Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podejście chirurgiczne do niedrożności tętnicy środkowej mózgu i udaru wywołanego reperfuzją u myszy

22.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54302

⸱

20 października 2016

 , 
1Department of Molecular & Cellular Physiology, Health Sciences Center Shreveport, Louisiana State University

W tym artykule

Podsumowanie

Aby zrozumieć patofizjologię udaru, ważne jest korzystanie z wiarygodnych modeli. W artykule opisano jeden z najczęściej stosowanych modeli udaru u myszy, określany jako model niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo) (określany również jako model włókna śródświetlnego lub szewu) z reperfuzją.

Streszczenie

Udar mózgu jest główną przyczyną zgonów na całym świecie i nadal jest jedną z głównych przyczyn długotrwałej niepełnosprawności dorosłych. Około 87% udarów ma pochodzenie niedokrwienne i występuje na terenie tętnicy środkowej mózgu (MCA). Obecnie jedynym zatwierdzonym przez Agencję ds. Żywności i Leków (FDA) lekiem do leczenia tej wyniszczającej choroby jest tkankowy aktywator plazminogenu (tPA). Jednak tPA ma małe okno terapeutyczne do podania (3 - 6 godzin) i jest skuteczne tylko u 4% pacjentów, którzy faktycznie go otrzymują. Obecne badania koncentrują się na zrozumieniu patofizjologii udaru mózgu w celu znalezienia potencjalnych celów terapeutycznych. W związku z tym kluczowe znaczenie mają wiarygodne modele, a model okluzji MCA (MCAo) (określany również jako model wstęgi lub szwu śródświetlnego) jest uważany za najbardziej istotny klinicznie model chirurgiczny udaru niedokrwiennego i jest dość nieinwazyjny i łatwy do odtworzenia. Zazwyczaj model MCAo jest używany w przypadku gryzoni, zwłaszcza myszy ze względu na wszystkie warianty genetyczne dostępne dla tego gatunku. Tutaj opisujemy (i prezentujemy w filmie), jak skutecznie przeprowadzić model MCAo (z reperfuzją) u myszy, aby wygenerować wiarygodne i powtarzalne dane.

Wprowadzenie

Udar mózgu jest piątą najczęstszą przyczyną zgonów na świecie, a co 4 minuty umiera z powodu tej choroby jedna osoba. Każdego roku ponad 800 000 Amerykanów doznaje udaru mózgu, co jest druzgocące nie tylko dla pacjentów, ale także dla ich rodzin. Udar mózgu jest główną przyczyną niepełnosprawności osób dorosłych, a roczne wydatki szacuje się na 36,5 miliarda dolarów1, mimo że dostępnych jest bardzo niewiele opcji leczenia.

Tkankowy aktywator plazminogenu (tPA) jest jedynym licencjonowanym przez Agencję ds. Żywności i Leków (FDA) lekiem na udar niedokrwienny. Jest jednak skuteczny tylko wtedy, gdy jest podawany pacjentom w ciągu 3-6 godzin od wystąpienia udaru, a w tych przypadkach przynosi korzyści tylko 4% pacjentów2. Dlatego konieczne jest wykorzystanie powtarzalnych, klinicznie istotnych modeli zwierzęcych udaru, aby pomóc w opracowaniu potencjalnych strategii terapeutycznych i metod leczenia tej choroby. Należy zauważyć, że modele in vitro, choć przydatne w modelowaniu niektórych aspektów dysfunkcji mózgu, nie są w stanie odtworzyć złożonych interakcji fizjologicznych, które zachodzą w mózgu i na peryferiach po udarze. W związku z tym niezbędne są modele in vivo.

Najczęstszym typem udaru jest niedokrwienny, stanowiący 87% wszystkich udarów. Inne udary to krwotok śródmózgowy (9%) i krwotok podpajęczynówkowy (4%), a ich przyczyną jest najczęściej zatorowość do środkowej tętnicy mózgowej (MCA). Jest to spowodowane wyraźną krzywą u podstawy MCA, która powoduje zakłócenie laminarnego przepływu krwi wchodzącego do mózgu. MCA powstaje z tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) i biegnie wzdłuż bruzdy bocznej, gdzie rozgałęzia się i wystaje do zwojów podstawy i bocznych powierzchni płatów czołowych, ciemieniowych i skroniowych, w tym pierwotnej kory ruchowej i czuciowej. Krąg Willisa jest tworzony przez tylne tętnice mózgowe połączone z tętnicami mózgowymi i tylnymi tętnicami łączącymi.

