Method Article

Mikroprzepływowa wymiana buforowa w celu inżynierii komórek mikro/nanocząsteczkowych bez zakłóceń

DOI:

10.3791/54327

⸱

July 10th, 2016

 ,  ,  ,  , 
1Lee Kong Chian School of Medicine, Nanyang Technological University, 2School of Chemical and Biomedical Engineering, Nanyang Technological University, 3NTU-Northwestern Institute of Nanomedicine, Nanyang Technological University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje wykorzystanie strategii wymiany opartej na inercyjnej mikroprzepływowości do oczyszczania komórek inżynierii mikro/nanocząsteczkowej z efektywnym usuwaniem niezwiązanych cząstek.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Inżynieria komórek z mikro/nanocząstkami (NP) naładowanymi aktywnymi składnikami staje się coraz bardziej popularną metodą zwiększania natywnych właściwości terapeutycznych, umożliwiania obrazowania biologicznego i kontroli fenotypu komórki. Krytyczną, ale nieodpowiednio rozwiązaną kwestią jest znaczna liczba cząstek, które pozostają niezwiązane po znakowaniu komórek, a których nie można łatwo usunąć za pomocą konwencjonalnego wirowania. Prowadzi to do wzrostu szumu tła w obrazowaniu biologicznym i może nadawać efekty transformacyjne sąsiednim komórkom niedocelowym. W tym protokole przedstawiamy strategię wymiany opartą na mikrofluidyce inercyjnej, określaną jako frakcjonowanie przepływu Deana (DFF), aby skutecznie oddzielać znakowane komórki od wolnych nanocząsteczek w sposób wysokoprzepustowy. Opracowane spiralne mikrourządzenie ułatwia ciągłe gromadzenie (>90% odzysku komórek) oczyszczonych komórek (THP-1 i MSC) zawieszonych w nowym roztworze buforowym, przy jednoczesnym osiągnięciu >95% zubożenia niezwiązanego barwnika fluorescencyjnego lub nanocząsteczek obciążonych barwnikiem (krzemionki lub PLGA). Ta jednoetapowa, oparta na wielkości strategia oczyszczania komórek umożliwia wysoką przepustowość przetwarzania komórek (10-6 komórek/min) i jest bardzo przydatna do oczyszczania komórek o dużej objętości z mikro/nanocząstek w celu uzyskania wolnego od zakłóceń zastosowania klinicznego.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Inżynieria komórek za pomocą mikro/nanocząsteczek (NP) załadowanych agentem to prosta, wolna od integracji genomowej i wszechstronna metoda zwiększania możliwości obrazowania biologicznego i rozszerzania/uzupełniania jej natywnych właściwości terapeutycznych w medycynie regeneracyjnej. 1-3 Modyfikacje komórkowe uzyskuje się poprzez znakowanie błony plazmatycznej lub cytoplazmy nadmiernym stężeniem nanocząsteczek obciążonych czynnikiem w celu nasycenia miejsc wiązania. Jednak główną wadą tej metody są znaczne ilości niezwiązanych cząstek pozostających w roztworze po procesach znakowania komórek, co może potencjalnie zakłócić precyzyjną identyfikację komórek zmodyfikowanych cząsteczkami lub skomplikować wyniki terapeutyczne. 4,5 Ponadto narażenie na nanocząstki zawierające czynniki transformujące (czynniki wzrostu, kortykosteroidy itp.) w zbyt wysokim stężeniu może powodować cytotoksyczność, a niewłaściwie ukierunkowane narażenie może wywołać niezamierzone konsekwencje dla komórek niebędących przedmiotem zwalczania. Nawet nośniki cząstek stałych składające się z materiałów "biokompatybilnych" [np. poli(kwasu mlekowo-koglikolowego), PLGA] mogą również w pewnych warunkach wywoływać silne odpowiedzi komórek odpornościowych. 6 Jest to szczególnie ryzykowne u osób z upośledzoną odpornością (np. reumatoidalne zapalenie stawów), co potencjalnie opóźnia ogólnoustrojowy usuwany nanocząsteczki. 7 W związku z tym skuteczne usuwanie wolnych cząstek przed wprowadzeniem komórek modyfikowanych cząsteczkami ma ogromne znaczenie dla zminimalizowania profilu toksyczności i zmniejszenia niewłaściwie skierowanego narażenia na cząstki obciążone czynnikami in vivo.

