Bentosowa wymianaO2, N2 i rozpuszczonych składników odżywczych przy użyciu inkubacji z małym rdzeniem

Summary

Tutaj prezentujemy małe inkubacje rdzenia do pomiaru wymiany gazu osad-woda i substancji rozpuszczonej. Umożliwią one wiarygodne pomiary wymiany osad-woda, które ocenią rolę osadów we wpływie na procesy biologiczne i biogeochemiczne w ekosystemach wodnych.

Abstract

Pomiar wymiany osad-woda między gazami i substancjami rozpuszczonymi w osadach wodnych dostarcza danych cennych dla zrozumienia roli osadów w obiegach składników odżywczych i gazów. Po zebraniu rdzeni z nienaruszonymi granicami faz osad-woda, są one zanurzane w zbiornikach inkubacyjnych i utrzymywane w warunkach tlenowych w temperaturach in situ. Aby zainicjować przebieg w czasie nałożonego składu chemicznego wody, rdzenie są uszczelniane bez pęcherzyków za pomocą górnej nasadki z zawieszonym mieszadłem. Do określenia szybkości wymiany wody osadowej wykorzystuje się przebiegi czasowe 4-7 punktów poboru próbek. Sztuczne oświetlenie symuluje warunki dzienne dla płytkich osadów fotosyntetycznych, a w połączeniu z ciemnymi inkubacjami może zapewnić codzienną wymianę sieci. Pomiar netto N₂ jest możliwy dzięki pobieraniu próbek z przebiegu czasowego stężeń rozpuszczonych gazów, przy czym wysoce precyzyjna analiza spektrometryczna mas stosunków N₂:Ar zapewnia środki do pomiaru stężeń N₂. Z powodzeniem zastosowaliśmy to podejście do jezior, zbiorników wodnych, ujść rzek, terenów podmokłych i stawów wody burzowej, a przy zachowaniu ostrożności podejście to dostarcza cennych informacji na temat równowagi biogeochemicznej w ekosystemach wodnych.

Introduction

Osady są kluczowymi składnikami biogeochemicznymi ekosystemów wodnych i często są ważnymi pochłaniaczami składników odżywczych i zanieczyszczeń. Pionierskie badania biogeochemii składników odżywczych, gazów i metali przejściowych w osadach jeziornych ujawniły wymianę osadów rozpuszczonych i gazów z leżącą nad nimi wodą, która miała różne warunki redoks^1,2. W przypadku składników odżywczych osady mogą być źródłem fosforu i związanego azotu po remineralizacji materii organicznej oraz pochłaniaczem tlenu w środowiskach niefotosyntetycznych^3,4. Fotosynteza zanurzonych makrofitów, makroglonów i mikroalg bentosowych może mieć głęboki wpływ na wymianę rozpuszczonych substancji na granicy faz osad-woda^5,6.

Pomiary wymiany substancji rozpuszczonych i gazów na granicy styku osad-woda są przeprowadzane zarówno dla celów nauk podstawowych, jak i stosowanych, w tym kalibracji inżynierskich i naukowych modeli jakości wody^7,8. Celem tych metod, w jak największym stopniu, jest zapewnienie wiarygodnych i dokładnych wskaźników wymiany osad-woda. Do oceny wymiany chemicznej na granicy faz osad-woda zastosowano wiele różnych podejść. Akumulacja gazów i substancji rozpuszczonych w wodach dennych w układach warstwowych może być przydatna⁹, ale nie jest ważna dla wymiany osad-woda powyżej termoklin lub piknoklin. Korelacja wirowa wymaga pomiarów wysokiej częstotliwości gazów, na ogół tlenu, w połączeniu z pomiarem pionowych prędkości wody o wysokiej częstotliwości; Technika ta jest niezwykle obiecująca, ale obecnie nie może dostarczyć danych do badań nad wymianą składników odżywczych. Kopuły lub komory in situ są wysoce preferowaną metodą, której zaletą jest pokrycie większej powierzchni osadów i utrzymanie temperatury in situ, ciśnienia w głębokiej wodzie i poziomu światła¹⁰. W praktyce są to bardzo kosztowne pomiary, wymagające dużo czasu na większych statkach badawczych; Większość zastosowań dotyczy głębszej strefy przybrzeżnej lub osadów oceanicznych. Techniki inkubacji rdzeniowej wykorzystujące przepływ przez komory, które osiągają stan ustalony, są doskonałe do utrzymywania względnie stałego składu chemicznego wody, w tym tlenu, podczas inkubacji¹¹. Ponieważ szybkość jest określana w stanie ustalonym na podstawie różnic stężeń między dopływającą i odpływającą wodą oraz na podstawie szybkości wymiany wody, inkubacje te mogą zająć dużo czasu.

