Artykuł metodologiczny

Teledetekcyjna ocena uszkodzeń przędziorków dwuplamistych na bawełnie szklarniowej

DOI:

10.3791/54314

⸱

28 kwietnia 2017

 , 
1USDA-ARS, SPARC-AATRU

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt opisuje wielospektralny czujnik optyczny, który skutecznie wykrywał uszkodzenia bawełny na początku sezonu, sztucznie zainfekowanej różnymi gęstościami populacji przędziorków dwuplamistych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego badania było oszacowanie naziemnego wielospektralnego czujnika optycznego jako narzędzia teledetekcyjnego do oceny uszkodzeń liści spowodowanych przez przędziorka dwuplamistego (TSSM), Tetranychus urticae Koch, na bawełnie uprawianej w szklarni. TSSM jest szkodnikiem polifagicznym, który występuje na różnych uprawach polowych i ogrodniczych. Często staje się szkodnikiem bawełny na początku sezonu w szkodliwych proporcjach, w przeciwieństwie do nieszkodliwego szkodnika pod koniec sezonu w środkowo-południowych Stanach Zjednoczonych. Ocena akarycydów jest istotna dla utrzymania skuteczności i zapobiegania oporności na obecnie dostępny arsenał chemikaliów i nowo opracowanych środków kontrolnych. Wyliczanie przędziorków w celu oceny skuteczności jest pracochłonne i czasochłonne. Dlatego subiektywna ocena uszkodzeń wizualnych jest powszechnie stosowana do oceny zagęszczenia przędziorków. NDVI (Normalized Difference Vegetation Index) jest najczęściej stosowaną statystyką do opisywania charakterystyki odbicia spektralnego baldachimu roślinności w celu oceny stresu i zdrowia roślin w wyniku inwazji przędziorków. Wyniki pokazały, że wielospektralny czujnik optyczny jest skutecznym narzędziem w rozróżnianiu różnych poziomów porażenia wywołanego przez T. urticae na bawełnie wczesnej. Ta technika teledetekcji może być stosowana zamiast oceny wizualnej do oceny zabiegów owadobójczych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przędziorek dwuplamisty, Tetranychus urticae (Koch) jest polifagicznym i kosmopolitycznym szkodnikiem wielu roślin polowych i ogrodniczych1,2. Żyje w błonach w koloniach na dolnej powierzchni rośliny3,4. W ciągu ostatniej dekady ewoluował od szkodnika pod koniec sezonu do wczesnego sezonu w środkowo-południowych Stanach Zjednoczonych5. TSSM byłpiątym najbardziej szkodliwym szkodnikiem bawełny i spowodował szacunkową stratę 57 441 bel bawełny i zmniejszenie plonów o 0,167% w Stanach Zjednoczonych w 2011 roku6,7. Jego krótki cykl życiowy, wysoka płodność i haploidalno-diploidalna determinacja płci w połączeniu ze zdolnością do trawienia i detoksykacji ksenobiotyków zaostrzyły rozwój odporności na pestycydy8. Obecnie akarycydy pozostają jedynym niezawodnym mechanizmem kontroli tłumienia T. urticae. Dlatego entomolodzy terenowi stale oceniają skuteczność obecnie dostępnych i nowo opracowanych akarycydów.

Szacowanie szkód wyrządzanych przez przędziorki jest zazwyczaj przeprowadzane poprzez ocenę szkód na subiektywnej skali, ze względu na trudności napotkane przy ręcznym liczeniu roztoczy. Niektórzy przeprowadzili dwumianowe pobieranie próbek, w którym oceniano tylko proporcję porażonych liści, a nie liczbę przędziorków na liść9. Jako kryterium oszacowania szkód zastosowano skalę wskaźnika zaczerwienienia liści, która wahała się od kropkowania i zaczerwienienia do rozległego zaczerwienienia roślinności. Wzorzec rozmieszczenia przestrzennego T. urticae na bawełnie był zgodny z zbitym wzorcem rozmieszczenia9. Roztocza są rozmieszczone na liściach bawełny od rzadkich do mocno skupionych i pozostają takie w warunkach polowych. Taki wzorzec rozmieszczenia w połączeniu z niewielkimi rozmiarami, ruchliwością i płodną reprodukcją utrudnia wyliczenie TSSM. Potrzebne są wiarygodne techniki alternatywne do oceny zagęszczenia roztoczy w celu ilościowej oceny skuteczności akarycydów przeciwko TSSM.

