Method Article

Jednoczesna rejestracja elektroretinografii i wzrokowych potencjałów wywołanych u znieczulonych szczurów

DOI:

10.3791/54158

⸱

July 1st, 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje jednoczesny pomiar elektroretinogramu i wzrokowych potencjałów wywołanych u znieczulonych szczurów.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektroretinogram (ERG) i wizualny potencjał wywołany (VEP) są powszechnie używane do oceny integralności ścieżki wzrokowej. ERG mierzy reakcje elektryczne siatkówki na stymulację światłem, podczas gdy VEP mierzy odpowiednią integralność funkcjonalną ścieżek wzrokowych od siatkówki do pierwszorzędowej kory wzrokowej po tym samym zdarzeniu świetlnym. Kształt fali ERG można podzielić na komponenty, które odzwierciedlają odpowiedzi z różnych klas komórek neuronalnych i glejowych siatkówki. Wczesne składniki kształtu fali VEP reprezentują integralność nerwu wzrokowego i wyższych ośrodków korowych. Nagrania te mogą być prowadzone pojedynczo lub razem, w zależności od zastosowania. Metodologia opisana w niniejszej pracy pozwala na jednoczesną ocenę elektrofizjologii wzrokowej siatkówki i kory mózgowej z obu oczu i obu półkul. Jest to użyteczny sposób na bardziej kompleksową ocenę funkcji siatkówki i wcześniejszych skutków, jakie zmiany w funkcji siatkówki mogą mieć na wzrokową funkcję kory mózgowej.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomiar elektroretinogramu (ERG) i wizualnego potencjału wywołanego (VEP) dostarczają użytecznych ilościowych ocen integralności ścieżki wzrokowej. ERG mierzy reakcje elektryczne siatkówki na stymulację światłem, podczas gdy VEP mierzy odpowiednią integralność funkcjonalną ścieżek wzrokowych od siatkówki do pierwszorzędowej kory wzrokowej po tym samym zdarzeniu świetlnym. Niniejszy manuskrypt opisuje protokół rejestrowania i analizy odpowiedzi ERG i VEP w powszechnie używanym modelu laboratoryjnym, jakim jest szczur.

ERG dostarcza indeksu funkcjonalnej integralności wielu kluczowych klas komórek siatkówki, określając ilościowo ogólną reakcję elektryczną siatkówki na błysk światła. Skoordynowana seria strumieni jonowych zainicjowanych przez pojawienie się i przesunięcie światła powoduje wykrywalne zmiany napięcia, które można zmierzyć za pomocą elektrod powierzchniowych umieszczonych na zewnątrz oka. Wynikowy kształt fali reprezentuje kombinację szeregu dobrze zdefiniowanych komponentów, różniących się amplitudą, taktowaniem i częstotliwością. Znaczna część badań wykazała, że składniki te są stosunkowo dobrze zachowane w wielu siatkówkach kręgowców i że składniki te można od siebie oddzielić. Poprzez rozsądny dobór warunków bodźca (bodziec błyskowy, tło, interwał międzybodźcowy) i wybór określonych cech fali kompozytowej do analizy, można mieć pewność, że zwrócono pomiar określonej grupy komórek siatkówki1,2. Te cechy leżą u podstaw użyteczności, a tym samym powszechnego zastosowania ERG jako nieinwazyjnej miary funkcji siatkówki. Niniejszy manuskrypt koncentruje się na metodologii pomiaru ERG i analizie jego cech w celu uzyskania informacji o niektórych głównych klasach komórek w siatkówce, a mianowicie fotoreceptorach (składnik PIII), komórkach dwubiegunowych (składnik PII) i komórkach zwojowych siatkówki (dodatnia skotopowa odpowiedź progowa lub pSTR).

VEP dostarcza test reakcji kory mózgowej na światło; najpierw pochodzące z siatkówki, a następnie przekazywane szeregowo przez nerw wzrokowy, trakt wzrokowy, wzgórze (jądro kolankowate boczne, LGN) i promieniowanie wzrokowe do obszaru V1 kory3. U gryzoni większość (90 - 95%) włókien nerwowych wzrokowych z każdego oka odrywa4 i unerwia przeciwległą środkową część mózgu. W przeciwieństwie do ERG, nie jest jeszcze możliwe przypisanie różnych składników VEP do określonych klas komórek,5 dlatego zmiany w dowolnym miejscu wzdłuż ścieżki wzrokowej mogą wpływać na przebieg VEP. Niemniej jednak VEP jest użyteczną nieinwazyjną miarą sprawności wzrokowej i integralności ścieżki wzrokowej. VEP, w połączeniu z ERG, może zapewnić pełniejszą ocenę układu wzrokowego (tj. siatkówki/ścieżki wzrokowej).

