Artykuł metodologiczny

Podejścia echokardiograficzne i protokoły do kompleksowej charakterystyki fenotypowej choroby zastawkowej serca u myszy

DOI:

10.3791/54110

14 lutego 2017

W tym artykule

Podsumowanie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół zawiera szczegółowy opis podejścia echokardiograficznego do kompleksowego fenotypowania funkcji serca i zastawki serca u myszy.

Streszczenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego manuskryptu i towarzyszącego mu filmu jest przedstawienie przeglądu metod i podejść stosowanych do obrazowania funkcji zastawki serca u gryzoni, ze szczegółowymi opisami odpowiednich metod znieczulenia, używanych okien echokardiograficznych, płaszczyzn obrazowania i orientacji sondy do akwizycji obrazu, metod analizy danych oraz ograniczeń nowych technologii do oceny funkcji serca i zastawek. Co ważne, zwracamy również uwagę na kilka przyszłych obszarów badań w zakresie obrazowania serca i zastawek serca, które można wykorzystać do uzyskania wglądu w patogenezę choroby zastawek w przedklinicznych modelach zwierzęcych. Sugerujemy, że zastosowanie systematycznego podejścia do oceny funkcji serca i zastawek serca u myszy może skutkować bardziej solidnymi i powtarzalnymi danymi, a także ułatwić odkrycie wcześniej niedocenianych fenotypów u myszy genetycznie zmienionych i / lub fizjologicznie zestresowanych.

Wprowadzenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Starzenie się wiąże się z postępującym wzrostem zwapnienia układu sercowo-naczyniowego1. Hemodynamicznie istotne zwężenie zastawki aortalnej dotyka 3% populacji w wieku powyżej 65 lat2, a pacjenci z nawet umiarkowanym zwężeniem zastawki aortalnej (prędkość szczytowa 3-4 m/s) mają 5-letnie przeżycie wolne od zdarzeń poniżej 40%3. Obecnie nie ma skutecznych metod leczenia spowalniających postęp zwapnienia zastawki aortalnej, a chirurgiczna wymiana zastawki aortalnej jest jedyną dostępną metodą leczenia zaawansowanego zwężenia zastawki aortalnej4.

Badania mające na celu głębsze zrozumienie mechanizmów, które przyczyniają się do inicjacji i progresji zwapnienia zastawki aortalnej, są kluczowym pierwszym krokiem w kierunku farmakologicznych i niechirurgicznych metod leczenia zwężenia zastawki aortalnej5,6. Genetycznie zmienione myszy odegrały ważną rolę w rozwijaniu naszego zrozumienia mechanizmów, które przyczyniają się do różnych chorób, a obecnie wysuwają się na czoło badań mechanistycznych mających na celu zrozumienie biologii zwężenia zastawki aortalnej6,7,8. W przeciwieństwie do innych chorób sercowo-naczyniowych, takich jak miażdżyca i niewydolność serca - w przypadku których standardowe protokoły oceny funkcji naczyń krwionośnych i komór są w większości dobrze ugruntowane - istnieją wyjątkowe wyzwania związane z fenotypowaniem in vivo funkcji zastawek serca u myszy. Chociaż ostatnie przeglądy dostarczyły szczegółowych dyskusji na temat zalet i wad wielu metod obrazowania i inwazyjnych stosowanych do oceny funkcji zastawki u gryzoni9,10,11, do tej pory nie znamy publikacji, która zawierałaby kompleksowy, krok po kroku protokół fenotypowania funkcji zastawki serca u myszy.

Celem tego manuskryptu jest opisanie metod i protokołów fenotypu funkcji zastawki serca u myszy. Wszystkie metody i procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Mayo Clinic. Kluczowe elementy tego protokołu obejmują głębokość znieczulenia, ocenę czynności serca i ocenę funkcji zastawki serca. Mamy nadzieję, że ten raport nie tylko posłuży jako przewodnik dla badaczy zainteresowanych prowadzeniem badań w dziedzinie chorób zastawek serca, ale także rozpocznie krajowy i międzynarodowy dialog związany ze standaryzacją protokołów, aby zapewnić odtwarzalność i ważność danych w tej szybko rozwijającej się dziedzinie. Co ważne, skuteczne obrazowanie z wykorzystaniem systemów ultrasonograficznych o wysokiej rozdzielczości wymaga praktycznej znajomości zasad ultrasonografii (i terminologii powszechnie używanej w ultrasonografii), zrozumienia podstawowych zasad fizjologii serca oraz znacznego doświadczenia w ultrasonografii, które pozwoli na dokładną i efektywną czasowo ocenę czynności serca u gryzoni.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotuj materiały i sprzęt (Tabela 1 i Rysunek 1)