Celem tego badania było oddzielenie roślin bawełny uszkodzonych przez różne gęstości TSSM za pomocą optycznego czujnika multispektralnego. Naszym zamiarem było ustalenie, czy naziemny czujnik optyczny może klasyfikować i oddzielać zdrowe rośliny bawełny od tych uszkodzonych przez przędziorków.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Zakładanie kolonii TSSM na fasoli pinto

.
  1. Posadź fasolę pinto, Phaseolus vulgaris L., w plastikowych tacach (56 x 28 x 5 cm3) zawierających ziemię doniczkową w szklarni, jak pokazano na rysunku 1.
  2. Oznacz tacki patyczkami do znakowania zgodnie z obróbką i replikacją.
  3. Ustaw i utrzymuj temperaturę szklarni na 90 °F i 70% wilgotności względnej.
  4. Wyhoduj fasolę do 1-2 trójlistkowych liści 10, jak pokazano na rysunku 2.
  5. Zbieraj przędziorków z roślin bawełny naturalnie zaatakowanych przez roztocza, usuwając porażone liście.
  6. Umieszczaj liście bawełny zaatakowane przez przędziorki na fasoli pinto tak często, jak to konieczne, aż wszystkie rośliny na tacach zostaną zaatakowane licznymi TSSM.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Sadzenie fasoli pinto w plastikowych tacach. Nasiona fasoli Pinto posadzono w plastikowych tacach (56 x 28 x 5 cm3) w szklarni i codziennie podlewano. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-2
Ryc. 2: Fasola Pinto z trójlistkowymi liśćmi. Pierwszym prawdziwym liściem, który powstaje po wyłonieniu się liścieni z gleby, jest liść prosty lub jednolistny. Kolejne liście to liście trójlistkowe z ząbkowatymi końcami. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Przenieś TSSM do zakładów bawełnianych

  1. Uprawiaj rośliny bawełny bez Bt (niemodyfikowane genetycznie) do fazy 4-5 prawdziwych liści na plastikowych tacach (56 x 28 x 5 cm) w szklarni, jak określono w kroku 1.3 i pokazano na rysunku 3.
  2. Przenieś kolonie przędziorków z fasoli pinto na młode rośliny bawełny w fazie 4-5 prawdziwych liści.
    1. Przenieś 3 masy przędziorków na lekko porażone rośliny. Uwaga: Przy bardzo wysokich poziomach porażenia przędziorki tworzą masy lub torebki nasienne11 i zwisają na końcach liści, jak pokazano na rysunku 4.
      1. Umieść patelnię pod końcówką liścia fasoli pinto zawierającą masy TSSM.
      2. Odetnij końcówki liści fasoli pinto nożyczkami, pozwalając, aby masy TSSM wpadły na patelnię, jak pokazano na rysunkach 5 i 6.
      3. Odwróć patelnię do góry nogami nad roślinami bawełny i uderz masami TSSM w rośliny bawełny uprawiane na plastikowych tacach, jak pokazano na rysunku 7. Uwaga: Każda taca zawierała ~100 roślin bawełny.
      4. Losowo rozprowadź 3 masy TSSM na roślinach bawełny.
    2. Przenieś 20 mas dla roślin porażonych przez media.
      1. Umieść patelnię pod końcówką liścia fasoli pinto zawierającą masy TSSM.
      2. Pokrój końcówki liści fasoli pinto nożyczkami, pozwalając im wpaść na patelnię.
      3. Zbierz 20 mas na patelni.
      4. Odwróć patelnię do góry nogami nad roślinami bawełny i wystukaj masy TSSM na ~ 100 roślin bawełny rosnących w szklarni.
    3. Przenieś 40 mas dla silnie porażonych roślin.
      1. Umieść patelnię pod końcówką liścia fasoli pinto zawierającą masy TSSM.
      2. Pokrój końcówki liści fasoli pinto nożyczkami, pozwalając im wpaść na patelnię.
      3. Zbierz 40 mas na patelni.
      4. Odwróć patelnię do góry nogami nad roślinami bawełny, wystukaj masy TSSM na ~100 roślin bawełny i rozprowadź je losowo.

