Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy.

10.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54120

⸱

14 lutego 2018

 , 
1Department of Pediatrics, University of Alberta, 2Department of Physiology & Biophysics, University of Mississippi Medical Center, 3Mississippi Center for Obesity Research

W tym artykule

Podsumowanie

Znieczulone myszy wykazują niefizjologiczne ogólnoustrojowe ciśnienie krwi, co uniemożliwia miarodajną ocenę tonu autonomicznego, biorąc pod uwagę ścisły związek między ciśnieniem krwi a autonomicznym układem nerwowym. W związku z tym przedstawiono nowatorską metodę jednoczesnego rejestrowania aktywności nerkowego nerwu współczulnego i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych myszy.

Streszczenie

Nerkowe nerwy współczulne znacząco przyczyniają się zarówno do zjawisk fizjologicznych, jak i patofizjologicznych. Ocena aktywności nerkowego nerwu współczulnego (RSNA) cieszy się dużym zainteresowaniem w wielu obszarach badań, takich jak przewlekła choroba nerek, nadciśnienie, niewydolność serca, cukrzyca i otyłość. Jednoznaczna ocena roli współczulnego układu nerwowego jest zatem niezbędna do prawidłowej interpretacji wyników eksperymentów i zrozumienia procesów chorobowych. RSNA tradycyjnie mierzono u znieczulonych gryzoni, w tym myszy. Jednak myszy zwykle wykazują bardzo niskie ogólnoustrojowe ciśnienie krwi i niestabilność hemodynamiczną przez kilka godzin podczas znieczulenia i operacji. Sensowna interpretacja RSNA jest zagmatwana przez ten niefizjologiczny stan, biorąc pod uwagę ścisły związek między współczulnym tonem nerwowym a stanem sercowo-naczyniowym. Aby rozwiązać to ograniczenie tradycyjnych podejść, opracowaliśmy nową metodę pomiaru RSNA u świadomych, swobodnie poruszających się myszy. Myszy były przewlekle wyposażane w radiotelemetry do ciągłego monitorowania ciśnienia krwi, a także cewnik do infuzji żyły szyjnej i specjalnie zaprojektowaną elektrodę bipolarną do bezpośredniego rejestrowania RSNA. Po 48-72-godzinnym okresie rekonwalescencji wskaźnik przeżycia wynosił 100%, a wszystkie myszy zachowywały się normalnie. W tym momencie RSNA udało się zarejestrować u 80% myszy, z żywymi sygnałami uzyskanymi do 4 i 5 dni po operacji odpowiednio u 70% i 50% myszy. Fizjologiczne ciśnienie krwi zarejestrowano u wszystkich myszy (116±2 mmHg; n=10). Odnotowane RSNA wzrastało wraz z jedzeniem i pielęgnacją, co jest dobrze ugruntowane w literaturze. Ponadto RSNA zwalidowano za pomocą blokady zwojów i modulacji ciśnienia krwi za pomocą środków farmakologicznych. W tym artykule opisano skuteczną i łatwą do opanowania metodę wyraźnego rejestrowania RSNA u świadomych, swobodnie poruszających się myszy.

Wprowadzenie

Zainteresowanie wykorzystaniem myszy w kilku obszarach badań biomedycznych wciąż rośnie wraz z rozwojem niezliczonych modeli modyfikowanych genetycznie. W większości postęp techniczny nadąża za zwiększonym wykorzystaniem myszy w fizjologii i obecnie istnieje imponujący wybór zminiaturyzowanych urządzeń opracowanych specjalnie do pomiaru ważnych parametrów fizjologicznych u myszy. Chociaż urządzenia telemetryczne do bezpośredniego pomiaru autonomicznego tonu nerwowego u przytomnego szczura są dostępne od ponad dekady, zminiaturyzowane urządzenia do oceny aktywności nerwów u przytomnych myszy nie są obecnie dostępne. Badacze zazwyczaj obchodzą to ograniczenie, oceniając udział autonomicznego układu nerwowego metodami pośrednimi (tj. katecholaminy w osoczu lub moczu, farmakologiczna blokada autonomiczna, analiza spektralna wzorców ciśnienia krwi/częstości akcji serca)1.

Chociaż te podejścia dostarczają cennych informacji, wynikiem jest globalny obraz ogólnego tonu autonomicznego, a nie ujawniający dyskretny wkład izolowanych populacji nerwów w badane zjawisko. Alternatywnie, u znieczulonych myszy przeprowadzono bezpośredni zapis aktywności określonych nerwów, co stwarza wiele obaw. Niezwykle trudno jest utrzymać stabilne ciśnienie krwi w zakresie fizjologicznym u znieczulonej myszy przez kilka godzin po operacji. W rzeczywistości w tego typu eksperymentach ciśnienie krwi jest często niezgłaszane lub prezentowane na bardzo niskim poziomie (tj. 60-80 mmHg vs >100 mmHg u świadomej myszy)2. Kruchość układu sercowo-naczyniowego wykazywana w znieczulonym preparacie mysim często wyklucza miarodajną ocenę aktywności nerwów autonomicznych, biorąc pod uwagę współzależny związek między ciśnieniem krwi a tonem współczulnym3,4.

Aby rozwiązać ten problem, opracowano nową metodę bezpośredniego rejestrowania aktywności nerkowego nerwu współczulnego (RSNA) u świadomych, nieskrępowanych myszy, niezakłóconych w swoich domowych klatkach. Szczegółowo opisano zarówno chirurgiczne, jak i eksperymentalne podejście do pomyślnego wdrożenia tej techniki. Preparat ten umożliwia badaczowi jednoczesne rejestrowanie ciśnienia tętniczego za pomocą radiotelemetrii oprócz RSNA, z dodatkową możliwością dożylnego podawania interesujących go środków bez zakłócania pracy myszy.

Dwadzieścia cztery godziny po operacji, myszy zachowują się normalnie i nie wykazują oznak bólu czy niepokoju. Nagrania eksperymentalne mogą rozpocząć się od 48 do 72 godzin po operacji, podczas gdy mysz wygodnie odpoczywa w swojej domowej klatce z nieograniczonym dostępem do pożywienia, wody i wzbogacenia środowiska. Przedstawiono wyraźne ślady RSNA i wykazano charakterystyczne reakcje tej populacji nerwów na normalne ruchy fizyczne zwierzęcia (takie jak jedzenie i pielęgnacja), a także farmakologiczne modulowanie ogólnoustrojowego ciśnienia krwi. Jakość i swoistość sygnału RSNA jest dodatkowo potwierdzana przez blokadę zwojową. Niniejszy manuskrypt zawiera audiowizualne uzupełnienie pierwotnie opublikowanego opisu tej techniki5.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne są zgodne z Przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Centrum Medycznego Uniwersytetu Mississippi.

