Artykuł metodologiczny

Implantacja i rejestracja bezprzewodowego elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów

DOI:

10.3791/54160

⸱

29 czerwca 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne, 2Pfizer Neusentis

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pokazujemy chirurgiczne implanty i procedury rejestrujące do pomiaru wizualnych sygnałów elektrofizjologicznych z oka (elektroretinogram) i mózgu (wizualny potencjał wywołany) u przytomnych szczurów, co jest bardziej analogiczne do stanu ludzkiego, gdzie nagrania są prowadzone bez zakłóceń znieczulenia.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektroretinogram pełnego pola (ERG) i wizualny potencjał wywołany (VEP) są użytecznymi narzędziami do oceny integralności siatkówki i ścieżki wzrokowej zarówno w warunkach laboratoryjnych, jak i klinicznych. Obecnie przedkliniczne pomiary ERG i VEP wykonywane są w znieczuleniu, aby zapewnić stabilne umiejscowienie elektrod. Wykazano jednak, że sama obecność znieczulenia zanieczyszcza normalne reakcje fizjologiczne. Aby przezwyciężyć te zakłócenia związane ze znieczuleniem, opracowujemy nowatorską platformę do oznaczania ERG i VEP u świadomych szczurów. Elektrody są chirurgicznie wszczepiane podspojówkowo na oko w celu oznaczenia ERG i nadstawienniczowo przez korę wzrokową w celu pomiaru VEP. Zakres parametrów amplitudy i czułości/taktowania jest oznaczany zarówno dla ERG, jak i VEP przy rosnących energiach świetlnych. Wykazano, że sygnały ERG i VEP są stabilne i powtarzalne przez co najmniej 4 tygodnie po implantacji chirurgicznej. Ta zdolność do rejestrowania sygnałów ERG i VEP bez zakłóceń w znieczuleniu w warunkach przedklinicznych powinna zapewnić lepsze przełożenie na dane kliniczne.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ERG i VEP są minimalnie inwazyjnymi narzędziami in vivo do oceny integralności ścieżek siatkówkowych i wzrokowych odpowiednio zarówno w laboratorium, jak i w klinice. ERG w pełnym polu daje charakterystyczny kształt fali, który można podzielić na różne składniki, przy czym każdy element reprezentuje różne klasy komórek szlaku siatkówki1,2. Klasyczny przebieg ERG w pełnym polu składa się z początkowego ujemnego nachylenia (fala a), która, jak wykazano, reprezentuje aktywność fotoreceptorów po ekspozycji na światło2-4. Po załamku a następuje znaczny dodatni kształt fali (fala b), który odzwierciedla aktywność elektryczną środkowej siatkówki, głównie komórek dwubiegunowychON 5-7. Ponadto można zmieniać energię światła i interwał między bodźcami, aby wyizolować stożek od odpowiedzi pręcików8.

Flash VEP reprezentuje potencjały elektryczne kory wzrokowej i pnia mózgu w odpowiedzi na stymulację światłem siatkówki9,10. Ten kształt fali można podzielić na wczesne i późne składowe, przy czym wczesny składnik odzwierciedla aktywność neuronów szlaku siatkówka-genikulo-prążkowany11-13, a późny składnik reprezentuje przetwarzanie korowe wykonywane w różnych blaszkach V1 u szczurów11,13. W związku z tym jednoczesny pomiar ERG i VEP zapewnia kompleksową ocenę struktur zaangażowanych w szlak wzrokowy.

Obecnie, aby rejestrować elektrofizjologię u zwierząt, stosuje się znieczulenie, które umożliwia stabilne umiejscowienie elektrod. Podjęto próby zmierzenia ERG i VEP u świadomych szczuróww wieku 14-16 lat, ale w tych badaniach zastosowano konfigurację przewodową, która może być uciążliwa i może prowadzić do stresu u zwierząt poprzez ograniczanie ruchu zwierząt i naturalnego zachowania17. Dzięki najnowszym postępom w technologii bezprzewodowej, w tym ulepszonej miniaturyzacji i żywotności baterii, możliwe jest teraz wdrożenie podejścia telemetrycznego do nagrywania ERG i VEP, zmniejszając stres związany z nagraniami przewodowymi i poprawiając długoterminową żywotność. W pełni zinternalizowane, stabilne implantacje sond telemetrycznych okazały się skuteczne w przewlekłym monitorowaniu temperatury, ciśnienia krwi18, aktywności19, a także elektroencefalografii20. Taki postęp technologiczny pomoże również w poprawie powtarzalności i stabilności świadomych nagrań, zwiększając użyteczność platformy w badaniach przewlekłych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oświadczenie etyczne: Eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z Australijskim Kodeksem Opieki i Wykorzystywania Zwierząt do Celów Naukowych (2013). Zatwierdzenie etyki zwierząt uzyskano od Komitetu ds. Etyki Zwierząt Uniwersytetu w Melbourne. Materiały zawarte w niniejszym dokumencie są przeznaczone wyłącznie do eksperymentów laboratoryjnych i nie są przeznaczone do użytku medycznego lub weterynaryjnego.