figure-protocol-3
Rysunek 3. Rośliny bawełny w fazie 4-5 prawdziwych liści. Liścienie wyłaniają się z gleby jako struktury przypominające liście zorientowane naprzeciw siebie na łodydze sadzonki. Merystem wierzchołkowy wyłania się przez liścienie i tworzy pierwsze prawdziwe liście. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-4
Rysunek 4. Masy TSSM wiszące na trójlistkowym liściu fasoli. TSSM żyje w koloniach, a gdy populacje osiągają duże zagęszczenie, tworzą masy lub struktury przypominające torebki nasienne i gromadzą się na końcach liści w celu rozproszenia. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-5
Rysunek 5. Cięcie nożyczkami końcówek liści fasoli pinto zawierających masę TSSM. Trójlistkowe końcówki liści fasoli zawierające masy TSSM zostały usunięte nożyczkami do porastania roślin bawełny. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-6
Rysunek 6. TSSM masuje się na końcówkach liści fasoli umieszczonych wewnątrz patelni. Gdy w badanych roślinach znaleziono wystarczającą liczbę trójlistkowych końcówek liści fasoli z TSSM, usunięto je i umieszczono na patelni. Próbki te wykorzystano do zainfekowania kategorii leczenia: lekkiej, średniej i ciężkiej, które otrzymały odpowiednio 3, 20 i 40 mas TSSM. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-7
Rysunek 7. Obracanie patelni do góry nogami. Patelnie zawierające trójlistkowe końcówki liści fasoli z TSSM zostały odwrócone do góry nogami na bawełnianym baldachimie, aby zaatakować badane rośliny. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Skanuj rośliny bawełny zainfekowane przez TSSM za pomocą wielospektralnego czujnika optycznego

  1. Zamontuj czujnik optyczny poziomo na ramie szklarni około 7 stóp nad podłogą, jak pokazano na rysunku 8. Ustaw odległość między skanerem a baldachimem rośliny na 36". Użyj poziomicy stolarskiej, aby upewnić się, że czujnik jest wypoziomowany w poziomie.
  2. Umieść niezainfekowane tace z roślinami bawełny na wózku na kółkach.
  3. Aktywuj przełącznik czujnika i powoli wsuń wózek pod czujnik, aż taca całkowicie przejdzie przez głowicę czujnika, jak pokazano na rysunku 8. Wyłącz przełącznik. Cofnij wózek.
  4. Powtórz krok 3.3 trzy razy, co daje w sumie 3 replikacje.
  5. Powtórz tę procedurę dla wszystkich tacek z bawełny.
  6. Powtórz skanowanie w dniu 1, dniu 5, dniu 6, dniu 7, dniu 9, dniu 10, dniu 12, dniu 13 i dniu 14 po leczeniu (DAT). Skanowanie dostarczyło wartości NDVI (Normalized Difference Vegetation Index)12. Przesyłaj wartości NDVI do komputera kieszonkowego i przechowuj je na nim, a następnie można je pobrać do komputera w formacie tekstowym.
    UWAGA: NDVI obliczono z następującego równania: NDVI = (NIR - CZERWONY)/(NIR + CZERWONY), gdzie CZERWONY i NIR to spektralne wartości odbicia (0-255) w widmie czerwonym i bliskiej podczerwieni odpowiednio przy 660 i 770 nm.

figure-protocol-8
Rysunek 8. Wielospektralny czujnik optyczny używany do ilościowego pomiaru stanu zdrowia roślin bawełny porażonych różnymi poziomami gęstości TSSM. Wózek na kółkach z roślinami testowymi był powoli przesuwany pod głowicą czujnika, aby uzyskać spektralne wartości odbicia. a to głowica czujnika; b to komputer kieszonkowy; c to komora baterii i porty wejścia/wyjścia; d to danych szeregowych RS-232, a e to papier rzemieślniczy, który zapewnia jednolite tło. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Analizy danych

  1. Uzyskaj maksymalne wartości NDVI za pomocą procedury Proc Means13. Oblicz procentową redukcję wartości NDVI dla każdego dnia obserwacji, przyjmując dzień 0 jako wartość odniesienia. Analizuj dane za pomocą procedury powtarzanych pomiarów PROC GLM13.
    UWAGA: Średnie zostały rozdzielone za pomocą testu wielozakresowego Duncana przy P = 0,05. Środki z tymi samymi małymi literami nie różniły się znacząco.
  2. Wykonaj graficzne ilustracje data14, jak pokazano na rysunku 9.

