inkubacyjnej.
3. Procedury inkubacji osad-woda
- Po sprawdzeniu temperatury w celu upewnienia się, że odpowiada ona warunkom terenowym, przymocuj wirujące nakrętki do górnych części rdzeni. W tym momencie uszczelnij rdzeń od wody w zbiorniku. Podczas tego procesu pozostaw otwarty zawór próbkowania w rdzeniu. Ręcznie i delikatnie usuń wszelkie pęcherzyki powietrza z dolnej strony wirującej nakrętki.
- Podnieś gąsior z wodą zastępczą o ok. 30-40 cm powyżej górnych części rdzeni inkubacyjnych i spuść wodę z przewodów w dół, aby usunąć z nich powietrze. Podczas przepływu wody przymocuj przewody do górnych części rdzeni i zamknij zawory.
- Włącz centralny obrotowy stół mieszający i dostosuj prędkość obrotową tak, aby rdzenie obracały się ok. 40 razy na minutę lub z prędkością wystarczającą do wymieszania kolumny wody, ale nie powodującą resuspensji osadu.
- Około 5 min po uszczelnieniu wszystkich rdzeni otwórz zawór wody zastępczej oraz zawór próbkowania, a następnie przymocuj krótki odcinek rurki do zaworu próbkowania za pomocą złączki Luer. Umieść tę rurkę próbkowania w dnie 7 ml szklanej probówki wypełnionej po brzegi. Przed zakapslowaniem probówki dodaj 10 µl 30 g L-1 HgCl2 jako konserwant.
- Przechowuj te próbki pod wodą w temperaturach zbliżonych do temperatury inkubacji. Inne laboratoria z powodzeniem stosowały 12 ml „Exetainery” do przechowywania próbek.
- W celu pobierania próbek substancji rozpuszczonych przymocuj cylinder strzykawki 20 ml do zaworu próbkowania i otwórz zawór wody zastępczej. Cylinder strzykawki napełnia się wyłącznie siłą grawitacji. Załóż tłok i dysk filtrujący, a następnie przefiltruj próbki do fiolek. Próbki te, przeznaczone do analizy składników odżywczych, są mrożone w temperaturze -20 °C do czasu analizy.
Uwaga: Przebieg czasowy pobierania próbek w ciemności zazwyczaj obejmuje 4 okresy pobierania, przy czym odstępy między pobraniami wynoszą od 0,5 do > 2 h, w zależności od tempa poboru tlenu. Przy niskim tempie poboru tlenu odstępy czasowe są długie; w osadach o wysokim tempie oddychania odstępy muszą być krótkie. Pobieranie nadmiernie dużych objętości próbek w każdym punkcie może skutkować pobraniem zbyt dużej proporcji całkowitej objętości próbki; w naszej pracy takie objętości próbek skutkują pomijalną korektą. Jeśli wymagana jest większa objętość próbki, konieczne może być zastosowanie rdzeni o większej średnicy lub zwiększenie wysokości kolumny wody. - Nie kontynuuj pobierania próbek w czasie, jeśli poziom wyczerpania tlenu jest poniżej progu 50%, przy czym wyczerpanie tlenu na poziomie 25% zazwyczaj zapewnia wystarczający sygnał w stężeniach składników odżywczych. W tym celu należy użyć skalibrowanych optod do bezpośredniej analizy stężeń tlenu i nasycenia tlenem.
- Jeśli osady pochodzą z płytkich, oświetlonych środowisk, podczas 4tego pobrania włącz światła i pobierz 3 kolejne próbki. Należy zauważyć, że w osadach o wysokiej aktywności fotosyntetycznej przesycenie O2 i tworzenie pęcherzyków ogranicza w niektórych przypadkach pomiar strumieni gazów. Ciągłe monitorowanie tlenu jest coraz bardziej dostępną i wartościową alternatywą, a technologia pomiarów światłowodowych oferuje stosunkowo małe sondy, które są wysoce niezawodne i precyzyjne.
- Po zakończeniu inkubacji osadów zmierz wysokość kolumny wody lub odessaj kolumnę wody do cylindra miarowego, aby bezpośrednio określić objętość wody, i wykonaj zdjęcia każdego rdzenia.
4. Analiza próbek
- Pompuj próbki do analizy N2, O2 i Ar do spektrometru mas z wlotem membranowym i wyznacz stosunki N2:Ar oraz O2:Ar z precyzją < 0,03%12,23.
- Połącz kwadrupolowy spektrometr mas z wlotem membranowym. Wtłacz próbkę do rurki membrany za pomocą pompy perystaltycznej. Odpady z próbek zbieraj do plastikowego kanistra i traktuj jako odpady chemiczne ze względu na zastosowany konserwant Hg. Kalibruj urządzenie wodą dejonizowaną wyrównaną do stanu równowagi z powietrzem w temperaturze inkubacji.