Model włókna śródświetlnego lub szwu MCAo jest jednym z najczęściej stosowanych w badaniach nad udarem. Istnieje jednak kilka różnych wariantów tego modelu, a zależą one od tego, czy mikrofilament jest wprowadzany do tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA, zwana metodą Longa)3, czy też jest wprowadzany do ICA (określanej jako metoda Koizumi)4. W metodzie Koizumiego tętnica szyjna wspólna (CCA) po stronie operacji musi być trwale związana, jeśli włókno zostanie usunięte, aby zapobiec krwawieniu z nacięcia w CCA, podczas gdy w metodzie Longa to ECA musi być trwale związana5. W tym przypadku zostanie zastosowana metoda Longa, ponieważ uważamy, że jest to znacznie lepszy i bardziej istotny klinicznie chirurgiczny model udaru niedokrwiennego. Co więcej, zastosowanie żyłki z końcówką silikonową, zwłaszcza w metodzie Longa, daje bardzo powtarzalne MCAo w przeciwieństwie do monofilamentów stępionych płomieniowo, które często powodują niepełną okluzję i/lub krwotok podpajęczynówkowy6.

Metoda filamentu śródświetlnego może być użyta jako model stałej lub przejściowej okluzji4,6. Aby wykonać model przejściowy, włókno jest usuwane po okresie niedokrwienia (np. 30 min, 60 min lub 2 godziny) i dopuszcza się reperfuzję. Model ten do pewnego stopnia symuluje przywrócenie przepływu krwi po spontanicznej lub terapeutycznej interwencji (np. podaniu tPA) w celu lizy skrzepu zakrzepowo-zatorowego u ludzi. W przypadku modelu stałego filament jest po prostu pozostawiany na miejscu przez pewien czas (np. 24 godziny), więc nie dochodzi do reperfuzji. Kolejną zaletą metody filamentu śródświetlnego jest fakt, że nie trzeba wykonywać kraniotomii, co pozwala na pozostawienie czaszki w stanie nienaruszonym i uniknięcie jakichkolwiek zmian ciśnienia śródczaszkowego i temperatury.

W tym filmie pokazujemy, jak przeprowadzić metodę długotrwałego filamentu wewnątrzświetlnego w celu wywołania MCAo i reperfuzji. Pokazujemy również, jak wykonać 18-punktową ocenę neurologiczną i określić objętość zawału za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazaliowego (TTC).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ten protokół i eksperymenty opisane w filmie zostały zatwierdzone przez LSUHSC-S Institutional Animal Care and Use Committee i są zgodne z wytycznymi NIH.

UWAGA: W tym badaniu wykorzystano samce myszy C57BL/6 o wadze 25 - 29 g. Myszy były utrzymywane na standardowej diecie granulowanej z wolnym dostępem do wody, w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w indywidualnie wentylowanych klatkach. Zabieg zostanie wykonany w sterylnych warunkach przy użyciu sterylnych technik (np. sterylne rękawiczki, sterylne narzędzia).

1. Przygotowania przedoperacyjne

  1. Wywołać znieczulenie za pomocą kombinacji ketaminy (150 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg) wstrzykiwanych dootrzewnowo (i.p.). Monitoruj głębokość znieczulenia poprzez szczypanie stopy, początkowo co 3 - 5 minut, a następnie co 10 minut po osiągnięciu znieczulenia. Gdy zwierzę jest pod narkozą, podaj sterylną maść do oczu, aby zapobiec wysuszeniu. Początkowa dawka ketaminy/ksylazyny trwa zwykle około 30-40 minut. W razie potrzeby można podać dodatkową dawkę, co jest weryfikowane na podstawie reakcji zwierzęcia na uszczypnięcie stopy.
  2. Umieść myszy w pozycji leżącej na macie grzewczej o regulowanej temperaturze i utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 36.5 ± 0.1 °C, którą sprawdza się za pomocą sondy doodbytniczej.
  3. Ogol szyję i zdezynfekuj skórę 70% alkoholem etylowym.