Podejście do inkubacji rdzenia czasowego stosowane przez nasze laboratorium zostało zaadaptowane z metod stosowanych przez wiele różnych laboratoriów w Ameryce Północnej i Europie, i istnieje znaczna ilość literatury opartej na tym ogólnym podejściu. Dostosowaliśmy to podejście do pomiaru strumieni N_2-N ¹², często określanych jako denitryfikacja, i zastosowaliśmy je do fotosyntetycznych i niefotosyntetycznych środowisk osadowych, w tym ujść rzek¹³, jezior, zbiorników wodnych i terenów podmokłych¹⁴. Dzięki tym badaniom znaleźliśmy wiele środowisk, w których nasze ogólne podejście działa dobrze, a niektóre nie. Pomiar denitryfikacji został przeprowadzony w wielu różnych środowiskach lądowych i wodnych, ponieważ proces ten stanowi kluczową utratę azotu w ekosystemach. Do wykonania pomiarów denitryfikacji zastosowano wiele podejść, niektóre bezpośrednie, a niektóre pośrednie¹⁵. Pomiary bezpośredniego strumienia_N2 są bardzo trudne ze względu na wysoką zawartość w atmosferze_N2 i wynikające z tego wysokie stężenia rozpuszczone w wodzie¹⁶. Okazało się, że dwa podejścia najlepiej reprezentują wskaźniki istotne dla środowiska: parowanie izotopów przy użyciu izotopów N¹⁷ oraz stosunek N₂:Ar stosowany w naszym laboratorium. Metoda parowania izotopów jest z powodzeniem stosowana w wielu środowiskach i charakteryzuje się bardzo wysoką czułością przy niskich szybkościach. Stosujemy podejście oparte na stosunku N₂:Ar ze względu na jego prostotę oraz dlatego, że jest ono wystarczająco czułe w środowiskach, których często badamy.

W tym artykule opisujemy techniczne podejście, które stosowaliśmy w ciągu ostatnich dwóch dekad do pomiaru wymiany osad-woda między gazami i substancjami rozpuszczonymi. Wszelkie pomiary wymiany osad-woda muszą uwzględniać warunki polowe oraz szereg parametrów doświadczalnych. Czynniki te obejmują temperaturę, warunki jasne/ciemne¹⁸, mieszanie/przepływ fizyczny na granicy faz osad-woda¹⁹, stężenia tlenu rozpuszczonego²⁰ i inne czynniki, które są kluczowymi elementami dokonywania dobrych pomiarów. Na przykład, jeśli rdzenie są pobierane z obszarów, które otrzymują wystarczające oświetlenie do wzrostu mikroalg bentosowych, konieczne jest opracowanie eksperymentów, które obejmują zarówno ciemne, jak i jasne warunki²¹. Podobnie, dodanie natlenionej wody leżącej nad powierzchnią do rdzeni beztlenowych nie odtwarza warunków polowych. Eksperymentalne ogrodzenie jakiejkolwiek części ekosystemów wodnych może prowadzić do nieuniknionych artefaktów²²; Niezwykle ważne jest, aby podejścia stosowane w programie pomiaru wymiany osad-woda: 1) rozpoznawały czynniki kontrolujące wymianę osad-woda w każdym ekosystemie oraz 2) minimalizowały artefakty pochodzące z manipulacji eksperymentalnej.

Protocol

Uwaga: Zbiór rdzeni z niezakłóconymi granicami faz osad-woda jest niezbędny do wykonania dobrych pomiarów eksperymentalnych wymiany; wysoce zakłócone rdzenie prawdopodobnie wymieniają substancje rozpuszczone w porach z leżącą nad nimi wodą i mają zwiększony pobór tlenu poprzez utlenianie Fe(II) i zredukowanych związków siarki. W niniejszym artykule kładziemy nacisk na procedury inkubacji osadów z jedynie pobieżnym uwzględnieniem technik pobierania próbek osadów oraz analiz chemicznych substancji rozpuszczonych i gazów. Przed doborem próby lub na podstawie wstępnych wyników należy określić stopień replikacji w zależności od ogólnych potrzeb projektu, projektu statystycznego lub oczekiwanej zmienności przestrzennej w małej skali. Zduplikowane rdzenie to minimum używane w wielu badaniach, a potrójne rdzenie są przydatne, aby umożliwić lepszą analizę statystyczną.

1. Zbieranie i obsługa osadów

Uwaga: Zbieranie osadów do eksperymentów wymiennych odbywa się za pomocą 1) ręcznego wprowadzania rdzeni za pomocą nurków lub w płytkiej wodzie lub na podmokłym terenie, przez brodzenie, 2) rdzeniowania słupa za pomocą aluminiowego drążka z ręcznie zamykanym zaworem w celu zatrzymania osadów, lub 3) rdzeniowania skrzynkowego.