  1. Włącz aparat USG. Wprowadź identyfikator zwierzęcia, datę i godzinę (w przypadku eksperymentów z obrazowaniem seryjnym) oraz inne istotne informacje.
  2. Użyj przetwornika ultradźwiękowego o wysokiej częstotliwości, 40 MHz do obrazowania myszy poniżej ~20 g lub 30 MHz dla myszy większych niż ~20 g.
  3. Podłącz platformę do monitora elektrokardiogramu (EKG) w celu bramkowania EKG obrazowania dla niektórych modalności.
    UWAGA: Co ważne, pozwala to również na natychmiastowe obliczenie tętna (HR), które może być wykorzystane jako jeden z kilku wskaźników odpowiedniej głębokości znieczulenia.
  4. Rozgrzej platformę do 37 °C.
    UWAGA: Wszystkie dostępne na rynku aparaty ultrasonograficzne są wyposażone w panel sterowania, który zapewnia kontrolę akwizycji obrazu i kontrolę zarządzania badaniem dla trybu B, trybu M i echokardiografii dopplerowskiej. W maszynie wbudowane jest narzędzie do pomiaru pracy serca do automatycznego pomiaru i obliczania typowych parametrów echokardiograficznych funkcji serca i zastawek.

2. Przygotowanie myszy do obrazowania i indukcji znieczulenia

  1. Delikatnie podnieś mysz za ogon i mocno trzymaj zwierzę za kark
  2. .
  3. Wprowadź nos zwierzęcia do stożka nosowego. Rozpocznij przepływ znieczulenia od 1% izofluranu. Upewnij się, że zwierzę zostanie uspokojone w ciągu 3-5 sekund od wystawienia na działanie gazu.
  4. Szybko i dokładnie połóż zwierzę na platformie w pozycji leżącej, upewniając się, że przednie i tylne łapy leżą na czujnikach EKG platformy.
  5. Delikatnie zabezpiecz zwierzę taśmą klejącą na wszystkich czterech kończynach, delikatnie nałóż taśmę klejącą, aby ustabilizować głowę w aparacie stożkowym nosa i nałóż taśmę klejącą, aby ustabilizować ogon. Zarówno tylne, jak i przednie łapy powinny leżeć płasko, aby zapewnić stabilną i wyraźną akwizycję sygnału EKG przez system obrazowania fizjologicznego.
  6. Sprawdź HR. Zrób to za pomocą platformy obrazowania z funkcją EKG lub za pomocą zewnętrznych urządzeń EKG. Upewnij się, że bazowe tętno wynosi od 600 do 700 uderzeń na minutę. Upewnij się, że w żadnym wypadku tętno nie spadnie poniżej 450 uderzeń na minutę.
    UWAGA: Podczas zabiegu tętno może nieznacznie spaść z powodu znieczulenia, ale w większości przypadków powinno wynosić powyżej 500 uderzeń na minutę.
  7. Dostosuj odpowiednio przepływ znieczulenia małymi krokami (~0,1% zwiększa się co 15 s, aż do osiągnięcia stabilnego stanu znieczulenia).
    UWAGA: Stabilny stan znieczulenia to stan, w którym wyżej wymienione parametry serca są utrzymane (patrz krok 2.5), a zwierzę nie reaguje jawnie na bodźce wynikające z umieszczenia sondy w różnych oknach obrazowania. Co ważne, nie jest to chirurgiczna płaszczyzna znieczulenia, która skutkuje wyraźną kardiodepresją u myszy. W przypadku przedłużonych sesji obrazowania zaleca się stosowanie maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  8. Sprawdź temperaturę ciała za pomocą termometru doodbytniczego. Utrzymuj temperaturę w zakresie od 36,5 °C do 38 °C.
    UWAGA: W pomieszczeniu o odpowiednio kontrolowanym środowisku i na podgrzewanej platformie temperatura ciała (mierzona doodbytniczo) pozostaje stała podczas całego zabiegu, a co za tym idzie, nie jest czynnikiem zakłócającym wpływającym na hemodynamikę układu sercowo-naczyniowego w czasie.
  9. Zgol włosy z klatki piersiowej za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia przeznaczonej do użytku z cienkimi włosami. Wytrzyj klatkę piersiową wilgotnym ręcznikiem papierowym. Zwierzę jest gotowe do obrazowania.
    UWAGA: Chociaż można również przeprowadzić chemiczne usuwanie włosów, unikaj stosowania takich związków, ponieważ mogą one z czasem powodować znaczne podrażnienie skóry w długoterminowych eksperymentach. Co więcej, odpowiednie stosowanie i usuwanie takich chemicznych produktów do depilacji może przedłużyć czas ekspozycji na znieczulenie o 2-3 minuty (~10-20%). Całkowity czas od indukcji znieczulenia do zakończenia przygotowania skóry powinien zająć mniej niż 3 minuty.

