Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nieskrępowana radiotelemetria EEG: zewnątrzoponowe i głębokie śródmózgowe stereotaktyczne umieszczenie elektrod EEG

19.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54216

⸱

25 czerwca 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM), 2Molecular and Cellular Cognition Lab, German Center for Neurodegenerative Diseases (Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, DZNE)

W tym artykule

Podsumowanie

Nieograniczająca radiotelemetria EEG jest cennym podejściem metodologicznym do rejestrowania in vivo długoterminowych elektroencefalogramów od swobodnie poruszających się gryzoni. Ten szczegółowy protokół opisuje stereotaktyczne znieczulenie zewnątrzoponowe i głębokie domózgowe umieszczenie elektrod w różnych obszarach mózgu w celu uzyskania wiarygodnych zapisów rytmiczności OUN i etapów behawioralnych związanych z OUN.

Streszczenie

Wszczepialna radiotelemetria EEG ma kluczowe znaczenie w neurologicznej charakterystyce transgenicznych mysich modeli chorób neuropsychiatrycznych i neurodegeneracyjnych oraz epilepsji. Ta potężna technika nie tylko dostarcza cennych informacji na temat podstawowych mechanizmów patofizjologicznych, tj. etiopatogenezy chorób związanych z OUN, ale także ułatwia rozwój nowych podejść translacyjnych, tj. terapeutycznych. Podczas gdy konkurencyjne techniki wykorzystujące systemy rejestratorów stosowane w kurtkach lub systemach na uwięzi cierpią z powodu ich niefizjologicznego charakteru ograniczającego do częściowo krępującego, radiotelemetryczne zapisy EEG przezwyciężają te wady. Technicznie rzecz biorąc, wszczepialna radiotelemetria EEG pozwala na precyzyjny i bardzo czuły pomiar znieczulenia zewnątrzoponowego i głębokiego, śródmózgowego EEG w różnych warunkach fizjologicznych i patofizjologicznych. Po pierwsze, przedstawiamy szczegółowy protokół prostej, skutecznej, szybkiej i skutecznej techniki zewnątrzoponowych (powierzchniowych) zapisów EEG, w wyniku której uzyskuje się wysokiej jakości elektrokortykogramy. Po drugie, pokazujemy, jak wszczepić głębokie, śródmózgowe elektrody EEG, np. w hipokampie (elektrohipokampogram). W przypadku obu podejść stosuje się skomputeryzowany stereotaktyczny system implantacji elektrod 3D. Sam nadajnik częstotliwości radiowej jest wszczepiany do torebki podskórnej zarówno u myszy, jak i szczurów. Szczególną uwagę należy również zwrócić na przed-, około- i pooperacyjne leczenie zwierząt doświadczalnych. Szczegółowo opisano przygotowanie przedoperacyjne myszy i szczurów, odpowiednie znieczulenie, a także leczenie pooperacyjne i leczenie bólu.

Wprowadzenie

Radiotelemetria jest najbardziej wartościowym podejściem metodologicznym do pomiaru różnorodnych parametrów behawioralnych i fizjologicznych u świadomych, nieskrępowanych zwierząt o różnych rozmiarach, szczególnie w kontekście EEG, EKG, EMG, ciśnienia krwi, temperatury ciała lub pomiarów aktywności 1-7. Teoretycznie każdy gatunek może być analizowany za pomocą wszczepialnej radiotelemetrii EEG, od gryzoni laboratoryjnych, takich jak myszy i szczury, po koty, psy, świnie i naczelne 3,8. Nawet ryby, i są poddawane badaniom radiotelemetrycznym 9. W ciągu ostatnich dwóch dekad wszczepialna radiotelemetria EEG okazała się cenna w charakterystyce różnych transgenicznych modeli zwierzęcych chorób ludzkich, takich jak padaczka, zaburzenia snu, zaburzenia neurodegeneracyjne i neuropsychiatryczne 7,10-12. W przeszłości opisano liczne podejścia metodologiczne zbierające dane fizjologiczne, w tym biopotencjały myszy i szczurów. W przeszłości szczególną uwagę zwrócono na noszenie w systemach rejestratorów w kurtkach, metodach przymusu fizycznego, niewszczepionych radionadajnikach i systemach na uwięzi 13,14. Obecnie na rynku dostępne są różne systemy implantacji radiotelemetrycznej. Jednak przegląd literatury ujawnił również 29 publikacji, które opisują rozwój samodzielnie wykonanych systemów radiotelemetrycznych 15-40. Podczas gdy systemy domowe są prawdopodobnie tańsze i bardziej dostosowane do użytkownika, systemy dostępne na rynku są proste, stosunkowo łatwe w instalacji i można je szybko zainstalować.