Zapisy ERG i VEP mogą być prowadzone oddzielnie lub w połączeniu, w zależności od zastosowania. Metodologia opisana w niniejszej pracy pozwala na jednoczesną ocenę elektrofizjologii wzrokowej siatkówki i kory mózgowej z obu oczu i obu półkul u znieczulonych szczurów. Jest to użyteczny sposób na bardziej kompleksową ocenę funkcji siatkówki i wcześniejszych skutków, jakie zmiany w funkcji siatkówki mogą mieć na wzrokową funkcję kory mózgowej.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały przeprowadzone zgodnie z Australijskim Kodeksem Postępowania w Opiece i Wykorzystywaniu Zwierząt do Celów Naukowych, określonym przez Narodową Radę Zdrowia i Badań Medycznych w Australii. Poświadczenie etyczne uzyskano od Uniwersytetu w Melbourne, Wydziału Nauk Ścisłych, Komitetu ds. Etyki Zwierząt (numer zatwierdzenia 0911322.1).

1. Preimplantacja przewlekłych elektrod VEP

Uwaga: Jeśli mają być zbierane równoczesne sygnały ERG i VEP, zwierzęta muszą być chirurgicznie wszczepione w elektrody VEP co najmniej 1 tydzień przed pobraniem sygnału.

  1. Wysterylizuj stół chirurgiczny przed eksperymentami, czyszcząc go chlorheksydyną (0,5% w 70% etanolu). Autoklaw cały sprzęt chirurgiczny przed użyciem. Przykryj zwierzę wysterylizowaną obłożeniem chirurgicznym. Upewnij się, że wszyscy eksperymentatorzy noszą maski chirurgiczne, fartuchy i wysterylizowane rękawiczki.
  2. Znieczulenie należy wywołać za pomocą 3 - 3,5% izofluranu zO2 przy natężeniu przepływu 3 l/min. Znieczulenie należy utrzymywać na poziomie 1,5% i 2 l/min przez cały czas trwania zabiegu. Zapewnij wystarczającą głębokość znieczulenia poprzez brak odruchu szczypania łapy.
  3. Nałóż 1% karboksymetylocelulozy sodu na rogówkę, aby zapobiec wysuszeniu oczu.
  4. Ogolić obszar o wymiarach 30 mm x 30 mm nad czołem, z tyłu oczu i z przodu do uszu.
  5. Umieść zwierzę na poduszce grzewczej (37 °C), aby utrzymać temperaturę ciała i ustabilizować głowę zwierzęcia za pomocą ramki stereotaktycznej.
  6. Trzykrotnie zdezynfekuj ogolony obszar 10% jodowidonem. Unikaj stosowania środków antyseptycznych na bazie alkoholu w okolicy oka, zgodnie ze standardem postępowania określonym przez Stowarzyszenie Techników Chirurgicznych.
  7. Wykonaj przyśrodkowo-strzałkowe nacięcie na głowie za pomocą skalpela i z tego wytnij okrąg tkanki skórnej o średnicy ~ 20 mm, aby odsłonić kość czaszki.
  8. Usuń leżącą pod spodem okostną, zeskrobując i osuszając gazą, aby odsłonić szwy czaszkowe koronalne i strzałkowe.
  9. Za pomocą wiertła dentystycznego przymocowanego do wiertła, trepanuj dwa otwory (średnica 0,7 mm, głębokość ~ 1 mm) przez czaszkę na obu półkulach na współrzędnych stereotaktycznych: 7 mm ogonowo do bregmy, 3 mm bocznie do linii środkowej.
  10. Wkręć ze stali nierdzewnej (średnica 0,7 mm, długość 3 mm, sterylizowane chlorheksydyną) w dwa wstępnie wykonane otwory na głębokość ~ 1 mm (2 mm odsłoniętej), aby umożliwić mocne zakotwienie. Kontaktuje się to z oponą twardą bez uszkadzania leżącej poniżej tkanki korowej.
  11. Przygotować obszar operacyjny do amalgamatu dentystycznego, osuszając kość czaszki gazą i cofając luźną skórę za pomocą dwóch szwów 3 - 0 na godzinie ~ 4 i 8.
  12. Rozprowadź amalgamat dentystyczny na odsłoniętej czaszce, aby zabezpieczyć elektrody śrubowe (ze stali nierdzewnej opisane w kroku 1.10) na miejscu. Upewnij się, że ~ 1.5 mm pozostaje odsłoniętych do nagrywania.
  13. Usuń szwy zwijające.
  14. Wstrzyknąć 0,5% karprofenu podskórnie (5 mg/kg) w celu znieczulenia i sól fizjologiczną (chlorek sodu 0,9%, 1,5 ml) podskórnie w celu uzupełnienia płynów.
  15. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie w oddzielnych klatkach. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
  16. Nie należy zwracać zwierzęcia do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje po operacji (minimum 5 dni).
  17. Kontynuuj podawanie 0,5% karprofenu podskórnie w celu znieczulenia (5 mg/kg) raz dziennie przez 4 dni.
  18. Rejestruj ERG i VEP 1 tydzień po operacji.