- Przeprowadź analizy biogenów ręcznie na próbkach o objętości ≤ 5 ml lub na mniejszych objętościach przy użyciu analizatorów automatycznych. Po rozmrożeniu próbek natychmiast rozpocznij analizy. Wybór procedury analizy biogenów musi zapewnić precyzję wystarczającą do zaobserwowania zmian w stężeniu biogenów podczas inkubacji. Typowe granice wykrywalności wynoszą < 0,05 µmol L-1, a trendy w czasie mogą być trudne do zaobserwowania zarówno przy ekstremalnie niskich, jak i ekstremalnie wysokich stężeniach biogenów.
- W przypadku analiz kolorymetrycznych rozpuszczalnego fosforu reaktywnego zastosuj metodę fosfomolibdanową z kwasem askorbinowym. Do analiz amonu wykorzystaj nocny rozwój barwy z użyciem odczynnika fenolohipochlorowego24. Automatyczne analizy kolorymetryczne, z wykorzystaniem przepływu segmentowego lub analizatora dyskretnego, stanowią świetną alternatywę i wymagają mniejszej objętości próbki.
- Do analiz azotanów i azotynów wykorzystaj nocny rozwój barwy z użyciem chlorku wanadu jako reduktora25 lub zastosuj analizator automatyczny.
- Porównaj wartości absorbancji wyznaczone na spektrofotometrze UV/VIS z krzywymi wzorcowymi i określ stężenia na podstawie regresji stężeń wzorców i absorbancji.
5. Obliczanie szybkości wymiany między osadem a wodą
- Wykonaj regresję stężeń gazu lub składnika odżywczego w funkcji czasu niezależnie dla inkubacji w ciemności i w świetle, wyrażając nachylenie prostej jako µmol L-1 hr-1. Skoryguj nachylenia dla rdzeni inkubacyjnych o nachylenie dla rdzeni zawierających wyłącznie słup wody. Do obliczeń wykorzystuj tylko regresje istotne statystycznie (P < 0.05); dane nieistotne należy oznaczyć w końcowych arkuszach danych.
- Oblicz szybkości wymiany osad-woda na podstawie nachylenia zmiany stężeń składników chemicznych w wodzie nadkładzie:
Gdzie F to strumień (µmol m-2 hr-1), ΔC/Δt to nachylenie zmiany stężenia w wodzie nadkładzie (µmol L-1 hr-1), V to objętość wody nadkładu (L), a A to powierzchnia inkubowanego rdzenia (m-2). Aby oszacować strumień dobowy, pomnóż szybkość dla warunków oświetlonych przez liczbę godzin światła i dodaj do szybkości dla warunków ciemnych pomnożonej przez liczbę godzin ciemności.
6. Raportowanie
- Raportując wyniki pomiarów wymiany osad-woda, należy podać wystarczające informacje, aby inni naukowcy mogli zrozumieć środowisko, z którego pobrano próbki. Niezbędne informacje obejmują: 1) lokalizację stanowiska i głębokość wody, 2) charakterystykę fizyczną, taką jak temperatura w terenie i temperatura inkubacji oraz PAR, 3) charakterystykę przydennej wody, taką jak zawartość tlenu, stężenia biogenów i zasolenie, oraz 4) charakterystykę osadu, taką jak wielkość ziarna, stężenia materii organicznej i obecność organizmów bentosowych.
Wyniki
Wyniki pomiarów strumienia osadów w pobliżu zakładu akwakultury nad rzeką Choptank (zatoka Chesapeake, MD) przedstawiono w Rysunek 1 a interpretacja tych wyników w kontekście ekosystemu została przedstawiona w innym opracowaniu26Inkubacje przeprowadzono w ciągu 7 godzin, przy czym po inkubacjach w ciemności następowały inkubacje w świetle. Przedstawiono dane z dwóch rdzeni oraz kontrolę obejmującą wyłącznie kolumnę wody. Gwałtowny spadek poziomu tlenu w ciemności został w pewnym stopniu złagodzony przez oświetlenie; tempo fotosyntezy w produkcji mikroalg nie było tak wysokie jak tempo oddychania, a głównym efektem oświetlenia było zmniejszenie szybkości zmian poziomu tlenu. W rdzeniu kontrolnym odnotowano niewielkie spadki stężenia tlenu w ciemności i niewielkie wzrosty w świetle.