1. Zwierzęta i pomieszczenia

  1. Myszy domowe (24 - 35 g) po przybyciu do instytucjonalnego zakładu dla zwierząt laboratoryjnych.
  2. Oferuj myszom standardową karmę dla gryzoni i wodę z kranu ad libitum na wszystkich etapach protokołu eksperymentalnego w środowisku o kontrolowanej temperaturze i wilgotności.

2. Indywidualna produkcja wszczepialnej elektrody RSNA

UWAGA: Skonstruuj wszczepialną elektrodę RSNA co najmniej kilka dni przed planowanym zabiegiem chirurgicznym, aby dostosować się do czasu utwardzania i sterylizacji (opisanego poniżej).

  1. Wytnij trzy równe odcinki izolowanego drutu wielożyłowego ze stali nierdzewnej, po 250 mm każdy (średnica drutu 0,0254 mm gołosłowna, 0,14 mm powlekana). Użyj ostrza skalpela (najlepiej #11), aby usunąć około 15 mm materiału izolacyjnego, aby odsłonić znajdujący się pod spodem metal z jednego końca każdego z odcinków drutu.
    1. pojedyncze męskie złącze pinowe (mosiężne ze złotem) do odsłoniętego końca tylko dwóch przewodów, aby utworzyć bipolarne przewody elektrod (ilustracja 1A). Pozostaw koniec trzeciej długości drutu odsłonięty. Będzie to działać jako przewód uziemiający.
    2. Wsuń krótki (~2,0 - 2,5 cm) kawałek rurki termokurczliwej o średnicy 1,6 mm na złącze pinowe i przewód, aby całkowicie zakryć nowo przylutowane połączenie między przewodem a złączem pinowym.
      UWAGA: Końcówka złącza pinowego, która zostanie podłączona do amplifier headstage musi pozostać odsłonięty.
    3. Przytrzymaj drut nad opalarką za pomocą małych szczypiec lub hemostatów, aby skurczyć rurkę wrażliwą na ciepło i elektrycznie zaizolować połączenie między złączem stykowym a przewodem. Powtórz te czynności dla drugiego złącza przewodu/pinu.
  2. Wytnij rurkę polietylenową o długości 200 mm (PE 90; średnica wewnętrzna 0,86 mm, średnica zewnętrzna 1,27 mm). Zgrupuj trzy przewody (dwa przewody + przewód uziemiający) i wprowadź nietknięte końce do rurki PE 90, przewlekając je razem do otwartego końca rurki (Rysunek 1B).
    UWAGA: Rurka PE 90 pełni funkcję osłony do grupowania i ochrony przewodów elektrod i przewodu uziemiającego.
    1. Zidentyfikuj przewód uziemiający i przeciągnij go przez osłonę PE 90 nieco dalej, aby odróżnić go od przewodów elektrod bipolarnych.

3. Budowa końcówki elektrody

  1. Wizualizuj nietknięte końce drutów elektrod za pomocą mikroskopu preparacyjnego. Przeciągnij trzy luźne końce elektrody przez kawałek mniejszej rurki polietylenowej o długości 5 mm (PE 10, średnica wewnętrzna 0.28 mm, średnica zewnętrzna 0.61 mm), aby związać ze sobą druty elektrody.
    1. Nakręć 1.5 mm kawałek tej rurki PE 10 na trzy druty elektrody. Przesuń tę rurkę tak, aby spoczywała 2.0 mm od początkowego 5 mm kawałka PE 10.
    2. Nakręć drugi kawałek rurki PE 10 o średnicy 1.5 mm na końcówki dwóch dwubiegunowych przewodów elektrodowych, aby zakryć i zaizolować końcówki oraz oddzielić je od przewodu uziemiającego (Rysunek 1C).
  2. Przytnij nadmiar długości drutów nożyczkami.
  3. Przyklej poszczególne kawałki rurki PE 10 do drutów elektrody za pomocą małej kropli płynnego kleju cyjanoakrylowego. Umieść igłę o rozmiarze 25 na końcu tubki z klejem, aby poprawić kontrolę i zmniejszyć rozlanie.
    1. Umieść końcówkę igły na styku PE 10 i drutu, a następnie dozuj niewielką kroplę kleju i wizualizuj klej pokrywający wnętrze rurki PE.
    2. Pozostaw klej do całkowitego utwardzenia przez noc.

4. Dokładne przygotowanie końcówki elektrody do nagrywania

  1. Zdejmij powłokę izolacyjną z końcówek elektrod bipolarnych i końcówki przewodu uziemiającego za pomocą ostrza skalpela #11. Nie należy przeszkadzać ani uszkadzać leżących pod spodem przewodów wielożyłowych, ponieważ wpłynie to na jakość sygnału RSNA.
  2. Chwyć skonstruowaną elektrodę między kotwami PE 10 5,0 mm i 1,5 mm za pomocą zakrzywionych kleszczyków i zegnij druty, aby utworzyć kąt 90° (rysunek 1D).
    UWAGA: Ten manewr powinien ustawić przewody elektrod bipolarnych nad przewodem uziemiającym, w optymalnej pozycji, aby kołysać wiązkę nerwową.

5. Budowa cokołu kotwiącego

  1. Zbuduj cokół, aby ustabilizować przewody elektrody do środkowej części łopatki myszy po zewnętrznie, przecinając 3 cm kawałek rurki polietylenowej (średnica wewnętrzna 2,70 mm, średnica zewnętrzna 4,00 mm).
    1. Chwyć rurkę kleszczami i rozpuść jeden koniec nad opalarką. Dociśnij podgrzany koniec rurki prostopadle do chłodnej metalowej powierzchni, aby utworzyć zaokrąglony grzbiet lub "kołnierz".
    2. Nawlecz ten cokół na skonstruowaną elektrodę tak, aby kołnierz był skierowany w stronę końcówki elektrody.
      UWAGA: Połączenie osłony PE 90 i cokołu ochroni przewody elektrod po ich wydostaniu na zewnątrz od zwierzęcia.