2. Nagrywanie ERG i VEP

  1. Przygotowanie do zbierania danych
    1. Użyj oprogramowania komputerowego, aby jednocześnie wyzwolić bodziec i pozyskać dane2 zgodnie z ustawieniami zalecanymi poniżej.
      1. Wzmocnij sygnały3 (ERG: ×1,000, VEP: x10,000) z wzmocnieniem ustawianym wewnętrznie przez izolowany przedwzmacniacz i wzmacniacz, oraz z obydwoma oczami dopasowanymi pod kątem impedancji.
      2. Ustaw częstotliwość próbkowania dla ERG na 4 kHz w oknie nagrywania 650 ms (2,560 punktów), Aby to zrobić, kliknij zakładkę "podstawa czasu" w oprogramowaniu do akwizycji danych (nazwa i wersja oprogramowania patrz Tabela materiałów), wybierz "2,560" dla próbek i "500 ms" dla czasu, który zwróci okno nagrywania 650 ms.
        1. Użyj tej samej metody, aby ustawić częstotliwość próbkowania dla VEP na 10 kHz w epoce 250 ms. Pozwól na 10 ms linii bazowej przed bodźcem zarówno dla zapisów ERG, jak i VEP. Aby to zrobić, kliknij zakładkę "Konfiguracja"; wybierz "Stymulator", aby wyświetlić nowe okno dialogowe; w tym oknie wybierz "puls" z listy rozwijanej dla "Tryb"; i ustaw wartość "opóźnienia" na "10 ms".
      3. Ustaw filtrowanie pasmowo-przepustowe ERG na 0,3 - 1,000 Hz (-3 dB). Odbywa się to poprzez kliknięcie "Bio Amplifier" w oprogramowaniu do akwizycji danych. Następnie ustaw wartość "górnoprzepustowego" na "0.3 Hz", a wartość "dolnoprzepustowego" na "1 kHz".
      4. Stosując wyżej wymienioną metodę w ppkt 2.1.1.3, ustawić pasmo przepustowe VEP na 0,1 - 100 Hz (-3 dB) zgodnie z zaleceniami Międzynarodowego Towarzystwa Klinicznej Elektrofizjologii Wzroku (ISCEV) dla zapisów VEP u ludzi6.
  2. Przygotowanie elektrod
    1. Wykonaj na zamówienie elektrody aktywne/nieaktywne ERG i aktywne/nieaktywne VEP, dołączając srebrny drut lub zacisk krokodylkowy do przewodu elektrody, odpowiednio2. Uzyskać komercyjnie elektrodę uziemiającą.
    2. W przypadku 4 elektrod wykonanych na zamówienie odetnij męski koniec od przedłużenia przewodu elektrody. Usuń 1 cm zewnętrznej powłoki izolacyjnej z politetrafluoroetylenu za pomocą ostrza skalpela, upewniając się, że drut wewnętrzny nie jest uszkodzony.
    3. Wstępnie uformuj nieaktywne elektrody ERG, przecinając srebrny drut o długości 70 mm (grubość 0,3 mm) i tworząc pętlę o średnicy ~ 8 mm, aby otoczyć oko szczura. Przygotuj jednolity okrąg, kształtując pętlę na końcówce pipety o pojemności 1 ml.
    4. Wstępnie uformuj nieaktywne elektrody VEP, przecinając srebro o długości 70 mm i tworząc elipsę o średnicy ~ 8 mm długości, aby zaczepić się o siekacze szczurów.
    5. Wstępnie uformuj aktywne elektrody ERG, przecinając srebrny drut o długości 30 mm i tworząc małą pętlę, aby delikatnie zetknąć się z rogówką szczura (o średnicy ~ 1-2 mm)
    6. Bezpiecznie przymocuj elektrody (2 ERG aktywne, 2 ERG nieaktywne, 1 VEP nieaktywne) do przewodu elektrody, splatając srebro z odsłoniętym drutem wewnętrznym.
    7. Zaizoluj nadmiar odsłoniętego metalu taśmą maskującą, aby zmniejszyć artefakty fotowoltaiczne.
    8. Na nieaktywnych elektrodach ERG przyklej mały kawałek zapięcia na rzep (~ 5 mm × 20 mm) do taśmy maskującej, aby umożliwić stabilne przymocowanie do paska na szyję gryzonia.
    9. Przymocuj zacisk krokodylkowy do wewnętrznego przewodu elektrod, aby elektrody aktywne VEP.
    10. Przed nagraniami należy galwanizować odsłonięte powierzchnie srebrnych drutów (tj. nieaktywny pierścień i aktywną końcówkę) chlorkiem za pomocą źródła 9 V DC przez 20 sekund, aby poprawić przewodzenie sygnału.
      1. W tym celu zanurz srebrną końcówkę drutu elektrody ERG (działającą jak anoda ogniwa pierwotnego) w zwykłej soli fizjologicznej; podłącz drugi koniec tego przewodu elektrody do dodatniego zacisku akumulatora 9 V.
      2. Podłącz kolejny przewód (katodę) do ujemnego bieguna akumulatora i zanurz drugi koniec również w soli fizjologicznej. Odłącz po 20 sekundach i obserwuj, czy srebrna końcówka drutu elektrody ERG jest równomiernie pokryta białym kolorem.
        Uwaga: Przygotuj nowe elektrody ERG na każdą sesję eksperymentalną (~ do 8 godzin), aby zapewnić drożność powłoki chlorkowej.
  3. Przygotowanie zwierząt
    1. Przystosuj zwierzęta do ciemności przez noc (≥ 8 godzin) przed nagraniami w jasnym, ciasnym pomieszczeniu. Zapewnij maksymalną adaptację do ciemności, wyłączając oświetlenie w pomieszczeniu, zamykając wszystkie drzwi i rolety. Zminimalizuj wyciek światła, umieszczając materiały światłoodporne wokół połączeń drzwi/okien i umieszczając ekrany komputerowe na zewnątrz grubych czarnych zasłon.
    2. Przygotowanie zwierząt należy przeprowadzić w ciemnym pomieszczeniu za pomocą przyciemnionej czerwonej diody elektroluminescencyjnej (LED; 17,4 cd.m-2, λmax = 600 nm), aby utrzymać czułość pręcików.
    3. Znieczulić szczura, wstrzykując ketaminę/ksylazynę (60 : 5 mg / kg) domięśniowo. Potwierdź wystarczającą głębokość znieczulenia przy braku odruchu szczypania łapy.
    4. Aby utrzymać sedację, w razie potrzeby podać kolejną dawkę znieczulenia (50% dawki początkowej) po 50 minutach.
    5. W celu dodatkowego znieczulenia miejscowego nałóż jedną kroplę 0,5% proksymetakainy na każde oko i mrugnij nadmiarem płynu.