Konwencjonalne wirowanie gradientowe jest często używane do oddzielania komórek inżynieryjnych od wolnych cząstek, ale jest pracochłonne i odbywa się w trybie wsadowym. Co więcej, naprężenia ścinające, których doświadczają komórki podczas wirowania z dużą prędkością oraz składniki ośrodka gradientu gęstości, mogą zagrozić integralności komórek i/lub wpływać na zachowanie komórek. 8 Mikrofluidyka jest atrakcyjną alternatywą dla kilku technologii separacji, w tym deterministycznego przemieszczenia bocznego (DLD)9, dieletroporezy10,11 i akustoforezy12 opracowanych do zastosowań związanych z separacją małych cząstek i wymianą. Jednak metody te mają niską przepustowość (1-10 μl·min−1) i są podatne na problemy z zatykaniem. Aktywne separacje, takie jak metody oparte na dielektroforezie, wymagają również różnic w wewnętrznych fenotypach komórek dielektroforetycznych lub dodatkowych etapów znakowania komórek w celu uzyskania separacji. Bardziej obiecującym podejściem jest mikrofluidyka inercyjna – boczna migracja cząstek lub komórek przez linie strumieni w celu skupienia się w różnych pozycjach ze względu na dominujące siły nośne (FL) przy wysokiej liczbie Reynoldsa (Re). 13 Ze względu na wysokie warunki przepływu i doskonałą rozdzielczość rozmiaru, jest on często wykorzystywany do separacji komórek w oparciu o rozmiar14,15 i zastosowań związanych z wymianą. 16-18 Jednak wydajność wymiany buforowej pozostaje niska w przypadku ∼10−30% roztworu zanieczyszczeń, ponieważ oddzielone komórki zwykle pozostają blisko granicy między oryginalnymi i nowymi roztworami buforowymi. 16-18 Co ważniejsze, rozkład wielkości komórek docelowych musi być podobny, aby uzyskać precyzyjne inercyjne ogniskowanie i separację od oryginalnego roztworu buforowego, co stanowi problem zwłaszcza w przetwarzaniu heterogenicznych typów komórek, takich jak mezenchymalne komórki macierzyste (MSC). Rozdział 19

Wcześniej opracowaliśmy nową technikę inercyjnego sortowania komórek mikrofluidycznych, zwaną Frakcjonowaniem Przepływu Deana (DFF) do izolowania krążących komórek nowotworowych (CTC)20 i bakterii21 z krwi pełnej za pomocą urządzenia mikrokanałowego z 2 wlotami i 2 wylotami. W tym protokole wideo opiszemy proces znakowania zawiesiny komórek monocytowych THP-1 (ludzka linia komórkowa ostrej białaczki monocytowej) (~15 μm) i MSCs (10-30 μm) nanocząsteczkami naładowanymi kalceiną, a następnie wytworzenia i obsługi mikrourządzenia spiralnego DFF w celu skutecznego odzyskiwania znakowanych komórek i usuwania niezwiązanych NP.22 Ta jednoetapowa strategia oczyszczania umożliwia ciągłe odzyskiwanie znakowanej zawiesiny i przylegających komórek zawieszonych w świeżym roztworze buforowym bez wirowania. Co więcej, może przetwarzać do 10 milionów komórek·ml−1, gęstość komórek nadającą się do zastosowań w medycynie regeneracyjnej.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Znakowanie nanocząsteczek (NP) mezenchymalnych komórek macierzystych i monocytów