Stężenia N2 wyznaczono na podstawie stosunku N2:Ar oraz obliczonych z literatury wartości nasycenia Ar dla zaobserwowanej temperatury i zasolenia27. Przy typowej precyzji rzędu 0,02% dla stosunku N2:Ar, dane te są precyzyjne do ~0,1 µmol L-1 N2. W rdzeniach osadów oraz pustych rdzeniach kolumny wody odnotowano wzrost stężenia N2 w czasie, przy czym tempo wzrostu było znacznie wyższe w przypadku rdzeni osadów. W warunkach oświetlenia nachylenia krzywych były zazwyczaj zbliżone do tempa zmian N2 w ciemności.
Strumienie rozpuszczonego NH4+ w tym miejscu były dość wysokie, z przyrostem w ciemności > 20 µmol L-1 dla jednego rdzenia. Strumienie NH4+ w warunkach oświetlenia były znacznie niższe. Zarówno w rdzeniach, jak i w próbce kontrolnej z kolumny wody, stężenie NOx- spadało w czasie, stabilizując się podczas oświetlenia. Dla wszystkich strumieni dane dotyczące stężeń, objętości rdzeni oraz inne istotne parametry przedstawiono w Tabelach 1 i 2.
Rysunek 1. Dane z przebiegu czasowego z płytkiej strefy w rzece Choptank, która była przykryta pływakami zawierającymi hodowlane ostrygi. Dane pochodzą z powtórzonych próbek rdzeniowych (A i B); przedstawiono również dane z próbki ślepej z kolumny wody. Stężenia tlenu, N2, NH4+ i NOx- (suma NO3- i NO2-) są przedstawione zarówno dla ciemnej części inkubacji (obszar zacieniowany), jak i dla części oświetlonej. Czwarty punkt czasowy inkubacji w ciemności jest jednocześnie pierwszym punktem czasowym serii oświetlonej; światła włączono w momencie pobierania próbek. Linie przedstawiają regresję liniową, a nachylenia linii są zaprezentowane w Tabeli 1. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
| Tlen - ciemność | Czas (godz.) | Rdzeń A | Rdzeń B | Kontrola |
| 0 | 235.1 | 221.7 | 235.2 | |
| 1.3 | 204.3 | 170.6 | 235.3 | |
| 2.32 | 162.7 | 138.9 | 232 | |
| 3.97 | 145.3 | 77.9 | 222.2 | |
| R2 | 0.943 | 0.999 | 0.836 | |
| Nachylenie (µmol L-1 hr-1) | -23.5 | -35.9 | -3.4 | |
| Skorygowany nachylenie (µmol L-1 hr-1) | -20.1 | -32.5 | ||
| Szybkość (µmol m-2 godzina-1) | -3,095 | -4,875 | ||
| Tlen – Światło | Czas (godz.) | Rdzeń A | Rdzeń B | Kontrola |
| 3.97 | 145.3 | 77.9 | 222.2 | |
| 4.88 | 133.5 | 68.8 | 224.3 | |
| 5.88 | 122.8 | 40.3 | 221.6 | |
| 6.88 | 116 | 49.2 | 230.5 | |
| R2 | 0.981 | 0.999 | 0.994 | |
| Nachylenie (µmol L-1 hr-1) | -10.1 | -9.8 | 2.9 | |
| Skorygowany nachylenie (µmol L-1 godz.-1) | -13 | -12.7 | ||
| Szybkość (µmol m-2 HR (często stosowane jako skrót od Human Resources – zasoby ludzkie)-1) | -2,000 | -1,905 | ||
| N2 - Ciemność | Czas (h) | Rdzeń A | Rdzeń B | Kontrola |
| 0 | 466.46 | 466.40 | 466.62 | |
| 1.3 | 466.74 | 467.49 | 466.11 | |
| 2.32 | 467.55 | 468.18 | 466.74 | |
| 3.97 | 468.24 | 468.98 | 467.12 | |
| R2 | 0.963 | 0.98 | 0.854 | |
| Nachylenie N2 (µmol L-1 HR (częstotliwośćy odświeżania / tętno / godziny robocze) *Uwaga: Ze względu na to, że źródło składa się z samego skrótu „hr”, który w zależności od kontekstu naukowego może oznaczać różnice terminy (np. heart rate – tętno, hours – godziny, refresh rate – częstotliwość odświeżania), proszę o dostarczenie pełnego tekstu w celu zapewnienia precyzyjnego tłumaczenia terminologicznego.*-1) | 0.471 | 0.645 | 0.12 | |
| Poprawiony nachylenie N2 (µmol L-1 hr-1) | 0.351 | 0.525 | ||
| Szybkość N2-N (µmol m-2 godzina-1) | 108.1 | 157.5 | ||
| N2 - Światło | Czas (godz.) | Rdzeń A | Rdzeń B | Grupa kontrolna |