1. W każdym miejscu zarejestruj lokalizację miejsca za pomocą GPS, określ tlen w wodzie dennej, temperaturę i zasolenie za pomocą sondy jakości wody oraz określ promieniowanie fotosyntetycznie aktywne (PAR) na powierzchni i na dnie za pomocą czujnika/miernika PAR.
   1. Obniż sondę jakości wody do ~1 m powyżej osadu i zarejestruj charakterystykę wody dennej (głębokość, temperatura, tlen rozpuszczony, temperatura i zasolenie/przewodność).
   2. Opuść czujnik PAR z sondą podwodną do granicy faz osad-woda za pomocą ramy opuszczającej. Porównaj odczyty PAR w pobliżu powierzchni osadu z odczytami PAR bezpośrednio pod granicą faz powietrze-woda, aby oszacować tłumienie światła w warunkach oświetlenia otoczenia.
   3. Rozłóż rdzeń skrzynkowy na burcie łodzi/statku, opuszczając go powoli, aby zminimalizować zakłócenia podczas penetracji osadu. Sprawdzić skrzynkę rdzeniową pod kątem widocznych zakłóceń lub nadmiernego ponownego zawieszenia.
      1. W przypadku rdzenia skrzynkowego włóż rurki rdzeniowe do osadu i użyj korka butylowego, aby przykryć górną część rdzenia. W przypadku eksperymentów z topnikiem, podczas gdy idealna równowaga osadowo-wodna w rdzeniu wynosi 15 cm wody i 15 cm osadu, w osadach gruboziarnistych lub silnie zagęszczonych gromadzenie osadów o mniejszej głębokości jest akceptowalnym wynikiem. Jeśli tempo ubytku tlenu jest nadmierne, przesuń równowagę w kierunku większej wysokości słupa wody.
      2. Zazwyczaj używa się rdzeni o średnicy wewnętrznej 6,35 cm do badań głębokiej wody, a do osadów z mikroalgami bentosowymi lub dużymi populacjami zwierząt należy używać rdzeni o średnicy wewnętrznej 10 cm. Głównym ograniczeniem rozmiaru rdzenia jest możliwość zaślepienia dolnej części rdzenia.
      3. Przykryj spód akrylową płytą dolną z osadzonym O-ringiem. Powtarzaj ten proces, aż zostanie zebrana wystarczająca liczba powtórzeń. Za pomocą rdzenia biegunowego najpierw umieść akrylową dolną płytę w wkładce rdzenia, wyjmij rdzeń z rdzenia i dodaj korek.
2. Umieść rdzenie w wysokiej, izolowanej chłodnicy wodnej, która jest zalana wodą z otoczenia z terenu budowy; pomaga to utrzymać temperaturę na miejscu. Upewnij się, że chłodnica pozostaje w pozycji pionowej. Wyrzuć rdzenie, które zostały naruszone podczas transportu.
3. Przepompuj wodę denną pobraną w pobliżu powierzchni osadu do 20-litrowych balonów do wykorzystania w eksperymentach. Użyj pompy membranowej o wydajności 10-20 l/min lub wysokoobrotowej pompy perystaltycznej.
   1. W płytkiej, nierozwarstwionej wodzie napełnij balon, "zanurzając" go w wodzie. Filtracja wody dennej za pomocą wbudowanego filtra kasetowego o dużej pojemności może być przydatna w miejscach o wysokich wskaźnikach poboru tlenu w słupie wody lub fotosyntezie (w świetle), minimalizując korekcję z rdzeni kontrolnych tylko słupa wody.
4. Przetransportować rdzenie tak szybko, jak to możliwe, do zakładu inkubacji. W przypadku wydłużonego transportu rdzenie tlenowe mogą stać się beztlenowe i konieczne jest sztuczne bulgotanie lub krążenie.

2. Wstępna konfiguracja

1. W zakładzie inkubacji umieścić rdzenie w wannie inkubacyjnej w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze lub w inkubatorze o podwójnych ściankach z kontrolą temperatury za pomocą cyrkulatora grzewczego/chłodzącego. Ustawić temperaturę na dolnych temperaturach wody mierzonych w ppkt 1.1.1.
2. Dodaj wodę z dna do inkubatora, całkowicie zanurzając rdzenie osadu. Dodaj również wodę do 5-litrowych balonów z króćcami, które będą używane do dozowania wody zastępczej.
3. Dodaj rdzeń zawierający samą wodę (bez osadu) do inkubatora. Stosowanie ślepych prób słupa wody jest ważne w większości środowisk w celu skompensowania wszelkich procesów zachodzących w słupie wody, które wpływają na gazy i substancje rozpuszczone. Do pomiaru denitryfikacji ślepe próby mogą odzwierciedlać nie tylko procesy zachodzące w słupie wody, ale także wymianę gazów z akrylowymi ściankami rdzenia.
4. Rdzenie bąbelkowe z powietrzem przez co najmniej 2 godziny, aby zapewnić równowagę termiczną i pełne natlenienie wody znajdującej się nad powierzchnią. Mogą być przechowywane przez noc, a kursy czasowe mogą być rozpoczynane następnego dnia rano. Dłuższe okresy preinkubacji nie były oceniane pod kątem skuteczności.
   1. Do napowietrzania należy użyć małego bełkotki "T" składającej się z rury PVC 1/2" ze złączką trójdrożną; rurka 1/8' włożona na dno T powoduje porywanie wody do góry podczas bulgotania i zapewnia nie tylko natlenienie, ale także cyrkulację wody w rdzeniu z wodą w wannie inkubacyjnej.