  1. Hodowla mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC) w zmodyfikowanym pożywce Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco uzupełniona 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i antybiotykami do ≥80% zbiegu przed znakowaniem. Podobnie, hodowla komórek THP-1 (ATCC) w pożywce Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 uzupełniona 10% FBS do gęstości ~106 komórek/ml.
  2. Załaduj NP krzemionki (~500 μm) roztworem barwnika kalceinowego (200 μM), mieszając przez noc. Wytwarzaj PLGA-kalceinę AM (CAM) przy użyciu protokołu opisanego wcześniej. 22 Rozdział 22
    1. Rozpuścić 250 μg CAM i 100 mg PLGA (50:50) w chloroformie w temperaturze 4 °C.
    2. Wytwarzać pojedyncze nanocząsteczki emulsji za pomocą homogenizatora o dużej prędkości (13 600 x g, 60 s) w temperaturze pokojowej. Odparować chloroform w okapie chemicznym (≥3 godz.) przed pobraniem za pomocą wirowania (3 400 x g przez 5 min), mycia (woda podwójnie destylowana), liofilizacji i przechowywania w temperaturze -20 °C.
  3. Inkubować nanocząsteczki CAM-PLGA (1 mg) lub nanocząsteczki krzemionki kalceinowej (150 μg) w 0,01% roztworze poli-L-lizyny (PLL) w temperaturze pokojowej przez 15 - 20 min.
  4. Wirować przy 3 400 x g przez 5 minut w celu usunięcia nadmiaru supernatantu PLL przed ponownym zawieszeniem nanocząstek w 1 ml odpowiedniej pożywki hodowlanej.
  5. Inkubować NP z komórkami (MSCs lub THP-1, ~1 - 2 x 106 komórek w sumie) przez około 24 godziny (stężenie znakowane 0,1 mg·ml−1
    6. ).
  6. Oddzielić i zebrać oznakowane przylegające MSCs za pomocą 2 ml 0,25% trypsyny (5 min, 37 °C) i zalać 6 ml DMEM. Odwirować komórki w temperaturze (1 000 x g, 4 min) i ponownie zawiesić do stężenia 105 - 106 komórek/ml do przetwarzania mikroprzepływowego. Użyj znakowanych komórek THP-1 (10,5 - 10,6 komórek/ml) bezpośrednio do oczyszczania mikrofluidyki.