| 3.97 | 468.24 | 468.98 | 467.12 | |
| 4.88 | 468.84 | 469.21 | 467.26 | |
| 5.88 | 469.39 | 469.71 | 467.47 | |
| 6.88 | 469.62 | 470.04 | 467.41 | |
| R2 | 0.96 | 0.987 | 0.967 | |
| Nachylenie N2 (µmol L-1 zasoby ludzkie-1) | 0.481 | 0.378 | 0.096 | |
| Skorygowany nachylenie N2 (µmol L-1 hr-1) | 0.386 | 0.282 | ||
| Szybkość N2-N (µmol m-2 hr-1) | 118.9 | 84.6 | ||
| Powierzchnia właściwa rdzenia (m2) | 0.003165 | 0.003165 | ||
| Objętość rdzenia (L) | 0.4874 | 0.4747 |
Tabela 1. Dane z przebiegu czasowego dla O2 i N2 z osadów pod pływakami ostrygowych w rzece Choptank, podestuarium zatoki Chesapeake. Stężenia gazów zostały wyznaczone na podstawie stosunków O2:Ar oraz N2:Ar określonych za pomocą spektrometrii mas z wlotem membranowym. Wartości R2 regresji przebiegu czasowego są istotne dla wartości > 0,9025 (P < 0,05). Nachylenia wyznaczono za pomocą regresji liniowej, a nachylenia skorygowane określono poprzez odjęcie szybkości zmian dla próbki kontrolnej zawierającej wyłącznie kolumnę wody. Dodatnie szybkości oznaczają wypadkowe strumienie z osadu, a ujemne szybkości wskazują na strumień do osadu. Dane dotyczące strumienia N2 są wyrażone jako N2-N, co ułatwia porównanie ze strumieniami NH4+ i NOx-. W tej lokalizacji osady składały się głównie z mułu i gliny, a w kolumnie wody panowały w pełni tlenowe warunki. Powierzchnia rdzeni wynosiła 31,65 cm-2, a głębokość kolumny wody wynosiła 15,4 cm dla rdzenia A i 15,0 cm dla rdzenia B. Wszystkie stężenia N2 i O2 podano w µmol L-1. Końcowa szybkość strumienia N2 jest wyrażona jako N2-N.
| NH4+ - Ciemność | Czas (godz.) | Rdzeń A | Rdzeń B | Kontrola |
| 0 | 10.84 | 14.09 | 6.91 | |
| 1.3 | 16.19 | 20.26 | 5.83 | |
| 2.32 | 17.07 | 24.93 | 5.42 | |
| 3.97 | 22.83 | 35.43 | 4.67 | |
| R2 | 0.968 | 0.993 | 0.853 | |
| Nachylenie (µmol L-1 godz.-1) | 2.88 | 5.36 | -0.53 | |
| Skorygowane nachylenie (µmol L-1 hr-1) | 3.41 | 5.89 | ||
| Szybkość (µmol m-2 godz.-1) | 525 | 884 | ||
| NH4+ - Światło | Czas (godz.) | Rdzeń A | Rdzeń B | Kontrola |
| 3.97 | 22.83 | 35.43 | 4.67 | |
| 4.88 | 24.05 | 36.45 | 4.13 | |
| 5.88 | 25.00 | 37.60 | 3.79 | |
| 6.88 | 26.96 | |||
| R2 | 0.978 | 1 | 0.966 | |
| Nachylenie (µmol L-1 hr-1) | 1.37 | 1.13 | -0.55 | |
| Skorygowane nachylenie (µmol L-1 hr-1) | 1.92 | 1.68 | ||
| Szybkość (µmol m-2 godzina/hr (jeśli odnosi się do jednostki czasu) lub zasoby ludzkie (jeśli odnosi się do działu HR)-1) | 296 | 252 | ||
| NIEx- - Ciemno | Czas (godz.) | Rdzeń A | Rdzeń B | Kontrola |
| 0 | 4.12 | 4.01 | 4.53 | |
| 1.3 | 3.82 | 3.58 | 4.43 | |
| 2.32 | 3.70 | 3.25 | 4.28 | |
| 3.97 | 3.19 | 2.64 | 4.19 | |
| R2 | 0.976 | 0.992 | 0.967 | |
| Nachylenie (µmol L-1 hr-1) | -0.229 | -0.345 | -0.089 | |
| Poprawiony nachylenie (µmol L-1 hr-1) | -0.14 | -0.256 | ||
| Szybkość (µmol m-2 hr-1) | -21.6 | -38.4 | ||
| NIEProszę podać tekst źródłowy do przetłumaczenia.- - Światło | Czas (h) | Rdzeń A | Rdzeń B | Kontrola |
| 3.97 | 3.19 | 2.64 | 4.19 | |
| 4.88 | 3.06 | 2.59 | 4.06 | |
| 5.88 | 3.18 | 2.41 | 4.02 | |
| 6.88 | 2.95 | 2.35 | 4.2 | |
| R2 | 0.934 | 0.909 | 0.9 | |
| Nachylenie (µmol L-1 godz.-1) | -0.078 | -0.103 | 0 | |
| Skorygowany nachylenie (µmol L-1 hr-1) | -0.078 | -0.103 | ||
| Szybkość (µmol m-2 hr-1) | -12 | -15.5 | ||
| Powierzchnia rdzenia (m²2) | 0.003165 | 0.003165 | ||
| Objętość rdzenia (L) | 0.4874 | 0.4747 |