6. Sterylizacja gotowej elektrody wszczepialnej

  1. Gotową elektrodę należy zapakować pojedynczo w worki do sterylizacji i sterylizować ozonem (TSO3) przed implantacją.
    UWAGA: Skonsultuj się z lokalną sterylizacją szpitalną w sprawie konkretnego rodzaju worka do sterylizacji i procedury, ponieważ różni się ona w zależności od instytucji.

7. Znieczulenie i przygotowanie do operacji

  1. Środek przeciwbólowy należy podać 20 minut przed rozpoczęciem zabiegu (2 mg/kg meloksykamu, S.C.). Umieść mysz w komorze indukcyjnej nasączonej 100% tlenem klasy medycznej. Dostosuj ustawienia parownika, aby zwiększyć procentową zawartość znieczulenia izofluranem w krokach co 0,5, aby osiągnąć 4%. Oceń płaszczyznę operacyjną, oceniając reakcję odruchową na delikatny nacisk wywierany na palce u nóg lub opuszki stóp kończyn przednich i tylnych, a także spowolnienie częstości oddechów.
    1. Przenieś zwierzę na stół operacyjny i utrzymuj znieczulenie 1,5 do 2% izofluranu za pomocą stożka, gdy osiągnie płaszczyznę operacyjną i nie będzie już wykazywać odruchu szczypania palców u stóp. Powtarzaj reakcję szczypania palca u nogi od czasu do czasu i oceniaj częstość oddechów przez cały zabieg chirurgiczny. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
    2. Utrzymuj normalną temperaturę ciała zwierzęcia przez cały czas za pomocą wypełnionych żelem izotermicznych poduszek termicznych i odpowiedniego stołu chirurgicznego. Przechowuj elektrody izotermiczne w łaźni wodnej o temperaturze 37°C i wymieniaj je tak często, jak jest to potrzebne podczas zabiegu, aby utrzymać fizjologiczną temperaturę ciała.
    3. Glikopirolan (50 - 70 μg/kg, podskórnie (S.C.)) należy podawać w celu zapobieżenia nadmiernemu wytwarzaniu wydzieliny z dróg oddechowych natychmiast po indukcji znieczulenia. Tę dawkę glikopironianu należy podać po raz drugi w połowie zabiegu chirurgicznego (krok 9.1).
    4. Wszystkie zabiegi chirurgiczne należy przeprowadzać w warunkach aseptycznych. Upewnij się, że wszystkie narzędzia chirurgiczne zostały autoklawowane przed planowaną operacją. Oczyścić pole operacyjne zgodnie z opisem poniżej (7.2.1) i zachować sterylność przez cały czas trwania zabiegu.
      1. Nosić maskę na twarz, autoklawowany fartuch izolacyjny i sterylne, jednorazowe rękawiczki. Wyczyść cały duży sprzęt, taki jak lampa na gęsiej szyi, luneta sekcyjna i stół chirurgiczny, 70% etanolem. Okresowo podczas zabiegu należy nakładać 70% etanolu na rękawice chirurgiczne, aby zapewnić sterylność.
  2. Usuń sierść z lewego boku zwierzęcia, brzusznej okolicy szyi i grzbietowej środkowej części łopatki za pomocą małych maszynek do strzyżenia włosów zwierzęcych, a następnie nałóż krem do depilacji (formuła dla skóry wrażliwej).
    1. Oczyść skórę z tych dwóch pól chirurgicznych za pomocą 3 naprzemiennych aplikacji chirurgicznego roztworu oczyszczającego (10% jodu powidonu) i 70% etanolu. Przygotować pole operacyjne z końcowym nałożeniem chirurgicznego roztworu oczyszczającego.