2. Przygotowanie urządzenia mikroprzepływowego

  1. Produkcja urządzeń
    1. Wytwarzanie spiralnego urządzenia mikroprzepływowego (500 μm (w) × 115 μm (h)) z polidimetylosiloksanem (PDMS) z zestawu komercyjnego przy użyciu standardowych etapów miękkiej litografii. 23
    2. Dokładnie wymieszać 30 g prepolimeru bazowego i 3 g utwardzacza w łódce wagowej. Odgazować mieszaninę w eksykatorze przez 60 minut, aby usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza.
    3. Wlej mieszaninę PDMS na formę główną wafla krzemowego z wzorem spiralnego kanału ostrożnie na wysokość ~5 - 10 mm.
    4. Odgazować mieszaninę w próżni eksykatora przez 60 minut, aby usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza. Powtarzaj proces, aż wszystkie pęcherzyki zostaną wyeliminowane.
    5. Utwardź mieszaninę PDMS w piekarniku o temperaturze 80 °C przez 2 godziny, aż PDMS się zetnie. Upewnij się, że płytka nie jest przechylona podczas utwardzania, aby mieć stałą wysokość urządzenia.
    6. Wytnij urządzenie spiralne PDMS za pomocą skalpela i ostrożnie oderwij płytę PDMS od formy głównej.
    7. Przytnij krawędzie urządzenia skalpelem, aby zapewnić gładką powierzchnię do klejenia.
    8. Przebić dwa otwory (1.5 mm) na wloty i dwa otwory (1.5 mm) na wyloty w urządzeniu PDMS za pomocą dziurkacza do biopsji 1.5 mm.
    9. Umyj urządzenie izopropanolem (IPA) w celu usunięcia wszelkich zanieczyszczeń i wysusz urządzenie w piekarniku o temperaturze 80 °C przez 5 minut.
    10. Oczyść dolną powierzchnię urządzenia PDMS (z funkcjami kanałów) za pomocą taśmy maskującej.
    11. Wyczyść jedną stronę szkiełka szklanego (2 cale na 3") za pomocą taśmy maskującej.
    12. Ostrożnie umieść i wyeksponuj oczyszczone powierzchnie urządzenia PDMS oraz szkiełka w komorze myjki plazmowej i poddaj je działaniu odkurzenia przez 60 sekund. Następnie włącz moc plazmy na maksimum i obniż ciśnienie w komorze, aż komora zmieni kolor na różowy.
      1. Wystawić powierzchnie na działanie plazmy powietrznej przez 60 sekund. Plazma tworzy reaktywne formy na odsłoniętych powierzchniach PDMS i szkła, co umożliwia ścisłe wiązanie w przypadku fizycznego kontaktu. Wyłącz zasilanie plazmy i zwolnij ciśnienie z myjki plazmowej, aby odzyskać urządzenie i szkiełko podstawowe.
    13. Połącz ze sobą urządzenie PDMS i szkiełko szkiełkowe, mocno dociskając powierzchnie naświetlone plazmą i upewniając się, że między dwiema powierzchniami nie są uwięzione pęcherzyki.
    14. Podgrzewaj złączone urządzenie za pomocą płyty grzejnej ustawionej na 80 °C przez 2 godziny, aby wzmocnić wiązanie.
  2. Działanie urządzenia
    1. Wyciąć dwa kawałki rurki (1,52 mm średnicy zewnętrznej) o średnicy zewnętrznej ~15 - 20 cm na strzykawki wlotowe i przymocować końcówkę strzykawki (rys. 23) na jednym końcu każdej rurki.
    2. Wytnij dwa kawałki rurki (1.52 mm OD) o długości ~5 - 10 cm na wyloty i przymocuj do otworów wylotowych urządzenia PDMS.
    3. Przed uruchomieniem próbki należy ręcznie zalać urządzenie strzykawką zawierającą 70% etanolu, aż wypłynie on z rurki wylotowej. Pozostaw etanol na 30 sekund do 1 minuty, aby wysterylizować urządzenie.
    4. Do strzykawki o pojemności 60 ml naładować 30 ml przefiltrowanego (0,2 μm porów) buforu osłonkowego (sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS) z 0,1% albuminą surowicy bydlęcej (BSA)) i zabezpieczyć strzykawkę na pompie strzykawkowej. Ustaw pompę na prawidłowe ustawienia (Rozmiar strzykawki: 60 ml, Objętość: 60 000 μl).
      Uwaga: Dodanie BSA do PBS ma na celu zminimalizowanie wiązania komórka-komórka i niespecyficznego wiązania między komórkami a urządzeniem PDMS.
    5. Załadować 3 ml oznakowanych komórek do strzykawki o pojemności 3 ml i zabezpieczyć strzykawkę na oddzielnej pompie strzykawkowej. Ustaw pompę na prawidłowe ustawienia (wielkość strzykawki: 3 ml, objętość: 3 000 μl).
    6. Sprawdzić, czy w strzykawkach nie zostały uwięzione pęcherzyki powietrza, aby zapewnić stabilny przepływ. Usuń wszelkie pęcherzyki powietrza, delikatnie wyrzucając kilka kropel płynu z dyszy.
    7. Podłączyć końcówki strzykawki i rurkę wlotową do strzykawek i włożyć je do odpowiednich wlotów urządzenia (osłona i wlot próbki). Upewnij się, że wzdłuż rurki nie ma pęcherzyków.