Tabela 2. Dane z przebiegu czasowego dla NH4+ i NOx- z tych samych rdzeni osadów, które zostały użyte w Tabeli 1. Wartości R2 regresji przebiegu czasowego są istotne dla wartości > 0,9025 (P < 0,05). Nachylenia wyznaczono za pomocą regresji liniowej, a nachylenia skorygowane określono poprzez odjęcie szybkości zmian wyłącznie dla próby ślepej kolumny wody. Dodatnie szybkości oznaczają strumienie netto z osadów, a ujemne szybkości wskazują na strumień do osadów. Wszystkie stężenia dla NH4+ i NO2- podano w µmol L-1.
Dyskusja
Opisana tutaj technika została zastosowana do wielu rodzajów systemów wodnych, zarówno płytkich, jak i głębokich, i stwierdziliśmy, że działa dobrze w większości przypadków. Podejście to zostało zaadaptowane z podejść stosowanych przez współpracowników i przedstawionych w literaturze; Jest zoptymalizowany do pomiaru denitryfikacji za pomocą spektrometrii mas z wlotem membrany. Jedną z mocnych stron tego podejścia jest możliwość jednoczesnej obsługi dużej liczby rdzeni. Replikacja każdego miejsca ze zduplikowanymi lub potrójnymi rdzeniami zwiększa pewność pomiarów, chociaż alternatywnym podejściem jest maksymalizacja lokalizacji przy mniejszej replikacji, w takich okolicznościach średnia wartość dla segmentu środowiskowego może być bardziej reprezentatywna dla zmienności w przyrodzie. W celu wyjaśnienia różnic sezonowych przydatną strategią może być pomiar szeregów czasowych w mniejszej liczbie lokalizacji.
W tym protokole istnieje kilka krytycznych kroków. Kluczowe znaczenie dla wykonania udanych pomiarów ma pobranie rdzeni z nienaruszonym interfejsem osad-woda. Chociaż odrzucanie rdzeni, które nie spełniają tego kryterium w terenie, może być męczące, słabe rdzenie doprowadzą do słabej dokładności i precyzji. Utrzymywanie napowietrzonych rdzeni tlenowych i temperatury zbliżonej do pierwotnej temperatury kolekcji zminimalizuje artefakty i utrzyma zdrowe, nienaruszone populacje drobnoustrojów i metazoanów. Wreszcie, w przypadku próbekO2 iN2 , dodanie środka konserwującego chlorek rtęci ma kluczowe znaczenie. Zaobserwowaliśmy, że niewłaściwa konserwacja próbek gazów, w tym nadmierne podgrzewanie i chłodzenie fiolek, może zagrozić tym pomiarom strumienia. Inne laboratoria z powodzeniem zastosowały 7,0 M ZnCl2 jako mniej toksyczny środek konserwujący, który ma niższe koszty utylizacji odpadów; W przypadku próbki o objętości 7 ml odpowiedni jest dodatek 30 μl.
Precyzyjna i dokładna analiza stosunku N2 i Ar jest kluczem do wyznaczenia strumieni N2 . Zaobserwowane proporcje N2: Ar zmieniają się w funkcji stężenia tlenu, co skłoniło niektórych badaczy do zalecania usunięcia tlenu przed analizą, zwykle przy użyciu podgrzanej miedzi28. Oprzyrządowanie używane w naszym laboratorium zostało wykorzystane do określenia wpływu tlenu na stosunek N2:Ar23 i stwierdzono, że efekt ten jest bardzo mały, < 0,03% dla umiarkowanego niedoboru tlenu. Różnice w podejściu do oceny "efektu" tlenu wydają się prowadzić do różnych wniosków różnych badaczy23,28,29. Duży wpływ tlenu na stosunki N2: Ar doprowadziłby do błędnie wysokich wskaźników wypływu N2-N; z naszego doświadczenia mamy wiele obserwacji znikomego wypływuN2-N przy wysokim tempie ubytku tlenu. W laboratoriach, w których wpływ tlenu na stosunek N2:Ar wydaje się duży, użyteczną alternatywą jest niezależny pomiar stężenia tlenu za pomocą elektrod lub optodów i usuwanie tlenu z analizy spektrometrii mas przy użyciu podgrzewanego Cu w linii.