2. Okluzja MCA (Rysunek 1)

  1. Wykonaj nacięcie szyi w linii środkowej za pomocą prostych nożyczek Iris i cofnij (za pomocą retraktorów) tkanki miękkie, aby odsłonić naczynia.
  2. Wypreparuj CCA i ECA z otaczających tkanek za pomocą kleszczy Dumonta, nie uszkadzając nerwu błędnego.
  3. Wykonaj tymczasowy szew, zawiązując luźny węzeł wokół CCA za pomocą jedwabiu 6-0.
  4. Wykonaj stały szew wokół ECA i mniejszych naczyń wystających z niego, ściśle podwiązując naczynia (dystalnie do rozwidlenia CCA).
  5. Wykonaj szew wokół ECA proksymalnie do rozwidlenia CCA.
  6. Umieść klips do mikronaczyń wokół tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) i tętnicy skrzydłowo-podniebiennej (PPA).
  7. Wykonaj małe nacięcie w ECA za pomocą mikronożyczek sprężynowych do preparowania i włóż żyłkę monofilamentową o średnicy 180 μm z silikonową końcówką. Wykonaj cięcie jak najbliżej stałego szwu, aby ułatwić manipulację włóknem.
  8. Zaciśnij tymczasowy szew wokół ECA z włożonym włóknem i zdejmij klips do mikronaczynia.
  9. Przeciąć ECA między stałym, dystalnym szwem a punktem wejścia filamentu za pomocą mikro nożyczek sprężynowych do preparowania.
  10. Przeprowadź filament przez ICA, aż wyczulony będzie opór (ok. 9 - 10 μm poza rozwidleniem CCA) w MCA.
    UWAGA: W przypadku, gdy odczuwalny jest zbyt duży opór, podczas gdy większość filamentu jest nadal widoczna, filament mógł dostać się do PPA. Jeśli tak się stanie, pociągnij żarnik z powrotem do rozwidlenia, delikatnie wepchnij do przodu do ICA za pomocą kleszczyków Dumonta i przesuwaj żarnik, aż będzie można go uwidocznić w ICA.

3. Reperfuzja

  1. Po 30-minutowym okresie okluzji usuń włókno, delikatnie odciągając je do tyłu za pomocą kleszczy Dumonta i zabezpiecz szew wokół otwartego końca ECA.
  2. Usuń tymczasowy szew wokół CCA, ostrożnie rozluźniając więzadło za pomocą kleszczy Dumonta, a przepływ krwi zostanie wznowiony przez CCA.
  3. Zamknij nacięcie ciągłym szwem chirurgicznym. Zamknięcie skóry można osiągnąć za pomocą szwów ciągłych lub przerywanych. Dopuszczalną metodą są również zszywki do skóry.
  4. Wstrzyknąć myszom 1 ml soli fizjologicznej podskórnie w celu uzupełnienia objętości oraz przeciwbólowego karprofenu (5 mg / kg, s.c.) w celu złagodzenia bólu i dyskomfortu związanego z zabiegiem chirurgicznym, Oznaki wskazujące na potrzebę dodatkowej ulgi w bólu obejmują zgarbione plecy, niewypielęgnowaną sierść, zmniejszoną aktywność, nieprawidłową postawę i zmniejszony apetyt.
  5. Obserwuj myszy przez cały okres rekonwalescencji po znieczuleniu w podgrzewanej klatce o temperaturze 30 °C za pomocą lampy grzewczej regulowanej za pomocą regulatora temperatury i umieść rozgniecioną karmę na szalce Petriego na podłodze klatki, aby zachęcić do jedzenia. Myszy będą trzymane po jednej na klatkę w okresie reperfuzji.

4. Pozorna chirurgia

  1. Poddaj myszy tej samej procedurze bez wprowadzania monofilamentu.

5. Pooperacyjne wyniki neurologiczne (Tabela 1; Rysunek 2)

  1. Neurologicznie oceniaj myszy po odpowiednim okresie reperfuzji za pomocą 18-punktowego systemu punktacji oceniającego generała; Silnik; Sensorycznej; Propriocepcji. Wyższy wynik neurologiczny odpowiada zmniejszeniu funkcji neurologicznych.
    UWAGA: Myszy, które zostaną uznane za niereagujące i niezdolne do chodzenia, zostaną poddane eutanazji. Inne kryteria humanitarnej eutanazji obejmują utratę masy ciała o więcej niż 20%, niewydolność oddechową i infekcję wokół obszaru operacyjnego. Komora CO2 zostanie użyta do eutanazji, a fizyczną metodą potwierdzenia zgonu będzie zwichnięcie szyjki macicy lub torakotomia.