    8. Zamontuj urządzenia na mikroskopie z odwróconym kontrastem fazowym, aby obrazować w czasie rzeczywistym podczas procesu sortowania komórek.
    9. Zabezpiecz małą zlewkę na odpady i dwie probówki o pojemności 15 ml blisko urządzenia na stoliku mikroskopu za pomocą klejów.
    10. Umieścić rurki wylotowe w zlewce na odpady.
    11. Ustawić stosunek przepływu próbki do bufora osłony na 1:10 i uruchomić obie pompy strzykawkowe, aby zainicjować proces sortowania (Przykład: 120 μl/min dla strzykawki z próbką i 1 200 μl/min dla strzykawki z osłoną; prędkość przepływu w kanale ~0,38 m/s).
    12. Uruchom urządzenie na 1,5 minuty, aby natężenie przepływu się ustabilizowało. Można to potwierdzić obecnością komórek zogniskowanych inercyjnie w pobliżu wewnętrznej ścianki kanału w jasnym polu z kontrastem fazowym przy użyciu szybkiej kamery (~5 000 - 10 000 klatek na sekundę (fps), czas naświetlania: 10-50 μs).
    13. Umieść rurki wylotowe w różnych rurkach, aby zebrać eluenty z wylotu ogniwa i wylotu odpadów.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po znakowaniu komórek nanocząsteczkami załadowanymi środkiem do obrazowania biologicznego, oznaczone komórki (zawierające wolne cząstki) są zbierane i oczyszczane przez spiralne mikrourządzenie DFF w celu usunięcia wolnych NP w jednym kroku procesu (Rysunek 1A). Spiralny mikrokanał z 2 wlotami i 2 wylotami został zaprojektowany przez oprogramowanie inżynierskie i mikrofabrykowany przy użyciu fotorezystu SU-8. Wzorzysta płytka krzemowa jest następnie używana jako szablon d...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana w niniejszym dokumencie technologia oczyszczania komórek DFF umożliwia szybką i ciągłą separację znakowanych komórek w sposób wysokoprzepustowy. Takie podejście do separacji jest idealne do przetwarzania próbek o dużej objętości lub wysokim stężeniu komórek i jest lepsze niż konwencjonalna filtracja membranowa, która jest podatna na zatykanie się po dłuższym użytkowaniu. Podobnie, separacja magnetyczna oparta na powinowactwie wymaga dodatkowych etapów znakowania komórek, które są pracochłonne i kosztowne. Wykazan...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uprzejmy dar komórek THP-1 od dr Marka Chonga oraz pomoc w mikroprodukcji od dr Yuejun Kang i dr Nishanth V. Menon (School of Chemical and Biomedical Engineering, Nanyang Technological University) zostały bardzo docenione. Projekt ten został sfinansowany przez NTU-Northwestern Institute of Nanomedicine (Nanyang Technological University). H.W.H. był wspierany przez stypendium podoktorskie Lee Kong Chian School of Medicine (LKCMedicine).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Linie komórkowe i Pożywka
mezenchymalne komórki macierzyste (MSC)LonzaPT-2501
Dulbecco' s zmodyfikowany Orzeł" s medium (DMEM)Lonza12-614F
Płodowa surowica bydlęca (FBS)Gibco10270-106
Komórki monocytowe THP-1 (THP-1)ATCCTIB-202
Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 mediaLonza12-702F
Odczynniki i odczynniki Materiały
0,01% poli-L-lizyna (PLL)Sigma-AldrichP8920
ml StrzykawkaBD302113Strzykawka 3 ml Luer-Lock
60 ml StrzykawkaBD309653Strzykawka 60 ml Luer-Lock
Albumina surowicy bydlęcej (BSA)BiowestP6154-100GR
Calcein, AM (CAM)Life TechnologiesC1430
CalceinSigma-AldrichC0875
IsopropanolFisher Chemical#P/7507/17HPLC Grade 2,5 l
soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS)Lonza17-516Q/12
Zwykłe szkiełka mikroskopoweFisher ScientificFIS#12-550D75 x 25 x 1 mm3
Polidimetylosiloksan (PDMS)Dow CorningSYLGARD® 184
Taśma klejąca3M2120070204418 mm x 25 m
Krzemionka NPs (∼ 200 μ m)Sigma-Aldrich748161Wielkość porów 4 nm
Końcówka strzykawkiTechnologia JEC701830223 G 0,013 x 0,25
Trypsyna-EDTA (0,25%)Life Technologies25200-056
Rurka TygonSpectra-Teknik06419-010,02 x 0,06 "100
Poly (D,L-laktyd-ko-glikolid) (PLGA; 50:50)Sigma-AldrichP2191
Sprzęt
Dziurkacz do biopsjiHarris Uni-Core69036-151,50 mm
EksykatorScienceware111/4 IN OD
Szybka kameraPhantom V9.1
Mikroskop z odwróconym kontrastem fazowym NikonEclipse Ti
Środek do czyszczenia plazmowegoHarrick PlasmaPDC-002
Pompa strzykawkowaChemyxCX Fusion 200
3