figure-protocol-9
Rysunek 9. Procentowe zmniejszenie lub zmiana NDVI w stosunku do dni po leczeniu. Do graficznego zilustrowania funkcjonalnej zależności między procentową zmianą NDVI w stosunku do dni pobierania próbek (DAT) wykorzystano oprogramowanie JMP. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Czujnik emituje światło czerwone i podczerwone, które z kolei odbija się od korony rośliny. Odbite światło służy jako ilościowy pomiar pasm widzialnego i bliskiej podczerwieni widma elektromagnetycznego i jest rejestrowane numerycznie jako odczyt NDVI (Normalized Difference Vegetation Index). Wartości NDVI wahają się od 0 do 0,99. Im wyższy odczyt NDVI, tym zdrowszy baldachim rośliny. Zdrowa roślinność pochłania światło widzialne i odbija światło bliskiej podczerwieni, a niezdrowa roślinność odbija więcej światła widzialnego i mniej światła bliskiej podczerwieni. NDVI służy jako substytut aktywności fotosyntetycznej, a ta właściwość spektralna jest silnie skorelowana z promieniowaniem aktywnym fotosyntetycznie15,16,17,18. Bardzo niskie wartości NDVI (0,1 i poniżej) odpowiadają jałowym obszarom skał lub piasku, podczas gdy umiarkowane wartości (0,2 do 0,3) dotyczą krzewów i łąk, a wysokie wartości (0,6 do 0,8) wskazują na roślinność umiarkowaną i tropikalną. Pomiary współczynnika odbicia uzyskano w świetle dziennym w obszarach czerwieni i bliskiej podczerwieni widm.

NDVI obliczono z następującego równania: NDVI = (NIR - RED)/(NIR + RED), gdzie RED i NIR to wartości odbicia widmowego (0-255) w widmie czerwonym i bliskiej podczerwieni odpowiednio przy 660 i 770 nm. Czujnik rejestruje wartości współczynnika odbicia co 100 ms. W analizach wykorzystano maksymalne odczyty NDVI uzyskane z szeregu wartości NDVI rejestrowanych za każdym razem przez czujnik w celu zminimalizowania współczynnika odbicia tła i zapewnienia spójnych powtarzalnych wartości liczbowych.

Analiza wariancji danych wykazała, że zaobserwowano znaczące różnice w procentowym zmniejszeniu NDVI między roślinami bawełny lekko i przyśrodkowo oraz silnie porażonymi w porównaniu z kontrolą nieleczoną (F = 436,4; P <0,0001; df = 3, 32). Wartości NDVI, które opisywały wigor roślin w okresie testowym, różniły się istotnie między dniami obserwacji (F = 1398,2; P <0,0001; df = 8, 256). Również procentowe zmniejszenie wartości NDVI było odwrotnie skorelowane z leczeniem w okresie obserwacji (DAT), ale rzadko miało tendencję do odchylania się od tego wzorca i znacząco oddziaływało na DAT (F = 201,5; P <0,0001; df = 24, 256). Istotne były również kryteria testu MANOVA dla braku efektu DAT (λ Wilka = 0,00913; F = 339,0; P <0,0001; df = 8, 25). Podobnie, interakcja między DAT a leczeniem była istotna (λ Wilka = 0,00101; F = 29,8; P <0,0001; df = 24, 73).

Rysunek 9 pokazuje procentową zmianę wigoru roślin, jak pokazano za pomocą wartości NDVI w okresie obserwacji. Dodatnia zmiana procentowa wartości NDVI wskazuje na zdrowo rosnące rośliny, podczas gdy wartość ujemna wskazuje, że wigor rośliny zmniejszył się od czasu pierwszego pomiaru (tj. Dnia 0). Nieporażone rośliny kontrolne wykazywały zwiększony wzrost wegetatywny w trakcie badania, podczas gdy rośliny porażone przez TSSM wykazywały degradację zdrowia w czasie. Średni odstęp między zabiegami pokazany w Tabeli 1 pokazuje, że nie zaobserwowano żadnej wyraźnej różnicy w procentowym zmniejszeniu NDVI między kategoriami leczenia (lekka, średnia i ciężka) a grupą kontrolną aż do dnia 5, kiedy to klasy porażenia znacznie odbiegały od kontrolnej i utrzymywały się w przeważającej mierze po tym czasie. Dane te pokazują, że czujnik optyczny może być skutecznie stosowany zamiast pracochłonnego ręcznego pobierania próbek w celu oceny skuteczności leczenia akarycydami na bawełnie.