1. Przygotowanie elektrod

Uwaga: Do implantacji chirurgicznej służy trzykanałowy nadajnik, który umożliwia jednoczesne prowadzenie 2 zapisów ERG i 1 VEP. Trzy aktywne i trzy nieaktywne elektrody muszą być wstępnie uformowane w kształt pierścienia przed implantacją, aby można je było przymocować do oka. W celach identyfikacyjnych producent umieścił elektrody aktywne w połowie białych, w połowie kolorowych osłonach z tworzywa sztucznego, podczas gdy elektrody nieaktywne są pokryte w pełni kolorowymi osłonami. Elektroda uziemiająca (przezroczysta osłona z tworzywa sztucznego) pozostaje niezmieniona. Dla wszystkich elektrod aktywnych i nieaktywnych należy wykonać kroki 1.1, 1.2, 1.3 i 1.7.

  1. Odkręć dwużyłową elektrodę ze stali nierdzewnej za pomocą dwóch szczypiec z cienką końcówką.
  2. Przytnij jedno z pasm ze stali nierdzewnej (około 1 cm od końcówki), pozostawiając jedno dłuższe proste pasmo do ukształtowania elektrody pierścieniowej.
  3. Złóż pojedyncze pasmo ze stali nierdzewnej z powrotem na siebie i przekręć, tworząc gładki pierścień na końcu elektrody.
  4. Dla elektrod aktywnych ERG należy wykonać tę pętlę o średnicy ~ 0,2 - 0,5 mm poprzez skręcenie podstawy pętli (w celu opisanym tutaj, uformuj dwie elektrody aktywne w ten sposób, aby rejestrować ERG z obu oczu), a dla elektrod nieaktywnych ERG i elektrod VEP wykonaj średnicę pętli ~ 0,8 mm średnicy (w tym przykładzie, zrobić to dla jednej aktywnej elektrody VEP i wszystkich trzech elektrod nieaktywnych).
  5. Zaczepić okrągłą elektrodę aktywną VEP wokół ze stali nierdzewnej (średnica 0.7 mm, długość 3 mm) tak, aby elektroda opierała się o.
  6. Zaczepić 3 nieaktywne elektrody (2 ERG, 1 VEP) wokół drugiej ze stali nierdzewnej (średnica 0,7 mm, długość 3 mm).
  7. Przeciągnij plastikową tuleję do przodu po ostrych końcach dwóch pasm ze stali nierdzewnej, aby zmniejszyć podrażnienie.
  8. Wysterylizuj nadajniki telemetryczne, mocząc je w 2% aldehydzie glutarowym przez ponad 10 godzin w temperaturze około 25 °C. Następnie przepłucz nadajnik sterylnym roztworem soli fizjologicznej 3 razy.