Wszczepialna radiotelemetria EEG ma wiele zalet w porównaniu z konkurencyjnymi technikami, takimi jak metody fizycznego krępowania, noszone w systemach kurtkowych lub na uwięzi. Te ostatnie są z definicji krępujące, tj. zwierzę nie jest w stanie się poruszać lub jego normalne zachowanie jest upośledzone. Może być nawet konieczne znieczulenie zwierzęcia w celu uzyskania wiarygodnych danych. Nowoczesne systemy na uwięzi będą jednak prawdopodobnie mniej ograniczające, ale musi to zostać naukowo potwierdzone. Z drugiej strony radiotelemetria pozwala zwierzętom na wykazanie pełnego repertuaru zachowań bez ograniczeń czasoprzestrzennych, a zatem uważa się, że jest lepsza od podejść ograniczających i bardziej predykcyjna w stosunku do wyników, które można uzyskać u ludzi 1,3. Od dłuższego czasu wiadomo, że metody krępujące mogą radykalnie zmienić podstawowe parametry fizjologiczne, np. przyjmowanie pokarmu, temperaturę ciała, ciśnienie krwi i tętno oraz aktywność fizyczną. Systemy na uwięzi reprezentują jedno z nadal szeroko stosowanych klasycznych podejść do ograniczania 13,14. Elektrody, które są elektrodami zewnątrzoponowymi lub głębokimi, są zwykle połączone z miniaturowym lejem, który jest zakotwiczony w czaszce. Samo gniazdo jest wyeksponowane w celu zamocowania, który umożliwia stosunkowo swobodne poruszanie się zwierzęcia. Chociaż w dzisiejszych czasach systemy na uwięzi stały się niezwykle filigranowe i bardzo elastyczne, jedną z ich głównych wad jest to, że nadal są częściowo ograniczające. Poza tym może istnieć ryzyko infekcji w miejscu implantacji elektrody, ponieważ zwierzęta mają tendencję do manipulowania wszelkimi urządzeniami zewnętrznymi pochodzącymi z ich ciała (głowy). Chociaż technologia radiotelemetrii bezprzewodowej u różnych gatunków została już opisana pod koniec lat 60., a zatem istnieje od dziesięcioleci, dopiero niedawno stała się niedroga, niezawodna i stosunkowo łatwa w użyciu 10,41,42, szczególnie u małych gryzoni laboratoryjnych, takich jak myszy i szczury. Małe, miniaturowe wszczepialne nadajniki EEG są obecnie dostępne na rynku i mogą być wszczepiane myszom o wadze powyżej 20 g (~10 tygodni). W związku z tym elektrofizjologiczna charakterystyka transgenicznych modeli myszy stała się obecnie dominującym obszarem zastosowania wszczepialnej radiotelemetrii EEG. Wielkość zwierząt nie jest już absolutnym ograniczeniem eksperymentalnym, podczas gdy żywotność baterii nadajników już tak. Pomimo ograniczonej żywotności, wszczepialne systemy nadajników są w stanie zminimalizować większość wad związanych z potencjalnym obciążeniem związanym z nagrywaniem poprzez systemy ograniczające. Gryzonie mogą zaprezentować swoje pełne arsenał zachowań fizjologicznych, w tym odpoczynku, aktywności lokomotorycznej (eksploracja) i snu (REM, sen wolnofalowy) 43,44. Co ważne, wszczepialna radiotelemetria może znacznie ograniczyć wykorzystanie zwierząt 3. Obecnie toczy się intensywna dyskusja na temat tego, jak ograniczyć liczbę zwierząt doświadczalnych w nauce i zmniejszyć ich cierpienie. Nie ulega wątpliwości, że eksperymenty na zwierzętach i zwierzęce modele chorób ludzi i zwierząt są niezbędne do zrozumienia podstawowej patofizjologii i późniejszego postępu w terapii. Ponadto eksperymenty na zwierzętach mają kluczowe znaczenie w badaniach i rozwoju leków. Znacząco przyczyniają się do badań przedklinicznych/toksykologicznych w zakresie licencjonowania leków, zobowiązując się w ten sposób zarówno do opieki nad ludźmi, jak i zwierzętami. Warto zauważyć, że obecnie nie ma jeszcze alternatywy dla badań na zwierzętach, aby zrozumieć złożone mechanizmy patofizjologiczne, które w innym przypadku byłyby niemożliwe do wywołania. Jednocześnie zasada 3R, czyli strategia zastępowania, redukcji i udoskonalania w UE i USA, zdecydowanie zachęca do badań nad metodami komplementarnymi i alternatywnymi. Radiotelemetria jest ważnym przykładem udanej strategii 3R, ponieważ może zmniejszyć liczbę zwierząt doświadczalnych i ich cierpienie w porównaniu z innymi technikami.

Tutaj przedstawiamy szczegółowe i ciągłe podejście krok po kroku do wykonania podskórnej implantacji nadajnika częstotliwości radiowej zarówno u myszy, jak i szczurów. Po tej pierwszej sekwencji następuje opis stereotaktycznego znieczulenia zewnątrzoponowego i głębokiego śródmózgowego umiejscowienia elektrod EEG. Szczególną uwagę zwrócono na warunki mieszkaniowe, znieczulenie, leczenie bólu około- i pooperacyjnego oraz możliwe leczenie przeciwinfekcyjne. Nacisk kładziony jest na skomputeryzowane stereotaktyczne podejście 3D, aby niezawodnie celować w znieczulenie zewnątrzoponowe i głębokie struktury śródmózgowe. Wypowiadamy się również na temat częstych pułapek eksperymentalnych w implantacji elektrod EEG oraz strategii redukcji urazów i optymalizacji leczenia bólu podczas rekonwalescencji pooperacyjnej. Na koniec przedstawiono przykłady powierzchniowych i głębokich zapisów EEG.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Oświadczenie etyczne: Wszystkie eksperymenty na zwierzętach były przeprowadzane zgodnie z wytycznymi lokalnej i instytucjonalnej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami (Uniwersytet w Bonn, BfArM, LANUV, Niemcy). Ponadto wszystkie doświadczenia na zwierzętach były przeprowadzane zgodnie z nadrzędnym prawodawstwem, np. dyrektywą Rady Wspólnot Europejskich z dnia 24 listopada 1986 r. (86/609/EWG) lub indywidualnym ustawodawstwem regionalnym lub krajowym. Dokłada się szczególnych starań, aby zminimalizować liczbę wykorzystywanych zwierząt i ich cierpienie.