6. Pomiar objętości zawału mózgu (Rysunek 3)

  1. Wywołaj znieczulenie za pomocą kombinacji ketaminy (150 mg / kg) i ksylazyny (10 mg / kg) wstrzykniętej i.p. Monitoruj głębokość znieczulenia przez szczypanie stopy początkowo co 3 - 5 minut i co 10 minut po osiągnięciu znieczulenia.
  2. Umieść myszy w pozycji leżącej na plecach i przetnij skórę od brzucha do szyi, a następnie otrzewnej za pomocą prostych nożyczek do tęczówki.
  3. Podnieś mostek za pomocą kleszczy Dumonta i przetnij żebra, aby odsłonić serce.
  4. Otwórz lewą i prawą stronę klatki piersiowej za pomocą dwóch par hemostatów, odsłaniając serce.
  5. Wprowadzić igłę 26 G dołączoną do strzykawki o pojemności 5 ml do lewej komory i przeciąć prawy przedsionek. Napełniać solą fizjologiczną o temperaturze pokojowej lub solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS), aż płyn stanie się klarowny (zwykle 3 - 5 minut).
  6. Ostrożnie usuń czaszkę z dala od mózgu za pomocą prostych nożyczek tęczówki i kleszczy Dumonta.
  7. Odetnij opuszki węchowe i móżdżek za pomocą żyletki, aby mózg zmieścił się w matrycy. Użyj tej matrycy, aby pokroić mózg na równe segmenty. Schłodź matrycę przed użyciem, aby utrzymać tkankę w chłodzie. Umieść mózg w matrycy i umieść go na lodzie.
  8. Pokrój mózg na 2 mm segmenty koronalne za pomocą dwóch żyletek. Wykonaj pierwsze cięcie za pomocą żyletki, zaczynając 2 mm od góry i pozostaw tę żyletkę na miejscu. Wykonaj kolejne 2 mm nacięcie za pierwszym. Wyjmij pierwszą żyletkę z dołączoną chusteczką. Powtarzaj ten proces, aż cała tkanka zostanie pokrojona.
    UWAGA: Po zakończeniu powinno być 4-5 segmentów.
  9. Umieścić cząstki na 24-dołkowej płytce zawierającej 2% chlorku 2,3,5-trifenylotetrazalu (TTC), którą następnie umieszcza się w płytkiej łaźni wodnej w temperaturze 37 °C na 20 minut. Umieszczenie każdego segmentu w osobnym dołku pomaga utrzymać je w kolejności, w jakiej zostały pocięte. Upewnij się, że roztwór TTC całkowicie pokrywa segmenty tkanki. Po 10 minutach odwróć wszystkie plastry.
  10. Umieść niewielką ilość 10% formaliny w dołkach nowej 24-dołkowej płytki i przenieś segmenty na tę płytkę w kolejności, w jakiej zostały pocięte.
  11. Zeskanuj segmenty do komputera i przeanalizuj rozmiar zawału jako procent całego wycinka mózgu6 za pomocą oprogramowania do analizy ImageJ (NIH 1.57 Image Software)6.
    1. Obrysuj obszar zawału, aby wygenerować pomiar powierzchni. Następnie zmierz całą półkulę przeciwległą, aby określić obszar. Podziel obszar zawału przez obszar półkuli przeciwległej i pomnóż przez 100, aby określić objętość zawału.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Myszy poddano 30-minutowemu niedokrwieniu mózgu indukowanemu przez MCAo (Rycina 1), po którym następował okres reperfuzji (tutaj przedstawiono 24 hr oraz 1 wk, ale czas reperfuzji może być zmienny). Śmiertelność podczas MCAo była minimalna (około 2%). Po niedokrwieniu wskaźnik śmiertelności (w ciągu pierwszych 24 hr) wynosił około 26%.