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wiraja, C., et al. Aptamer technology for tracking cells' status & function. Mol. Cell. Ther. 2, 33(2014).
  2. Yeo, D. C., Wiraja, C., Mantalaris, A., Xu, C. Nanosensors for Regenerative Medicine. J. Biomed. Nanotech. 10, 2722-2746 (2014).
  3. Naumova, A. V., Modo, M., Moore, A., Murry, C. E., Frank, J. A. Clinical imaging in regenerative medicine. Nat. Biotechnol. 32, 804-818 (2014).
  4. Soenen, S. J., et al. Cellular toxicity of inorganic nanoparticles: Common aspects and guidelines for improved nanotoxicity evaluation. Nano Today. 6, 446-465 (2011).
  5. Donaldson, K., Poland, C. A. Nanotoxicity: challenging the myth of nano-specific toxicity. Curr. Opin. Biotechnol. 24, 724-734 (2013).
  6. Veiseh, O., et al. Size- and shape-dependent foreign body immune response to materials implanted in rodents and non-human primates. Nat. Mater. 14, 643-651 (2015).
  7. Jones, S. W., et al. Nanoparticle clearance is governed by Th1/Th2 immunity and strain background. J. Clin. Invest. 123, 3061-3073 (2013).
  8. Marchi, L. F., Sesti-Costa, R., Chedraoui-Silva, S., Mantovani, B. Comparison of four methods for the isolation of murine blood neutrophils with respect to the release of reactive oxygen and nitrogen species and the expression of immunological receptors. Comp. Clin. Pathol. 23, 1469-1476 (2014).
  9. Morton, K. J., et al. Hydrodynamic metamaterials: Microfabricated arrays to steer, refract, and focus streams of biomaterials. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 105, 7434-7438 (2008).
  10. Hu, X., et al. Marker-specific sorting of rare cells using dielectrophoresis. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 102, 15757-15761 (2005).
  11. Cummings, E. B. Streaming dielectrophoresis for continuous-flow microfluidic devices. IEEE Eng. Med. Biol. Mag. 22, 75-84 (2003).
  12. Augustsson, P., Persson, J., Ekstrom, S., Ohlin, M., Laurell, T. Decomplexing biofluids using microchip based acoustophoresis. Lab Chip. 9, 810-818 (2009).
  13. Di Carlo, D., Irimia, D., Tompkins, R. G., Toner, M. Continuous inertial focusing, ordering, and separation of particles in microchannels. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 104, 18892-18897 (2007).
  14. Hur, S. C., Henderson-MacLennan, N. K., McCabe, E. R. B., Di Carlo, D. Deformability-based cell classification and enrichment using inertial microfluidics. Lab Chip. 11, 912-920 (2011).
  15. Mach, A. J., Di Carlo, D. Continuous scalable blood filtration device using inertial microfluidics. Biotechnol. Bioengin. 107, 302-311 (2010).
  16. Gossett, D. R., et al. Inertial manipulation and transfer of microparticles across laminar fluid streams. Small. 8, 2757-2764 (2012).
  17. Amini, H., et al. Engineering fluid flow using sequenced microstructures. Nat. Commun. 4, 1826(2013).
  18. Sollier, E., et al. Inertial microfluidic programming of microparticle-laden flows for solution transfer around cells and particles. Microfluid. Nanofluid. 19, 53-65 (2015).
  19. Lee, W. C., et al. Multivariate biophysical markers predictive of mesenchymal stromal cell multipotency. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 111, E4409-E4418 (2014).
  20. Hou, H. W., et al. Isolation and retrieval of circulating tumor cells using centrifugal forces. Sci. Rep. 3, 1259(2013).
  21. Hou, H. W., Bhattacharyya, R. P., Hung, D. T., Han, J. Direct detection and drug-resistance profiling of bacteremias using inertial microfluidics. Lab Chip. 15, 2297-2307 (2015).
  22. Yeo, D. C., et al. Interference-free Micro/nanoparticle Cell Engineering by Use of High-Throughput Microfluidic Separation. ACS Appl. Mater. Inter. 7, 20855-20864 (2015).
  23. Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft Lithography. Angew. Chem. Int. Edit. 37, 550-575 (1998).
  24. Lee, W. C., et al. High-throughput cell cycle synchronization using inertial forces in spiral microchannels. Lab Chip. 11, 1359-1367 (2011).
  25. Kuntaegowdanahalli, S. S., Bhagat, A. A., Kumar, G., Papautsky, I. Inertial microfluidics for continuous particle separation in spiral microchannels. Lab Chip. 9, 2973-2980 (2009).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microfluidic Buffer ExchangeDean Flow FractionationNanoparticle Cell EngineeringSpiral MicrodeviceCell PurificationFlow CytometryInertial FocusingHigh Throughput ProcessingUnbound Nanoparticle RemovalSize Based Separation

Related Articles