1. Zwierzęta doświadczalne

  1. Wybór zwierząt i gatunków doświadczalnych
    1. Wykonywanie badań radiotelemetrycznych na gryzoniach, tj. myszach i szczurach, które spełniają wymagania homologii, izomorfizmu i przewidywalności związane z określoną chorobą człowieka 7,9,45,46.
      Uwaga: Różne dostępne szczepy myszy i szczurów mogą znacznie różnić się podstawowymi cechami fizjologicznymi i patofizjologicznymi 47-49.
    2. Należy rozważyć lub ocenić cechy fizjologiczne i patofizjologiczne szczepów myszy/szczurów przed wykonaniem kolejnych eksperymentów elektrofizjologicznych, np. reakcję na odpowiednie dawki środków znieczulających, architekturę snu i podatność na napady padaczkowe 50,51.
    3. Zwróć uwagę na cechy charakterystyczne dla płci w projekcie badania. Cykl rujowy może silnie wpływać na rytmiczność centralną, jej zależność okołodobową, sen i aktywność napadową 52-54. W związku z tym przeprowadź analizę specyficzną dla płci.
      Uwaga: Jeśli możliwości finansowe i eksperymentalne są ograniczone, zaleca się ograniczenie do samców myszy.
  2. Trzymanie zwierząt i obchodzenie się z nimi
    1. Myszy i szczury domowe w klatkach z filtrem lub jeszcze lepiej w indywidualnie wentylowanych klatkach.
    2. Przenieś myszy z pomieszczenia dla zwierząt do wentylowanych szaf umieszczonych w specjalnych pomieszczeniach laboratoryjnych przeznaczonych wyłącznie dla wszczepionych zwierząt, a następnie ich rejestrację (ryc. 1).
    3. W celu aklimatyzacji po transporcie naziemnym należy umieścić zwierzęta na tydzień w wentylowanej szafie w standardowych warunkach, tj. temperaturze otoczenia 21 ± 2 °C, wilgotności względnej 50 - 60% i konwencjonalnym 12-godzinnym cyklu światła/ciemności.
    4. Przed implantacją chirurgiczną myszy trzymane są w grupach po 3-4 sztuki w przezroczystych klatkach z poliwęglanu typu II (26,7 cm x 20,7 cm x 14,0 cm, powierzchnia 410 cm2) z dostępem ad libitum do wody pitnej i standardowych granulek pokarmowych. Dla szczurów należy stosować przezroczyste klatki z poliwęglanu typu III (42,5 cm x 26,6 cm x 18,5 cm, powierzchnia 800 cm2).
    5. Na tym etapie nie należy rozdzielać/izolować zwierząt, ponieważ izolacja może powodować stres wpływający na późniejsze wyniki eksperymentów. Jednak po zastosowaniu narzędzi chirurgicznych zwierzęta trzymane są oddzielnie, ponieważ zwierzęta mają tendencję do manipulowania szwami/szwami na rany lub metalowymi klipsami (patrz poniżej).
    6. Unikaj otwartych warunków mieszkaniowych, ponieważ są one uważane za nieodpowiednie dla różnych pytań naukowych, np. badań nad snem.
    7. Używaj sprzętu specyficznego dla myszy i szczurów, aby ani myszy, ani szczury nie mogły wyczuć swojej obecności, ponieważ stanowi to dodatkowy stres dla zwierząt.

2. System radiotelemetrii EEG

Uwaga: Opisany protokół opiera się na komercyjnie dostępnych systemach telemetrycznych używanych do powierzchniowych i głębokich wewnątrzmózgowych zapisów EEG (Rysunek 2).

  1. Użyj implantu telemetrycznego o częstotliwości radiowej odpowiedniego do implantacji u myszy lub szczurów, np. nadajnika jednokanałowego lub nadajnika dwukanałowego.
    Uwaga: Oba nadajniki są w stanie mierzyć różne biopotencjały, tj. elektroencefalogram (EEG), elektrokardiogram (EKG), elektromiogram (EMG), ale także aktywność fizyczną i temperaturę. Posiadają magnetycznie uruchamiany mechanizm włączania i wyłączania. Nadajnik i przewody czujnikowe są dostarczane w sterylnych warunkach. Jeśli nadajnik ma być ponownie użyty, postępuj zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi ponownej sterylizacji.
  2. Na przykład do analizy gamma o wysokiej częstotliwości (do 500 Hz) należy wybrać nadajniki o wyższej nominalnej częstotliwości próbkowania (f, do 5 000 Hz) i szerokości pasma nadajnika (B, do 500 Hz). W szczególności należy wziąć pod uwagę limit próbkowania Nyquista-Shannona, tj. dane EEG mogą być analizowane do absolutnego maksimum f/2, ale nie dalej. Do wiarygodnej analizy częstotliwości zalecane jest pasmo częstotliwości (B) od f/10 do f/5.
    Uwaga: Pytanie naukowe, które ma być poruszone, musi być zgodne ze specyfikacją techniczną nadajnika.

