Sztywność tętnic stanowi kluczowy czynnik w chorobach sercowo-naczyniowych, a prędkość fali tętna (PWV) może być uważana za wskaźnik zastępczy sztywności tętnic. Protokół ten opisuje algorytm przetwarzania obrazu do obliczania PWV u myszy na podstawie przetwarzania obrazu ultrasonograficznego, który ma zastosowanie w różnych miejscach tętnic.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Ocena prędkości fali tętna na podstawie ultradźwięków u myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Sztywność tętnic można ocenić obliczając prędkość fali impulsowej (PWV), tj. prędkość, z jaką fala pulsacyjna przemieszcza się w naczyniu przewodowym. Parametr ten jest coraz częściej badany w modelach małych gryzoni, w których jest używany do oceny zmian w funkcji naczyń krwionośnych związanych z określonymi genotypami/leczeniem lub do charakteryzowania progresji chorób sercowo-naczyniowych. Protokół ten opisuje algorytm przetwarzania obrazu, który prowadzi do nieinwazyjnego pomiaru tętniczego PWV u myszy wyłącznie przy użyciu obrazów ultrasonograficznych (USG). Zaproponowana technika została wykorzystana do oceny PWV aorty brzusznej u myszy i oceny jej zmian związanych z wiekiem.
Skany USG aorty brzusznej są uzyskiwane od myszy w znieczuleniu gazowym za pomocą specjalnego amerykańskiego urządzenia wyposażonego w sondy amerykańskie o wysokiej częstotliwości. Obrazy w trybie B i Dopplera fal pulsacyjnych (PW-Doppler) są analizowane w celu uzyskania odpowiednio wartości chwilowych średnicy i średniej prędkości. W tym celu stosuje się techniki wykrywania krawędzi i śledzenia konturów. Przebiegi średniej średnicy i prędkości pojedynczego uderzenia są wyrównane w czasie i połączone w celu uzyskania pętli średnica-prędkość (lnD-V). Wartości PWV uzyskuje się z nachylenia liniowej części pętli, które odpowiada wczesnej fazie skurczowej.
Przy obecnym podejściu, anatomiczne i funkcjonalne informacje o aorcie brzusznej myszy mogą być uzyskane nieinwazyjnie. Wymagając przetwarzania tylko obrazów amerykańskich, może stanowić użyteczne narzędzie do nieinwazyjnej charakterystyki różnych miejsc tętniczych u myszy pod względem właściwości elastycznych. Zastosowanie obecnej techniki można łatwo rozszerzyć na inne obszary naczyniowe, takie jak tętnica szyjna, dając w ten sposób możliwość uzyskania wielomiejscowej oceny sztywności tętnic.
Wprowadzenie
Modele mysie są coraz częściej wykorzystywane do badania chorób sercowo-naczyniowych (CVD) i szczególnie używane w badaniach podłużnych, które pozwalają na scharakteryzowanie różnych faz rozwoju choroby1. Właściwości elastyczne dużych tętnic są związane z różnymi stanami patologicznymi; Z technicznego punktu widzenia sztywność tętnic można ocenić, mierząc prędkość fali tętna (PWV), która reprezentuje prędkość, z jaką fala tętna przemieszcza się w naczyniu przewodowym2. Ze względu na swoje znaczenie kliniczne, jest on coraz częściej mierzony nawet w przedklinicznych modelach małych zwierząt3.
Dostępne są różne techniki oceny PWV u myszy. Podejścia inwazyjne opierają się na zastosowaniu przetworników ciśnienia na końcówce cewnika. PWV ocenia się, zbierając sygnały ciśnienia w dwóch różnych miejscach tętniczych i dzieląc odległość między dwoma miejscami pomiaru przez przesunięcie czasowe między sygnałami4. Główną wadą związaną z tego rodzaju technikami jest to, że wymagają one poświęcenia zwierząt w celu oceny odległości między dwoma miejscami pomiaru, a zatem nie mogą być stosowane w badaniach podłużnych. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, opracowano podejścia nieinwazyjne, oparte na różnych technikach obrazowania. Wcześniejsze badania donosiły o ocenach PWV u myszy uzyskanych przez zastosowanie metody czasu przejścia na danych obrazowania rezonansu magnetycznego zakodowanych prędkością5 i sygnały pulsacyjno-dopplerowskie6. Jednak wartość PWV uzyskana tymi metodami jest regionalną oceną sztywności tętnic. W rzeczywistości jest to wartość średnia, uwzględniająca różne tętnice pod względem wielkości i właściwości elastycznych. Ponadto tego rodzaju oceny wymagają oceny odległości między dwoma miejscami pomiarów, co jest źródłem błędu, który może mieć wpływ na ostateczny wynik.