2. Implantacja nadajnika

  1. Przygotowanie zwierząt
    1. Zdezynfekuj obszar chirurgiczny przed eksperymentem, czyszcząc go 70% etanolem. Autoklawuj cały sprzęt chirurgiczny przed użyciem i utrzymuj sprzęt w chlorheksydynie, gdy nie jest używany podczas operacji. Przykryj zwierzę serwetą chirurgiczną podczas operacji, aby utrzymać sterylne środowisko. Upewnij się, że wszyscy eksperymentatorzy noszą maski chirurgiczne, sterylne rękawiczki i fartuchy.
    2. Wywołać znieczulenie 1,5 - 2% izofluranem, przy natężeniu przepływu 3 l/min i utrzymywać na poziomie 1,5 - 2% przy 2 l/min przez cały czas trwania zabiegu. Upewnij się, że głębokość znieczulenia jest wystarczająca przy braku odruchu pedałowania po uszczypnięciu mięśnia między palcami.
    3. Ogolić obszar brzucha o wymiarach 40 mm x 30 mm od góry pachwiny do mostka.
    4. Ogolić obszar o wymiarach 30 mm x 20 mm nad czołem, za oczami i przed uszami.
    5. Zdezynfekuj dwa ogolone obszary. W okolicy czoła należy trzykrotnie zdezynfekować 10% jodonem powidonu (należy unikać stosowania środków antyseptycznych na bazie alkoholu w okolicy oka, zgodnie ze standardem postępowania określonym przez Stowarzyszenie Techników Chirurgicznych). Na brzuch zdezynfekować 10% jodonu powidonu i 70% etanolu.
    6. Nałóż 1 kroplę proksymetakainy na rogówkę w celu dodatkowego znieczulenia miejscowego.
    7. Nałóż 1 kroplę karboksymetylocelulozy sodowej na rogówkę, aby zapobiec wysuszeniu oczu.
  2. Implantacja chirurgiczna
    1. Wykonaj 10-milimetrowe nacięcie na głowie wzdłuż pionowej linii środkowej między uszami za pomocą skalpela chirurgicznego.
    2. Wykonaj 5 mm nacięcie na brzuchu przez warstwę skóry wzdłuż linii środkowej poniżej mostka.
    3. Tunel kaniuli o średnicy 5 mm podskórnie od nacięcia brzucha do nacięcia głowy.
    4. Przeprowadź przewody elektrod (3 aktywne i 3 nieaktywne) nadajnika przez kaniulę od brzucha do głowy.
    5. Pozostaw elektrodę odniesienia z podstawą nadajnika i przykryj końcówkę elektrody aseptyczną gazą.
    6. Przykryj końcówki elektrod (3 aktywne i 3 nieaktywne) aseptyczną gazą.
    7. Przymocuj głowę szczura do platformy stereotaktycznej.
    8. Przedłuż nacięcie czoła do 30 mm długości za pomocą nożyczek chirurgicznych.
    9. Odsłonięto obszar chirurgiczny, cofając luźną skórę za pomocą 2 szwów (3 - 0) na godzinie ~ 3 i 9.
    10. Zeskrob okostną pokrywającą czaszkę za pomocą wysterylizowanej gazy, aby odsłonić szwy bregma, lambda i linia środkowa.
    11. Wywierć dwa otwory w czaszce we współrzędnych stereotaktycznych VEP aktywnych (7 mm brzusznych do bregmy, 3 mm bocznych do linii środkowej) i nieaktywnych (5 mm rostralnych do bregmy na linii środkowej).
    12. Przymocuj aktywne i nieaktywne elektrody VEP za pomocą wstępnie przymocowanych ze stali nierdzewnej (średnica 0,7 mm, długość 3 mm) do czaszki za pomocą małego śrubokręta na głębokość ~ 1 mm w wykonanych wcześniej otworach. To zakotwicza w kości bez uszkadzania leżącej poniżej tkanki korowej.