Do potwierdzenia perfuzji krwi w obszarze MCA przed i po MCAo/reperfuzji zast...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Od momentu powstania 20 lat temu, model MCAo dla ludzkiego udaru mózgu polegającego na wprowadzeniu włókna był używany w ogromnej liczbie badań. Wynika to głównie z faktu, że naśladuje to, co dzieje się klinicznie w najczęstszej postaci udaru (tj. Udarze niedokrwiennym). Prążkowie jest bardziej wrażliwe na niedokrwienie niż kora mózgowa, dlatego długość czasu niedokrwiennego będzie miała wpływ na to, czy dotyczy to zarówno prążkowia, jak i kory grzbietowo-bocznej, czy tylko prążkowia. Zarówno czas zawału, jak i ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez National Institute of Health, National Heart Lung and Blood Institute (NIH i NHLBI; HL125572-01A1) oraz fundusz startowy LSUHSC-S na rzecz F.N.E. Gavins.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Samce myszy C57BL/6Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME#000664
Chlorowodorek ketaminyMorris & Dickson, Shreveport, LA67457-108-10
XylazineAkorn, Inc, Lake Forest, ILNADA# 139-236
System kontroli temperatury DCFHC, Bowdoin, ME40-90-8D
Mini sonda termistora doodbytniczegoFHC, Bowdoin, ME40-80-5D-02
Poduszka grzewczaFHC, Bowdoin, ME40-90-2-06
Maszynki do strzyżeniaAmazonka, Bellevue, WA#64800
70% etanolWorldwide Medical Products, Bristol, PA#51011023
Mikroskop preparacyjnyOlympus, Center Valley, PASZ40
(proste)Fine Science Tools, Foster City, CA11251-20
Kleszcze Dumont (45 stopni wygiętej końcówki)Fine Science Tools, Foster City, CA11297-00
Mikroklips do naczyńFine Science Tools, Foster City, CA18055-05
Nożyczki sprężynowe do mikropreparowania (proste)Fine Science Tools, Foster City, CA14088-10
Retraktory ()Fine Science Tools, Foster City, CA18200-11 (Helen używana 17022-13)
Aplikatory z bawełnianą końcówkąFisher Scientific, Waltham, MA23-400-100
Gąbki z gazyCovidien, Mansfield, MA#9023
7-0 jedwabny pleciony szew chirurgicznyBraintree Scientific, Braintree, MASUT-S103
0,9% chlorek soduMorris & Dickson, Lake Forest, IL0409-4888-20
6-0 średni szew MCAO (monofilament pokryty gumą silikonową)Doccol Corporation, Sharon, MA6023PKRe
Sofsilk 6-0 pleciony jedwab powlekany silikonemCovidien, Mansfield, MASUT-14-1
CarprofenPfizer, Nowy Jork, NYNADA# 141-199
PuralubeDechra, Norwich, Wielka BrytaniaNDC 17033-211-38
Regulator temperatury PhysitempAparatura Harvarda, Holliston, MATCAT-2AC
Lampa grzewczaAparatura Harvarda, Holliston, MAHL-1
Laserowa sonda dopplerowskaAD Instruments, Colorado Springs, COMSP100XP
24-dołkowe płytkiFisher Scientific, Waltham, MA#353226
Buforowane fosforany sól fizjologiczna (PBS)Life Technologies, Carlsbad, CA20012-050
Żyletki jednoostrzoweFisher Scientific, Waltham, MA12-640
Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazalu (TTC)Sigma Aldrich, St. Louis, MOT8877-50G
Krajalnica do matrycy mózgu myszyBraintree Scientific, Braintree, MABS-A 5000C
Łaźnia wodnaVWR, Radnor, PA#182
10% formalinaSigma Aldrich, St. Louis, MOHT501128-4L
ImageJNIH, Bethesda, MDdo pobrania
urządzenia medycznego do zwijaczy, Newcastle, CAMP-740
Nożyczki do irysów Oprogramowanie do analizy za darmoZakup