3. Znieczulenie i leczenie bólu

  1. Stosować narkozę wziewną izofluranu.
    1. Umieść zwierzę w "komorze indukcyjnej" wypełnionej 4 - 5% izofluranem i 0,8 - 1% tlenu lub karbogenu (5% CO2 i 95% O2) L/min. Utrzymuj żądaną głębokość znieczulenia za pomocą silikonowej maski na twarz zapewniającej przepływ 1,5 - 3,0% izofluranu i 0,8 - 1% tlenu lub karbogenu l/min (Rysunek 3A).
      Uwaga: Odpowiednie stężenie izofluranu różni się w zależności od masy ciała (objętości dystrybucji), wieku, płci i tła genetycznego zwierzęcia. Jeżeli sprzęt do znieczulenia gazowego nie jest dostępny, tj. "komora indukcyjna", dopływ karbogenu lub tlenu, przepływomierz, parownik izofluranu, system oczyszczania, patrz sekcja 3.2. Należy zainstalować system odsysający (system oczyszczania, rysunek 3A), aby uniknąć narażenia eksperymentatora na izofluran (rurka nie jest pokazana w dokumencie wideo w celu demonstracji).
  2. Gdy znieczulenie wziewne nie jest możliwe, należy wykonać znieczulenie za pomocą środków znieczulających do wstrzykiwań. Przygotować kombinację chlorowodorku esketaminy (dawka dla gryzoni 100 mg/kg) i chlorowodorku ksylazyny (dawka dla gryzoni 10 mg/kg) w 0,9% NaCl i wstrzyknąć zwierzęciu dootrzewnowo w zależności od jego masy ciała.
  3. Uważnie obserwuj zwierzęta pod kątem głębokości znieczulenia, używając szczypania ogona, szczypania stopy i monitorując częstość oddechów (myszy 150 - 220 oddechów/min; szczury 70 - 115 oddechów/min). Sprawdź, czy nie ma sapania.
    Uwaga: Różne linie myszy i szczurów mogą wykazywać różną wrażliwość na znieczulenie. To samo dotyczy transgenicznych modeli myszy.
    Uwaga: Intubacja dotchawicza nie jest konieczna u gryzoni. W rzeczywistości intubacja zwiększa ryzyko uszkodzenia tchawicy.

4. Oprzyrządowanie chirurgiczne — aspekty ogólne

  1. Zastosuj dodatkowe ciepło podczas i po operacji za pomocą z recyrkulacją ciepłej wody, elektrycznych płyt grzewczych, lamp grzewczych, jednostek z wymuszonym ciepłym powietrzem lub ocieplaczy kieszeniowych, aby utrzymać temperaturę ciała. Utrzymuj ten ostatni w temperaturze 36,5 - 38,0 °C (98,6 - 100,4 °F).
    Uwaga: Małe gryzonie są predysponowane do hipotermii ze względu na wysoki stosunek powierzchni ciała (mysz, 10,5 x (waga w g)2/3; szczury, 10,5 x (waga w g)2/3) do objętości ciała.
  2. Unikaj wysuszenia rogówki i zakrywaj oczy sztuczną maścią łzową na bazie ropy naftowej lub dekspantenolem (patrz dokument wideo) podczas całego procesu implantacji i wczesnej rekonwalescencji, aż do całkowitego przywrócenia odruchu mrugania.
  3. Narzędzia chirurgiczne należy sterylizować w autoklawie (patrz tabela materiałów) lub umieszczać je w środkach dezynfekujących.
    Uwaga: Eleganckim i szybkim sposobem jest użycie sterylizatora do narzędzi chirurgicznych na bazie ciepła ze szklanymi koralikami.
  4. Zaopatrz się w lornetkowy mikroskop chirurgiczny z powiększeniem i zimne źródło światła dostępne do intensywnego oświetlenia za pomocą elastycznych lub samonośnych, ruchomych światłowodów.
  5. Nosić czysty fartuch laboratoryjny, maskę na twarz, nakrycie głowy i sterylne rękawiczki.
    Uwaga: Optymalne materiały eksploatacyjne i instrumenty mogą się różnić w zależności od laboratorium i muszą spełniać wymagania specyficzne dla laboratorium i instytucji.

5. Chirurgia — Umiejscowienie nadajnika

  1. Usuń włosy na ciele ze skóry głowy z całkowicie znieczulonych myszy/szczurów za pomocą golarki. Ogolone miejsce należy oczyścić za pomocą środka dezynfekującego, np. 70% etanolu i peelingu na bazie jodu. Unikaj podrażnień skóry lub stanów zapalnych spowodowanych nadmierną ekspozycją. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na kocu grzewczym, aby utrzymać temperaturę ciała podczas znieczulenia.
  2. Za pomocą skalpela wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry głowy od czoła (tak, aby punkt orientacyjny czaszki bregma stał się widoczny) do szyi (tak, aby mięsień trapezowy stał się widoczny). Zaczynając od miejsca nacięcia karku i używając nożyczek chirurgicznych, otwórz worek podskórny wzdłuż bocznego boku zwierzęcia przez rozwarstwienie.
  3. Wstrzyknąć 1 ml 0,9% NaCl do torebki podskórnej. Umieść nadajnik z przewodami czujnikowymi zorientowanymi czaszkowo w kieszonce podskórnej z boku w pobliżu brzusznej części brzucha. Jeśli nadajnik ma zakładkę do szwów, przymocuj nadajnik do skóry grzbietowej/bocznej za pomocą jednego lub więcej szwów (szwy naprzemienne).
    Należy pamiętać, że mocowanie nadajnika nie jest koniecznością. Zwróć szczególną uwagę na zapobieganie zanieczyszczeniu pola operacyjnego i implantu nadajnika. Serwety powinny być używane do prawidłowego izolowania obszarów sterylnych od niesterylnych.
  4. Opieka pooperacyjna i leczenie bólu, patrz punkt 8.