    13. Aby wszczepić aktywne elektrody ERG, użyj szwu 8 - 0, aby tymczasowo cofnąć górną powiekę.
    14. Wprowadzić kaniulę o mocy od 16 do 21 G podskórnie od tyłu oka do sklepienia górnego spojówki.
    15. Wyjąć igłę prowadzącą.
    16. Przeprowadź aktywną elektrodę przez skrócony plastikowy cewnik od czoła w kierunku oka. Następnie wyjmij plastikowy cewnik.
    17. Użyj tymczasowego szwu (8 - 0), który jest przewleczony przez pętlę elektrody, aby zapobiec cofaniu się elektrody do tunelu.
    18. Wykonaj nacięcie 0,5 mm na spojówce górnej na godzinie 12, 1 mm za rąbkiem. Użyj sekcji, aby odsłonić leżącą pod spodem twardówkę.
    19. Wszczepić szew 8 - 0 lub 9 - 0 bezpośrednio za rąbkiem na połowie grubości twardówki.
    20. Usuń tymczasowy szew z aktywnej elektrody ERG.
    21. Zakotwiczyć aktywną elektrodę ERG w szwie o połowie grubości twardówki, wiążąc 3 kolejne węzły, upewniając się, że końcówka elektrody znajduje się blisko rąbka.
    22. Zamknij płat spojówki za pomocą 1 do 2 przerwanych szwów (8 - 0 do 9 - 0). Upewnij się, że spojówka całkowicie zakrywa elektrodę ERG, aby poprawić komfort.
    23. Zdejmij szew zwijający powiekę.
    24. Powtórz procedurę dla przeciwległego oka.
    25. Nałóż żel cyjanoakrylowy na czaszkę, aby zabezpieczyć wszystkie ze stali nierdzewnej i druty elektrodowe. Upewnij się, że aktywne elektrody ERG nie są zbyt mocno naciągnięte przed zamocowaniem, aby umożliwić ruchy gałek ocznych.
    26. Zamknij ranę głowy za pomocą niewchłanialnego szwu 3 - 0.
    27. Obróć gryzonia, aby odsłonić obszar brzucha. Wydłuż nacięcie skóry brzusznej do 40 mm wzdłuż kresy białej za pomocą nożyczek chirurgicznych.
    28. Wykonaj 35-milimetrowe nacięcie przez wewnętrzną ścianę mięśnia, aby odsłonić wewnętrzną jamę brzuszną.
    29. Za pomocą dwóch szwów (3 - 0) przymocuj korpus nadajnika do wewnętrznej ściany brzucha zwierzęcia po prawej stronie. Unikaj kontaktu z wątrobą.
    30. Zapętlić elektrodę masową i zabezpieczyć w tym kształcie szwem (3 - 0). Umieść go swobodnie unoszącego się w jamie brzusznej.
    31. Zamknij otrzewną za pomocą ciągłego szwu (3 - 0).
    32. Zamknąć nacięcie skóry za pomocą przerywanych szwów (3 - 0).
  3. Opieka pooperacyjna
    1. Monitorować zwierzę do momentu, gdy odzyska przytomność na tyle, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Trzymaj zwierzę pojedynczo po operacji.
    2. Karprofen należy podawać podskórnie w celu znieczulenia (5 mg/kg) raz na dobę przez 4 dni.
    3. Dodaj profilaktyczne doustne antybiotyki (enrofloksyna, 5 mg/kg) do wody pitnej przez 7 dni po zabiegu.
    4. Nałóż maść przeciwzapalną na miejsca nacięć skóry, aby zmniejszyć podrażnienie przez pierwsze 7 dni po zabiegu.