3. Procedury inkubacji osadowo-wodnej

1. Po sprawdzeniu temperatury, aby upewnić się, że odpowiada warunkom polowym, przymocuj bączki do wierzchołków rdzeni. W tym momencie uszczelnij rdzeń przed wodą ze zbiornika. Podczas tego procesu należy pozostawić otwarty zawór do pobierania próbek na rdzeniu. Ręcznie delikatnie zmieść wszelkie pęcherzyki powietrza od spodu bączka.
2. Podnieś wymienny pojemnik na wodę ~ 30-40 cm wyżej niż szczyty rdzeni inkubacyjnych i opróżnij przewody w dół, aby usunąć powietrze z linii. Będąc nadal płynącym, przymocuj przewody do wierzchołków rdzenia i zamknij zawory.
3. Włącz centralny talerz obrotowy do mieszania i dostosuj prędkość obrotową tak, aby rdzenie obracały się ~ 40 razy na minutę lub z szybkością wystarczającą do wymieszania słupa wody, ale nie do ponownego zawieszenia osadu.
4. Po około 5 minutach od uszczelnienia wszystkich rdzeni otwórz zamienny zawór wody i zawór próbki, a następnie przymocuj krótki kawałek rurki do zaworu próbki za pomocą złączki Luer. Umieścić tę probówkę do pobierania próbek na dnie szklanej probówki o pojemności 7 ml, która jest wypełniona po brzegi. Przed zamknięciem probówki dodaj 10 μl 30 g ^L-1 HgCl₂ jako środek konserwujący.
   1. Próbki te należy przechowywać pod wodą w temperaturach zbliżonych do temperatury inkubacji. Inne laboratoria z powodzeniem stosowały "Exetainery" o pojemności 12 ml do przechowywania próbek.
5. W celu pobrania próbki substancji rozpuszczonej należy podłączyć cylinder strzykawki o pojemności 20 ml do zaworu próbki i otworzyć zamienny zawór wody. Cylinder strzykawki napełnia się do pełnego użycia wyłącznie grawitacji. Założyć tłok i krążek filtrujący, a następnie przefiltrować próbki do fiolek. Próbki do analizy składników odżywczych zamraża się w temperaturze -20 °C do czasu analizy.
   Uwaga: Przebieg czasowy pobierania próbek w ciemności zazwyczaj obejmuje 4 okresy pobierania próbek, przy czym odstępy między próbkami wynoszą od 0,5 do > 2 godzin, w zależności od szybkości pobierania tlenu. Przy niskich wskaźnikach poboru tlenu odstępy czasowe są długie; W osadach o wysokim tempie oddychania odstępy muszą być krótkie. Zbyt duża objętość próbki pobranej w każdym punkcie pobierania próbek może spowodować, że próbki będą stanowiły zbyt dużą część całej objętości próbki; W naszej pracy te objętości próbek skutkują znikomą korektą. Jeśli potrzebna jest większa objętość próbki, może być konieczne zastosowanie rdzeni o większej średnicy lub zwiększenie wysokości słupa wody.
6. Nie należy kontynuować pobierania próbek w czasie poniżej progu 50% wyczerpania tlenu, przy czym niedobór tlenu wynoszący 25% zwykle zapewnia wystarczający sygnał w stężeniach składników odżywczych. W tym przypadku użyj skalibrowanych optodów do bezpośredniej analizy stężeń tlenu i nasycenia tlenem.
   1. Jeżeli osady pochodzą z płytkiego, oświetlonego środowiska, przy 4. pobieraniu próbek włącz światła i pobierz 3 kolejne próbki. Należy zauważyć, że w osadach wysoce fotosyntetycznych przesycenie_O2 i tworzenie się pęcherzyków w niektórych przypadkach ogranicza pomiar strumieni gazów. Ciągłe monitorowanie tlenu jest coraz bardziej opłacalną i wartościową alternatywą, a światłowodowa technologia pomiarowa wykorzystuje stosunkowo małe sondy, które są wysoce niezawodne i precyzyjne.
7. Na zakończenie inkubacji osadów zmierz wysokość słupa wody lub wlej słup wody do cylindra z podziałką, aby bezpośrednio określić objętość wody i zrób zdjęcia każdego rdzenia.

4. Przykładowa analiza

1. Pompować próbki do analizy_N2,_O2 i Ar do spektrometru masowego z membranowym wlotem i określać stosunki N₂: Ar i O₂: Ar do < dokładności 0,03%^12,23.
   1. Sprzęgnij kwadrupolowy spektrometr masowy z wlotem membrany. Wepchnij próbkę do rurki membranowej za pomocą pompy perystaltycznej. Odpady z próbki należy zebrać w plastikowym balonie i potraktować jako odpad chemiczny ze względu na środek konserwujący Hg. Przeprowadzić kalibrację z wodą dejonizowaną zrównoważoną powietrzem w temperaturze inkubacji.
2. Ręczne analizy składników odżywczych na próbkach o ≤ 5 ml lub mniejszych objętościach za pomocą automatycznych analizatorów. Po rozmrożeniu próbki natychmiast rozpocznij analizy. Wybór procedury analizy składników pokarmowych musi zapewniać precyzję wystarczającą do zaobserwowania zmian stężenia składników pokarmowych podczas inkubacji. Typowe granice wykrywalności wynoszą < 0,05 μmol ^L-1, a trendy w czasie mogą być trudne do zaobserwowania zarówno przy ekstremalnie niskich, jak i ekstremalnie wysokich stężeniach składników odżywczych.
   1. Do analiz kolorymetrycznych rozpuszczalnego fosforu reaktywnego należy stosować technikę fosfomolibdenianu kwasu askorbinowego. Do analiz amonowych należy wykorzystać nocny rozwój koloru przy użyciu odczynnika podchlorynu fenolu²⁴. Zautomatyzowane analizy kolorymetryczne, wykorzystujące przepływ segmentowy lub analizator dyskretny, są doskonałą alternatywą i wykorzystują mniejszą objętość próbki.
   2. Do analiz azotanów i azotynów należy wykorzystać nocne wywoływanie koloru przy użyciu chlorku wanadu jako reduktora²⁵ lub użyć automatycznego analizatora
   3. Porównaj absorbancje wyznaczone za pomocą spektrofotometru UV/VIS z krzywymi wzorcowymi i określ stężenia na podstawie regresji stężeń wzorcowych i absorbancji.