8. Chirurgiczne wszczepienie elektrody RSNA

  1. Ustaw mysz po prawej stronie, tak aby koniec rostralny był skierowany w lewo chirurga, odsłaniając lewy bok zwierzęcia. Wykonaj 5 mm nacięcie w skórze okolicy środkowej łopatki za pomocą skalpela (#11).
    UWAGA: Jest to miejsce, w którym przewody elektrody RSNA zostaną wyeksterioryzowane.
    1. Wykonać drugie nacięcie (<20 mm) w skórze leżącej po lewej stronie, prostopadle do kręgosłupa i 2 mm ogonowo do klatki piersiowej. Tunelować igłę ze stali nierdzewnej 13G podskórnie od tego nacięcia do nacięcia w miejscu wyjścia grzbietowego.
      UWAGA: Spiłuj ostre krawędzie igły, aby pozostawić gładką, nietnącą krawędź.
    2. Przełóż wysterylizowaną elektrodę RSNA do implantacji (kroki 2 - 6) przez igłę 13G. Pociągnij igłę 13G do tyłu, aby końcówka elektrody leżała na mięśniu brzucha lewej strony. Pozostaw odcinek przewodów elektrod leżący pod skórą, a pozostałe odcinki pozostaw wychodzące z nacięcia grzbietowego.
  2. Umieść końcówkę elektrody na boku. Wykonać nacięcie w mięśniu brzucha bezpośrednio pod nacięciem skóry wykonanym w ppkt 8.1.1. Oddziel tłuszcz i tkankę łączną wzdłuż mięśnia pleców za pomocą małych aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby odsłonić lewą nerkę.
    1. Otwórz pole operacyjne za pomocą mikroretraktorów i wycofaj nerkę. Nie należy rozciągać pęczka nerwowo-naczyniowego nerek, ponieważ spowoduje to nieodwracalne uszkodzenie nerwów nerkowych i uniemożliwi zarejestrowanie żywego sygnału RSNA.
      UWAGA: Stalowe mikrozwijacze mogą być wykonane ze standardowego spinacza do papieru i jedwabiu o długości 4-0. Upewnij się, że te zwijacze są również sterylizowane za pomocą narzędzi chirurgicznych, aby zachować technikę aseptyczną.
  3. Uwidocznij pęczek nerwowo-naczyniowy nerek za pomocą mikroskopu preparacyjnego o dużej mocy. Zidentyfikuj wiązkę nerwów nerkowych, która zazwyczaj (ale nie zawsze) biegnie wzdłuż tętnicy nerkowej i żyły. Wypreparuj pęczek nerwowy z otaczających tkanek za pomocą cienkich, prostych kleszczy.
    UWAGA: Pęczek nerwu nerkowego wydaje się nieprzezroczysty, z "linowym odblaskowym" wyglądem, unikalnym w porównaniu z naczyniami limfatycznymi, które wydają się przezroczyste.
    1. Manipuluj pęczkiem nerwowym tak rzadko, jak to możliwe. Nigdy nie dotykaj, nie rozciągaj ani nie podnoś pęczka nerwowego. Nie należy przerywać drobnych naczyń krwionośnych zaopatrujących nerw lub przewód limfatyczny nerek, ponieważ zagrozi to żywotności nerwu i spowoduje ciągłe gromadzenie się płynu limfatycznego wokół nerwu / elektrody, co utrudni lub całkowicie zatrze sygnał nerwowy.
    2. Pozostaw nienaruszony pęczek nerwu nerkowego, co pomoże zachować długoterminową żywotność nerwu, a także utrzymać stabilny kontakt między nerwem a elektrodą (tj. przecięty nerw może ześlizgnąć się z elektrod z upływem czasu i naturalnymi ruchami ciała).
  4. Wprowadź końcówkę elektrody RSNA do jamy brzusznej. Dostosuj jego położenie tak, aby końcówka elektrody bipolarnej i przewód uziemiający były prostopadłe do pęczka nerwowo-naczyniowego nerki. Następnie wyreguluj położenie elektrody tak, aby przewód uziemiający miał dobry kontakt z leżącymi poniżej tkankami, a elektroda nie uciskała naczyń nerkowych, upośledzając krążenie nerkowe (ryc. 1D).
  5. Podnieś pęczek nerwu nerkowego za pomocą kleszczy kątowych. Wsuń końcówkę elektrody pod nerw, pozostawiając nerw w bezpośrednim kontakcie z obydwoma przewodami.
    1. Wsuń mały kawałek filmu parafinowego między przewody nerwowe/bipolarne a trzeci przewód (uziemiający) (rysunek 1D).
      UWAGA: Przed implantacją wysterylizować folię parafinową w 70% etanolu przez 24 godziny i spłukać w sterylnej soli fizjologicznej.
    2. Usuń krew lub płyn z okolic nerwu/elektrody za pomocą małych chłonnych włóczni, ponieważ płyn pozostawiony wokół nerwu lub przewodów elektrod utrudni lub zgaśnie sygnał nerwowy.
    3. W razie potrzeby szybko przetestuj jakość sygnału RSNA (konfiguracja opisana poniżej).
      UWAGA: Należy to zrobić szybko, ponieważ wystawienie na działanie powietrza wysuszy nerw i zagrozi jego żywotności.
    4. Nałożyć dwuskładnikowy elastomer silikonowy na zespół nerw/elektroda, upewniając się, że silikon gromadzi się pod nerwem i wokół niego, aby zapewnić pełną izolację elektryczną (tj. nie tylko kroplę na nerw).
      UWAGA: Upewnij się, że końcówki elektrod są również pokryte silikonem. Przewód uziemiający powinien pozostawać w kontakcie z leżącą pod spodem tkanką, a zatem elastomer nie musi gromadzić się pod tym przewodem. Należy unikać nakładania niepotrzebnie dużej ilości elastomeru silikonowego, ponieważ może to potencjalnie utrudnić przepływ krwi w nerkach lub z czasem ulec przemieszczeniu przy naturalnych ruchach ciała.
    5. Odczekaj 1-2 minuty, aż elastomer silikonowy całkowicie się utwardzi, a następnie ostrożnie podnieś zewnętrzne krawędzie silikonowej "kulki" za pomocą kleszczyków i nałóż niewielką ilość płynnego kleju chirurgicznego.
      UWAGA: Uważaj, aby nie nakładać nadmiernej ilości tego kleju, ponieważ może to upośledzać krążenie lub rozprzestrzeniać się na nerw i zagrozić jego żywotności.
  6. Zamknij nacięcie brzuszne nieciągłymi, wchłanialnymi szwami (5-0). Zamknij leżącą nad nią skórę w podobny sposób za pomocą tego samego materiału szwowego.

9. Implantacja radiotelemetru ciśnienia krwi

  1. Ustaw mysz na plecach, tak aby koniec rostralny był skierowany w stronę chirurga. W razie potrzeby dostosuj nos anestezjologiczny. W tym momencie należy podać drugą dawkę glikopironianu (patrz 7.1.3).
  2. Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry w okolicy szyi za pomocą skalpela (#11), zaczynając tuż poniżej dolnej szczęki zwierzęcia i rozciągając się tuż nad klatką piersiową. Oddziel tkankę gruczołową, aby odsłonić leżące pod nią mięśnie szyi. Odsłoń lewą tętnicę szyjną wspólną i oddziel od otaczających tkanek.
    UWAGA: Zachowaj szczególną ostrożność, aby nie uszkodzić nerwu błędnego, ponieważ może to prowadzić do zwiększonej śmiertelności pooperacyjnej.
    1. Przełóż trzy kawałki jedwabnego materiału do szycia 6-0 pod tętnicą. Umieść jeden szew tak daleko, jak to możliwe i zawiąż go, aby zatkać naczynie. Umieść drugi szew w połowie długości naczynia i luźno zawiąż. Ułóż ostatni szew tak doogonowo, jak to możliwe i luźno zawiąż.
    2. Wycofaj szew rostralny i przymocuj do stożka nosa za pomocą małego kawałka taśmy pępowinowej. Wycofaj szew najbardziej ogonowy za pomocą kleszczy mikrokomarów, aby ograniczyć przepływ krwi w naczyniu.
    3. Wykonaj małe nacięcie w ścianie naczynia cienkimi nożyczkami sprężynowymi tak rostralnymi, jak to możliwe. Wprowadzić cewnik radiotelemetryczny do pomiaru ciśnienia krwi myszy do naczynia i przejść do szwu ogonowego.
      1. Zawiąż środkowy szew, aby tymczasowo ustabilizować cewnik, zwolnij retrakcję ogonową i przesuń cewnik o 10 mm. Zawiąż szew wokół cewnika, aby zabezpieczyć go na miejscu.
    4. Tunel korpusu telemetru do kieszeni podskórnej wzdłuż prawej flanki.