dni po leczeniu (DAT)
Kategoria porażenia1567910121314
kontrola1,18 ±0,33a2,70 ±0,40a4,0 ±0,36a3,94 ±0,37a3,68 ±0,53a2,57 ±0,42a2,96 ±0,47a3,48 ±0,38a3,08 ±0,22a
światło-0,13 ±0,13 mld-0,71 ±0,29 mld-0,65 ±0,28 mld-2,02 ±0,47 mld-5,68 ±0,72 mld-11,17 ±0,94 mld-15,73 ±1,76 mld-19,54 ±1,68 mld-24,9 ±1,90 mld
Średni-1,83 ±0,42C-7,06 ±0,63C-9,61 ±0,53C-10,39 ±0,57C-17.06 ±0.80C-26,92 ±0,72C-33,84 ±0,96 ° C-37.05 ±1.14c-41,74 ±0,73C
ciężki-0,97 ±0,58 p.n.e.-11,76 ±0,29 d-13,83 ±0,86 d-15,20 ±0,63d-25,0 ±1,0 dni-34,63 ±0,54d-39,07 ±0,94d-42,68 ±0,62d-46,71 ±0,63

Tabela 1: Procentowa redukcja Max NDVI po tym, jak rośliny bawełny zostały zaatakowane przez różną liczbę skupisk lub mas TSSM. Rośliny bawełny uprawiane na plastikowych tacach w szklarni zostały zaatakowane trzema kategoriami zagęszczenia przędziorków. Kategoria Light otrzymała 3 masy lub klastry TSSM na tacę, kategoria średnia otrzymała 20 mas na tacę, a kategoria ciężka otrzymała 40 mas na tacę. Średnie oddzielono od kontroli zgodnie z testem wielozakresowym Duncana (P = 0,05). Średnie, po których następuje ta sama mała litera, nie różniły się istotnie na 5% poziomie prawdopodobieństwa.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tradycyjnie testy skuteczności insektycydów przeprowadzane w terenie obejmują kilka zabiegów z substancją chemiczną stosowaną w różnych dawkach i w porównaniu z kontrolą bez leczenia. Akarycydy o różnych profilach toksyczności wobec stadiów roztoczenia i dorosłych TSSM są oceniane w celu ustalenia, czy szkody spowodowane przez nie mogą zostać zmniejszone przez obróbkę chemiczną. Próbki TSSM są pobierane i przenoszone do laboratorium, gdzie są badane pod mikroskopem, a różne etapy TSSM są liczone i rejestrowane. Niezwykle ważne jest pobranie odpowiednich próbek rośliny żywicielskiej w celu określenia uszkodzeń w każdym zabiegu i rozróżnienia ich ze statystycznie akceptowalną precyzją. Liczba próbek, które są wymagane do odróżnienia od siebie zabiegów, zależy od profilu rozmieszczenia organizmu. Wysoce niejednorodne rozmieszczenie TSSM prowadzi do znacznych różnic między obszarami pobierania próbek, a wiele roślin musi zostać pobranych w celu zapewnienia odtwarzalności szacunków populacji. Jednak budżet, siła robocza, czas i precyzja statystyczna są ważnymi czynnikami, które wpływają na techniki pobierania próbek. Badacz powinien optymalnie alokować dostępne zasoby, aby przeprowadzić pobieranie próbek przy jak najmniejszych kosztach, ale z największą precyzją.

Entomolodzy zamiast liczyć etapy TSSM, wizualnie oceniają obrażenia na podstawie skali od braku obrażeń do różnych poziomów obrażeń. Na przykład niektórzy badacze zaproponowali dwumianowe pobieranie próbek, w którym oceniano tylko odsetek porażonych liści, a nie liczbę przędziorków na liść 9,19. Inni oszacowali szkody wyrządzone przez TSSM na bawełnie w oparciu o skalę wskaźnika zaczerwienienia liści, która wahała się od kropkowania i zaczerwienienia do rozległego zaczerwienienia baldachimu roślinności19. Metody te są arbitralne, anegdotyczne i stronnicze w zależności od indywidualnego postrzegania stopnia uszkodzenia. Wymagana jest bardziej solidna i ilościowa ocena szkód spowodowanych przez TSSM, aby ocenić i oddzielić leczenie z precyzją statystyczną.