5. Obliczanie kursów wymiany osadu i wody

1. Regresja stężeń gazu lub składnika odżywczego w funkcji czasu niezależnie dla inkubacji ciemnych i oświetlonych, z nachyleniem wyrażonym jako μmol ^{L-1 hr-1}. Skorygować nachylenia rdzeni inkubacyjnych pod kątem nachylenia rdzeni tylko z kolumną wody. Do obliczeń należy używać tylko znaczących regresji (P < 0,05); Zidentyfikuj nieistotne dane w końcowych arkuszach kalkulacyjnych danych.
2. Obliczać współczynniki wymiany osad-woda na podstawie nachylenia zmiany stężeń składników chemicznych w wodzie znajdującej się nad powierzchnią:
   
   Gdzie F jest strumieniem (μmol ^{m-2 hr-1}), ΔC/Δt jest nachyleniem zmiany stężenia w leżącej nad nim wodzie (μmol ^{L-1 hr-1}), V jest objętością leżącej nad nią wody (L), a A jest powierzchnią inkubowanego rdzenia (^m-2). Aby oszacować dzienny przepływ, pomnóż wskaźnik oświetlenia przez godziny światła i dodaj do współczynnika ciemności pomnożonego przez godziny ciemności.

6. Raportowanie

1. Przedstawiając wyniki pomiarów wymiany osad-woda, należy dostarczyć wystarczających informacji, aby inni naukowcy mogli zrozumieć środowisko, z którego pobrano próbki. Podstawowe informacje obejmują: 1) lokalizację miejsca i głębokość wody, 2) cechy fizyczne, takie jak temperatura pola i inkubacji oraz PAR, 3) cechy wód dennych, takie jak tlen, stężenie składników odżywczych i zasolenie, oraz 4) cechy osadów, takie jak wielkość ziarna, stężenie materii organicznej i obecność zwierząt bentosowych.

Results

Wyniki pomiarów strumienia osadów w pobliżu zakładu akwakultury na rzece Choptank (Zatoka Chesapeake, MD) są pokazane na rysunku 1, a interpretacja tych wyników w kontekście ekosystemu jest przedstawiona gdzie^{indziej 26}. Inkubacje prowadzono przez 7 godzin, z ciemnymi inkubacjami, po których następowały dane z inkubacji oświetlonych. Wyświetlane są dane z dwóch rdzeni, a także kontrolka tylko słupa wody. Gwałtowny spadek tlenu w ciemności był nieco osłabiany przez oświetlenie; Tempo fotosyntezy produkcji mikroglonów nie było tak wysokie jak oddychanie, a głównym efektem oświetlenia było zmniejszone tempo przemiany tlenu. Rdzeń kontrolny doświadczył niewielkich spadków stężenia tlenu w ciemności i niewielkich wzrostów światła.

Stężenia N₂ zostały określone na podstawie stosunku N₂:Ar i obliczonych wartości nasycenia Ar dla obserwowanej temperatury i zasolenia²⁷. Przy typowej dokładności 0,02% dla stosunku N₂:Ar dane te są precyzyjne do ~0,1 μmol ^L-1 N₂. Rdzenie osadów i puste rdzenie słupa wody miały z czasem wzrost N₂, przy znacznie wyższym tempie wzrostu rdzeni. W oświetleniu nachylenie było na ogół podobne do tempa zmian ciemności N₂.

Strumienie rozpuszczonego NH>₄⁺ były dość wysokie w tym miejscu, z ciemnym wzrostem > 20 μmol ^L-1 na jeden rdzeń. Oświetlone strumienie NH₄⁺ były znacznie niższe. Zarówno rdzenie, jak i ślepa część słupa wody miały z czasem zmniejszające się stężenie_{NO x}^-, wyrównując się podczas oświetlenia. Dla wszystkich strumieni dane dotyczące stężenia oraz dane dotyczące objętości rdzenia i innych istotnych parametrów przedstawiono w tabelach 1 i 2.

Rysunek 1. Dane dotyczące przebiegu w czasie z płytkiej wody w rzece Choptank, która była pokryta pływakami zawierającymi hodowane ostrygi. Dane pochodzą z rdzeni replikowanych (A i B), a dane z pustego słupa wody są wyświetlane. Stężenia tlenu_N2, NH₄⁺ i NO_x^- (suma NO₃^- i NO₂^- są przedstawione zarówno dla ciemnej części inkubacji (obszar zacieniony), jak i dla oświetlonej części inkubacji. Czwarty punkt czasowy ciemnej inkubacji jest również pierwszym punktem czasowym oświetlonego szeregu czasowego; Światła były włączone w momencie pobierania próbek. Linie są regresjami liniowymi, a nachylenia przedstawiono w tabeli 1. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Tlen - Ciemny Czas (godz.) Rdzeń A Rdzeń B kontrola 0 235,1 szt. 221,7 pkt. 235,2 TGL 1.3 204,3 TGL 170,6 pkt. 235,3 pkt. Godzina 2,32 162,7 pkt. 138,9 pkt. Rozdział 232 3,97 pkt. 145,3 pkt. 77,9 pkt. 222,2 pkt. R² 0,943 pkt. 0,999 0,836 Nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) -23,5 pkt. -35,9 pkt. -3,4 pkt. Skorygowane nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) -20,1 pkt. -32,5 pkt. Szybkość (μmol ^{m-2 hr-1}) -3 095 szt. -4 875 szt. Tlen - Światło Czas (godz.) Rdzeń A Rdzeń B kontrola 3,97 pkt. 145,3 pkt. 77,9 pkt. 222,2 pkt. Norma 4,88 pkt. 133,5 pkt. 68,8 pkt. 224,3 pkt. Klasa 5,88 122,8 pkt. 40,3 pkt. 221,6 pkt. 6,88 pkt. Rozdział 116 49,2 pkt. 230,5 pkt. R² 0,981 pkt. 0,999 0,994 Nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) -10,1 pkt. -9,8 pkt. 2.9 Skorygowane nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) -13 pkt. -12,7 pkt. Szybkość (μmol ^{m-2 hr-1}) -2 000 szt. -1 905 szt. N₂ - Ciemny Czas (godz.) Rdzeń A Rdzeń B kontrola 0 466,46 pkt. 466,40 zł 466,62 pkt. 1.3 466,74 pkt. 467,49 pkt. 466,11 szt. Godzina 2,32 467,55 zł 468,18 pkt. 466,74 pkt. 3,97 pkt. 468,24 pkt. 468,98 zł 467,12 pkt. R² 0,963 0,98 pkt. 0,854 pkt. Nachylenie N₂ (μmol ^{L-1 hr-1}) 0,471 pkt. 0,645 pkt. 0,12 Skorygowane nachylenie N₂ (μmol ^{L-1 hr-1}) 0,351 pkt. 0,525 pkt. Oceń N_2-N (μmol ^{m-2 hr-1}) 108,1 szt. 157,5 pkt. N₂ - Lekki Czas (godz.) Rdzeń A Rdzeń B kontrola 3,97 pkt. 468,24 pkt. 468,98 zł 467,12 pkt. Norma 4,88 pkt. 468,84 pkt. 469,21 pkt. 467,26 pkt. Klasa 5,88 469,39 pkt. 469,71 pkt. 467,47 pkt. 6,88 pkt. 469,62 pkt. Norma 470.04 TGL 467,41 zł R² 0,96 pkt. 0,987 pkt. 0,967 pkt. Nachylenie N₂ (μmol ^{L-1 hr-1}) 0,481 TGL 0,378 pkt. 0,096 punktu Skorygowane nachylenie N₂ (μmol ^{L-1 hr-1}) 0,386 pkt. 0,282 pkt. Oceń N_2-N (μmol ^{m-2 hr-1}) 118,9 pkt. 84,6 pkt. Powierzchnia rdzenia (m²) Numer katalogowy: 0,003165 Numer katalogowy: 0,003165 Objętość rdzenia (L) 0,4874 TGL 0,4747