10. Implantacja i eksterioryzacja cewnika do żyły szyjnej

  1. Użyj małych aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby odsłonić prawą żyłę szyjną. Przełóż dwa kawałki jedwabnego materiału szyjnego 6-0 wokół naczynia.
    1. Umieść jeden szew tak daleko jak to możliwe i zawiąż, aby zatkać naczynie. Ustaw drugi szew tak doogonowo, jak to możliwe i delikatnie cofnij, aby zatrzymać przepływ krwi w naczyniu.
    2. Użyj cienkich nożyczek sprężynowych, aby wykonać małe nacięcie w ścianie naczynia jak najbliżej szwu rostralnego. Cewnikować żyłę za pomocą rurki rozciągniętej na gorąco (średnica zewnętrzna 1,02 mm, rozciągnięta do średnicy zewnętrznej 0,64 mm), która jest wstępnie wypełniona sterylną solą fizjologiczną.
      UWAGA: Upewnij się, że końcówka cewnika jest przecięta skalpelem, aby uzyskać zaokrąglony skos, aby zapobiec perforacji naczynia. Określić objętość płynu w cewniku (martwa przestrzeń) w celach informacyjnych (patrz kroki 14.4-14.6 poniżej).
      1. Przesunąć cewnik ~8 mm do żyły. Zabezpiecz cewnik, zawiązując jedwabne szwy wokół naczynia i cewnika, a także nakładając niewielką kroplę kleju cyjanoakrylowego o formule żelowej.
  2. Umieść mysz po lewej stronie. Tunel cewnika dożylnego od szyi do wyjścia w grzbietowej okolicy środkowej łopatki za pomocą igły ze stali nierdzewnej 13G.
  3. Ustaw mysz na jego plecach. Zamknij nacięcie szyi nieciągłymi szwami.
  4. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej. Nakręcić mały podskórny guzik na cewnik żylny. Zabezpiecz guzik pod skórą za pomocą szwów. Nawlecz odpowiednią sprężynę ze stali nierdzewnej na cewnik żylny i przymocuj ją do przycisku skóry, aby chronić cewnik.

11. Zabezpieczanie zewnętrznych przewodów elektrod

  1. Zabezpiecz cokół z polietylenu, chroniąc elektrody prowadzące do leżącego poniżej mięśnia, za pomocą kleju tkankowego. Zszyj leżącą na powierzchni skórę nad kołnierzem, aby uzyskać dalsze wsparcie.

12. Rekonwalescencja pooperacyjna

  1. Nałóż maść z antybiotykiem na wszystkie nacięcia.
  2. Podawać leki przeciwbólowe. W razie potrzeby w okresie rekonwalescencji należy podać dodatkowe dawki leków przeciwbólowych, jeśli zwierzę wykazuje oznaki bólu lub niepokoju.
  3. Umieść mysz w klatce metabolicznej wyłożonej ściółką z wiórów drzewnych i ręcznikiem papierowym, aby się zregenerować. Stale monitoruj zwierzę i nie pozostawiaj go bez opieki, dopóki nie odzyska przytomności i nie będzie w stanie utrzymać pozycji leżącej mostka. W tym momencie należy wprowadzić wzbogacanie środowiska oraz żywność i wodę (ad libitum).
  4. Elektroda cewki wyprowadza się na zewnątrz klatki do czasu eksperymentu.
  5. Umieść klatkę na ciepłej poduszce grzewczej na pierwsze 24 godziny od rekonwalescencji. Podłączyć sprężynę ze stali nierdzewnej i cewnik dożylny do systemu obrotowo-infuzyjnego w celu ciągłego wlewu soli fizjologicznej w okresie rekonwalescencji (0,5 ml/godz.).
  6. Upewnij się, że zwierzę pozostaje pojedynczo trzymane w dedykowanej klatce ze względu na charakter zewnętrznego cewnika i przewodów elektrod.

13. Eksperymentalna konfiguracja do rejestracji ciśnienia krwi i RSNA

  1. Wyposaż górny stół antywibracyjny ze stali nierdzewnej w prostą klatkę Faradaya.
    UWAGA: Ta klatka Faradaya może być zbudowana z drewnianej ramy i aluminiowej siatki ekranującej. Elektrycznie uziemij stół/klatkę Faradaya, aby wyeliminować wszelkie szumy elektryczne.
  2. Umieść odbiornik radiotelemetryczny ciśnienia krwi w klatce Faradaya.
  3. Podłącz odbiornik radiotelemetryczny do odpowiedniego adaptera wyjścia ciśnieniowego. Podłącz ten adapter do systemu akwizycji danych, aby rejestrować ciśnienie krwi online.
  4. dwa żeńskie złącza pinowe, które są komplementarne do męskich złączy pinowych elektrody (mosiądz ze złoceniem) do końców sparowanego, ekranowanego izolowanego PVC. przeciwległe końce tego sparowanego do wtyczek bananowych. Podłącz wtyki bananowe do przedwzmacniacza ampampampamplifikacja (10X amplifikacja).
  5. Podłącz ten przedwzmacniacz do wzmacniacza różnicowego. Dostosuj ustawienia, aby wzmocnić sygnał nerwowy x10 000. Dostosuj ustawienia filtra w następujący sposób: Niski filtr, 100 Hz; Wysokie cięcie, 1000 Hz.
  6. Umieść klatkę domową zawierającą mysz na odbiorniku radiotelemetrycznym znajdującym się w klatce Faradaya 48 do 72 godzin po zabiegu. Włącz sondę radiotelemetryczną, aby rejestrować sygnały ciśnienia krwi.
    UWAGA: Aklimatyzacja myszy poprzez umieszczenie klatki domowej w konfiguracji w ciągu 1 tygodnia przed zabiegiem jest optymalna.
  7. Rozwiń przewody elektrody i podłącz złącza pinowe elektrody bipolarnej do odpowiednich żeńskich złączy pinowych opisanych powyżej (13.4), aby rozpocząć nagrywanie RSNA.
  8. Wyświetlaj i jednocześnie rejestruj sygnały ciśnienia krwi online za pomocą komputera, jednocześnie podając sól fizjologiczną lub interesujący Cię roztwór. Rejestruj dane z minimalną szybkością 2500 próbek na sekundę.