Naziemny wielospektralny czujnik optyczny wydaje się być ulepszonym narzędziem do ilościowego określania uszkodzeń wyrządzonych przez TSSM i dokładniejszego rozdzielania zabiegów niż wizualny system oceny uszkodzeń przyjęty przez wielu badaczy. Naukowcy poinformowali jednak, że teledetekcja hiperspektralna z dużą ilością danych dostarczyła licznych sygnatur spektralnych w celu identyfikacji i wykrycia stresów związanych z uprawami i charakterystyki koron drzew w porównaniu z teledetekcją wielospektralną, która jest mniej intensywna pod względem danych przy dwóch długościach fal20,21. Korzystając ze spektrometru hiperspektralnego, Reisig i Godfrey odkryli, że długość fali odbicia NIR ≈850 nm jako widmo informacyjne w odróżnianiu bawełny zaatakowanej przez stawonogi od niezainfekowanej bawełny22. W tym badaniu wykazaliśmy, że wielospektralne wartości odbicia (wartość NIR wynosi ≈770 nm) przy zaledwie dwóch pasmach spektralnych były w stanie zidentyfikować i scharakteryzować rośliny bawełny porażone o różnej gęstości TSSM. Ponadto informowaliśmy wcześniej, że wielospektralny czujnik optyczny nie tylko skutecznie oddzielił rośliny bawełny zaatakowane bardzo różnymi kategoriami gęstości TSSM, ale także wykazał, że spiromesifen był bardziej skuteczny niż abamektyna w kontrolowaniu TSSM we wczesnej porze bawełny w szklarni przy połowie wskaźnika najniższej dawki na etykiecie23.

Wielospektralny czujnik optyczny można było zamontować na mobilnej platformie badawczej, a wartości współczynnika odbicia można było uzyskać z leczonych obszarów koron roślinności bez podmiotowości człowieka. Dane dotyczące skuteczności roztoczobójczej można zatem uzyskać bez większego wysiłku ludzkiego. Dane NDVI można łatwo przesłać do komputera i przeanalizować za pomocą komercyjnego oprogramowania statystycznego. Na platformie mobilnej można również zamontować odbiornik GPS, który zbiera współrzędne GPS w celu wygenerowania mapy uszkodzeń pola. Wykorzystując wielospektralne sygnatury odbicia z baldachimu rośliny, wielospektralny czujnik optyczny zapewnia szybki i ekonomiczny sposób identyfikacji i ilościowego określania stresu roślin. Co więcej, znacznie większy obszar pola może zostać pokryty w krótszym czasie dzięki wyższej rozdzielczości przestrzennej koron roślin w porównaniu z konwencjonalnym rozpoznaniem terenowym. Należy pamiętać, że próg szkodliwości TSSM na bawełnie jest różny w zależności od regionu w Stanach Zjednoczonych. Na przykład uszkodzenia spowodowane przez TSSM byłyby większe w suchym środowisku, takim jak Kalifornia, w porównaniu z regionem Środkowego Południa, gdzie często występują opady deszczu i wysoka wilgotność24. W związku z tym straty plonów spowodowane uszkodzeniami TSSM będą zmienne, podobnie jak próg uszkodzenia. Jednak doniesienia z Mississippi, Arkansas i Tennessee ujawniają, że poziom progowy TSSM na bawełnie wydaje się być wtedy, gdy 30 do 50% roślin jest zaatakowanych, a populacje aktywnie rosną5. Ponadto rośliny uprawiane na polu są narażone na wiele stresów, w tym stres wodny i żerowanie stawonogów roślinożerców, a interakcje między tymi działaniami mogą znacznie zmniejszyć produktywność roślin i prawdopodobnie wpłyną na próg uszkodzenia. TSSM może zmniejszać przewodnictwo szparkowe, fotosyntezę i szybkość transpiracji w bawełnie25. Rośliny uprawiane w szklarni są pod wpływem promieniowania UV, które znacząco wpływa na funkcję aparatów szparkowych, fotosyntezę i morfologię baldachimu26,27 i prawdopodobnie może mieć addytywny wpływ na stres roślin. Jednak TSSM jest w stanie uniknąć promieniowania UV dzięki dostępowi do siedliska chronionego przed promieniowaniem słonecznym na dolnej powierzchni baldachimurośliny 28,29,30, gdzie się znajduje.