3. Przeprowadzanie nagrań ERG i VEP u przytomnych szczurów

  1. Ciemne zwierzę przystosowane przez 12 godzin przed nagraniami ERG i VEP
  2. Wszystkie manipulacje eksperymentalne należy przeprowadzać przy słabym czerwonym oświetleniu (17,4 cd.m-2,λ max = 600 nm)
  3. Zastosuj znieczulenie miejscowe (0,5% proksymetakainy) i krople rozszerzające (0,5% tropikamidu) na rogówkę.
  4. Poprowadź świadomego gryzonia do specjalnie wykonanego, przezroczystego ogranicznika.
    Uwaga: Długość tej plastikowej rurki można dostosować, aby pomieścić szczury o różnych rozmiarach przy całkowitej średnicy ustalonej na 60 mm. Przedni koniec urządzenia jest zwężany, aby zminimalizować ruchy głowy i zawiera perforacje umożliwiające normalne oddychanie. Ten zwężający się przód umożliwia wyrównanie i stabilizację głowy i oczu szczura do otworu kuli Ganzfelda. Należy pamiętać, że gryzoń został zaaklimatyzowany do unieruchomienia (3 do 5 razy) przed zabiegiem.
  5. Umieść gryzonia przed miską Ganzfelda tak, aby oczy były wyrównane z otworem miski.
  6. Włącz nadajnik na miejscu, przesuwając magnes w odległości ~ 5 cm od nadajnika. Sprawdź, czy nadajnik jest włączony, sprawdzając diodę LED stanu na podstawie odbiornika.
  7. Zbieraj sygnały w zakresie energii świetlnych (tj. od -5,6 do 1,52 log cd.s.m-2), jak opisano wcześniej 21. Krótko mówiąc, uśredniaj więcej sygnałów przy ciemniejszych poziomach światła (~ 80 powtórzeń) i mniej przy jaśniejszych energiach świetlnych (~ 1 powtórzenie). Stopniowo wydłużaj interwał między bodźcami od 1 do 180 sekund od najciemniejszego do najjaśniejszego poziomu światła.
  8. Aby wyizolować reakcje pręta ERG i stożka, wykorzystaj paradygmat podwójnego błysku8. Na przykład, zainicjuj dwa błyski o 1,52 log cd.s.m-2 z odstępem 500 ms między bodźcami.
  9. Aby zarejestrować sygnały VEP, należy wykonać średnio 20 powtórzeń przy jaśniejszych energiach świetlnych (tj. 1,52 log cd.s.m-2, 5-sekundowy interwał między bodźcami).
  10. Aby ocenić stabilność implantu, która jest oceniana na podstawie zmienności sygnału w czasie, należy przeprowadzić zapisy ERG i VEP 7, 10, 14, 21 i 28 dni po operacji.
  11. Po okresie eksperymentalnym poddać szczury eutanazji poprzez dosercowe wstrzyknięcie pentobarbituranu (1,5 ml / kg) po znieczuleniu ketamina: ksylazyna (12: 1 mg / kg).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Odpowiedź fotoreceptora jest analizowana poprzez dopasowanie opóźnionego Gaussa do krawędzi natarcia początkowej opadającej kończyny odpowiedzi ERG na najwyższych 2 energiach świetlnych (1,20, 1,52 log c.s.m-2) dla każdego zwierzęcia, w oparciu o model Lamb i Pugh22, sformułowany przez Hooda i Bircha23. Ta formuła zwraca parametr amplitudy i czułości (odpowiednio rysunek 1C i 1D). Funkcja hiperboliczna została dopasowana d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ze względu na małoinwazyjny charakter elektrofizjologii wzrokowej, zapisy ERG i VEP u ludzi są wykonywane w świadomych warunkach i wymagają jedynie użycia miejscowych środków znieczulających do umieszczenia elektrod. Natomiast elektrofizjologia wzrokowa w modelach zwierzęcych jest konwencjonalnie przeprowadzana w znieczuleniu ogólnym, aby umożliwić stabilne umieszczenie elektrod poprzez wyeliminowanie dobrowolnych ruchów gałek ocznych i ciała. Jednak powszechnie stosowane środki znieczulające zmieniają odpowiedzi ERG i V...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