3. Postępuj zgodnie z podstawowymi zasadami i wytycznymi w pozyskiwaniu obrazów ultrasonograficznych serca

UWAGA: Istnieją trzy metody ultradźwiękowe używane do pozyskiwania obrazów: tryb B/2-D, tryb M i Doppler (obrazowanie dopplerowskie z falą pulsacyjną i przepływem kolorów). Istnieją dwie podstawowe pozycje przetwornika używane do pozyskiwania obrazów serca i zastawek serca: okno przymostkowe i wierzchołkowe (ryc. 2).

  1. Z każdej pozycji przetwornika można uzyskać wiele obrazów tomograficznych serca względem jego długiej i krótkiej osi, ręcznie obracając i kątując głowicę.
    UWAGA: Rotacja odnosi się do obracania lub skręcania przetwornika z ustalonej pozycji na ścianie klatki piersiowej, podczas gdy kątowanie odnosi się do ruchu przetwornika z boku na bok z ustalonego punktu na ścianie klatki piersiowej. Wszystkie przetworniki ultradźwiękowe posiadają znacznik indeksu obrazu w postaci rowka (wycięcia), zewnętrznego ściągacza lub guzika.
  2. Upewnij się, że sygnał ultradźwiękowy jest prostopadły do struktury docelowej, odpowiednio dostosowując położenie przetwornika.
  3. Zoptymalizuj przepływ kolorów i sygnały prędkości szczytowej, ustawiając przesyłaną wiązkę ultradźwięków równolegle do przepływu. Kąt między wiązką ultradźwięków a przepływem powinien być mniejszy niż 60°.
  4. Zoptymalizuj jakość obrazu za pomocą elementów sterujących na panelu sterowania. Tylko obszar przesłuchania powinien wypełniać wyświetlacz obrazu.
    UWAGA: Precyzyjne regulacje pozycji przetwornika i platformy są prawie zawsze konieczne, aby uzyskać wyraźne obrazy. Nawet w optymalnych warunkach ruchy oddechowe, anatomia ściany klatki piersiowej (np. małe odstępy między żebrami) i różnice w anatomii wewnętrznej (zarówno wrodzone, jak i wywołane chorobą) mogą ograniczać okno akustyczne i sprawiać, że pozyskiwanie obrazów jest bardzo trudne.
  5. Podczas pomiaru wymiarów lewej komory w trybie M i 2-D/B, należy umieścić suwmiarkę pomiarową w najbardziej ciągłej linii echa.
  6. Dostosuj kolorowy sektor Dopplera i objętość próbki do obszaru przesłuchania, dostosowując kontrolkę sektora, która znajduje się na panelu.
    UWAGA: Schemat kodowania kolorami w badaniach dopplerowskich wskazuje na szybkość i kierunkowość przepływu krwi. Sygnały dopplerowskie, które są czerwone, wskazują laminarny przepływ krwi w kierunku przetwornika. Sygnały dopplerowskie, które są niebieskie, wskazują na przepływ laminarny od przetwornika. "Mozaikowy" wzór kolorystyczny wskazuje obszary turbulentnego lub nielaminarnego przepływu krwi (co często występuje w zwężeniu zastawkowym lub niedomykalności zastawek).
  7. Nagraj co najmniej dwa 5-sekundowe paski (lub 100 klatek) echa w czasie rzeczywistym w trybie B/2D z każdego okna obrazowania w celu analizy offline.
    UWAGA: Dostępne na rynku urządzenia echa mają ustawienia akwizycji obrazu, które przechwytują wstępnie ustawioną liczbę klatek lub rozmiary pętli cine-loop. Ustawienia akwizycji obrazu można modyfikować w taki sposób, aby można było uzyskać dłuższe pętle cine. Akwizycja wysokiej jakości obrazów wymaga dużego doświadczenia i eksperymentów. Badacze muszą znaleźć odpowiednią kombinację umiejscowienia przetwornika i kąta nachylenia platformy, aby uzyskać obrazy z wielu widoków i okien akustycznych.

4. Ocena funkcji zastawki aortalnej (AV)

UWAGA: Oceny funkcji zastawki aortalnej obejmują jakościowe oceny zastawki (np. postrzegana grubość guzka, zwiększona echogeniczność spowodowana zwapnieniem zastawek oraz obecność lub brak strumieni regurgitant za pomocą kolorowego Dopplera) oraz ilościowe pomiary funkcji zastawki (np. szczytowa prędkość przezzastawkowa i odległość separacji guzka).