Wysokość czujnika optycznego nad czaszą celu oraz orientacja czujnika względem celu są ważnymi czynnikami, które znacząco wpłynęły na wartości odbicia uzyskiwane przez wielospektralny czujnik optyczny31. Na przykład, gdy mobilna platforma badawcza przemierza pole upraw rzędowych, na przykład gdy baldachim bawełniany jest otwarty, czujnik prawdopodobnie uzyska różne wyniki w zależności od orientacji czujnika, równolegle lub prostopadle do rzędu. Jest również prawdopodobne, że gleba i inne materiały tła mogą mieć duży wpływ na odczyty czujnika, zwłaszcza gdy czujnik jest ustawiony prostopadle do rzędu. Aby uzyskać maksymalną reakcję czujnika, głowica czujnika powinna być zorientowana w jednej linii z rzędami i bezpośrednio nad nimi. Chociaż ustawienie wiązki światła prostopadle do rzędów z większym prawdopodobieństwem wychwyci odbicie tła gleby, może to być dopuszczalne, gdy baldachim bawełniany jest zamknięty bujną roślinnością. Ponadto operatorzy powinni postępować zgodnie z zaleceniami producenta dotyczącymi zakresu wysokości roboczej 81-122 cm i ustawić głowicę czujnika w jednej linii z celem, aby uzyskać maksymalną odpowiedź sygnału. Ważne jest, aby naładować baterię czujnika przed użyciem lub należy ją trzymać podłączoną, aby uniknąć rozwiązywania problemów. Niski poziom naładowania baterii może powodować błędne odczyty.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Doceniamy pomoc Chrisa Parkera, który codziennie skanował rośliny i Curtisa Hubbarda, który utrzymywał rośliny w szklarni.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
GreenSeekerTrimble Ag. Division
Westminster, CO		Model 505Czerwony czujnik NDVI
Fasola PintoProducent's Co-op., Bryan, TXNie dotyczyPrzedmiot do wyboru
Nasiona bawełny DeltapineBrazos Bottom Crop Care, Caldwell, TX77836Nie dotyczy436 RR; NonBt & RoundUp Ready
Plastikowe tackiBWI, Schulenberg, TXFG1020NL756 cm x 28 cm
Etykiety w patyczkachGempler's, Janesville, WI 53547Pozycja # 151276Trwałe znaczniki do doniczek z kolcami
4-kołowy wózek ogrodowyFarm Tek, Dyersville, IA 52040Pozycja # 10867661 cm x 122 cm