    6. W celu rozszerzenia źrenicy nałóż jedną kroplę 0,5% tropikamidu na każde oko, a następnie wysusz nadmiar płynu.
  4. Pozycjonowanie elektrod ERG i VEP
    1. Umieść zwierzę na platformie ERG przed misą Ganzfelda znajdującą się w klatce Faradaya. Unikaj używania elektrycznej poduszki grzewczej, ponieważ może ona wprowadzić szum elektryczny do nagrań elektrofizjologicznych. Uwaga: Platforma jest przymocowana do cyrkulacyjnej podgrzewanej platformy wodnej w celu utrzymania temperatury ciała.
    2. Przymocuj zwierzę do platformy za pomocą paska zapięcia na rzep umieszczonego mocno, ale nie ciasno wokół karku.
    3. Zaczep nieaktywną elektrodę VEP wokół dolnych siekaczy znieczulonego szczura.
    4. Ustaw nieaktywne elektrody ERG, nieinwazyjnie otaczając pierścień twardówki wokół równika oka. Ustabilizuj to, mocując elektrody do paska mocującego na rzep wokół karku. Powtórz dla przeciwległego oka.
    5. Zamocuj aktywne elektrody VEP, mocując zaciski krokodylkowe do ze stali nierdzewnej wstępnie wszczepionych w czaszkę.
    6. Umieść niewielką kroplę 1% karboksymetylocelulozy sodowej na rogówce przed umieszczeniem aktywnej elektrody ERG, aby poprawić jakość sygnału. Uwaga: Płyn wiskozowy pomaga również utrzymać nawilżenie rogówki podczas eksperymentów, aby zminimalizować powstawanie zaćmy typu wysuszonego u gryzoni7.
    7. Umieść niewielką kroplę 1% karboksymetylocelulozy sodu na dolnych siekaczach, aby poprawić kontakt nieaktywnej elektrody VEP, a tym samym jakość sygnału.
    8. Ustaw aktywne elektrody ERG tak, aby delikatnie dotykały centralnej powierzchni rogówki za pomocą mikromanipulatora przymocowanego do specjalnie zbudowanego ramienia stereotaktycznego.
    9. Wprowadzić 2 - 5 mm elektrody igłowej z uziemieniem (ze stali nierdzewnej) podskórnie do ogona.
    10. W razie potrzeby przed nagraniem wysusz nadmiar płynu z dolnej powieki, aby poprawić jakość sygnału.
    11. Przesuń platformę bliżej misy Ganzfelda, upewniając się, że oczy zwierzęcia zrównują się z otworem miski, aby umożliwić równomierne oświetlenie obu siatkówk (patrz krok 2.4.1).
    12. Zamknij klatkę Faradaya, aby zredukować zewnętrzny hałas.
  5. Gromadzenie danych
    1. Użyj przyciemnionego błysku testowego (-0,52 log cd.s.m-2), aby ocenić, czy umieszczenie elektrody jest zadowalające2. W warunkach kontrolnych skutkowałoby to amplitudą ERG ~ 800 μV i zmiennością między oczami nie większą niż 10%. W razie potrzeby zmień położenie elektrod.
    2. Po próbnym błysku pozwól zwierzętom przystosować się do ciemności przez 10 minut w całkowitej ciemności przed nagraniem.
    3. Prezentuj błyski bodźców świetlnych za pomocą czaszy Ganzfelda, jednocześnie zbierając sygnały ERG i VEP w oknie czasowym ~ 500 ms. Przejście od ciemniejszego do jaśniejszego poziomu światła w celu utrzymania wystarczającej adaptacji do ciemności dla określonych przebiegów.
    4. Zbieraj sygnały o różnych energiach świetlnych, aby wywołać przebiegi STR, b-wave i a/b-wave ERG. Uśredniaj więcej sygnałów przy ciemniejszych poziomach światła (20 powtórzeń) i mniej przy jaśniejszych energiach świetlnych (1 powtórzenie). Stopniowo wydłużaj interwał między bodźcami od 1 do 180 sekund od najciemniejszego do najjaśniejszego poziomu światła. Przykładowy protokół znajduje się w tabeli 1.
    5. Aby wyizolować reakcje pręta i stożka ERG, wykorzystaj paradygmat sparowanej błysku8. Zainicjuj cztery błyski przy 1,52 log cd.s.m-2 z odstępem 500 ms między bodźcami2 pomiędzy nimi. Odejmij cyfrowo przebieg stożka (3. lub 4. błysk) od przebiegu mieszanego (1. błysk), aby uzyskać przypuszczalną odpowiedź pręcika.
    6. Aby zarejestrować sygnały VEP, należy wykonać średnio 20 powtórzeń przy jaśniejszych energiach świetlnych (tj. od -0,52 do 1,52 log cd.s.m-2, 5-sekundowy interwał między bodźcami). Zauważ, że pierwszy błysk w tej sekwencji zwraca konwencjonalną reakcję ERG dostosowaną do ciemności.
    7. Odczekaj 1 - 3 minuty na ponowną adaptację po (20) przemiataniu VEP przed następnym jaśniejszym krokiem ERG, w zależności od energii świetlnej.
    8. Po zakończeniu zbierania danych należy poddać znieczulone zwierzę eutanazji za pomocą dosercowego wstrzyknięcia pentobarbitalu sodu (325 mg/ml, 3 ml).
pkt. pkt. pkt. ZŁ pkt. propozycji jezdnię pkt. pkt. pkt. pkt.
PrzebieguBodźc energii świetlnej (log cd.s.m-2)Liczba powtórzeńInterwał między bodźcami (s)
Str-6,2420cyfra arabska
Str-5,9320cyfra arabska
Str-5,620cyfra arabska
Str-5,3320cyfra arabska
Pręt b-wave-4,9910cyfra arabska
Pręt b-wave-4,5510cyfra arabska
Pręt b-wave-4.0655
Pręt b-wave-3,5155
Pręt b-wave-3,03115
Pręt b-wave-2,6115
Pręt b-wave-1,98115
Mieszana fala a/b-1,381Rozdział 30
Mieszana fala a/b-0,941Rozdział 30
Flash 1: Mieszana fala a/b Średnia 20: VEP-0,52205
(90 sekund przed następnym)
Flash 1: Mieszana fala a/b Średnia 20: VEP0.04205
(120 sekund przed następnym)
Flash 1: Mieszana fala a/b Średnia 20: VEP0.58205
(180 sekund przed następnym)
Flash 1: Mieszana fala a/b Średnia 20: VEP1.2205
(180 sekund przed następnym)
Flash 1: Mieszana fala a/b Średnia 20: VEP1.52205
(180 sekund przed następnym)
Stożek a-/b-fala 1,5240,5