Rozwiązywanie problemów związanych z tą techniką jest możliwe tylko po zbadaniu danych dotyczących strumienia osadów. Kluczowymi czynnikami, które należy wziąć pod uwagę, gdy regresje są słabe, są: to, czy mieszanie było ciągłe, czy próbki zostały prawidłowo pobrane i zachowane oraz czy przebiegi czasowe były zbyt krótkie, aby umożliwić oszacowanie niskich wskaźników. Długość eksperymentów jest na ogół ustalana przez przebieg czasu tlenu, przy czym niskie tempo metabolizmu wymaga dłuższych inkubacji, aby zwiększyć stosunek sygnału do szumu osadzony w regresjach przebiegu czasu. Wysokie tempo produkcji tlenu, w wyniku którego powstają pęcherzykiO2 , utrudnia strumienie gazów, ale strumienie substancji rozpuszczonej mogą pozostać nienaruszone.
Konieczne jest zrozumienie ograniczeń tego podejścia. Małe rdzenie zajmują 0,3% metra kwadratowego, a większe rdzenie 0,6%. W miejscach o znacznej niejednorodności w skali metrowej niejednorodne rozmieszczenie zwierząt lub roślin może sugerować, że jeden lub dwa rdzenie mogą nie być wystarczającą reprezentacją. Istnieją również środowiska, w których występują trudności z pomiarem. W przypadku pomiaru denitryfikacji obecność pęcherzyków metanu lub tlenu może unieważnić technikę, przy czym na stosunek N2:Ar wpływa różnicowe wprowadzanie gazów do pęcherzyków. W osadach skolonizowanych przez mikroalgi bentosowe tworzenie się pęcherzyków tlenu powoduje preferencyjne usuwanie N2 w stosunku do Ar i zmniejszenie stosunku N2: Ar. Ogólnie rzecz biorąc, nie możemy zmierzyć denitryfikacji w miejscu, w którym tworzą się pęcherzyki. Środowiska beztlenowe stwarzają różne wyzwania, a napowietrzanie rdzeni zmienia dynamikę redoks na granicy faz osad-woda. Natychmiast po zebraniu uszczelniamy rdzenie mieszadłami i uruchamiamy topniki bez całkowitej wymiany słupa wody30. Nasze eksperymenty z oświetlonymi osadami zazwyczaj mają nasycony lub bliski nasycenia poziom oświetlenia31, a tym samym maksymalizują efekt mikroalg bentosowych.
Pomiary wymiany osad-woda są pomiarem strumienia netto materiałów na granicy faz osad-woda. Jednak same te pomiary często nie są w stanie zidentyfikować mechanizmów kontrolujących te wymiany międzyfazowe. Jeśli pytanie badawcze obejmuje zrozumienie mechanizmów, konieczne mogą być inne informacje na temat reaktywności materii organicznej, strefowania końcowego akceptora elektronów, bioirygacji i bioturbacji oraz organizmów fotosyntetycznych. Wysiłki związane z modelowaniem7 mogą wymagać określenia składu chemicznego wody porowej, bezpośrednich pomiarów reaktywności materii organicznej32, zliczenia populacji zwierząt, bionawadniania osadów, akrecji osadów lub eksperymentalnych manipulacji redoks lub leżącej nad nimi chemii wody13. W naszych badaniach dobre dane dotyczące wymiany osad-woda są kluczowym elementem zrozumienia chemii osadów wodnych, a w połączeniu z innymi pomiarami identyfikują rolę procesów recyklingu osadów w wodnych cyklach biogeochemicznych.