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hoy, M. A. Agricultural acarology: Introduction to integrated mite management. 7, CRC Press. (2011).
  2. Jeppson, L. R., Keifer, H. H., Baker, E. W. Mites injurious to economic plants. , Univ of California Press. (1975).
  3. Brandenburg, R., Kennedy, G. Ecological and agricultural considerations in the management of twospotted spider mite (Tetranychus urticae Koch). Agric. Zool. Rev. 2, 185-236 (1987).
  4. Saito, Y. The concept of "life types" in Tetranychinae. An attempt to classify the spinning behaviour of Tetranychinae. Acarologia. 24 (4), 377-391 (1983).
  5. Gore, J., et al. Impact of two-spotted spider mite (Acari: Tetranychidae) infestation timing on cotton yields. Journal of Cotton Science. 17, 34-39 (2013).
  6. Adamczyk, J. J., Lorenz, G. M. Beltwide Cotton Conference. , National Cotton Council. Memphis, TN. 981-1000 (2016).
  7. Williams, M. R. Beltwide Cotton Conference. , National Cotton Council. Memphis, TN. 1013-1057 (2016).
  8. Van Leeuwen, T., Vontas, J., Tsagkarakou, A., Dermauw, W., Tirry, L. Acaricide resistance mechanisms in the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae and other important Acari: A review. Insect Biochem Mol Biol. 40 (8), 563-572 (2010).
  9. Wilson, L., Morton, R. Seasonal abundance and distribution of Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae), the two spotted spider mite, on cotton in Australia and implications for management. Bull Entomol Res. 83 (02), 291-303 (1993).
  10. Fernandez, F., Gepts, P., Lopez, M. Stage of development of the common bean plant. Communication Information Support Unit edn. , CIAT. 32(1986).
  11. Clotuche, G., et al. The formation of collective silk balls in the spider mite Tetranychus urticae Koch. PLoS. ONE. 6 (4), 1804-1807 (2011).
  12. Rouse, J. W., Haas, R., Schell, J., Deering, D. Monitoring vegetation systems in the Great Plains with ERTS. NASA special publication. 1 (SP-351), 309-317 (1974).
  13. SAS v.9.4. , SAS Institute Inc. Cary, NC. (2012).
  14. JMP v.11. , SAS Institute Inc. Cary, NC. (2013).
  15. Asrar, G., Fuchs, M., Kanemasu, E., Hatfield, J. Estimating absorbed photosynthetic radiation and leaf area index from spectral reflectance in wheat. Agron J. 76 (2), 300-306 (1984).
  16. Myneni, R. B., Hall, F. G. The interpretation of spectral vegetation indexes. Geoscience and Remote Sensing, IEEE Transactions on. 33 (2), 481-486 (1995).
  17. Sellers, P. J. Canopy reflectance, photosynthesis and transpiration. Int J Remote Sens. 6 (8), 1335-1372 (1985).
  18. Tucker, C. J., et al. Higher northern latitude normalized difference vegetation index and growing season trends from 1982 to 1999. Int. J. Biometeorol. 45 (4), 184-190 (2001).
  19. Wilson, L., et al. Within-plant distribution of spider mites (Acari: Tetranychidae) on cotton: a developing implementable monitoring program. Environ Entomol. 12 (1), 128-134 (1983).
  20. Fitzgerald, G. J., Maas, S. J., Detar, W. R. Spider mite detection and canopy component mapping in cotton using hyperspectral imagery and spectral mixture analysis. Precision Agriculture. 5 (3), 275-289 (2004).
  21. Herrmann, I., et al. Spectral monitoring of two-spotted spider mite damage to pepper leaves. Remote Sensing Letters. 3 (4), 277-283 (2012).
  22. Reisig, D., Godfrey, L. Spectral response of cotton aphid-(Homoptera: Aphididae) and spider mite-(Acari: Tetranychidae) infested cotton: Controlled studies. Environ Entomol. 36 (6), 1466-1474 (2007).
  23. Martin, D. E., Latheef, M. A., López, J. D. Evaluation of selected acaricides against twospotted spider mite (Acari: Tetranychidae) on greenhouse cotton using multispectral data. Exp Appl Acarol. 66 (2), 227-245 (2015).
  24. Boudreaux, H. B. The effect of relative humidity on egg-laying, hatching, and survival in various spider mites. J Insect Physiol. 2 (1), 65-72 (1958).
  25. Bondada, B., Oosterhuis, D., Tugwell, N., Kim, K. Physiological and cytological studies of two spotted spider mite, Tetranychus urticae K., injury in cotton. Southwest Entomol. 20 (2), 171-180 (1995).
  26. Teramura, A. H. Effects of ultraviolet B radiation on the growth and yield of crop plants. Physiol Plant. 58 (3), 415-427 (1983).
  27. Teramura, A. H., Sullivan, J. H. Effects of UV-B radiation on photosynthesis and growth of terrestrial plants. Photosynthesis Res. 39 (3), 463-473 (1994).
  28. Ohtsuka, K. Deleterious effects of UV-B radiation on herbivorous spider mites: they can avoid it by remaining on lower leaf surfaces. Environ Entomol. 38 (3), 920-929 (2009).
  29. Sakai, Y., Osakabe, M. Spectrum-specific damage and solar ultraviolet radiation avoidance in the two-spotted spider mite. Photochem Photobiol. 86 (4), 925-932 (2010).
  30. Suzuki, T., Watanabe, M., Takeda, M. UV tolerance in the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae. J Insect Physiol. 55 (7), 649-654 (2009).
  31. Martin, D. E., López, J. D., Lan, Y. Laboratory evaluation of the GreenSeeker handheld optical sensor to variations in orientation and height above canopy. International Journal of Agricultural and Biological Engineering. 5 (1), 43-47 (2012).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Multispectral Optical SensorNDVI AnalysisCotton Plant DamageInsecticide EfficacySpider Mite InfestationVegetation IndexAgricultural Entomology

Powiązane artykuły