14. Przykładowy protokół eksperymentalny i walidacja sygnału RSNA

  1. Upewnij się, że myszy czują się komfortowo w swojej domowej klatce, bez ograniczeń, ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody. Postępuj zgodnie z wytycznymi instytucji opieki nad zwierzętami w celu weryfikacji normalnego wyglądu i zachowania.
  2. Umieść myszy w tym samym pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze i wilgotności, w którym będzie miało miejsce nagrywanie RSNA. Upewnij się, że wlew dożylny jest kontynuowany zgodnie z powyższym opisem.
  3. Należy odczekać co najmniej 30 minut stabilizacji, gdy zwierzę znajdzie się w opisanej powyżej konfiguracji zapisu, przed zarejestrowaniem jednej godziny podstawowego ciśnienia krwi i danych RSNA. Upewnij się, że zwierzę cicho odpoczywa podczas nagrywania, ponieważ naturalny ruch wiąże się ze wzrostem tonu współczulnego. Zwróć uwagę, kiedy zwierzę porusza się bezpośrednio na śladzie cyfrowym podczas nagrywania, aby można było to pominąć podczas analizy.
  4. Zbadać reakcję baroodruchową, najpierw powoli wstrzykując bolus nitroprusydku sodu (2,5 μg/g masy ciała w objętości 25 μl soli fizjologicznej) do linii infuzyjnej. Powoli przepłukać linię ~50 μL soli fizjologicznej. Upewnij się, że martwa przestrzeń cewnika jest oczyszczona. Rejestruj ciśnienie krwi i RSNA przez 2 do 5 minut.
  5. Powoli wstrzyknąć bolus fenylefryny (20 μg/g masy ciała w 25 μl soli fizjologicznej). Przepłukać ~50 μL soli fizjologicznej. Upewnij się, że martwa przestrzeń cewnika jest oczyszczona. Rejestruj ciśnienie krwi i RSNA przez kolejne 10 do 15 minut.
  6. Sprawdź poganglioniczny charakter sygnału nerwowego, powoli wstrzykując bolus blokera zwojowego, heksametonium (50 μg/g masy ciała w 25 μl soli fizjologicznej) do linii infuzyjnej. Przepłukać ~50 μL soli fizjologicznej. Upewnij się, że martwa przestrzeń cewnika jest oczyszczona. Kontynuuj nagrywanie przez kilka minut.
  7. Wykorzystać pozostałą aktywność pozostałą po podaniu heksametonium jako oszacowanie szumu tła do wykorzystania w analizie RSNA (opisanej poniżej).
  8. Poddaj mysz eutanazji poprzez przedawkowanie izofluranu (dawkowanie stopniowe w odstępach od 0,5 do 5%) i kontynuuj rejestrowanie RSNA przez kolejne 30 minut. Uwaga: Pozostały sygnał może być również wykorzystany jako oszacowanie szumu tła do analizy RSNA.