RG i RF są pracownikami komercyjnego sponsora tych badań (Pfizer Neusentis i Pfizer Global Research). MI był pracownikiem Pfizer Global Research podczas tego badania, a obecnie jest pracownikiem Proteostasis Therapeutics (Cambridge, USA).

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

JC pragnie podziękować David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne za wsparcie finansowe w pisaniu tego manuskryptu. Finansowanie tego projektu zostało zapewnione przez 100200129 grantową ARC Linkage (BVB, AJV, CTON).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
BiowzmacniaczADInstrumentsML 135Wzmacnia sygnały ERG i VEP
Karboksymetyloceluloza sodowa 1,0%AllerganCAS 0009000-11-7Utrzymuj nawilżenie rogówki podczas operacji
Karprofen 0,5%Pfizer Animal Health GroupCAS 53716-49-7Znieczulenie pooperacyjne, podawane z solą fizjologiczną do wstrzykiwań w celu uzupełnienia płynów
Chlorheksadyna 0,5%Orion Laboratories27411, 80085Dezynfekcja narzędzia chirurgicznego
Aktywator żelu cyjanoakrylowego KomponentyRS473-439Szybko schnie żel cyjanoakrylowy
Żel cyjanoakrylowy Komponenty RS473-423Przymocuj ze stali nierdzewnej do czaszki
FrezStorz Instruments, Bausch and LombE0824A Miniaturowagłowica wiertarska o średnicy ~ 0,7 mm do wykonania małego otworu w czaszce nad każdą półkulą do wszczepienia VEP
WiertarkaBoschDremel seria 300Automatyczna wiertarka do trepanacji
EnrofloxinTroy LaboratoriesProfilaktyczny post antybiotykowy chirurgia
Ganzfeld kula integrującaPhotometric Solutions InternationalSpecjalnie zaprojektowany stymulator światła: średnica 36 mm, rozmiar apertury 13 cm
Waciki z gazyMultigate Medical Products Pty Ltd57-100BWysusza nacięcie chirurgiczne i odsłoniętą powierzchnię czaszki podczas operacji
Izofluran 99,9%Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7Nazwa własna: Isoflo • Znieczulenie wziewne. Farmaceutyczny środek znieczulający wziewny zmieszany z gazowym tlenem do chirurgii implantów elektrod VEP
Maść KenacombAspen Pharma Pty LtdW celu zmniejszenia podrażnienia skóry i swędzenia po operacji
Luxeon LEDSPhillips Lighting Co.Do stymulacji światłem dwadzieścia diod LED o mocy 5 W i jedna dioda LED o mocy 1 W, sterowana przez oprogramowanie Scope
Igła (makrochirurgia)World Precision Instruments501959do szycia chirurgii jamy brzusznej i głowy, używana z szwem 3 - 0, igłą do oka, krawędzią tnącą koła 5/16 Rozmiar 1, 15 mm
Uchwyt na igłę (makrochirurgia)World Precision Instruments500224Do trzymania igły podczas operacji
jamy brzusznej i głowyUchwyt igły (mikrochirurgia)World Precision Instruments555419NTDo trzymania igły podczas operacji oka
Cewnik OptivaSmiths Medical International LTD16 lub 21 GPrzewodnik Aktywne elektrody rogówki od czaszki do spojówki
Jod powidonu 10%Sanofi-AventisCAS 25655-41-8Nazwa własna: Betadine, Środek antyseptyczny do przygotowania ogolonej skóry do zabiegu 10%, 500 ml
System akwizycji danych PowerlabADInstrumentsML 785Pozyskiwanie sygnału z nadajnika telemetrycznego, sparowanego z konwerterem danych telemetrycznych
Proxymetacaine 0.5%Alcon Laboratories CAS 5875-06-9Miejscowa analgezja oczna
cutomograniczającyPrzód ogranicznika jest zwężany, aby zminimalizować ruchy głowy, długość można regulować, aby dostosować do różnej długości szczura, całkowita średnica wynosi 60 mm.
Ostrze ScapelR.G. Materiały medyczneSNSM0206Do nacięcia chirurgicznego
Nożyczki (makrochirurgia)World Precision Instruments501225do cięcia tkanek na brzuchu i czole
Nożyczki (mikrochirurgia)World Precision Instruments501232Do wypreparowania spojówki w celu zamocowania elektrody
Scope SoftwareADInstrumentswersja 3.7.6Jednocześnie wyzwala bodziec za pośrednictwem systemu ADI Powerlab i zbiera dane
GolarkaOsterGolden A5Shave futro z obszarów chirurgicznych
ze stali nierdzewnej MicroFastenersL001.003CS304Średnica trzpienia 0,7 mm, długość 3 mm 
Rama stereotaktycznaDavid KopfModel 900Stereotaktyczny instrument dla małych zwierząt do lokalizowania punktów orientacyjnych implantacji na czaszce
Serweta chirurgicznaNiezbędne materiały medyczneGM29-612EEZapewnij sterylne środowisko podczas operacji
Szew (makrochirurgia)Igły medyczne Ninbo3-0do szycia chirurgii jamy brzusznej i głowy, sterylny jedwabny pleciony, 60 cm
Igła do szwów ( mikrochirurgia)Igły medyczne Ninbo8-0 lub 9-0do chirurgii oka, w tym, elektroda do szycia twardówki i zamykanie rany spojówkowej, szew nylonowy, koło 3/8 1 i razy; 5, 30 cm
Konwerter danych telemetrycznych DataSciences InternationalR08umożliwia połączenie sygnału telemetrycznego z oprogramowaniem do zbierania danych
Macierz wymiany danychtelemetrycznych DataSciences InternationalZbiera dane z nadajników, sparuje z odbiornikiem
Odbiornik danych telemetrycznychDataSciences InternationalRPC-1Odbiera dane telemetryczne z nadajnika
Nadajnik telemetrycznyDataSciences Międzynarodowy3-kanałowy nadajnik telemetrycznyF50-EEE
Tropicamid 0,5%Laboratoria Alcon rozszerzania tęczówki
(makrochirurgia)World Precision Instruments500092Manipulowanie tkankami podczas operacji jamy brzusznej i głowy
Pęseta (mikrochirurgia)World Precision Instruments500342Manipulowanie tkankami podczas operacji oka
dentystyczny Wykonany Pęseta do

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Frishman, L. J. Origins of the Electroretinogram. , The MIT Press. (2006).
  2. Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
  3. Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
  4. Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
  5. Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
  6. Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
  7. Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  10. Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
  11. Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
  12. Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
  13. Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
  14. Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
  15. Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
  16. Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
  17. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  18. Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
  19. Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
  20. Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
  21. He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
  22. Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
  23. Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
  24. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172(2013).
  25. Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
  26. Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
  27. Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
  28. Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W. Jr, Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
  29. Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Telemetria bezprzewodowaimplantacja elektrodelektroda podspoj wkowaelektroda znadtward wkowastabilno sygna urejestracja bez znieczuleniafunkcja siatk wki

Powiązane artykuły