  1. Rozpocznij obrazowanie zastawki aortalnej, wybierając tryb akwizycji obrazu B.
  2. Trzymając zwierzę bezpiecznie zamocowane na platformie i głowę skierowaną w stronę przeciwną do badacza, przechyl stół o 15-20° w lewo. Spowoduje to przesunięcie serca do przodu i w lewo, bliżej ściany klatki piersiowej. Nałóż dużą ilość żelu ultradźwiękowego na głowicę lub bezpośrednio na klatkę piersiową zwierzęcia.
  3. Ustawić przetwornik przymostkowo, około 90° prostopadle do długiej osi serca, tak aby znacznik indeksu obrazu przetwornika był skierowany do tyłu (rysunek 2). W trybie 2D/B przesuń głowicę przetwornika, aż AV pojawi się w polu widzenia. To jest widok "krótkiej osi" zastawki aortalnej.
    UWAGA: Normalna zastawka aortalna ma trzy cienkie guzki, które otwierają się szeroko podczas skurczu i odpowiednio zamykają podczas rozkurczu, dzięki czemu nie dochodzi do cofania się krwi z powrotem do lewej komory. Guzki są bardzo cienkie, poruszają się bardzo szybko i często mogą być trudne do wizualizacji.
  4. Obróć przetwornik zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż znacznik indeksu obrazu wskaże caudad. Obserwuj korzeń aorty, zastawkę aortalną, drogę odpływu lewej komory, zastawkę mitralną, lewy przedsionek i część drogi odpływu prawej komory na wyświetlaczu obrazu.
    UWAGA: To jest widok "przymostkowej osi długiej" AV. Ultrasonografista powinien upewnić się, że na obrazach w trybie B widoczne są dwa guzki zastawki aortalnej w całym cyklu pracy serca, co pozwoli na późniejsze obrazowanie i analizę w trybie M (patrz poniżej).
  5. Oceń korzeń aorty w tym widoku. Ostrożnie przesuwaj w przód iw tył, aby obrazy korzenia aorty zawierały największe wymiary korzenia aorty. Zmierz największy przednio-tylny wymiar aorty za pomocą suwmiarki elektronicznej dołączonej do narzędzia pomiarowego wbudowanego w maszynę.
  6. Zlokalizuj zastawkę aortalną w długiej osi. Zmniejsz szerokość obrazu, tak aby na wyświetlaczu obrazu znajdowała się tylko zastawka aortalna, dostosowując przycisk szerokości obrazu na panelu sterowania. Umieść linię przesłuchania w trybie M w miejscu, w którym przecina końcówki zastawki aortalnej, aby dokładnie ocenić separację guzków zastawki aortalnej.
  7. Na wyświetlaczu zastawki aortalnej w trybie M zmierz odległość separacji guzków (wygląd przypominający pudełko w skurczu) za pomocą suwmiarki elektronicznej dołączonej do narzędzia pomiarowego wbudowanego w maszynę.
    UWAGA: Największą zaletą obrazowania w trybie M jest bardzo wysoka rozdzielczość czasowa, która jest niezbędna do oceny funkcji zastawki aortalnej. Podczas gdy obrazy AV w trybie M można uzyskać zarówno w widoku krótkiej, jak i długiej, widok przymostkowy w długiej osi jest ogólnie preferowany, ponieważ płaszczyzna obrazowania pozwala ultrasonografowi łatwo zidentyfikować orientację i położenie końcówek guzków podczas skurczu.
  8. Będąc nadal w przymostkowym widoku długiej osi zastawki aortalnej, naciśnij sterowania kolorowym Dopplerem na panelu sterowania. Nałóż kolorowy Doppler na obszar zastawki aortalnej.
    UWAGA: Normalny przepływ z lewej komory przez zastawkę aortalną podczas skurczu jest skierowany w stronę przetwornika i dlatego jest kodowany na czerwono.
  9. Udokumentuj obecność lub brak niedomykalności zastawki aortalnej.
    UWAGA: Niedomykalność zastawki aortalnej to nieprawidłowy przepływ, który występuje podczas rozkurczu i jest kierowany z dala od przetwornika; W związku z tym jest zakodowany na niebiesko.
  10. Naciśnij sterowania dopplerowskim falą pulsacyjną. Za pomocą kulki toru znajdującej się na panelu sterowania umieść objętość próbki fali pulsacyjnej w proksymalnej aorcie wstępującej, tuż nad zastawką aortalną, upewniając się, że kąt między wiązką ultradźwiękową a przepływem krwi jest mniejszy niż 60°, przechylając platformę i/lub przetwornik. Jeśli to możliwe, obliczyć prędkość szczytową w poprzek zastawki aortalnej od okienka wcięcia nadmostkowego.
  11. Zmierzyć prędkość szczytową na wyświetlaczu widmowym za pomocą suwmiarki elektronicznej dołączonej do przyrządu pomiarowego wbudowanego w maszynę (Rysunek 3C i 3F).
    UWAGA: Kolor mozaiki oznacza dużą prędkość przepływu, która prawdopodobnie zawiera wzorce przepływu nielaminarnego.