Tabela 1. Protokół rejestracji ERG i VEP wykorzystujący zakres energii bodźca. Prezentacje bodźców przechodzą od przyciemnionych (góra) do jasnych (dolnych) błysków, z wystarczającymi odstępami między bodźcami, aby zapewnić adaptację do ciemności. Pod koniec protokołu prezentowane jest powtórzenie czterech błysków w krótkich odstępach czasu w celu wywołania reakcji za pośrednictwem stożka.

3. Analiza przebiegów ERG

Uwaga: Analiza ERG i VEP została już wcześniej szczegółowo opisana. 3,9,10 Poniższe sekcje zawierają krótki przegląd.

  1. Eksport sygnałów w cyfrowym formacie napięcie-czas do arkusza kalkulacyjnego w celu analizy danych.
  2. Funkcja fotoreceptorowa pręcika
    1. Modeluj krawędź natarcia fali a PIII za pomocą opóźnionego gaussa (równanie 1)11,
      PIII (i,t) = RmPIII∙ [1 - exp(-i∙ S (t - td)2)] dla t > td (Równanie 1)
    2. Zoptymalizuj dopasowanie na zestawie dwóch najjaśniejszych energii świetlnych12,13 (tj. 1,22 i 1,52 log cd.s.m-2).
    3. Modeluj do 90% amplitudy fali a, aby uniknąć intruzji postreceptorowych14,
      Uwaga: Model zwraca amplitudę nasycenia (RmPIII, μV), czułość (S, m 2.cd-1.s-3) i opóźnienie (td, ms) odpowiedzi fotoreceptorowej.
  3. Funkcja komórki dwubiegunowej pręcika
    1. Odejmij cyfrowo model PIII (patrz wyżej) od mieszanych przebiegów, aby zwrócić zmieszane PII z nadrzędnymi potencjałami oscylacyjnymi.
    2. Aby wyodrębnić dane osobowe pręta z mieszanych danych osobowych, odejmij cyfrowo odpowiedź stożka (3. lub 4. błysk przy 1,52 log cd.s.m-2) od mieszanego PII (1. błysk przy 1,52 log cd.s.m-2).
    3. Następnie nałóż filtr dolnoprzepustowy na przebieg (46,9 Hz, -3 dB, okno Blackmana), aby usunąć potencjały oscylacyjne. Pozostały przebieg to odpowiedź PII pręta10.
    4. Wyodrębnij amplitudę piku PII pręta i wykreśl ją dla wszystkich intensywności bodźca (poniżej -2 log cd.s.m-2 i PII izolowanych prętami przy 1,52 log cd.s.m-2)10.
    5. Modeluj te dane za pomocą funkcji hiperbolicznej (równanie 2), która zapewnia miarę wewnętrznej integralności komórek siatkówki.
      V (i) = Vmax (in/(in + kn)) (Równanie 2)
      Uwaga: To równanie zwraca maksymalną odpowiedź PII (Vmax, μV), 1/czułość (k,log cd.s.m-2) i nachylenie funkcji (n)15.
  4. Funkcja komórki dwubiegunowej stożka
    Uwaga: Ponieważ odpowiedź stożka jest pobierana przy pojedynczej intensywności (1,52 log cd.s.m-2), amplituda i czas są dostrajane na tym poziomie światła.
    1. Wyodrębnić maksymalną odpowiedź PII stożka2,16.
    2. Wyodrębnij czas uwikłany, któremu ta maksymalna odpowiedź odpowiada2,16.
  5. Funkcja komórek zwojowych
    1. Ponieważ STR jest małym sygnałem, należy zastosować filtr dolnoprzepustowy z wycięciem 50 Hz do kształtu fali, aby wyeliminować szumy o wysokiej częstotliwości i linie (46,9 Hz, -3 dB, okno Blackmana).
    2. Wyodrębnić maksymalną odpowiedź pSTR3,17.
    3. Wyodrębnij czas uwikłany, któremu odpowiada ta maksymalna odpowiedź3,17.