6. Stereotaktyczne wszczepienie elektrody powierzchniowej

  1. Umieść zwierzę na ramie stereotaktycznej w znieczuleniu i ostrożnie ustaw głowę za pomocą prętów i zacisku nosowego tak, aby punkty orientacyjne czaszki bregma i lambda znajdowały się na tym samym poziomie (ryc. 3B). Nie uszkadzaj ucha wewnętrznego za pomocą nauszników. W razie potrzeby przykryj nauszniki wacikami. Ten środek ostrożności pozwala na ścisłe zamocowanie głowy w ramie stereotaktycznej.
  2. Oczyść okostną bawełnianymi końcówkami, nie uszkadzając mięśni skroniowych i potylicznych. Wstępnie potraktuj powierzchowną cienką warstwę czaszki 0,3% H2O2 dla czaszki myszy i 3% H2O2 dla czaszki szczura. Procedura ta wyraźnie odsłania szew czaszkowy i punkty orientacyjne kraniometrii, takie jak bregma i lambda (ryc. 4B, C).
  3. Użyj specjalnej, w pełni wyposażonej konfiguracji stereotaktycznej dla myszy i szczurów, w tym ramki stereotaktycznej z nausznikami i zaciskiem na nos o rozmiarze dostosowanym odpowiednio dla myszy i szczurów. Upewnij się, że ramka stereotaktyczna zawiera maskę znieczulającego gazem z połączeniami z parownikiem izofluranu i modułem zmiatacza izofluranu.
    Uwaga: Zalecana jest skomputeryzowana konfiguracja stereotaktyczna 3D ze specjalnym oprogramowaniem do współrzędnych mózgu myszy i szczura, w tym interfejsem użytkownika do nawigacji i atlasem 3D, umożliwiającym widoki osiowe, czołowe i strzałkowe.
  4. Zamontuj precyzyjne wiertło na pionowym ramieniu ramy stereotaktycznej. Użyj zamontowanego ołówka lub długopisu na pionowym ramieniu, pozostawiając mały znak na wybranych współrzędnych na szczycie czaszki, jeśli nie jest dostępny komputerowy system stereotaktyczny.
  5. Wiercić otwory ostrożnie, biorąc pod uwagę, że myszy i szczury znacznie różnią się grubością kości neuroczaszkowej. Ponadto należy zauważyć, że grubość mysich kości czaszki silnie zależy od lokalizacji, np. u myszy, os frontale: przekrój linii środkowej: 320-390 μm, przekrój boczny: 300 - 430 μm; OS parietale: przekrój linii środkowej: 210 - 250 μm, przekrój boczny: 200 - 210 μm; os occipitale: przekrój środkowy: 600 - 730 μm, przekrój boczny: 380 - 420 μm).
  6. Wiercenie otworów bez ciśnienia przy maksymalnej prędkości.
    Uwaga: Pozwala to uniknąć tonicznego aplanacji czaszki, co może skutkować nagłym przebiciem głowicy wiertła i potencjalnym uszkodzeniem głównie w polu korowym. W przypadku kraniotomii zdecydowanie zaleca się neurochirurgiczny, precyzyjny system wiertarek silnikowych.
  7. Wywiercić otwory pod zadziory pod wybranymi współrzędnymi przy typowej średnicy głowicy wiertarskiej 0,3 - 0,5 mm.
    Uwaga: Średnica otworów może być mniejsza w zależności od średnicy elektrody. Ogólna zasada jest taka, że im mniejsza średnica, tym mniej uszkodzeń powstaje.
  8. Zegnij końcówkę przewodu czujnikowego nadajników, który służy jako elektroda zewnątrzoponowa i umieść ją bezpośrednio na oponie twardej w otworze w wybranych współrzędnych. Alternatywnie można użyć korowych i przymocować je mechanicznie do przewodów czujnikowych nadajnika (Rysunek 4A).
  9. W przypadku nagrań z powierzchni, np. mysiej kory ruchowej M1/M2, należy ustawić elektrodę np. na: czaszkowej 1 mm, bocznej 1,5 mm (lewa półkula). Umieść zewnątrzoponową elektrodę referencyjną na korze móżdżku: bregma -6 mm, boczna bregma 1 mm (lewa półkula) lub bregma -6 mm, boczna bregma 1 mm (prawa półkula) (ryc. 4D).
    Uwaga: Móżdżek służy jako odniesienie, ponieważ jest to obszar niemy elektroencefalograficznie. Współrzędne stereotaktyczne można wyprowadzić ze standardowych atlasów stereotaktycznych dla myszy i szczurów.
  10. Przymocuj elektrody za pomocą cementu dentystycznego szkło-jonomerowego (na bazie wody), który jest niezwykle twardy i zapewnia silne przyleganie do leżącego poniżej neurokraniumu.
    Uwaga: Jeśli używany jest cement dentystyczny szkło-jonomerowy, do zabezpieczenia elektrod nie są potrzebne żadne kotwiące.
  11. Pozostaw cement do wyschnięcia na 5 minut. Zamknij skórę głowy za pomocą szwów z niewchłanialnym materiałem szwowym 5-0/6-0. Alternatywnie można użyć kleju do skóry. Ściśle monitoruj jakość zapisów EEG w oparciu o miejsce implantacji elektrody. Uwaga: Może dojść do kostnienia od wywierconych otworów, które z czasem może podnieść elektrody. Może to skutkować obniżoną jakością EEG z powodu zanieczyszczenia EMG i EKG, a tym samym może ograniczyć optymalny czas zapisu.
  12. Opieka pooperacyjna i leczenie bólu, patrz punkt 8.
  13. Walidacja położenia elektrody EEG post mortem.
    1. W przypadku eutanazji należy umieścić zwierzę (zwierzęta) w komorze inkubacyjnej i wprowadzić 100% dwutlenku węgla. Stosować szybkość napełniania 10% - 30% objętości komory na minutę dwutlenkiem węgla dodanym do istniejącego powietrza w komorze inkubacyjnej. Jest to właściwe do osiągnięcia szybkiej utraty przytomności przy minimalnym stresie zwierząt.
      Uwaga: Unikaj nagłego narażenia przytomnych zwierząt na stężenie dwutlenku węgla >70%, ponieważ wykazano, że jest to niepokojące.
    2. Obserwuj każdą mysz/szczura pod kątem braku oddychania i wyblakłego koloru oczu. Utrzymać przepływ CO2 przez co najmniej 1 minutę po zatrzymaniu oddechu. Przewidywany czas do utraty przytomności wynosi zwykle od 2 do 3 minut.
    3. Jeżeli zaobserwowane zostaną oba objawy, należy usunąć gryzonie z klatki; w przeciwnym razie należy kontynuować wystawianie ich na działanie CO2 . Jeśli utrata przytomności nie nastąpiła w ciągu 2 do 3 minut, sprawdź szybkość napełniania komory.
    4. Aby zweryfikować prawidłowe ułożenie elektrod, należy usunąć mózgi post mortem, np. po eutanazji CO2 i utrwalić je w 4% paraformaldehydzie w PBS (pH 7,4) przez noc. Alternatywnie, należy przeprowadzić perfuzję serca zwierząt za pomocą lodowatego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS; pH 7,4), a następnie 4% roztworu paraformaldehydu (PFA) rozpuszczonego w PBS.
    5. Postfix mózgi przez 2 - 4 godziny w 4% PFA w RT, a następnie krioprotekcja w 30% sacharozie w PBS i przechowywanie mózgów w temperaturze 4 °C do dalszego przetwarzania.
    6. Używając matrycy próbki do cięcia kriostatu, zamroź mózgi na bloku stereotaktycznym i wytnij 60 μm wycinków koronalnych za pomocą kriostatu. Zamontuj plastry na szkiełkach podstawowych, wysusz na powietrzu i zabarwij niebieskim Nissl przy użyciu standardowych technik wizualizacji kanału rozgałęzienia i poprzedniego położenia elektrody.
      Uwaga: Takie podejście ujawnia również, czy elektrody powierzchniowe zostały przypadkowo umieszczone zbyt głęboko, pozostawiając niewielkie uderzenie w górną część kory.