15. Analiza danych

  1. Użyj oprogramowania do akwizycji danych, aby przeanalizować surowe ciśnienie krwi i ślady RSNA.
    1. Cyfrowo zintegruj i skoryguj w pełni falowy surowy ślad RSNA za pomocą tego oprogramowania. Wybierz "Całka absolutna" dla ustawień całkowania; Zastosuj zanik stałej czasowej wynoszący 0,1 sekundy6.
    2. Przeanalizuj zintegrowany sygnał RSNA (wyświetlany w jednostkach μV·s) dla każdego segmentu protokołu eksperymentalnego. Zignoruj fragmenty nagrania, gdy zwierzę akurat się poruszało. Wykonaj co najmniej 3 pomiary odpowiednio dla podstawowej i eksperymentalnej części eksperymentu.
    3. Analizuj RSNA przy minimalnym i maksymalnym poziomie ciśnienia krwi osiągniętym odpowiednio dla nitroprusydku sodu lub fenylefryny, aby ocenić wrażliwość barorefleksu.
    4. Uśrednić poszczególne pomiary wykonane powyżej dla każdej części protokołu doświadczalnego, aby uzyskać pojedynczą wartość.
    5. Określ ilościowo odpowiedź RSNA, obliczając procentową zmianę RSNA w stosunku do linii bazowej, która jest oznaczona jako 100%7. W razie potrzeby przeprowadzić pełną analizę statystyczną.
      UWAGA: W tym przykładzie analiza statystyczna odpowiedzi RSNA na nitroprusydek sodu i fenylefrynę została zakończona testem t Studenta; istotność przyjęto przy wartościach P <0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zgodnie z opisanym protokołem przeżywalność wyniosła 100% – wszystkie myszy poddane instrumentacji w niniejszym badaniu przeżyły i dobrze regenerowały się po zabiegu chirurgicznym. W ciągu 24 godzin od przygotowania chirurgicznego wszystkie myszy zachowywały się normalnie, wykazując typowe zachowania żywieniowe, pielęgnacyjne oraz eksploracyjne. W tym czasie u żadnego z zwierząt nie zaobserwowano oznak bólu ani stresu. 48 godzin po operacji w 10 z 12 myszy zarejestrowano weryfikowalny i w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym artykule przedstawiliśmy, zademonstrowaliśmy i zwalidowaliśmy nowatorską metodę ukierunkowanej oceny RSNA u świadomych myszy, które mogą swobodnie się poruszać i wygodnie odpoczywać w swoich domowych klatkach. Po chirurgicznym wszczepieniu radiotelemetru do pomiaru ciśnienia tętniczego, cewnika do infuzji dożylnej na stałe i specjalnie zaprojektowanej dwubiegunowej elektrody RSNA, myszy wyzdrowiały po operacji i pozostawiono je w spokoju przez 48 do 72 godzin. Myszy pozostawały wygodnie osadzone w swojej domowej kl...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Projekt S.M.H. był wspierany przez stypendia podoktorskie z Canadian Institutes for Health Research (CIHR), Heart & Stroke Foundation of Canada (HSFC) oraz Alberta Innovates Health Solutions (AiHS); J.E.H. jest wspierany przez grant z National Heart, Lung and Blood Institute PO1HL-51971.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Drut wielożyłowy ze stali nierdzewnej pokrytej teflonemA-M Systems7932000,001 cala średnicy goły; 0,0055 cala powlekany
# 11 Ostrze skalpelaFisher ScientificALMM9011
Lutownica i lutDowolna marka lub model odpowiedni
Męskie miniaturowe złącza pinoweSystems520200Mosiądz ze złoceniem
Żeńskie miniaturowe złącza pinoweAM Systems520100Mosiądz ze złoceniem
Rurki termokurczliweRadio ShackModel #: 278-1610 |  Katalog #: 2781610Średnica 1,6 mm
Rurka z polietylenu 90 (PE90)VWRCA-63018-7030,86 mm średnica wewnętrzna; 1,27 mm średnica zewnętrzna
Mikroskop preparacyjnyLeica MicrosystemsLeica M80Dowolna marka lub model również odpowiedni
Rurka z polietylenu 10 (PE10)Braintree ScientificPE10  50 FT0.28mm średnica wewnętrzna; 0.61mm średnica zewnętrzna
Super Glue LiquidLoctiten/aLiquid Formula; odpowiednia dla dowolnej marki
Super Glue GelLoctiten/aGel Formula; odpowiednia dla każdej marki
Rurki polietylenoweScientific CommoditiesBB31695-PE/13Do cokołu o średnicy wewnętrznej 2.7mm; średnica
zewnętrzna 4.0mmUsługi sterylizacji szpitalnej i PakietySkontaktuj się z lokalnymi służbami sterylizacji szpitalnej
Znieczulenie izofluranemAbbott05260-05
Izotermiczne poduszki termiczne Deltaphase i stół chirurgicznyBraintree Scientific39OPUtrzymuj ciepłe poduszki grzewcze w 37° C łaźnia wodna; Odpowiedni stół chirurgiczny niezbędny
GlikopirolanAmdipharm Mercury Company Limitedbrak systemu
parowania izofluranu i przepływomierzaBraintree ScientificVP IObejmuje zaopatrzenie w tlen klasy
medycznej Nożyczki do tkanekFine Science Tools14173-12
Cienkie nożyczki sprężynoweFine Science Tools15006-09
Małe aplikatory z bawełnianą końcówkąFisher Scientific23400100
Cienkie kleszcze prosteFine Science Tools11254-20#5, FST firmy Dumont Biologie Tip
Kleszcze kątoweFine Science Tools11251-35#5/45 FST firmy Dumont
Małe chłonne SpearsFine Science Tools18105-03
ParafilmSigma AldrichBR701605  ALDRICH
Kwik-Sil 2-składnikowy Silikonowo-polimeroweinstrumenty precyzyjne World (WPI)KWIK-SILKup dodatkowe specjalistyczne końcówki od WPI
5-0 Polysorb SutureTyco Healthcaren/a
6-0 Silk SutureBraintree ScientificSUT-S  104Marka Deknatel, szpula
Sonda radiotelemetrycznaData Sciences International (DSI)TA11-PAC10
Odbiornik radiotelemetrycznyData Sciences International (DSI)PhysioTel RPC-1
Ciśnienie otoczenia ReferenceData Sciences International (DSI)Apr-01
Adapter wyjścia ciśnieniaData Sciences International (DSI)R11CPA
Rurka pulsacyjna RenaBraintree ScientificRPT-040
Krętlik infuzyjnyInstech Solomon375/D/22
Obrotowe ramię podporowe i ZamontujInstech SolomonSMCLA
 Instech SolomonLW62S/6
Sprężyna ze stali nierdzewnejInstech SolomonPS62
Klej chirurgiczny Vetbond3Mn/a
Potrójna maść antybiotykowaFougeran/a
PowerLab 8-kanałowy system akwizycji danych i Oprogramowanie ADInstrumentsPowerLab 8/35
izolowany PVC BeldenPVC połączeniowy audio Belden PVC 32 AWG
Preamplifikacja HeadstageDagan CorporationModel 4002
Wzmacniacz różnicowyDagan CorporationEX4-400
Nitroprusside soduSigma Aldrich71778-25G
FenylefrynaSigma AldrichP6126-5G
Sterylna sól fizjologiczna 0,9% NaClBeckton DickinsonSkontaktuj się z lokalnym dostawcą szpitalnym
hexamethoniumSigmaAldrich H0879-5G
Stół antywibracyjny ze stali nierdzewnejn/an/aZaprojektowany na zamówienie we własnym zakresie; Nadaje się również solidna stalowa płyta na blacie
Klatka FaradayaniedotyczyNie dotyczy Specjalnie zaprojektowany i skonstruowany we własnym zakresie
Maszynka do strzyżenia włosów dla małych zwierzątn/adotyczyDrogeria, odpowiedni trymer do brody dla mężczyzn
Krem do depilacjiniedotyczymarki Veet, formuła dla skóry wrażliwej
10% Powidon JodProdukty PurdueBetadiene
70% Etanoln/an/d
Mikrozwijacze stalowen/a/aWyprodukowane we własnym zakresie. Zegnij stalowy spinacz do papieru i pętla 4-0 jedwab do tworzenia zwijacza
HemostatsFine Science Tools13011-12
OpalarkaFisher Scientific09-201-27
AM do sterylizacji ozonem przycisk polisulfonowy nie n