Tabela 1. Dane dotyczące przebiegu w czasie dla_O2 i N₂ z osadów pod akwakulturą ostryg unoszących się w rzece Choptank, podujściu Zatoki Chesapeake. Stężenia gazów pochodzą ze stosunków_O2:Ar i N₂:Ar określonych za pomocą spektrometrii mas na wlocie membranowym. Wartości regresji przebiegu czasowego R² są istotne dla wartości > 0,9025 (P < 0,05). Nachylenia są określane za pomocą regresji liniowej, a skorygowane nachylenia są określane przez odjęcie szybkości zmiany słupa wody tylko na puste. Współczynniki dodatnie to strumienie netto z osadu, współczynniki ujemne wskazują na przepływ do osadu. Dane dotyczące strumienia_N2 są wyrażone jako N_2-N, co ułatwia porównanie ze strumieniami NH₄⁺ i NO_x^-. Na tym stanowisku znajdowały się osady składające się głównie z mułu i gliny z całkowicie tlenowymi warunkami słupa wody. Powierzchnia rdzeni wynosiła 31,65 ^cm-2, a głębokość słupa wody 15,4 cm dla rdzenia A i 15,0 cm dla rdzenia B. Wszystkie stężenia dla N₂ i O₂ wynoszą μmol ^L-1. Końcowa szybkość dla strumienia N₂ jest wyrażona jako N_2-N.

NH₄⁺ - Ciemny Czas (godz.) Rdzeń A Rdzeń B kontrola 0 Godzina 10,84 Godzina 14.09 6,91 pkt. 1.3 Godzina 16.19 Godzina 20,26 5,83 pkt. Godzina 2,32 Godzina 17.07 Z dnia 24,93 grudnia Klasa 5,42 3,97 pkt. Godzina 22,83 Rejon 35,43 Norma 4,67 pkt. R² 0,968 pkt. 0,993 pkt. 0,853 pkt. Nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) Z drugiej strony, 88 pkt. Norma 5,36 pkt. -0,53 pkt. Skorygowane nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) Pytanie 3,41 Norma 5,89 pkt. Szybkość (μmol ^{m-2 hr-1}) 525 szt. 884 SZT. NH₄⁺ - Lekki Czas (godz.) Rdzeń A Rdzeń B kontrola 3,97 pkt. Godzina 22,83 Rejon 35,43 Norma 4,67 pkt. Norma 4,88 pkt. Godzina 24.05 Godzina 36,45 Rozdział 4.13 Klasa 5,88 godz. 25.00 Godzina 37,60 Rejon 3,79 6,88 pkt. Godzina 26,96 R² 0,978 pkt. 1 0,966 Nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) Klasa 1,37 Pytanie 1,13 -0,55 pkt. Skorygowane nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) 1,92 pkt. 1,68 pkt. Szybkość (μmol ^{m-2 hr-1}) Rozdział 296 Z kolei 252 TGLI NIE_x^- - Ciemny Czas (godz.) Rdzeń A Rdzeń B kontrola 0 Rozdział 4.12 Norma 4.01 Godzina 4,53 1.3 Rejon 3,82 3,58 pkt. Godzina 4,43 Godzina 2,32 Godzina 3,70 Godzina 3,25 Godzina 4,28 3,97 pkt. Pytanie 3,19 Z drugiej strony, 64 TGL Rozdział 4.19 R² 0,976 pkt. 0,992 pkt. 0,967 pkt. Nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) -0,229 pkt. -0,345 pkt. -0,089 pkt. Skorygowane nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) -0,14 pkt. -0,256 pkt. Szybkość (μmol ^{m-2 hr-1}) -21,6 pkt. -38,4 pkt. NIE_x^- - Światło Czas (godz.) Rdzeń A Rdzeń B kontrola 3,97 pkt. Pytanie 3,19 Z drugiej strony, 64 TGL Rozdział 4.19 Norma 4,88 pkt. Klasa 3,06 Z drugiej strony, 59 TGL Norma 4,06 Klasa 5,88 3,18 Godzina 2,41 Norma 4.02 6,88 pkt. Do godziny 2,95 Godzina 2,35 Rozdział 4.2 R² 0,934 punktu 0,909 pkt. 0,9 Nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) -0,078 pkt. -0,103 pkt. 0 Skorygowane nachylenie (μmol ^{L-1 hr-1}) -0,078 pkt. -0,103 pkt. Szybkość (μmol ^{m-2 hr-1}) -12 pkt. -15,5 pkt. Powierzchnia rdzenia (m²) Numer katalogowy: 0,003165 Numer katalogowy: 0,003165 Objętość rdzenia (L) 0,4874 TGL 0,4747