7. Stereotaktyczne wszczepienie głębokiej śródmózgowej elektrody EEG

  1. Skórę głowy i czaszkę zwierzęcia należy wstępnie poddać obróbce zgodnie z opisem w punktach 6.1 - 6.2. Starannie dobieraj typ głębokich elektrod, biorąc pod uwagę ich właściwości materiałowe, np. średnicę i impedancję oraz możliwe podłączenie do przewodów czujnikowych nadajnika.
    Uwaga: Powszechnie stosuje się elektrody stalowe pokryte parylenem i wolframowe. Charakterystyka elektrod musi być dopasowana do indywidualnych potrzeb eksperymentalnych. Jeśli elektrody nie są sterylne, przed użyciem należy je inkubować w 70% etanolu. Ponieważ elektrody są powlekane w tym celu eksperymentalnym, sterylizacja na bazie ciepła nie ma zastosowania.
  2. Wywierć otwory w wybranych współrzędnych, jak opisano w rozdziale 6, korzystając z systemu stereotaktycznego. Aby celować na przykład w mysi region CA1, który służy jako intensywnie badany obszar mózgu, umieść elektrodę różnicową na następujących współrzędnych odnoszących się do bregmy: ogonowa 2 mm, boczna 1,5 mm (prawa półkula) i grzbietowo-brzuszna (głębokość) 2 mm. Umieść zewnątrzoponową elektrodę referencyjną na korze móżdżku, np. bregma -6 mm, boczna bregma 1 mm (lewa lub prawa półkula) (ryc. 4D, E).
    Uwaga: Elektroda móżdżku służy jako pseudo-elektroda referencyjna w cichym obszarze móżdżku. Współrzędne stereotaktyczne można wyprowadzić ze standardowych atlasów stereotaktycznych dla myszy i szczurów.
  3. Skróć głębokie elektrody do wymaganej długości w zależności od tego, jak głęboko w mózgu zostaną wprowadzone. Podłącz zewnątrzczaszkową część elektrody do spirali ze stali nierdzewnej przewodu przetwornika, zginając obie sekcje pod kątem 90° pomiędzy nimi.
  4. Przypnij głęboką elektrodę do przewodu czujnikowego przetwornika mechanicznie. Nie, gdy tylko jest to możliwe, ponieważ może to spowodować znaczne zakłócenia w zapisie EEG. Odsłoń spiralę przewodu nadajnika ze stali nierdzewnej, usuwając krótki odcinek zewnętrznej silikonowej izolacji na końcu przewodu nadajnika za pomocą sterylnego ostrza skalpela.
  5. Podłącz przewód nadajnika do głębokiej elektrody mózgowej. Upewnij się, że oba elementy są odpowiednio i stabilnie połączone (Rysunek 4F). Przymocuj wszczepioną elektrodę (która jest mechanicznie połączona z przewodem nadajnika) do pionowego ramienia urządzenia stereotaktycznego.
  6. Zamocuj elektrodę za pomocą cementu dentystycznego szkło-jonomerowego (na bazie wody), który jest niezwykle twardy i zapewnia silne przyleganie do leżącej poniżej neurokraniumu. Pozostaw cement do wyschnięcia na 5 minut. Zamknij skórę głowy za pomocą szwów zakrywających z niewchłanialnego materiału szwowego 5-0/6-0. Alternatywnie można użyć kleju do skóry.
  7. Ściśle monitoruj jakość zapisów EEG w oparciu o stronę implantacji elektrody.
    Uwaga: Może dojść do kostnienia od wywierconych otworów, które z czasem może podnieść elektrody. Może to skutkować obniżoną jakością EEG z powodu zanieczyszczenia EMG i EKG, a tym samym może ograniczyć optymalny czas zapisu. Ma to szczególne znaczenie w przypadku głębokiego umieszczania elektrod.
  8. Opieka pooperacyjna i leczenie bólu, patrz punkt 8.
  9. Walidację umieszczenia elektrody EEG po sekcji zwłok należy przeprowadzić zgodnie z opisem w punkcie 6.13.

8. Opieka pooperacyjna i leczenie bólu pooperacyjnego

  1. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku.
  2. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.
  3. Do leczenia bólu pooperacyjnego należy wybrać lek z jednej z następujących grup: opioidy narkotyczne, agoniści / antagoniści opioidów, α 2-agoniści, znieczulenie miejscowe i niesteroidowe leki przeciwzapalne (NLPZ). 55-60 Należy pamiętać, że ze względu na ciężkość operacji zaleca się 3-dniowe leczenie przeciwbólowe.
    1. W przypadku stosowania buprenorfiny należy podawać następującą dawkę: mysz: 0,05 - 0,1 mg/kg, i.p., s.c., co 6 - 12 godzin; szczur: 0,01 - 0,05 mg/kg, i.p., s.c., co 8 - 12 godzin.
    2. W przypadku stosowania butorfanolu należy podawać następującą dawkę: myszy: 1,0 - 5,0 mg/kg mc. co 4 godziny; szczury: 2,0 - 2,5 mg/kg mc., s.c., co 4 godziny.
    3. W przypadku stosowania tramadolu należy podać następującą dawkę: myszy, szczury: 10 - 30 mg/kg, i.p.
    4. W przypadku stosowania fluniksyny należy podać następującą dawkę: mysz: 2,5 mg/kg mc. co 12 godzin; szczur: 1,1 mg/kg mc. co 12 godzin.
    5. W przypadku stosowania ketoprofenu należy podać następującą dawkę: mysz: 5 mg/kg mc., s.c., co 12 - 24 godziny; szczur: 5 mg/kg, s.c., co 12 - 24 godziny.
    6. W przypadku stosowania metamizolu należy podać następującą dawkę: myszy, szczury: 100 mg/kg mc., i.p., co 8 godzin.
    7. W przypadku stosowania meloksykamu należy podać następującą dawkę: myszy, szczury: 1 mg/kg s.c., co 24 godziny.
    8. W przypadku stosowania karprofenu należy podawać następującą dawkę: mysz: 5-10 mg/kg s.c., co 12 - 24 godziny; szczur: 2,5 - 5,0 mg/kg s.c., co 12 - 24 godziny.
    9. W przypadku stosowania paracetamolu należy podać następującą dawkę: mysz: 300 mg/kg, p.o., co 4 godziny; szczur: 100 - 300 mg/kg, co 4 godziny.
    10. W przypadku stosowania lidokainy (jako wspomagającego środka przeciwbólowego) należy podać następującą dawkę: myszy, szczury: 1 - 4 mg/kg s.c.
  4. W przypadku stosowania karprofenu (dawka dla gryzoni 5 - 10 mg/kg s.c., rozcieńczony w 0,9% NaCl) w celu długotrwałego leczenia bólu pooperacyjnego, należy wykonać pierwsze wstrzyknięcie 10 - 15 minut przed końcem instrumentacji chirurgicznej i powtarzać przez dwa kolejne dni raz dziennie.
  5. Po operacji należy podawać zwilżone granulki, aby ułatwić pobieranie pokarmu. Uważnie obserwuj spożycie pokarmu (~15 g/100 g/d; ~5 g/24 godz.) i wody (~15 ml/100 g/d; ~5 ml/24 godz.).
  6. Uważnie monitoruj zwierzęta pod kątem powrotu ich normalnej postawy i zachowań.
    Uwaga: Ogólnoustrojowe podawanie antybiotyków, takich jak enrofloksacyna lub trimefloksulfonamidy, jest często zalecane, ale nie jest to bezwzględna konieczność, chyba że zostaną wykryte objawy zapalne zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych lub zapalenia mózgu w miejscach implantacji.
  7. Daj myszom co najmniej 10 do 14 dodatkowych dni na pełne wyzdrowienie przed rozpoczęciem zapisów EEG w celu dalszej analizy.
    Uwaga: Konkretne zadania eksperymentalne mogą wymagać dłuższych okresów odzyskiwania.
  8. Kontrolna rekonwalescencja pooperacyjna po implantacji poprzez ocenę pooperacyjnego rozwoju masy ciała. Maksymalne zmniejszenie masy ciała obserwuje się zwykle około 4-5 dnia po operacji, po którym następuje niewielki, ale stały wzrost masy ciała w ciągu 10-14-dniowego okresu rekonwalescencji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tej sekcji zaprezentowano przykłady uzyskane z powierzchniowych oraz głębokich, wewnątrzczaszkowych zapisów EEG. Na wstępie należy zaznaczyć, że przed kolejnymi zapisami przeprowadzonymi po np. leczenie farmakologiczne. Takie pomiary wyjściowe mogą dostarczyć cennych informacji o funkcjonalnej współzależności rytmiki mózgu z różnymi stanami behawioralnymi lub rytmiką snu/dobową. Poniżej przedstawiamy przykłady zarejestrowanej aktywności napadowej po ostrym podaniu leków prokonw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wszczepialna radiotelemetria EEG ma kluczowe znaczenie, ponieważ jest to technika niekrępująca, pozwalająca zwierzętom doświadczalnym na wykonanie pełnego repertuaru zachowań1,3. Jest to bardzo interesujące, ponieważ podejście telemetryczne umożliwia nie tylko spontaniczne zapisy EEG, ale także zapisy w ramach zadań poznawczych i okołodobowych konfiguracji analitycznych, takich jak labirynt T, labirynt promieniowy, labirynt wodny, zadania związane z deprywacją snu lub zawsze, gdy zapis EEG jest konieczny lub p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować dr Christinie Ginkel (Niemieckie Centrum Chorób Neurodegeneracyjnych, DZNE), dr Michaeli Möhring (DZNE) i dr Robertowi Starkowi (DZNE) za pomoc w hodowli zwierząt i opiece zdrowotnej. Prace te były wspierane finansowo przez Federalny Instytut Leków i Wyrobów Medycznych (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM) w Bonn, Niemcy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Karprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slö sung)PfizerPZN 011020820 ml
Lornetkowy mikroskop powiększający do operacji Zeiss Stemi 20000000001003877, 435540000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Bulldog serrefineFST18051-2828 mm
Koszyki (Macrolon)Techniplast1264C, 1290D
Źródło zimnego światłaSchott KL2500 LCD9.705  202zamówione w Th.Geyer
Aplikatory z końcówkami bawełnianymi (sterylne)Carl Roth EH12.1
Dekspantenol (Bepanthen Wund- und Heilsalbe)BayerPZN: 1578818
Serwety (sterylne)HartmannPZN 0366787
70% etanoluCarl Roth 9065.5
0,3%/3% roztwór nadtlenku wodoruSigma9532130% roztwór podstawowy 
Rękawice (sterylne)Rękawice Unigloves1570
Szkło dentystyczne z cementu jonomerowegoKentDental /NORDENTA957 321
2% roztwór aldehydu glutarowegoSigmaG6257
Graefe Kleszcze zakrzywione, ząbkowaneFST11052-10
Uchwyt na mikroigły Halsey-węglik wolframuFST.12500-1212,5 cm
Sterylizator narzędzi chirurgicznych na bazie ciepłaFST18000-50
Poduszka grzewczaAEG HK5510520010zamówiona w myToolStore
Szybkoobrotowa wiertarka dentystycznaAdeorSI-1708
Nożyczki do przysłony bardzo cienkie 9 cm
Wziewny system narkotyczny (izofluran)Harvard Apparatus GmbH34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
IsofluraneBaxter 250 mlPZN 6497131
KetaminaPfizerPZN 07506004
Lactated Ringer' s roztwór (sterylny)BraunL7502
Lexar-Baby Nożyczki proste, 10 cm10 cm
Nissl roztwór do barwieniaArmin BaackBAA31712159
Niewchłanialny materiał do szycia 5-0/6-0 (sterylny)SABANA (Sabafil)N-63123-45
Covidien (Sofsilk)S1172, S1173
Halsey Uchwyt igłyFST.12001-1313 cm
Płatki (sterylne)ReWa Krankenhausbedarf2003/01
0,9% sól fizjologiczna (NaCl, sterylna)BraunPZN:8609255
Ostrza skalpela z uchwytem (sterylne)propraxis2029/10
Kleszczyki standardoweFST11000-12, 11000-14o długości
12 cm i 14,5 cmElektrody stalowe i wolframowe pokryte parylenem FHC Inc., Stany Zjednoczone)UEWLGESEANND
Rama stereotaktycznaNeurostar51730Mzamówiona w Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
Taśmy (sterylne)BSN medical GmbH & Co. KG626225
TA10ETA-F20 DSI270-0042-001XNadajnik częstotliwości radiowej 3,9 g, 
3,9 g, 1,9 ml, zakres napięcia wejściowego ± Szerokość pasma kanału 2,5 mV,
(B) 1 - 200 Hz, 
nominalna częstotliwość próbkowania (f) 1 000 Hz (f = 5B)
zakres temperatur roboczych 34 - 41 ° Gwarantowana żywotność baterii C
4 miesiące
TL11M2-F20EET DSI270-0124-001XNadajnik częstotliwości radiowych 
3,9 g, 1,9 ml, zakres napięcia wejściowego ± Szerokość pasma kanału 1,25 mV,
(B) 1 - 50 Hz, 
nominalna częstotliwość próbkowania (f) 250 Hz (f = 5B)
zakres temperatur roboczych 34 - 41 ° C
gwarantowana żywotność baterii 1,5 miesiąca
Kleszcze do tkanek - 1x2 zęby 12 cmFST11021-1212 długość 12 cm
Nożyczki do tęczówki z węglika wolframu11,5 cm
Wibrokrajalnica 5000 MZMikroskopia elektronowa Nauki5000-005
Ksylazyna (Rompun)BayerPZN: 1320422
FST.14058-09 FST.14078-10 FST14558-11