Przy zachowaniu ostrożności w obchodzeniu się z osadami, kontroli temperatury i mieszaniu słupa wody, inkubacje rdzeniowe są użytecznym podejściem do szacowania wymiany substancji rozpuszczonych i gazów na granicy faz osad-woda. Jednak zastosowane tutaj techniki mogą wymagać modyfikacji w przypadku niektórych środowisk i trudnej logistyki, takiej jak wydłużone okresy czasu przed inkubacją. Do tej pory z powodzeniem zastosowaliśmy to podejście inkubacyjne w środowiskach ujścia rzek, przybrzeżnych, podmokłych, jezior, zbiorników, rzek i stawów retencyjnych przy minimalnych modyfikacjach.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy opracowali to podejście, korzystając z naszych obserwacji pracy przeprowadzonej przez Waltera Boyntona i Pete'a Sampou oraz wspólnej pracy nad denitryfikacją z Toddem Kana z University of Maryland Center for Environmental Science. Rozwój naszych metod denitryfikacji nie byłby możliwy bez wsparcia Maryland Sea Grant Program i National Science Foundation. Reprezentatywne dane zostały zebrane dzięki finansowaniu z Maryland Sea Grant (R/AQ-5c), a wysiłki związane z pisaniem były wspierane przez Maryland Sea Grant (R/SV-2), NOAA Chesapeake Bay Office (NA13NMF4570210), Oyster Recovery Partnership, National Science Foundation (OCE1427019), Exelon Corporation oraz Maryland Environmental Service/Maryland Port Administration.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Sonda wieloparametrowa - temperatura, tlen, zasolenie | YSI | " | Wystarczy każdy wysokiej jakości sprzęt |
| PAR Measurement | Li-Cor | 6050000 | |
| Rdzeń | Zbudowany przez warsztat mechaniczny | ||
| Rdzeń | skrzyniowy DK-Dania | HAPS Corer | Używamy również urządzeń do wiercenia w kasetonach świetlnych |
| Małe rury rdzeniowe z dnem zamontowanym na O-ringu, 3' OD, 2,5' ID. | różne firmy z | Przezroczysty akryl | |
| Średnie rurki rdzeniowe z O-ringiem, 4,5" OD, 4" ID | różne firmy z | Przezroczysty akrylowy | |
| korek butylowy rozmiar 13,5 | ogólny | ||
| gramofon | Zbudowany przez warsztat mechaniczny | ||
| Wanna | Zbudowany przez warsztat mechaniczny | ||
| Wymiana wody gąsiół | Nalgene | 2320-0050 | |
| 7 ml szklana rurka z korkiem | Chemglass | nie ma w magazynie | "Exetainers" używane przez inne laboratoria |
| Plastikowa strzykawka 20 ml Ogólne | |||
| filtry | |||
| Plastikowe rurki | Tygon | ACF00004-CP | |
| Kompaktowe lampy fluorescencyjne | Apollo Horticulture | Świetlówki kompaktowe 8U 250W |
Bibliografia
- Einsele, W. Ueber die Beziehungen des Eisenkreislaufes zum Phosphatkreislauf im Eutrophen See. Arch.Hydrobiol. 29, 664-686 (1936).
- Mortimer, C. H. The exchange of dissolved substances between mud and lake water. J Ecol. 29, 280-329 (1941).
- Cowan, J. L. W., Boynton, W. R. Sediment-water oxygen and nutrient exchanges along the longitudinal axis of Chesapeake Bay: Seasonal patterns, controlling factors and ecological significance. Estuaries. 19, 562-580 (1996).
- Fisher, T. R., Carlson, P. R., Barber, R. T. Sediment nutrient regeneration in three North Carolina estuaries. Estuar. Coast. Shelf S.e. 14, 101-116 (1982).
- McGlathery, K. J., Sundback, K., Anderson, I. C. Eutrophication in shallow coastal bays and lagoons: the role of plants in the coastal filter. Mar. Ecol-Prog Ser. 348, 1-18 (2007).
- Eyre, B. D., Ferguson, A. J. P. Comparison of carbon production and decomposition, benthic nutrient fluxes and denitrification in seagrass, phytoplankton, benthic microalgae- and macroalgae-dominated warm-temperate Australian lagoons. Mar. Ecol-Prog Ser. 229, 43-59 (2002).
- DiToro, D. M. Sediment Flux Modeling. , Wiley-Interscience. (2001).
- Testa, J. M., et al. Sediment flux modeling: Simulating nitrogen, phosphorus, and silica cycles. Estuar. Coast. Shelf S. 131, 245-263 (2013).
- Kana, T. M., Cornwell, J. C., Zhong, L. J. Determination of denitrification in the Chesapeake Bay from measurements of N-2 accumulation in bottom water. Estuar. Coasts. 29, 222-231 (2006).
- Hammond, D. E., Cummins, K. M., McManus, J., Berelson, W. M., Smith, G., Spagnoli, F. Methods for measuring benthic nutrient flux on the California Margin: Comparing shipboard core incubations to in situ lander results. Limnol. Oceanog Methods. 2, 146-159 (2004).
- Miller-Way, T., Boland, G. S., Rowe, G. T., Twilley, R. R. Sediment oxygen consumption and benthic nutrient fluxes on the Louisiana continental shelf: a methodological comparison. Estuaries. 17, 809-815 (1994).