Tabela 2. Dane dotyczące przebiegu czasowego dla NH₄⁺ i NO_x^- z tych samych rdzeni osadowych, które użyto w tabeli 1. Wartości regresji przebiegu czasowego R² są istotne dla wartości > 0,9025 (P < 0,05). Nachylenia są określane za pomocą regresji liniowej, a skorygowane nachylenia są określane przez odjęcie szybkości zmiany słupa wody tylko na puste. Współczynniki dodatnie to strumienie netto z osadu, współczynniki ujemne wskazują na przepływ do osadu. Wszystkie stężenia dla NH₄⁺ i NO₂^- wynoszą μmol ^L-1.

Discussion

Opisana tutaj technika została zastosowana do wielu rodzajów systemów wodnych, zarówno płytkich, jak i głębokich, i stwierdziliśmy, że działa dobrze w większości przypadków. Podejście to zostało zaadaptowane z podejść stosowanych przez współpracowników i przedstawionych w literaturze; Jest zoptymalizowany do pomiaru denitryfikacji za pomocą spektrometrii mas z wlotem membrany. Jedną z mocnych stron tego podejścia jest możliwość jednoczesnej obsługi dużej liczby rdzeni. Replikacja każdego miejsca ze zduplikowanymi lub potrójnymi rdzeniami zwiększa pewność pomiarów, chociaż alternatywnym podejściem jest maksymalizacja lokalizacji przy mniejszej replikacji, w takich okolicznościach średnia wartość dla segmentu środowiskowego może być bardziej reprezentatywna dla zmienności w przyrodzie. W celu wyjaśnienia różnic sezonowych przydatną strategią może być pomiar szeregów czasowych w mniejszej liczbie lokalizacji.

W tym protokole istnieje kilka krytycznych kroków. Kluczowe znaczenie dla wykonania udanych pomiarów ma pobranie rdzeni z nienaruszonym interfejsem osad-woda. Chociaż odrzucanie rdzeni, które nie spełniają tego kryterium w terenie, może być męczące, słabe rdzenie doprowadzą do słabej dokładności i precyzji. Utrzymywanie napowietrzonych rdzeni tlenowych i temperatury zbliżonej do pierwotnej temperatury kolekcji zminimalizuje artefakty i utrzyma zdrowe, nienaruszone populacje drobnoustrojów i metazoanów. Wreszcie, w przypadku próbek_O2 i_N2 , dodanie środka konserwującego chlorek rtęci ma kluczowe znaczenie. Zaobserwowaliśmy, że niewłaściwa konserwacja próbek gazów, w tym nadmierne podgrzewanie i chłodzenie fiolek, może zagrozić tym pomiarom strumienia. Inne laboratoria z powodzeniem zastosowały 7,0 M ZnCl₂ jako mniej toksyczny środek konserwujący, który ma niższe koszty utylizacji odpadów; W przypadku próbki o objętości 7 ml odpowiedni jest dodatek 30 μl.

Precyzyjna i dokładna analiza stosunku N₂ i Ar jest kluczem do wyznaczenia strumieni N₂ . Zaobserwowane proporcje N₂: Ar zmieniają się w funkcji stężenia tlenu, co skłoniło niektórych badaczy do zalecania usunięcia tlenu przed analizą, zwykle przy użyciu podgrzanej miedzi²⁸. Oprzyrządowanie używane w naszym laboratorium zostało wykorzystane do określenia wpływu tlenu na stosunek N₂:Ar²³ i stwierdzono, że efekt ten jest bardzo mały, < 0,03% dla umiarkowanego niedoboru tlenu. Różnice w podejściu do oceny "efektu" tlenu wydają się prowadzić do różnych wniosków różnych badaczy^23,28,29. Duży wpływ tlenu na stosunki N₂: Ar doprowadziłby do błędnie wysokich wskaźników wypływu N_2-N; z naszego doświadczenia mamy wiele obserwacji znikomego wypływu_N2-N przy wysokim tempie ubytku tlenu. W laboratoriach, w których wpływ tlenu na stosunek N₂:Ar wydaje się duży, użyteczną alternatywą jest niezależny pomiar stężenia tlenu za pomocą elektrod lub optodów i usuwanie tlenu z analizy spektrometrii mas przy użyciu podgrzewanego Cu w linii.