4. Analiza przebiegów VEP

  1. Wyodrębnić maksymalne i minimalne składniki VEP (P1, N1 i P2). Szczegółowe informacje znajdują się w odnośnikach3,6.
  2. Amplitudy należy wyrazić jako amplitudy od doliny do wartości szczytowej od poprzedzającego je szczytu lub dołka (P1N1 i N1P2)3,6.
  3. Wyodrębnij czas uwikłany (it), któremu odpowiada ta maksymalna odpowiedź (P1to, N1to, P2to)3,6.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fala ERG (> -1,38 log cd.s.m-2), fale b (> - 4,99 log cd.s.m-2) STR (< - 4,99 log cd.s.m-2) i VEPs (> - 0,52 log cd.s.m-2) zostały zarejestrowane jednocześnie (Rysunek 1 i 3). Przy bardzo słabych błyskach dodatni STR (pSTR) jest widoczny po około 110 ms po błysku, a ujemny STR (nSTR) po około 220 ms (rysunki 1 i 2). ERG z dużym załamkiem b osiąga szczyt między 50 a 100 ms po wystąpieniu umiarkowanego...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ERG i VEP są obiektywnymi miarami funkcji wzrokowych odpowiednio siatkówki i kory mózgowej. Zaletą jednoczesnego nagrywania jest to, że zapewnia bardziej wszechstronny widok całej ścieżki wzrokowej. W szczególności informacje uzupełniające z ich równoczesnej oceny mogą zapewnić wyraźniejsze określenie miejsca urazu na szlaku wzrokowym (np. w przypadku zaburzeń z nakładającymi się ERG, ale wyraźnymi objawami VEP18, gdy neuropatia nerwu wzrokowego może współistnieć z pierwotnym zanikiem mózgu19,20<...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie posiadają żadnych ujawnień związanych z tą pracą.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Finansowanie tego projektu zostało zapewnione przez National Health and Medical Research Council (NHMRC) 1046203 (BVB, AJV) oraz Melbourne Neuroscience Institute Fellowship (CTN).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Zacisk krokodylkowyogólna markiHM3022Klips ze stali nierdzewnej 26 mm do łączenia elektrod śrubowych VEP z
Instrumenty biowzmacniaczaML 135Do wzmacniania sygnałów ERG i VEP
Karboksymetyloceluloza sodowa 1,0%AllerganCAS 0009000-11-7Lepki płyn poprawiający jakość sygnału aktywnej elektrody ERG
Karprofen 0,5%Pfizer Animal Health GroupCAS 53716-49-7Nazwa zastrzeżona: Rimadyl do wstrzykiwań (50 mg / ml). Do analgezji pooperacyjnej, rozcieńczony do 0,5% (5 mg/ml) w soli fizjologicznej
Chlorheksadina 0,5%Orion Laboratories27411, 80085Do dezynfekcji narzędzi chirurgicznych
Kąpiel w wodzie cyrkulacyjnejLauda-Kö nigshoffenMGW LaudaDo utrzymywania temperatury ciała znieczulanego zwierzęcia podczas operacji i zapisów elektrofizjologicznych
Amalgamat dentystycznyDeguDent GmbH64020024Do osłony zespołu elektroda-czaszka w celu zwiększenia jego wytrzymałości
FrezStorz Instruments, Bausch and Lomb#E0824AMiniaturowa głowica wiertarska o średnicy ~ 0,7 mm do wykonania małego otworu w czaszce nad każdą półkulą do wszczepienia VEP
WiertarkaBoschDremel seria 300Automatyczna wiertarka do trepanacji
Elektroda ołowianaTrawa Telefactor F-E2-30Platinum do łączenia elektrod z drutu srebrnego do wzmacniacza
Faraday CagewykonaneZapewnia światłoodporność, aby utrzymać adaptację do ciemności. Dołącza konfigurację Ganzfelda w celu poprawy stosunku sygnału do szumu
Waciki z gazyMultigate Medical Products Pty Ltd57-100BDo suszenia nacięcia chirurgicznego i odsłoniętej powierzchni czaszki podczas operacji