- Kana, T. M., et al. Membrane inlet mass spectrometer for rapid high-precision determination of N2, O2, and Ar in environmental water samples. Anal. Chem. 66, 4166-4170 (1994).
- Gao, Y., Cornwell, J. C., Stoecker, D. K., Owens, M. S. Influence of cyanobacteria blooms on sediment biogeochemistry and nutrient fluxes. Limnol. Oceanogr. 59, 959-971 (2014).
- Hopfensperger, K. N., Kaushal, S. S., Findlay, S. E. G., Cornwell, J. C. Influence of Plant Communities on Denitrification in a Tidal Freshwater Marsh of the Potomac River, United States. J. Environ. Qual. 38, 618-626 (2009).
- Cornwell, J. C., Kemp, W. M., Kana, T. M. Denitrification in coastal ecosystems: environmental controls and aspects of spatial and temporal scale. Aquat. Ecol. 33, 41-54 (1999).
- LaMontagne, M. G., Valiela, I. Denitrification measured by a direct N2 flux method in sediments of Waquoit Bay, MA. Biogeochemistry. 31, 63-83 (1995).
- Nielsen, L. P. Denitrification in sediment determined from nitrogen isotope pairing. FEMS Microbiol Ecol. 86, 357-362 (1992).
- Ferguson, A. J. P., Eyre, B. D., Gay, J. M. Organic matter and benthic metabolism in euphotic sediments along shallow sub-tropical estuaries, northern New South Wales, Australia. Aq. Microb. Ecol. 33, 137-154 (2003).
- Coley, T. L. The effect of flow on the fluxes of oxygen, dinitrogen gas, nitrate and ammonium in diffusively controlled sediments using stirred experimental chambers. , MEES Program, University of Maryland. M.S. Thesis (2003).
- Owens, M. S. Nitrogen cycling and controls on denitrification in mesoahaline sediment of Chesapeake Bay. , MEES Program, University of Maryland. M.S. Thesis (2009).
- Sundback, K., Jonsson, B. Microphytobenthic productivity and biomass in sublittoral sediments of a stratified bay, southeastern Kattegat. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 122, 63-81 (1988).
- Petersen, J. E., Cornwell, J. C., Kemp, W. M. Implicit scaling in experimental enclosed aquatic ecosystems. Oikos. 85, 3-18 (1999).
- Kana, T. M., Weiss, D. L. Comment on "Comparison of isotope pairing and N-2 : Ar methods for measuring sediment denitrification" by B. D. Eyre, S. Rysgaard, T. Daisgaard, and P. Bondo Christensen. 2002. Estuaries 25: 1077-1087. Estuaries. 27, 173-176 (2004).
- Parsons, T. R., Maita, Y., Lalli, C. M. A Manual of Chemical and Biological Methods for Seawater Analysis. , Pergamon Press. (1984).
- Doane, T. A., Horwath, W. R. Spectrophotometric determination of nitrate with a single reagent. Analytical Letters. 36, 2713-2722 (2003).
- Testa, J. M., et al. Modeling the impact of floating oyster (Crassostrea virginica) aquaculture on sediment-water nutrient and oxygen fluxes. Aquac. Environ. Interact. 7, 205-222 (2015).
- Hamme, R. C., Emerson, S. R. The solubility of neon, nitrogen and argon in distilled water and seawater. Deep-Sea Res. Part I-Oceanogr. Res. Papers. 51, 1517-1528 (2004).
- Chong, L. S., Prokopenko, M. G., Berelson, W. M., Townsend-Small, A., McManus, J. Nitrogen cycling within suboxic and anoxic sediments from the continental margin of Western North America. Marine Chemistry. 128, 13-25 (2012).
- Eyre, B. D., Rysgaard, S., Dalsgaard, T., Christensen, P. B. Comparison of isotope pairing and N-2 : Ar methods for measuring sediment-denitrification-assumptions, modifications, and implications. Estuaries. 25, 1077-1087 (2002).
- Lee, D. Y., et al. The Effects of Oxygen Transition on Community Respiration and Potential Chemoautotrophic Production in a Seasonally Stratified Anoxic Estuary. Estuar.Coasts. 38, 104-117 (2015).
- MacIntyre, H. L., Geider, R. J., Miller, D. C. Microphytobenthos: The ecological role of the "secret garden" of unvegetated, shallow-water marine habitats .1. Distribution, abundance and primary production. Estuaries. 19, 186-201 (1996).
- Aller, R. C., Mackin, J. E. Open-incubation, diffusion methods for measuring solute reaction rates in sediments. J. Mar. Res. 47, 411-440 (1989).
Przedruki i uprawnienia