Rozwiązywanie problemów związanych z tą techniką jest możliwe tylko po zbadaniu danych dotyczących strumienia osadów. Kluczowymi czynnikami, które należy wziąć pod uwagę, gdy regresje są słabe, są: to, czy mieszanie było ciągłe, czy próbki zostały prawidłowo pobrane i zachowane oraz czy przebiegi czasowe były zbyt krótkie, aby umożliwić oszacowanie niskich wskaźników. Długość eksperymentów jest na ogół ustalana przez przebieg czasu tlenu, przy czym niskie tempo metabolizmu wymaga dłuższych inkubacji, aby zwiększyć stosunek sygnału do szumu osadzony w regresjach przebiegu czasu. Wysokie tempo produkcji tlenu, w wyniku którego powstają pęcherzyki_O2 , utrudnia strumienie gazów, ale strumienie substancji rozpuszczonej mogą pozostać nienaruszone.

Konieczne jest zrozumienie ograniczeń tego podejścia. Małe rdzenie zajmują 0,3% metra kwadratowego, a większe rdzenie 0,6%. W miejscach o znacznej niejednorodności w skali metrowej niejednorodne rozmieszczenie zwierząt lub roślin może sugerować, że jeden lub dwa rdzenie mogą nie być wystarczającą reprezentacją. Istnieją również środowiska, w których występują trudności z pomiarem. W przypadku pomiaru denitryfikacji obecność pęcherzyków metanu lub tlenu może unieważnić technikę, przy czym na stosunek N₂:Ar wpływa różnicowe wprowadzanie gazów do pęcherzyków. W osadach skolonizowanych przez mikroalgi bentosowe tworzenie się pęcherzyków tlenu powoduje preferencyjne usuwanie N₂ w stosunku do Ar i zmniejszenie stosunku N₂: Ar. Ogólnie rzecz biorąc, nie możemy zmierzyć denitryfikacji w miejscu, w którym tworzą się pęcherzyki. Środowiska beztlenowe stwarzają różne wyzwania, a napowietrzanie rdzeni zmienia dynamikę redoks na granicy faz osad-woda. Natychmiast po zebraniu uszczelniamy rdzenie mieszadłami i uruchamiamy topniki bez całkowitej wymiany słupa wody³⁰. Nasze eksperymenty z oświetlonymi osadami zazwyczaj mają nasycony lub bliski nasycenia poziom oświetlenia³¹, a tym samym maksymalizują efekt mikroalg bentosowych.

Pomiary wymiany osad-woda są pomiarem strumienia netto materiałów na granicy faz osad-woda. Jednak same te pomiary często nie są w stanie zidentyfikować mechanizmów kontrolujących te wymiany międzyfazowe. Jeśli pytanie badawcze obejmuje zrozumienie mechanizmów, konieczne mogą być inne informacje na temat reaktywności materii organicznej, strefowania końcowego akceptora elektronów, bioirygacji i bioturbacji oraz organizmów fotosyntetycznych. Wysiłki związane z modelowaniem⁷ mogą wymagać określenia składu chemicznego wody porowej, bezpośrednich pomiarów reaktywności materii organicznej³², zliczenia populacji zwierząt, bionawadniania osadów, akrecji osadów lub eksperymentalnych manipulacji redoks lub leżącej nad nimi chemii wody¹³. W naszych badaniach dobre dane dotyczące wymiany osad-woda są kluczowym elementem zrozumienia chemii osadów wodnych, a w połączeniu z innymi pomiarami identyfikują rolę procesów recyklingu osadów w wodnych cyklach biogeochemicznych.

Przy zachowaniu ostrożności w obchodzeniu się z osadami, kontroli temperatury i mieszaniu słupa wody, inkubacje rdzeniowe są użytecznym podejściem do szacowania wymiany substancji rozpuszczonych i gazów na granicy faz osad-woda. Jednak zastosowane tutaj techniki mogą wymagać modyfikacji w przypadku niektórych środowisk i trudnej logistyki, takiej jak wydłużone okresy czasu przed inkubacją. Do tej pory z powodzeniem zastosowaliśmy to podejście inkubacyjne w środowiskach ujścia rzek, przybrzeżnych, podmokłych, jezior, zbiorników, rzek i stawów retencyjnych przy minimalnych modyfikacjach.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Sonda wieloparametrowa - temperatura, tlen, zasolenie	YSI	"	Wystarczy każdy wysokiej jakości sprzęt
PAR Measurement	Li-Cor	6050000
Rdzeń			Zbudowany przez warsztat mechaniczny
Rdzeń	skrzyniowy DK-Dania	HAPS Corer	Używamy również urządzeń do wiercenia w kasetonach świetlnych
Małe rury rdzeniowe z dnem zamontowanym na O-ringu, 3' OD, 2,5' ID.	różne firmy z		Przezroczysty akryl
Średnie rurki rdzeniowe z O-ringiem, 4,5" OD, 4" ID	różne firmy z		Przezroczysty akrylowy
korek butylowy rozmiar 13,5	ogólny
gramofon			Zbudowany przez warsztat mechaniczny
Wanna			Zbudowany przez warsztat mechaniczny
Wymiana wody gąsiół	Nalgene	2320-0050
7 ml szklana rurka z korkiem	Chemglass	nie ma w magazynie	"Exetainers" używane przez inne laboratoria
Plastikowa strzykawka 20 ml Ogólne
filtry
Plastikowe rurki	Tygon	ACF00004-CP
Kompaktowe lampy fluorescencyjne	Apollo Horticulture	Świetlówki kompaktowe 8U 250W