5. Ocena funkcji zastawki mitralnej (MV)

UWAGA: Ocena funkcji zastawki mitralnej obejmuje jakościowe oceny zastawki (np. postrzegana grubość guzka, zwiększona echogeniczność spowodowana zwapnieniem zastawek, obecność lub brak strumieni niedomykalności za pomocą kolorowego Dopplera) oraz ilościowe pomiary funkcji zastawki.

  1. Ustaw przetwornik w pozycji wierzchołkowej w trybie B. Ustaw przetwornik tak, aby był ustawiony pod kątem w kierunku głowy myszy (Rysunek 2C). Obserwuj prawą komorę (RV), lewą komorę (LV), prawy przedsionek (RA) i lewy przedsionek (LA) na wyświetlaczu obrazu. Ręcznie lekko przechyl platformę, aby zwierzę znajdowało się w pozycji "głową w dół", aby uwidocznić zastawkę mitralną, gdy otwiera się do LV.
    UWAGA: Widok wierzchołkowy 4-komorowy jest optymalnym widokiem do badania prędkości krwi przez zastawki mitralne i trójdzielne, a także prędkości tkankowej pierścienia mitralnego. Jest to również dobry widok do oceny ruchu i wielkości RV i przegrody międzykomorowej.
  2. Z wierzchołkowego widoku 4-komorowego ustaw ostrość na zastawce mitralnej, zmniejszając szerokość obrazu. Obserwuj, że płatki zastawki mitralnej wyglądają jak dwa cienkie, ruchome włókna otwierające się i zamykające podczas każdego cyklu pracy serca.
    UWAGA: Płatki mitralne "normalnej" myszy mogą być trudne do wizualizacji, jeśli obrazowanie odbywa się w fizjologicznym HR (tj. >450 uderzeń na minutę).
  3. Umieść kursor trybu M w poprzek zastawki mitralnej, aby ocenić grubość listków.
    UWAGA: Przedni płatek najlepiej uwidocznić się w skurczu, gdy jest prostopadły do wiązki ultrasonograficznej (ryc. 4).
  4. Korzystając z wierzchołkowego widoku 4-komorowego, zastosuj kolorowy Doppler, aby zobrazować przepływ z lewego przedsionka przez zastawkę mitralną podczas rozkurczu. Obserwuj, czy nie występuje niedomykalność zastawki mitralnej.
    UWAGA: Przepływ jest kierowany w stronę przetwornika i dlatego jest kodowany na czerwono. Przepływ niedomykalności będzie zakodowany na niebiesko i występuje podczas skurczu (ryc. 5).
  5. Korzystając z wierzchołkowego widoku długiej osi, przełącz się w tryb fali pulsacyjnej. Przenieś objętość próbki Dopplera na końcówki ulotki zastawki mitralnej. Zwróć uwagę na dwa piki wyświetlacza spektralnego napływu zastawki mitralnej. Jeśli ulotki nie są dobrze zwizualizowane, użyj kolorowego Dopplera, aby zidentyfikować obszary z jaskrawoczerwonymi lub mozaikowymi wzorami kolorów i umieść objętość próbki w tym punkcie.
    UWAGA: Widmowy wyświetlacz przepływu mitralnego ma dwa piki w wolnym HR (<450 uderzeń na minutę). W normalnych tętnach (>450 uderzeń na minutę) przepływy wczesnego (E) i późnego napełniania (A) są połączone. Spektralny obraz dopplerowski przepływu przez zastawkę mitralną jest wykorzystywany do oceny funkcji rozkurczowej lewej komory (patrz krok 7.5).

6. Ocena funkcji prawostronnej zastawki serca

UWAGA: Zastawki trójdzielne i płucne obejmują zastawki serca po prawej stronie. Zastawka trójdzielna może być łatwo uwidoczniona w widoku wierzchołkowym w długiej osi, podczas gdy zastawka płucna może być wizualizowana zarówno w widoku przymostkowym długim, jak i krótkim.