PWV można ocenić za pomocą pętli średnica-prędkość (lnD-V)7. Metoda ta opiera się na jednoczesnej ocenie wartości średnicy i prędkości przepływu w wybranym zbiorniku. Zgodnie z tym podejściem pętlę lnD-V uzyskuje się przez wykreślenie wartości średnicy logarytmu naturalnego w funkcji średnich wartości prędkości, a PWV szacuje się poprzez obliczenie nachylenia części liniowej otrzymanej pętli odpowiadającej wczesnej fazie skurczowej. Jeśli chodzi o praktyczne zastosowanie tej metody, wcześniejsze prace przyniosły już wyniki dotyczące jej zastosowania w systemie konfiguracji in vitro7 oraz jej zastosowania do oceny PWV zarówno tętnicy szyjnej, jak i kości udowej u ludzi8.
Głównym celem niniejszego badania jest dostarczenie szczegółowego opisu algorytmu przetwarzania obrazu, który zapewnia nieinwazyjny pomiar tętniczego PWV u myszy przy użyciu tylko obrazów amerykańskich. Proponowane podejście pozwala na ocenę miejscowej sztywności tętnic poprzez przetwarzanie obrazów dopplerowskich zarówno w trybie B, jak i dopplerowskim falą pulsacyjną (PW-Doppler) i może być stosowane na tętnicach o kluczowym znaczeniu, takich jak aorta brzuszna.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z dyrektywą europejską (2010/63/UE) oraz prawem włoskim (D.Lvo 26/2014), z zachowaniem zasad opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi. Badanie zostało zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyczną.
1. Procedura obrazowania
- Umieść mysz w komorze do indukcji znieczulenia wypełnionej 2,5% izofluranem w 1 L/min czystego tlenu. Zweryfikuj głębokość znieczulenia, sprawdzając brak reakcji na uciśnięcie palca u nogi.
- Umieść zwierzę na platformie z kontrolą temperatury w pozycji grzbietnej. Nawilż oczy zwierzęcia maścią do oczu, aby zapobiec ich wysychaniu. Podawaj gaz anestetyczny (1,5% izofluranu), umieszczając nos myszy w dedykowanym stożku nosowym. W razie potrzeby dostosuj stężenie izofluranu indywidualnie, w zależności od badanego zwierzęcia. Ustaw temperaturę platformy na 40 °C.
- Pokryj cztery kończyny zwierzęcia pastą przewodzącą i przymocuj je taśmą do elektrod EKG wbudowanych w platformę. Zmierz temperaturę ciała za pomocą sondy rektalnej nasmarowanej wazeliną. Sprawdź, czy wszystkie pomiary fizjologiczne (sygnał EKG i oddechowy oraz temperatura) są prawidłowo rejestrowane i wyświetlane.
- Usuń chemicznie owłosienie z brzucha za pomocą kremu do depilacji i pokryj go żelem do sprzęgania akustycznego.
- Umieść głowicę US (13-24 MHz) w ramieniu mechanicznym.
- Ustaw głowicę US równolegle do zwierzęcia i dostosuj jej pozycję tak, aby uzyskać obrazy podłużne aorty brzusznej z obszarem zainteresowania znajdującym się w strefie ogniskowania.
- Zbierz informacje anatomiczne.
- Kliknij przycisk umożliwiający akwizycję bramkowaną EKG z wysoką częstotliwością klatek9, wybierz częstotliwość akwizycji równą 700 fps i rozpocznij rejestrację. Uwaga: W ten sposób można pozyskać obrazy anatomiczne naczynia odpowiadające pojedynczemu cyklowi serca.
- Zbierz informacje o prędkości przepływu.
- Korzystając z tej samej projekcji skanowania, kliknij przycisk PW-Doppler, umieść objętość próbkowania w centrum naczynia i zarejestruj obrazy, upewniając się, że pętla cine nie jest krótsza niż 3 s. Pozyskaj te dane, utrzymując korekcję kąta na możliwie najniższym poziomie, dostosowując ją indywidualnie na podstawie uzyskanej projekcji US.
- Zdejmij zwierzę z platformy z kontrolą temperatury i odczekaj do pełnego wybudzenia.
UWAGA: Z naszego doświadczenia wynika, że trwa to około 10 min. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję sternalną.
2. Przetwarzanie końcowe
- Wyeksportuj obrazy w trybie B oraz obrazy dopplerowskiego badania pulsacyjnego (PW-Doppler) do plików DICOM i zapisz je na komputerze osobistym. Przekonwertuj pliki DICOM z badania PW-Doppler na obrazy w formacie .tiff.
- Przetwarzaj obrazy w trybie B.
- