Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Powtarzająca się przezczaszkowa stymulacja magnetyczna jednostronnej półkuli mózgu szczura

12.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54217

⸱

22 października 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Rehabilitation Medicine, Chungnam National University Hospital, Daejeon, 2Department of Biomedical Engineering, Seoul National University College of Medicine, 3Institute of Medical and Biological Engineering, Medical Research Center, Seoul National University, 4Department of Biomedical Engineering, Seoul National University Hospital, 5Department of Nuclear Medicine, Seoul National University Hospital, Seoul National University College of Medicine, 6Department of Rehabilitation Medicine, Gangwon Do Rehabilitation Hospital, 7Department of Rehabilitation Medicine, Seoul National University Hospital, Seoul National University College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Zastosowaliśmy powtarzalną przezczaszkową stymulację magnetyczną (rTMS) do jednostronnej półkuli mózgu szczura, umieszczając 25-milimetrową cewkę cyfry 8 1 cm bocznie do wierzchołka na linii dwuusznej i kątując cewkę o 45°. Własny system chłodzenia wodą był używany w rTMS przez ponad 20 minut.

Streszczenie

Poprzednie modele powtarzalnej przezczaszkowej stymulacji magnetycznej (rTMS) na gryzoniach przyjmowały stymulację całego mózgu zamiast jednostronnego półkulowego rTMS, co jest niepodobne do protokołów stosowanych u ludzi. Informujemy o udanym zastosowaniu rTMS do jednostronnej półkuli mózgu szczura. rTMS został dostarczony z protokołem stymulacji o niskiej częstotliwości (1 Hz), wysokiej częstotliwości (20 Hz) lub pozorowanej stymulacji do jednej strony mózgu za pomocą małej 25-milimetrowej cewki ósemkowej. Umieściliśmy środek cewki 1 cm bocznie do wierzchołka na linii dwuusznej i kątowaliśmy cewkę pod kątem 45° do podłoża, aby zminimalizować potencjalny bezpośredni wpływ rTMS na korę przeciwległą. Zastosowaliśmy również własny system chłodzenia wodą, aby umożliwić powtarzalną stymulację magnetyczną przez ponad 20 minut, nawet przy częstotliwości stymulacji 20 Hz. Wzrost transkrypcji natychmiastowych wczesnych genów (Arc, Junb i Egr2) był większy po rTMS niż po pozorowanej stymulacji. Po 5 kolejnych dniach 20-minutowego 1-Hz rTMS, ekspresja mRNA bdnf była znacznie wyższa w stymulowanej korze mózgowej niż po stronie przeciwnej. Przedstawiony w niniejszym dokumencie model wyjaśni mechanizmy molekularne rTMS, umożliwiając analizę międzypółkulowej różnicy w jego działaniu.

Wprowadzenie

Powtarzalna przezczaszkowa stymulacja magnetyczna (rTMS), narzędzie do nieinwazyjnej stymulacji mózgu i neuromodulacji, została zastosowana w leczeniu różnych schorzeń, takich jak ból centralny1,2, depresja3, migrena4, a nawet udar5-7. Szybko zmieniający się prąd elektryczny przepływający przez cewki na głowie indukuje pole elektryczne w korze mózgowej i wynikającą z tego aktywację neuronów. Pobudliwość kory mózgowej może być modulowana przez rTMS, który może trwać dłużej niż 30 minut po zakończeniu stymulacji.

Sugerowane mechanizmy efektu końcowego rTMS obejmują długoterminowe wzmocnienie/efekt podobny do depresji8, przejściowe przesunięcie równowagi jonowej9 i zmiany metaboliczne10. Ponadto Di Lazzaro i wsp. sugerują, że przerywana stymulacja theta-burst wpływa na pobudzające wejścia synaptyczne do neuronów drogi piramidowej, zarówno w stymulowanej, jak i przeciwległej półkuli11.

Znaczące ograniczenia utrudniają jednak badaczom przekładanie dowodów uzyskanych na ławce rezerwowych na sytuacje kliniczne. Po pierwsze, w poprzednich badaniach na zwierzętach, rTMS był używany do stymulacji całego mózgu12. Stymulacja całego mózgu znacznie różni się od protokołów stosowanych w badaniach na ludziach9. Drugi problem związany jest z czasem trwania stymulacji. Wynika to przynajmniej częściowo z faktu, że w przeszłości skuteczny system chłodzenia był niedostępny dla małych wężownic.

W ostatnich latach opublikowano przełomowe artykuły sugerujące sposoby przezwyciężenia tych trudności w eksperymencie rTMS na mózgu małego zwierzęcia. Dzięki tym modelom zwierzęcym ujawniono, że mózg szczura wykazuje również podobne zmiany pobudliwości korowej jak u człowieka w odpowiedzi na rTMS13 o niskiej częstotliwości. Co ważniejsze, mechanizmy komórkowe i molekularne rTMS są coraz częściej badane przy użyciu zwierzęcych modeli rTMS. Przykładem jest to, że odrębny typ interneuronu hamującego jest znany z tego, że jest najbardziej wrażliwy na przerywaną stymulację impulsem theta14. Modele gryzoni rTMS oferują zatem nowe możliwości zgłębiania bardzo poszukiwanych pytań dotyczących molekularnych podstaw zmian wywołanych przez rTMS. Jeśli małe modele zwierzęce rTMS będą mogły być wykorzystywane w większej liczbie laboratoriów, może to znacznie przyspieszyć i wzmocnić badania w tej dziedzinie.

Teraz opisujemy, jak zastosować rTMS do jednostronnej półkuli mózgu szczura, co jest rozszerzeniem poprzedniej pracy15. Zmiany wywołane stymulacją oceniano za pomocą mikropozytonowej tomografii emisyjnej (PET) i mikromacierzy mRNA w celu zbadania zmian wywołanych przez rTMS w stymulowanej korze mózgowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z wykorzystaniem zwierząt zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt Narodowego Szpitala Uniwersyteckiego w Seulu.

1. Konfiguracja eksperymentalna

  1. Przygotowanie zwierząt
    1. Pozwól samcom szczurów Sprague-Dawley na 1 tydzień na przystosowanie się do nowego środowiska przed rozpoczęciem eksperymentu.
      UWAGA: Chociaż w niniejszym badaniu wykorzystano 8-tygodniowe szczury, rozwijający się lub dorosły mózg można wybrać zgodnie z hipotezami badawczymi.
  2. Znieczulenie wziewne do indukcji
    1. Wywołać i utrzymać znieczulenie za pomocą 5% i 2% izofluranu rozpuszczonego w 40%/60% i 25%/75% tlenu/azotu odpowiednio przez komorę i stożek nosowy. Dostosuj głębokość znieczulenia do poziomu zniesienia odruchu wycofania pedału do uszczypnięcia palców, aby potwierdzić prawidłowe znieczulenie.
      UWAGA: Wykorzystanie obudzonych zwierząt może być lepszym wyborem pod względem translacyjnym, ale istnieją trudności z powstrzymaniem podczas rTMS i są one podatne na nadmierny stres.
    2. Monitoruj temperaturę ciała za pomocą sondy doodbytniczej i utrzymuj ją na poziomie 37 °C za pomocą koca homeotermicznego. Monitoruj głębokość znieczulenia za pomocą odruchu wycofania pedału, temperatury, częstości oddechów i tętna.
  3. Przejście na znieczulenie dożylne w celu leczenia podtrzymującego
    1. Przygotuj ogon wacikiem nasączonym alkoholem. Cewnikować boczną żyłę ogonową za pomocą cewnika żylnego o rozmiarze 24 w celu przejścia do znieczulenia dożylnego (ryc. 1A). Wprowadzić propofol dożylnie (1 mg/[kg·min] przez 10 minut, używając emulsji 10 mg/ml) zwierzętom. Odstawić izofluran po 5 minutach od rozpoczęcia ładowania propofolem.
    2. Utrzymać sedację propofolem na poziomie 500 - 700 μg/(kg·min) przez cały czas trwania eksperymentu, tak jak w poprzednim badaniu16. Uzupełnij tlen w tempie 0,8 l/min przez stożek nosowy.
      UWAGA: Znieczulenie propofolem ma na celu zmniejszenie potencjalnego tłumienia pobudliwości korowej przez środek wziewny17-19. Jednak znieczulenie nie jest obowiązkowe w eksperymentach rTMS, a przebudzone zwierzęta mogą być również używane. Metody znieczulenia powinny być ustalane z uwzględnieniem hipotez badawczych.
    3. Stosuj maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
    4. Zastosuj stymulację magnetyczną (patrz punkt 2) 10 minut po całkowitym przejściu do dożylnego. znieczulenie.
  4. Warunki rekonwalescencji
    1. Monitoruj parametry życiowe w fazie rekonwalescencji. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku. Jeśli zwierzę przeszło operację, nie należy zwracać go do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.
      UWAGA: Jeśli wykonywana jest operacja modelu choroby, konieczne jest leczenie bólu pooperacyjnego. Jednak w tym eksperymencie rTMS leczenie bólu nie jest potrzebne.

2. Powtarzalna przezczaszkowa stymulacja magnetyczna

  1. Stymulator i cewka
    1. Zastosuj stymulację za pomocą powtarzającego się stymulatora, który dostarcza bodźce dwufazowe za pośrednictwem cewki o średnicy 25 mm w kształcie cyfry 8. Zlokalizuj środek cewki 0,5 cm w bok od wierzchołka na linii dwuusznej i ustaw cewkę pod kątem 45° względem podłoża.
      UWAGA: Maksymalne natężenie pola magnetycznego cewki wynosi 4,0 T. Cewka magnetyczna jest mocno zamontowana na wbudowanym uchwycie.
  2. Próg silnika
    1. Określ próg silnika (MT) w gorącym punkcie, ze środkiem cewki umieszczonym 0,5 cm w bok od wierzchołka na linii dwuusznej i z powierzchnią płaską na kalwarii. Jest to ta sama metodologia, którą zastosowano w poprzednim badaniu20.
      UWAGA: Zdefiniuj MT jako minimalną intensywność bodźca wywołującą 5 lub więcej wyczuwalnych skurczów na przeciwległej przedniej łapie przez 10 kolejnych bodźców. Sprawdź, czy stymulacja powoduje przede wszystkim skurcz mięśni przeciwległych, aby zapewnić jednostronną stymulację.
  3. Zastosowanie rTMS
    1. Zastosuj rTMS 10 min po ustabilizowaniu znieczulenia głębokiego. Umieść środek cewki w docelowym miejscu rTMS, wybranym z kory mózgowej w zależności od pytań badawczych. Następnie przechyl cewkę, aby zapewnić bezpośredni kontakt między środkiem cewki a powierzchnią czaszki w punkcie stymulacji.
      UWAGA: Na przykład należy ustawić cewkę pod kątem 45° względem podłoża, aby zminimalizować potencjalny bezpośredni wpływ rTMS na korę przeciwległą (ryc. 1B i 1C).
    2. Poddaj zwierzęta 20-minutowej sesji rTMS jednostronnej półkuli. Korzystając z konsoli oprogramowania, dostarcz rTMS z protokołem stymulacji o niskiej częstotliwości (1 Hz), wysokiej częstotliwości (20 Hz) lub pozorowanej stymulacji i ustaw intensywność stymulacji na 100 - 110% MT.
    3. Wykonaj stymulację 1 Hz bez odpoczynku. Za pomocą konsoli oprogramowania wprowadź "1,200" strzałów przez "20" min). W przypadku stymulacji 20 Hz przeprowadź 2 sekundy stymulacji, a następnie 28 sekund odpoczynku. Za pomocą konsoli oprogramowania wprowadź "1,600" strzałów przez "20" min.
    4. W celu stymulacji pozorowanej przechyl cewkę prostopadle (obrót o 90°) do kalwarii i umieść krawędź cewki w odległości 2 cm od powierzchni głowy (ryc. 1D). Mocno przymocuj uchwyt cewki do głównego urządzenia; Podczas eksperymentu nie ma potrzeby trzymania cewki ręcznie.
      UWAGA: Aby skompensować efekty akustyczne i inne niespecyficzne efekty, należy stosować odrębne protokoły pozorowane dla odrębnych protokołów stymulacji. Na przykład pozorowana stymulacja 1 Hz może być używana do eksperymentów 1 Hz rTMS.
  4. Chłodzenie wężownicy
    1. Użyj systemu chłodzenia wodą, aby umożliwić powtarzalną stymulację magnetyczną przez ponad 20 minut przy częstotliwościach stymulacji 1 i 20 Hz (ryc. 2). Podczas eksperymentu cyrkuluj lodowatą wodę otaczającą całą długość cewki, aby zapobiec przegrzaniu, chociaż temperatura cewki lub stymulatora nie jest monitorowana.
      UWAGA: Można również stosować dostępne w handlu chłodzone cewki dla szczurów.
    2. Jeśli to możliwe, monitoruj temperaturę cewki, viewwskaźnik ogrzewania urządzenia rTMS. UWAGA: Nie wystąpiły żadne negatywne konsekwencje związane ze stymulacją rTMS. Istnieje jednak potencjalne ryzyko poparzenia, jeśli w pobliżu cewki stymulującej zostaną użyte metalowe znaczniki identyfikacyjne uszu.

3. Mikropozytonowa tomografia emisyjna

  1. Przygotowanie zwierząt
    1. Przeprowadzić znieczulenie wziewne w celu indukcji i znieczulenie dożylne w celu leczenia podtrzymującego (patrz kroki 1.2.1 i 1.3.1). Zastosuj 1-Hz rTMS do zwierzęcia przez 10 minut przy intensywności stymulacji 100-110% MT.
    2. Pięć minut po zakończeniu stymulacji rTMS wstrzyknąć 1 mCi 2-[F-18]fluoro-deoksyglukozy (18FDG) rozpuszczonej w 0,5 ml soli fizjologicznej za pomocą cewnika do żył ogonowych. Odczekaj 30 minut na wchłonięcie 18FDG. UWAGA: Umieść szczura pod narkozą podczas całego eksperymentu z mikro-PET.
  2. Analiza obrazu
    1. Użyj skanera PET do obrazowania mózgu, aby potwierdzić jednostronność stymulacji. Rekonstruuj obrazy za pomocą algorytmu iteracyjnego 3D. Aby ocenić zmiany w metabolizmie wywołane przez rTMS, zidentyfikuj obszary zainteresowania (ROI) na obrazach poprzecznych odcinków mózgu21.
  3. eutanazja
    1. Po wykonaniu obrazowania mikro-PET należy poddać szczury eutanazji w komorze wypełnionej dwutlenkiem węgla, podczas gdy szczury są w głębokiej narkozie.

4. Mikromacierz mRNA

  1. eutanazja
    1. Wywołać i utrzymać znieczulenie za pomocą 5% i 2% izofluranu rozpuszczonego w 40%/60% i 25%/75% tlenu/azotu odpowiednio przez komorę i stożek nosowy. Znieczulenie głęboko do poziomu zniesienia odruchu wycofania pedału do szczypania palców u nóg przed ścięciem głowy.
    2. Odetnij głowy szczurom do eutanazji 5 minut po 1 sesji 1-Hz rTMS.
  2. Pobieranie tkanek
    1. Rozłóż materiały i narzędzia chirurgiczne w kolejności użycia, w tym złożone ręczniki papierowe, rongeur do kości, mikronożyczki, większe nożyczki chirurgiczne, mikrokleszcz, ostrze skalpela nr 10 lub 11, szklaną szalkę Petriego z pokrywką o średnicy 10 cm wypełnioną lodem i probówki o pojemności 1,5 ml. Przygotuj plastikową torbę do utylizacji tuszy.
    2. Wykonaj nacięcie skóry w linii środkowej czaszki przednio-tylnej. Tępo wypreparuj tkankę miękką i otaczające ją mięśnie nożyczkami chirurgicznymi i usuń kawałek kości czaszki za pomocą rongeura kostnego. Szybko ostrożnie wypreparuj świeży mózg z czaszki. Następnie połóż go na lodzie za pomocą mikrokleszczyków i mikronożyczek. Opłucz tkankę mózgową w lodowatej soli fizjologicznej.
    3. Natychmiast przenieś mózg do suchego lodu, a następnie przechowuj go w temperaturze -80 °C w probówce do czasu dalszej obróbki.
    4. Rozmrozić tkankę mózgową przed zbiorem.
    5. Umieść mózg grzbietową stroną do góry i zbierz tkankę mózgową ze stymulowanej kory mózgowej (wokół gorącego punktu w pierwotnej korze ruchowej) na lodzie za pomocą mikrokleszczy i mikronożyczek. Pobraną tkankę umieścić w probówce o pojemności 1,5 ml.
  3. Przygotowanie RNA
    1. Ekstrahować całkowite RNA z homogenatów tkankowych za pomocą odczynnika do lizy22. Proces z procedurami mineralizacji i oczyszczania DNazy. Określić ilościowo próbki RNA i podwielokrotności i przechowywać je w temperaturze -80 °C do momentu użycia.
    2. W celu kontroli jakości oceń czystość i integralność RNA poprzez elektroforezę żelową denaturacji, przy stosunku OD 260:280, i przeanalizuj je na dostępnym na rynku analizatorze.
  4. Etykietowanie i oczyszczanie
    1. Amplifikacja i oczyszczanie całkowitego RNA za pomocą dostępnego na rynku zestawu do amplifikacji RNA w celu uzyskania biotynylowanego cRNA. Krótko mówiąc, odwrotna transkrypcja 550 ng całkowitego RNA do cDNA przy użyciu startera oligo(dT) T7. Zsyntetyzuj i in vitro dokonaj transkrypcji drugiej nici cDNA, a następnie znakuj ją biotyną-NTP.
    2. Po oczyszczeniu oznacz ilościowo cDNA za pomocą spektrofotometru.
  5. Hybrydyzacja i eksport danych23
    1. Użyj wyrażenia beadchip do analizy ekspresji mRNA. Zhybrydyzować znakowane próbki cDNA o stężeniu 750 ng z każdą matrycą kulek ekspresyjnych szczura-12 przez 16 - 18 godzin w temperaturze 58 °C. Przeprowadzić detekcję sygnału macierzy za pomocą streptawidyny-Cy3.
    2. Skanuj matryce za pomocą skanera konfokalnego. Eksport, przetwarzanie i analiza danych tablicowych przy użyciu dostępnego na rynku oprogramowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Do oddzielnej analizy niezawodności międzyoceniającej w określaniu MT wykorzystano piętnaście 8-tygodniowych samców szczurów Sprague-Dawley. Dzięki palpacji drgań mięśniowych, wartości MT udało się uzyskać u wszystkich szczurów; dwóch niezależnych badaczy zmierzył je odpowiednio na 33,00 ± 4,21% maksymalnego wyjścia stymulatora (% MSO) oraz 33,93 ± 0,88% MSO. Obciążenie (bias) według metody Blanda-Altmana wyniosło -0,93, a 95% granice zgodności mieściły się w przedziale od -9,13 do 7,26%....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Głównym celem tego badania było wprowadzenie zwierzęcego modelu jednostronnego rTMS. Chociaż jednostronna stymulacja jest jedną z najbardziej podstawowych cech badań nad rTMS na ludziach, wiele badań nie przyjęło jej u małych zwierząt. Jednak Rotenberg i wsp. 15 zarejestrowanych kontralateralnych MEP ze stymulacją 100% MT przy użyciu cewki z cyfrą 8 o zewnętrznej średnicy płata 20 mm, podczas gdy stymulacja 112,5% i 133,3% MT wytworzyła IPP zarówno ipsilateralne, jak i kontralateralne. Może to być spo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Grant Korea Research Foundation ufundowany przez rząd koreański (KRF-2008-313-E00458). Autorzy dziękują Jin-Joo Lee za pomoc techniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Koc hometermiczny z sondą doodbytnicząAparat Harvard507222F
Izofluran (Forane sol.)Choongwae
Propofol (Provive Inj. 1% 20 ml)Claris Lifesciences
Stymulator magnetyczny powtarzalny (Magstim Rapid2)Magstim Company Ltd
25 mm cewka z figurą 8Magstim Company Ltd1165-00
PET-CTGE Healthcare
QIAzol Odczynnikdo lizyQiagen(patent USA nr 5,346,994)
RNeasy Lipid Tissue Mini KitQiagen74804
RNeasy Mini spin ColumnsQiagen(Mat nr 1011708)
Bioanalizator Agilent 2100Agilent Technologies
Zestaw do amplifikacji RNA Ambion IlluminaAmbion
Nanodrop NanoDropND-1000
Illumina RatRef-12 Expression BeadChipIllumina, Inc.
Amersham fluorolink streptawidyna-Cy3GE Opieka zdrowotna Nauki biologiczne
Spektrofotometr

Bibliografia

  1. Lefaucheur, J. P., et al. Neurogenic pain relief by repetitive transcranial magnetic cortical stimulation depends on the origin and the site of pain. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 75 (4), 612-616 (2004).
  2. Hirayama, A., et al. Reduction of intractable deafferentation pain by navigation-guided repetitive transcranial magnetic stimulation of the primary motor cortex. Pain. 122 (1-2), 22-27 (2006).
  3. O'Reardon, J. P., et al. Efficacy and safety of transcranial magnetic stimulation in the acute treatment of major depression: a multisite randomized controlled trial. Biol Psychiatry. 62 (11), 1208-1216 (2007).
  4. Brighina, F., et al. Facilitatory effects of 1 Hz rTMS in motor cortex of patients affected by migraine with aura. Exp Brain Res. 161 (1), 34-38 (2005).
  5. Lefaucheur, J. P. Stroke recovery can be enhanced by using repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS). Neurophysiol Clin. 36 (3), 105-115 (2006).
  6. Khedr, E. M., Ahmed, M. A., Fathy, N., Rothwell, J. C. Therapeutic trial of repetitive transcranial magnetic stimulation after acute ischemic stroke. Neurology. 65 (3), 466-468 (2005).
  7. Fregni, F., et al. A sham-controlled trial of a 5-day course of repetitive transcranial magnetic stimulation of the unaffected hemisphere in stroke patients. Stroke. 37 (8), 2115-2122 (2006).
  8. Pascual-Leone, A., Valls-Sole, J., Wassermann, E. M., Hallett, M. Responses to rapid-rate transcranial magnetic stimulation of the human motor cortex. Brain. 117 (4), 847-858 (1994).
  9. Ridding, M. C., Rothwell, J. C. Is there a future for therapeutic use of transcranial magnetic stimulation). Nat Rev Neurosci. 8 (7), 559-567 (2007).
  10. Valero-Cabre, A., Payne, B. R., Pascual-Leone, A. Opposite impact on 14C-2-deoxyglucose brain metabolism following patterns of high and low frequency repetitive transcranial magnetic stimulation in the posterior parietal cortex. Exp Brain Res. 176 (4), 603-615 (2007).
  11. Di Lazzaro, V., et al. The physiological basis of the effects of intermittent theta burst stimulation of the human motor cortex. J Physiol. 586 (16), 3871-3879 (2008).
  12. Post, A., Keck, M. E. Transcranial magnetic stimulation as a therapeutic tool in psychiatry: what do we know about the neurobiological mechanisms. J Psychiatr Res. 35 (4), 193-215 (2001).
  13. Muller, P. A., Dhamne, S. C., Vahabzadeh-Hagh, A. M., Pascual-Leone, A., Jensen, F. E., Rotenberg, A. Suppression of motor cortical excitability in anesthetized rats by low frequency repetitive transcranial magnetic stimulation. PLoS One. 9 (3), 91065(2014).
  14. Funke, K., Benali, A. Modulation of cortical inhibition by rTMS - findings obtained from animal models. J Physiol. 589 (18), 4423-4435 (2011).
  15. Rotenberg, A., et al. Lateralization of forelimb motor evoked potentials by transcranial magnetic stimulation in rats. Clin Neurophysiol. 121 (1), 104-108 (2010).
  16. Beom, J., Kim, W., Han, T. R., Seo, K. S., Oh, B. M. Concurrent use of granulocyte-colony stimulating factor with repetitive transcranial magnetic stimulation did not enhance recovery of function in the early subacute stroke in rats. Neurol Sci. 36 (5), 771-777 (2015).
  17. Haghighi, S. S., Green, K. D., Oro, J. J., Drake, R. K., Kracke, G. R. Depressive effect of isoflurane anesthesia on motor evoked potentials. Neurosurgery. 26, 993-997 (1990).
  18. Fishback, A. S., Shields, C. B., Linden, R. D., Zhang, Y. P., Burke, D. The effects of propofol on rat transcranial magnetic motor evoked potentials. Neurosurgery. 37 (5), 969-974 (1995).
  19. Rohde, V., Krombach, G. A., Baumert, J. H., Kreitschmann-Andermahr, I., Weinzierl, M., Gilsbach, J. M. Measurement of motor evoked potentials following repetitive magnetic motor cortex stimulation during isoflurane or propofol anaesthesia. Br J Anaesth. 91 (4), 487-492 (2003).
  20. Lee, S. A., Oh, B. M., Kim, S. J., Paik, N. J. The molecular evidence of neural plasticity induced by cerebellar repetitive transcranial magnetic stimulation in the rat brain: a preliminary report. Neurosci Lett. 575, 47-52 (2014).
  21. Fu, Y. K., et al. Imaging of regional metabolic activity by (18)F-FDG/PET in rats with transient cerebral ischemia. Appl Radiat Isot. 67 (18), 1743-1747 (2009).
  22. Silveyra, P., Catalano, P. N., Lux-Lantos, V., Libertun, C. Impact of proestrous milieu on expression of orexin receptors and prepro-orexin in rat hypothalamus and hypophysis: actions of Cetrorelix and Nembutal. Am J Physiol Endocrinol Metab. 292 (3), 820-828 (2007).
  23. Zidek, N., Hellmann, J., Kramer, P. J., Hewitt, P. G. Acute hepatotoxicity: a predictive model based on focused illumina microarrays. Toxicol Sci. 99 (1), 289-302 (2007).
  24. Hsieh, T. H., Dhamne, S. C., Chen, J. J., Pascual-Leone, A., Jensen, F. E., Rotenberg, A. A new measure of cortical inhibition by mechanomyography and paired-pulse transcranial magnetic stimulation in unanesthetized rats. J Neurophysiol. 107 (3), 966-972 (2012).
  25. Salvador, R., Miranda, P. C. Transcranial magnetic stimulation of small animals: a modeling study of the influence of coil geometry, size and orientation. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2009, 674-677 (2009).
  26. Parthoens, J., Verhaeghe, J., Servaes, S., Miranda, A., Stroobants, S., Staelens, S. Performance Characterization of an Actively Cooled Repetitive Transcranial Magnetic Stimulation Coil for the Rat. Neuromodulation. , (2016).
  27. Toro, R., et al. Brain size and folding of the human cerebral cortex. Cereb Cortex. 18 (10), 2352-2357 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Jednostronna rTMSstymulacja mózgu szczuracewka w kształcie ósemkisystem chłodzenia wodąwyznaczanie progu motorycznegogeny wczesnej odpowiedziekspresja BDNFmetabolizm glukozyróżnice międzyhemisferyczne
Powtarzająca się przezczaszkowa stymulacja magnetyczna jednostronnej półkuli mózgu szczura
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.