  1. Z wierzchołkowego widoku długiej osi przechyl lub skieruj końcówkę przetwornika ruchem kołyszącym tak, aby prawa komora znalazła się w środku wyświetlanego obrazu. Zmniejsz szerokość obrazu, tak aby na ekranie obrazu widoczna była tylko prawa komora.
  2. Na tej samej płaszczyźnie obrazu wyobraź sobie płatki zastawki trójdzielnej, które wyglądają jak cienkie, ruchome włókna między prawym przedsionkiem a prawą komorą i które otwierają się i zamykają w trakcie każdego cyklu pracy serca.
  3. Zastosuj kolorowy Doppler w okolicy zastawki trójdzielnej. Uwaga dotycząca niedomykalności zastawki trójdzielnej.
    UWAGA: Podczas rozkurczu występuje normalny przepływ, jest skierowany w stronę przetwornika i dlatego jest kodowany na czerwono. Podczas skurczu występuje nieprawidłowy przepływ regurgitantu, jest kierowany z dala od przetwornika i dlatego jest kodowany na niebiesko. Szczytowa prędkość strumienia niedomykalności służy do oszacowania ciśnienia skurczowego prawej komory.
  4. Przesuń przetwornik do pozycji krótkiej osi przymostkowej na poziomie zastawki aortalnej. Powyżej zastawki aortalnej znajduje się droga odpływu prawej komory, zastawka płucna, proksymalna główna tętnica płucna oraz prawa i lewa tętnica płucna (ryc. 6).
  5. Obróć przetwornik zgodnie z ruchem wskazówek zegara do zmodyfikowanej pozycji przymostkowej osi długiej. Następnie przechyl przetwornik lekko do góry, aby uzyskać widok z krótkiej osi zastawki płucnej.
  6. W tym widoku zastosuj obrazowanie w trybie M, aby ocenić odległość separacji guzków zastawki płucnej (ryc. 7).
  7. Zastosuj kolorowy Doppler w okolicy zastawki płucnej, aby ocenić niedomykalność zastawek (mozaikowy strumień o dużej prędkości podczas rozkurczu) i zwężenie (mozaikowy strumień o dużej prędkości podczas skurczu).
  8. Naciśnij sterowania falą pulsacyjną i umieść objętość próbki tuż za zaworem pulmonowym.
    UWAGA: Analiza spektralnego obrazu dopplerowskiego przepływu służy do oszacowania ciśnienia w tętnicy płucnej (ryc. 8).

7. Ocena funkcji serca

UWAGA: Ocena funkcji serca obejmuje jakościowe oceny kurczliwości lewej komory (np. wizualne oszacowanie frakcji wyrzutowej, nieprawidłowości w ruchu ściany regionalnej i postrzeganą grubość ścian) oraz ilościowe pomiary funkcji lewej komory (np. frakcja wyrzutowa, masa lewej komory, funkcja rozkurczowa lewej komory i wskaźniki sprawności mięśnia sercowego).

  1. Uzyskaj widok lewej linii w krótkiej osi w trybie 2D/B, z przetwornikiem w pozycji krótkiej osi przymostkowej na poziomie mięśni brodawkowatych. Przesuń przetwornik w górę i w dół, aby zeskanować LV od podstawy do wierzchołka. Obserwuj, czy nie występują nieprawidłowości w ruchu ściany.
  2. Z przymostkowego widoku krótkiej osi lewej komory naciśnij przycisk trybu M, znajdujący się na panelu sterowania. Za pomocą kulki toru ustaw kursor trybu M na środku lewej jamy komorowej na poziomie mięśni brodawkowatych i uzyskaj obrazy w trybie M.
  3. Zmierz wymiar lewej komory przy rozkurczu końcowym, gdzie odległość między ścianą przednią a ścianą tylną jest największa, oraz przy skurczu końcowym, gdzie ruch do wewnątrz zarówno przedniej, jak i tylnej ściany jest maksymalny (ryc. 9).
  4. Zmierz grubość przedniej i tylnej ściany przy rozkurczu końcowym i skurczu końcowym.
    UWAGA: Chociaż mięśnie brodawkowate są niezbędnym punktem orientacyjnym zapewniającym prawidłową płaszczyznę obrazowania, należy uważać, aby nie uwzględniać ich w żadnych pomiarach.
  5. Przesuń przetwornik do okna wierzchołkowego. Patrz krok 5.1. Oceń funkcję rozkurczową lewej komory za pomocą Dopplera fali pulsacyjnej przepływu krwi przez zastawkę mitralną w widoku wierzchołkowym w osi długiej.
  6. Umieścić objętość próbki na końcach płatków zastawki mitralnej. Zmierz szczytową prędkość napływu zastawki mitralnej na podstawie widmowego wyświetlania prędkości dopplerowskich fali pulsacyjnej przez zastawkę mitralną.
  7. Umieścić objętość próbki między dopływem i odpływem niskiego napięcia. Zwróć uwagę na sygnały zamykania i otwierania zastawki mitralnej i aortalnej. Zmierz czas relaksacji izowolumicznej, czas skurczu izowolumicznego i czas wyrzutu lewej komory (ryc. 10).
  8. Wykonaj obrazowanie dopplerowskie tkankowe (TDI) pierścienia mitralnego w widoku wierzchołkowym długim. Naciśnij sterujący TDI i umieść objętość próbki w przyśrodkowej części pierścienia mitralnego. Upewnij się, że objętość próbki nie narusza płatków mitralnych. Wielkość objętości próbki dopplerowskiej powinna mieścić się w przedziale od 0,21 mm do 0,27 mm. Zmierz wczesną prędkość rozkurczową (e') pierścienia mitralnego (ryc. 11).