Sfera integrująca GanzfeldaRozwiązania fotometryczne InternationalSpecjalnie zaprojektowany stymulator światła: średnica 36 mm, rozmiar otworu 13 cm
RzepVELCRO Australia Pty LtdMarka VELCRO Wielokrotnego użytku Owinąćzapięcie na rzep w celu zabezpieczenia elektrod i zwierzęcia na platformie rejestrującej
Isoflurane 99.9%Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7Nazwa zastrzeżona: Isoflo (TM) Znieczulenie wziewne. Farmaceutyczny środek znieczulający wziewny zmieszany z gazowym tlenem do chirurgii implantacji elektrod VEP
Ketamina Troy LaboratoriesIlium KetamilNazwa zastrzeżona: Ketamil Injection, Marka: Ilium. Farmaceutyczny środek znieczulający do zapisu elektrofizjologicznego
Luxeon LEDsPhillips Lighting Co.Do stymulacji światłem dwadzieścia diod LED o mocy 5 W i jedna o mocy 1 W.
MikromanipulatorAparat HarvardBS4 50-2625Utrzymuje aktywną elektrodę ERG podczas nagrań
Elektroda igłowaTelefaktor trawiasty F-E2-30Podawany podskórnie w ogonie, aby służyć jako elektroda masowa zarówno dla ERG, jak i VEP
Fenylefryna 2,5% min.Bausch and LombCAS 61-76-7Wkrapiany tropicamidem w celu uzyskania maksymalnego rozszerzenia do zapisu ERG
Jod powidonu 10%Sanofi-AventisCAS 25655-41-8Nazwa własna: Betadine, Środek antyseptyczny do przygotowania ogolonej skóry do zabiegu 10%, 500 ml
System akwizycji danych PowerlabADInstrumentsML 785Steruje diodami LED
Proxymetacaine 0,5%Alcon Laboratories& nbsp;CAS 5875-06-9Do znieczulenia rogówki podczas zapisów ERG
Roztwór soli fizjologicznejGelflexNieiniekcyjne, do galwanizacji elektrod z drutu srebrnego
Oprogramowanie ScopeADInstrumentswersja 3.7.6Jednocześnie wyzwala bodziec za pośrednictwem systemu Powerlab i zbiera dane
Srebro (cienki drut okrągły)A& E metal0,3 mmSłuży do wykonywania aktywnych i nieaktywnych elektrod ERG oraz nieaktywnej elektrody VEP
ze stali nierdzewnej MicroFasternersŚrednica trzonu 0,7 mm, długość 3 mm do wszczepienia przez pierwszorzędową korę wzrokową i służą jako aktywne elektrody VEP
Rama stereotaktycznaDavidKopf Model 900Instrument stereotaktyczny dla małych zwierząt do lokalizacji pierwszorzędowej kory wzrokowej zgodnie z Paxinos & Atlas mózgu szczura Watsona z 2007 r. koordynuje
ostrze chirurgiczneSwann-Morton Ltd.0206Do nacinania obszaru skóry nakładającego się na pierwszorzędową korę wzrokową w celu wszczepienia elektrod VEP
SzewShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd3-0 jedwabny pleciony szew niewchłanialny, do retrakcji skóry podczas operacji implantacji elektrody VEP
Maść do oczu Tobramycine 0,3%Alcon Laboratories CAS 32986-56-4Nazwa zastrzeżona: Tobrex. Profilaktyczna maść antybiotykowa stosowana wokół rany skóry po zabiegu
Tropicamid 0,5%Alcon Laboratories CAS 1508-75-4Nazwa zastrzeżona: 0,5% kropli do oczu Mydriacyl, wkrapiane w celu uzyskania rozszerzenia źrenic do rejestracji ERG
KsylazynaTroy LaboratoriesIlium Xylazil-100Farmaceutyczny środek znieczulający do zapisu elektrofizjologicznego
Końcówka do pipetyEppendorf Pty Ltd0030 073.169Eppendorf epTIPS 100 - 5,000 ml, do elektrod na zamówienie
Microsoft Office ExcelMicrosoftwersja 2010arkusz kalkulacyjny oprogramowanie do analizy danych
Lethabarb Eutanazia InjectionVirbac (Australia) Pty LtdLETHA450325 mg/ml pentobarbital sodu do szybkiej eutanazji
dentystyczny na zamówienie