Bibliografia

  1. Young, C. N., Davisson, R. L. In vivo assessment of neurocardiovascular regulation in the mouse: principles, progress, and prospects. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (3), H654-H662 (2011).
  2. Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
  3. Charkoudian, N., Wallin, B. G. Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics. Compr Physiol. 4 (2), 825-850 (2014).
  4. Guyenet, P. G. The sympathetic control of blood pressure. Nat Rev Neurosci. 7 (5), 335-346 (2006).
  5. Hamza, S. M., Hall, J. E. Direct recording of renal sympathetic nerve activity in unrestrained, conscious mice. Hypertension. 60 (3), 856-864 (2012).
  6. DeBeck, L. D., Petersen, S. R., Jones, K. E., Stickland, M. K. Heart rate variability and muscle sympathetic nerve activity response to acute stress: the effect of breathing. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), R80-R91 (2010).
  7. Krowicki, Z. K., Kapusta, D. R. Microinjection of glycine into the hypothalamic paraventricular nucleus produces diuresis, natriuresis, and inhibition of central sympathetic outflow. J Pharmacol Exp Ther. 337 (1), 247-255 (2011).
  8. do Carmo, J. M., et al. Control of blood pressure, appetite, and glucose by leptin in mice lacking leptin receptors in proopiomelanocortin neurons. Hypertension. 57 (5), 918-926 (2011).
  9. Brockway, B. P., Mills, P. A., Azar, S. H. A new method for continuous chronic measurement and recording of blood pressure, heart rate and activity in the rat via radio-telemetry. Clin Exp Hypertens A. 13 (5), 885-895 (1991).
  10. Tallam, L. S., Silva, da, A, A., Hall, J. E. Melanocortin-4 receptor mediates chronic cardiovascular and metabolic actions of leptin. Hypertension. 48 (1), 58-64 (2006).
  11. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (2), 361-373 (2000).
  12. Zvara, P., et al. A non-anesthetized mouse model for recording sensory urinary bladder activity. Front Neurol. 1, 127(2010).
  13. Hagan, K. P., Bell, L. B., Mittelstadt, S. W., Clifford, P. S. Effect of dynamic exercise on renal sympathetic nerve activity in conscious rabbits. J Appl Physiol. 74 (5), 2099-2104 (1985).
  14. Matsukawa, K., Ninomiya, I. Changes in renal sympathetic nerve activity, heart rate and arterial blood pressure associated with eating in cats. J Physiol. 390, 229-242 (1987).
  15. Stocker, S. D., Muntzel, M. S. Recording sympathetic nerve activity chronically in rats: surgery techniques, assessment of nerve activity, and quantification. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (10), 6(2013).
  16. Burke, S. L., Lambert, E., Head, G. A. New approaches to quantifying sympathetic nerve activity. Curr Hypertens Rep. 13 (3), 249-257 (2011).
  17. Smith, F. G. Techniques for recording renal sympathetic nerve activity in awake, freely moving animals. Methods. 30 (2), 122-126 (2003).
  18. Miki, K., Kosho, A., Hayashida, Y. Method for continuous measurements of renal sympathetic nerve activity and cardiovascular function during exercise in rats. Exp Physiol. 87 (1), 33-39 (2002).
  19. Yoshimoto, M., Miki, K. Measurement of renal sympathetic nerve activity in freely moving mice. J Physiol. 560, (2004).
  20. Yoshimoto, M., Miki, K., Fink, G. D., King, A., Osborn, J. W. Chronic angiotensin II infusion causes differential responses in regional sympathetic nerve activity in rats. Hypertension. 55 (3), 644-651 (2010).
  21. Salman, I. M., Sarma Kandukuri,, Harrison, D., L, J., Hildreth, C. M., Phillips, J. K. Direct conscious telemetry recordings demonstrate increased renal sympathetic nerve activity in rats with chronic kidney disease. Front Physiol. 6, 218(2015).
  22. Morgan, D. A., Despas, F., Rahmouni, K. Effects of leptin on sympathetic nerve activity in conscious mice. Physiol Rep. 3 (9), (2015).
  23. Alfie, M. E., Sigmon, D. H., Pomposiello, S. I., Carretero, O. A. Effect of high salt intake in mutant mice lacking bradykinin-B2 receptors. Hypertension. 29 (1 Pt 2), 483-487 (1997).
  24. Dietz, J. R., Landon, C. S., Nazian, S. J., Vesely, D. L., Gower, W. R. Effects of cardiac hormones on arterial pressure and sodium excretion in NPRA knockout mice. Exp Biol Med (Maywood). 229 (8), 813-818 (2004).
  25. Zhang, W., et al. Cyclosporine A-induced hypertension involves synapsin in renal sensory nerve endings. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (17), 9765-9770 (2000).
  26. Szczesny, G., Veihelmann, A., Massberg, S., Nolte, D., Messmer, K. Long-term anaesthesia using inhalatory isoflurane in different strains of mice-the haemodynamic effects. Lab Anim. 38 (1), 64-69 (2004).
  27. Tank, J., et al. Sympathetic nerve traffic and circulating norepinephrine levels in RGS2-deficient mice. Auton Neurosci. 136 (1-2), 52-57 (2007).
  28. Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
  29. Zuurbier, C. J., Emons, V. M., Ince, C. Hemodynamics of anesthetized ventilated mouse models: aspects of anesthetics, fluid support, and strain. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2099-H2105 (2002).
  30. Farnham, M. M., O'Connor, E. T., Wilson, R. J., Pilowsky, P. M. Surgical preparation of mice for recording cardiorespiratory parameters in vivo. J Neurosci Methods. 248, 41-45 (2015).
  31. Cuellar, J. M., Antognini, J. F., Carstens, E. An in vivo method for recording single unit activity in lumbar spinal cord in mice anesthetized with a volatile anesthetic. Brain Res Brain Res Protoc. 13 (2), 126-134 (2004).
  32. Carruba, M. O., Bondiolotti, G., Picotti, G. B., Catteruccia, N., Da Prada, M. Effects of diethyl ether, halothane, ketamine and urethane on sympathetic activity in the rat. Eur J Pharmacol. 134 (1), 15-24 (1987).
  33. Wang, G. F., Mao, X. J., Chen, Z. J. Urethane suppresses renal sympathetic nerve activity in Wistar rats. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 18 (10), 1454-1457 (2014).
  34. Xu, H., et al. Effects of induced hypothermia on renal sympathetic nerve activity and baroreceptor reflex in urethane-anesthetized rabbits. Crit Care Med. 28 (12), 3854-3860 (2000).
  35. Shimokawa, A., Kunitake, T., Takasaki, M., Kannan, H. Differential effects of anesthetics on sympathetic nerve activity and arterial baroreceptor reflex in chronically instrumented rats. J Auton Nerv Syst. 72 (1), 46-54 (1998).
  36. Janssen, B. J., Smits, J. F. Autonomic control of blood pressure in mice: basic physiology and effects of genetic modification. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (6), R1545-R1564 (2002).
  37. Nunn, N., Feetham, C. H., Martin, J., Barrett-Jolley, R., Plagge, A. Elevated blood pressure, heart rate and body temperature in mice lacking the XLalphas protein of the Gnas locus is due to increased sympathetic tone. Exp Physiol. 98 (10), 1432-1445 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Monitorowanie ci nienia t tniczegomyszy przytomnecewnik y y szyjnejelektroda bipolarnaradiotelemetriainstrumentarium chirurgiczneblokada zwojowarejestracja fizjologicznaocena napi cia autonomicznego
Nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy.
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.