8. Ostatnie kroki

  1. Przejrzyj uzyskane obrazy. Upewnij się, że uzyskano wszystkie wymagane obrazy.
  2. Usuń nadmiar żelu ultradźwiękowego z klatki piersiowej myszy i delikatnie usuń taśmę mocującą zwierzę na miejscu. Wyłącz znieczulenie.
  3. Umieść zwierzę na chłonnym ręczniku papierowym (nie na posłaniu, które może zostać zassane lub może zablokować drogi oddechowe podczas rekonwalescencji). Obserwuj zwierzę aż do osiągnięcia pozycji mostka. Jeśli znieczulenie zostanie podane prawidłowo, powrót do zdrowia powinien nastąpić w ciągu 30 do 60 sekund.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przykłady obrazów, które są rutynowo uzyskiwane z ultrasonografii serca zwierząt znajdują się w tym manuskrypcie. Przedstawiono ilustrację umiejscowienia przetwornika na klatce piersiowej zwierzęcia, aby dać czytelnikowi jasne zrozumienie, gdzie znajduje się przetwornik, aby uzyskać obrazy zgodnie z opisem. Dołączona jest również fotografia przedstawiająca wyposażenie pracowni ultrasonograficznej, aby podkreślić znaczenie odpowiedniego sprzętu, w szczególności używanego przetwornika ultra...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Indukcja znieczulenia

Właściwa indukcja i utrzymanie znieczulenia ma kluczowe znaczenie dla dokładnej oceny zmian w zastawce serca i funkcji serca u myszy. Biorąc pod uwagę szybką indukcję znieczulenia wywołaną przez izofluran i stosunkowo długi czas wymywania tego środka znieczulającego po głębokim znieczuleniu, nie używamy samodzielnej komory anestezjologicznej do indukcji. Zamiast tego, jak szczegółowo wspomniano powyżej, zwierzęta są kierowane bezpośrednio do stożka anestezjo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty NIH HL111121 (JDM) i TR000954 (JDM).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ultrasonograf o wysokiej rozdzielczościVisualSonics, FujifilmVevo 2100 
Dyfuzor izofluranu (zdolny do dostarczania od 1 % do 1,5 % izofluranu zmieszanego z 1 l/min 100% O2VisualSonics, FujifilmN/A
Przetworniki dla małych myszy (550D) lub większych myszy (400)MicroScan, VisualSonics, FujifilmMS 550D, MS 400
Platforma dla zwierzątVisualSonics, Fujifilm11503
Zaawansowana jednostkamonitorowania fizjologicznegoVisualSonics, FujifilmN/A
IsofluraneTerrellNDC 66794-019-10
Stożek nosowy i rurka połączone z dyfuzorem izofluranu i 100% O2Specjalnie zaprojektowane we własnym zakresie-
maszynka do goleniaAndis Super AGR+ maszynka do strzyżenia dla weterynarzyAD65340
Żel do ultradźwiękówParker LaboratoriesREF 01-08
Żel elektrodowy Parker LaboratoriesREF 15-25
Taśmy klejąceFisher Laboratories1590120B
Ręczniki
papierowe