Bibliografia

  1. Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
  2. Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
  5. Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
  6. Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
  7. Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
  8. Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
  9. Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
  10. Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
  11. Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
  12. Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
  13. Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
  14. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
  15. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
  16. Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
  17. Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
  18. Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
  19. Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
  20. Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
  21. De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
  22. Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
  23. Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
  24. Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
  25. Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
  26. Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
  27. Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
  28. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  29. Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
  30. Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
  31. Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
  32. Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
  33. Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
  34. Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
  35. Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM--AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
  36. Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
  37. Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
  38. Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
  39. Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
  40. Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
  41. Cotugno, M., Mandile, P., D'Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
  42. Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
  43. Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
  44. Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
  45. Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
  46. Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
  47. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
  48. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
  49. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
  50. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
  51. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
  52. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
  53. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
  54. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
  55. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
  56. Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
  57. Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
  58. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  59. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4B (2008).
  60. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
  61. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
  62. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Stereotaksyczne umieszczenie elektrodznadtward wkowe rejestrowanie EEGwewn trzm zgowe elektrody EEGtr jwymiarowy system stereotaksycznyimplantacja nadajnikapodsk rna kieszefiksacja cementem dentystycznymznadtward wkowa elektroda referencyjnag boka elektroda m zgowa
Nieskrępowana radiotelemetria EEG: zewnątrzoponowe i głębokie śródmózgowe stereotaktyczne umieszczenie elektrod EEG
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.