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Nguyen, C. T. O., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Dietary omega-3 fatty acids and ganglion cell function. Invest Ophthalmol Vis Sci. 49, 3586-3594 (2008).
  2. Weymouth, A. E., Vingrys, A. J. Rodent electroretinography: methods for extraction and interpretation of rod and cone responses. Prog Retin Eye Res. 27, 1-44 (2008).
  3. Tsai, T. I., Bui, B. V., Vingrys, A. J. Effect of acute intraocular pressure challenge on rat retinal and cortical function. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55, 1067-1077 (2014).
  4. Cowey, A., Franzini, C. The retinal origin of uncrossed optic nerve fibres in rats and their role in visual discrimination. Exp Brain Res. 35, 443-455 (1979).
  5. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  6. Odom, J. V., et al. Visual evoked potentials standard (2004). Doc Ophthalmol. 108, 115-123 (2004).
  7. Ridder, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of cataract development in anesthetized mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Bui, B. V., et al. Using the electroretinogram to understand how intraocular pressure elevation affects the rat retina. J Ophthalmol. 2013, 262467(2013).
  10. Nguyen, C. T., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Dietary omega-3 fatty acids and ganglion cell function. Invest Ophthalmol Vis Sci. 49, 3586-3594 (2008).
  11. Hood, D. C., Birch, D. G. A quantitative measure of the electrical activity of human rod photoreceptors using electroretinography. Vis Neurosci. 5, 379-387 (1990).
  12. Birch, D. G., Hood, D. C., Locke, K. G., Hoffman, D. R., Tzekov, R. T. Quantitative electroretinogram measures of phototransduction in cone and rod photoreceptors - Normal aging, progression with disease, and test-retest variability. Arch Ophthalmol. 120, 1045-1051 (2002).
  13. Bui, B. V., Vingrys, A. J. Development of receptoral responses in pigmented and albino guinea-pigs (Cavia porcellus). Doc Ophthalmol. 99, 151-170 (1999).
  14. Robson, J. G., Saszik, S. M., Ahmed, J., Frishman, L. J. Rod and cone contributions to the a-wave of the electroretinogram of the macaque. J Physiol. 547, 509-530 (2003).
  15. Severns, M. L., Johnson, M. A. The care and fitting of Naka-Rushton functions to electroretinographic intensity-response data. Doc Ophthalmol. 85, 135-150 (1993).
  16. Bui, B. V., Fortune, B. Origin of electroretinogram amplitude growth during light adaptation in pigmented rats. Vis Neurosci. 23, 155-167 (2006).
  17. Bui, B. V., Fortune, B. Ganglion cell contributions to the rat full-field electroretinogram. J Physiol. 555, 153-173 (2004).
  18. Tremblay, F., Laroche, R. G., Debecker, I. The Electroretinographic Diagnosis of the Incomplete Form of Congenital Stationary Night Blindness. Vision Res. 35, 2383-2393 (1995).
  19. Bayer, A. U., Keller, O. N., Ferrari, F., Maag, K. P. Association of glaucoma with neurodegenerative diseases with apoptotic cell death: Alzheimer's disease and Parkinson's disease. Am J Ophthalmol. 133, 135-137 (2002).
  20. Wostyn, P., Audenaert, K., De Deyn, P. P. An abnormal high trans-lamina cribrosa pressure difference: A missing link between Alzheimer's disease and glaucoma. Clinical Neurology and Neurosurgery. 110, 753-754 (2008).
  21. Yucel, Y. H., Zhang, Q. A., Weinreb, R. N., Kaufman, P. L., Gupta, N. Effects of retinal ganglion cell loss on magno-, parvo-, koniocellular pathways in the lateral geniculate nucleus and visual cortex in glaucoma. Prog Retin Eye Res. 22, 465-481 (2003).
  22. Gupta, N., Yucel, Y. H. What changes can we expect in the brain of glaucoma patients. Survey of Ophthalmology. 52, 122-126 (2007).
  23. Kong, Y. X., et al. Impact of aging and diet restriction on retinal function during and after acute intraocular pressure injury. Neurobiol Aging. 33, 1115-1125 (2012).
  24. Bui, B. V., Sinclair, A. J., Vingrys, A. J. Electroretinograms of albino and pigmented guinea-pigs (Cavia porcellus). Aust N Z J Ophthalmol. 26, Suppl 1 98-100 (1998).
  25. Jobling, A. I., Wan, R., Gentle, A., Bui, B. V., McBrien, N. A. Retinal and choroidal TGF-beta in the tree shrew model of myopia: isoform expression, activation and effects on function. Exp Eye Res. 88, 458-466 (2009).
  26. Robson, J. G., Frishman, L. J. Dissecting the dark-adapted electroretinogram. Doc Ophthalmol. 95, 187-215 (1998).
  27. Robson, J. G., Frishman, L. J. The rod-driven a-wave of the dark-adapted mammalian electroretinogram. Prog Retin Eye Res. 39, 1-22 (2014).
  28. Hudnell, H. K., Boyes, W. K. The comparability of rat and human visual-evoked potentials. Neurosci Biobehav Rev. 15, 159-164 (1991).
  29. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS One. 8, e74172(2013).
  30. Hetzler, B. E., Berger, L. K. Ketamine-Induced Modification of Photic Evoked-Potentials in the Superior Colliculus of Hooded Rats. Neuropharmacology. 23, 473-476 (1984).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

ElectroretinographyVisual Evoked PotentialsRetinal FunctionCortical FunctionSimultaneous RecordingAnesthetized RatsERG ElectrodesVEP ElectrodesGanzfeld BowlFaraday Cage

Related Articles