Bibliografia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ngo, D. T., et al. Determinants of occurrence of aortic sclerosis in an aging population. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 919-927 (2009).
  2. Nkomo, V. T. Epidemiology and prevention of valvular heart diseases and infective endocarditis in Africa. Heart. 93, 1510-1519 (2007).
  3. Amato, M. C., Moffa, P. J., Werner, K. E., Ramires, J. A. Treatment decision in asymptomatic aortic valve stenosis: role of exercise testing. Heart. 86, 381-386 (2001).
  4. Bonow, R. O., et al. Focused update incorporated into the ACC/AHA 2006 guidelines for the management of patients with valvular heart disease: a report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines (Writing Committee to Revise the 1998 Guidelines for the Management of Patients With Valvular Heart Disease): endorsed by the Society of Cardiovascular Anesthesiologists, Society for Cardiovascular Angiography and Interventions, and Society of Thoracic Surgeons. Circulation. 118, e523-e661 (2008).
  5. Yutzey, K. E., et al. Calcific aortic valve disease: a consensus summary from the Alliance of Investigators on Calcific Aortic Valve Disease. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34, 2387-2393 (2014).
  6. Rajamannan, N. M. Calcific aortic valve disease: cellular origins of valve calcification. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 2777-2778 (2011).
  7. Weiss, R. M., Miller, J. D., Heistad, D. D. Fibrocalcific aortic valve disease: opportunity to understand disease mechanisms using mouse models. Circ Res. 113, 209-222 (2013).
  8. Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. Int J Inflam. 2011, 364310(2011).
  9. Miller, J. D., Weiss, R. M., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis: methods, models, and mechanisms. Circ Res. 108, 1392-1412 (2011).
  10. Ram, R., Mickelsen, D. M., Theodoropoulos, C., Blaxall, B. C. New approaches in small animal echocardiography: imaging the sounds of silence. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301, H1765-H1780 (2011).
  11. Moran, A. M., Keane, J. F., Colan, S. D. Influence of pressure and volume load on growth of aortic annulus and left ventricle in patients with critical aortic stenosis. J Am Coll Cardiol. 37, 471a(2001).
  12. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).
  13. Baumgartner, H., et al. Echocardiographic assessment of valve stenosis: EAE/ASE recommendations for clinical practice. J Am Soc Echocardiogr. 22, quiz 101-102 1-23 (2009).
  14. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16, 233-270 (2015).
  15. Devereux, R. B., Reichek, N. Echocardiographic determination of left ventricular mass in man. Anatomic validation of the method. Circulation. 55, 613-618 (1977).
  16. Ommen, S. R., et al. Clinical utility of Doppler echocardiography and tissue Doppler imaging in the estimation of left ventricular filling pressures: A comparative simultaneous Doppler-catheterization study. Circulation. 102, 1788-1794 (2000).
  17. Tei, C., et al. New index of combined systolic and diastolic myocardial performance: a simple and reproducible measure of cardiac function--a study in normals and dilated cardiomyopathy. J Cardiol. 26, 357-366 (1995).
  18. Koshizuka, R., et al. Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model. J Am Soc Echocardiogr. 26, 316-323 (2013).
  19. Ishizu, T., et al. Left ventricular strain and transmural distribution of structural remodeling in hypertensive heart disease. Hypertension. 63, 500-506 (2014).
  20. Yamada, S., et al. Induced pluripotent stem cell intervention rescues ventricular wall motion disparity, achieving biological cardiac resynchronization post-infarction. J Physiol. 591, 4335-4349 (2013).
  21. Andrews, T. G., Lindsey, M. L., Lange, R. A., Aune, G. J. Cardiac Assessment in Pediatric Mice: Strain Analysis as a Diagnostic Measurement. Echocardiography. 31, 375-384 (2014).
  22. Ferferieva, V., et al. Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 14, 765-773 (2013).
  23. Fine, N. M., et al. Left and right ventricular strain and strain rate measurement in normal adults using velocity vector imaging: an assessment of reference values and intersystem agreement. Int J Cardiovasc Imaging. 29, 571-580 (2013).
  24. Pernot, M., Fujikura, K., Fung-Kee-Fung, S. D., Konofagou, E. E. ECG-gated, mechanical and electromechanical wave imaging of cardiovascular tissues in vivo. Ultrasound Med Biol. 33, 1075-1085 (2007).
  25. Liu, J. H., Jeng, G. S., Wu, T. K., Li, P. C. ECG triggering and gating for ultrasonic small animal imaging. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 53, 1590-1596 (2006).
  26. Monin, J. L., et al. Low-gradient aortic stenosis: operative risk stratification and predictors for long-term outcome: a multicenter study using dobutamine stress hemodynamics. Circulation. , 319-324 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Modele mysieultrasonografia sercaobrazowanie zastawek sercapodawanie znieczuleniaprzekroje przy barelysteralneprzekroje koniuszkoweanaliza Doppleraocena funkcji zastawek

Powiązane artykuły