Bibliografia

  1. Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2014 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 129 (3), e28-e292 (2014).
  2. Marks, M. P., et al. Patients with acute stroke trated with intravenous tPS 3-6 hours after stroke onset: correlations between MR angiography findings and perfusion- and diffusion-weighted imaging in the DEFUSE study. Radiology. 249 (2), 614-623 (2008).
  3. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  4. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimnetal model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. (8), 1-8 (1986).
  5. Smith, H. K., Russell, J. M., Granger, D. N., Gavins, F. N. E. Critical differences between two classical surgical approaches for middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice. J Neurosci Meth. 249, 99-105 (2015).
  6. Gavins, F. N., Dalli, J., Flower, R. J., Granger, D. N., Perretti, M. Activation of the annexin 1 counter-regulatory circuit affords protection in the mouse brain microcirculation. FASEB J. 21 (8), 1751-1758 (2007).
  7. Chen, J., et al. Atorvastain induction of VEGF and BDNF promotes brain plasticity after stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 25 (2), 281-290 (2005).
  8. Li, Y., et al. Intrastriatal transplantation of bone marrow nonhematopoietic cells improves functional recovery after stroke in adult mice. J Cereb Blood Flow Metab. 20 (9), 1311-1319 (2000).
  9. Liesz, A., et al. The spectrum of systemic immune alterations after murine focal ischemia; the immunodepression versus immunomodulation. Stroke. 40 (8), 2849-2858 (2009).
  10. Beckmann, N. High resolution magnetic resonance angiography non-invasively reveals mouse strain differences in the cerebrovascular anatomy in vivo. Magn Reson Med. 44 (2), 252-258 (2000).
  11. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
  12. Burk, J., Burggraf, D., Vosko, M., Dichgans, M., Hamann, G. F. Protection of cerebral microvasculature after moderate hypothermia following experimental focal cerebral ischemia in mice. Brain Res. (1226), 248-255 (2008).
  13. Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. Effects of hyperthemia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).
  14. Shin, H. K., et al. Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke. 39 (5), 1548-1555 (2008).
  15. Richter, S. H., Garner, J. P., Würbel, H. Environmental standardization: cure or cause of poor reproducibility in animal experiments? Nat Methods. 6 (4), 257-261 (2009).
  16. Holloway, P. M., et al. Both MC1 and MC3 receptors provide protection from cerebral ischemia-reperfusion-induced neutrophil recruitment. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35, (2015).
  17. Vandeputte, C., et al. Characterization of the inflammatory response in a photothrombotic stroke model by MRI: implications for stem cell transplantation. Mol Imaging Biol. 13 (4), 663-671 (2010).
  18. Iwae, Y., et al. Glial cell-mediated deterioration and repair of the nervous system after traumatic brain injury in a rat model as assessed by positron emission tomography. J Neurotrauma. 27 (8), 1463-1475 (2010).
  19. Morris, R. Developments of a water-maze procedure for studying spatial learning in the rat. J Neurosci Methods. 11 (1), 47-60 (1984).
  20. Mouzon, B., et al. Repetitive mild traumatic brain injury in a mouse model produces learning and memory deficits accompanied by histological changes. J Neurotrauma. 29 (18), 2761-2773 (2012).
  21. Fleming, S., et al. Early and progressive sensorimotor anomalies in mice overexpressing wild-type human α-synuclein. J Neurosci. 24 (42), 9434-9440 (2004).
  22. Sedelis, M., Schwarting, R. K. W., Huston, J. P. Behavioral phenotyping of the MPTP mouse model of Parkinson's disease. Behav Brain Res. 125 (1-2), 109-125 (2001).
  23. Toon, L., Silva, M., D'Hooge, R., Aerts, J. M., Berckmans, D. Automated gait analysis in the open-field test for laboratory mice. Behav Res Methods. 41 (1), 148-153 (2009).
  24. Lubjuhn, J., et al. Functional testing in a mouse stroke model induced by occlusion of the distal middle cerebral artery. J Neurosci Methods. 184 (1), 95-103 (2009).
  25. Bouët, V., Freret, T., Toutain, J., Divoux, D., Boulouard, M., Schumann-Bard, P. Sensorimotor and cognitive deficits after transient middle cerebral artery occlusion in the mouse. Exp Neurol. 203 (2), 555-567 (2007).
  26. Freret, T., et al. Behavioral deficits after distal focal cerebral ischemia in mice: usefulness of adhesive removal test. Behav Neurosci. 123 (1), 224-230 (2009).
  27. Zhan, Y., et al. Deficient neuron-microglia signaling results in impaired functional brain connectivity and social behavior. Nature Neurosci. 17, 400-406 (2013).
  28. Balkaya, M., Kröber, J. M., Rex, A., Endres, M. Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia. J Cereb Blood Flow. 33, 330-338 (2012).
  29. Wiessner, C., et al. Anti-nogo-a antibody infusion 24 hours after experimental stroke imporved behavioral outcome and corticospinal plasticity in normotensive and spontaneously hypertensive rats. J Cereb Blood Flow Metab. 23, 154-165 (2003).
  30. Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. Functional assessments in the rodent stroke model. Exp Transl Stroke Med. 2 (13), (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model niedokrwienia rodkowej t tnicy m zgowejmysi model udaru niedokrwiennegotechnika wprowadzania filamentuocena skali neurologicznejpomiar obj to ci zawa ulaserowa dopplerometria przep ywumonitorowanie regulacji temperaturychirurgiczne zamkni cie szw w
Podejście chirurgiczne do niedrożności tętnicy środkowej mózgu i udaru wywołanego reperfuzją u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.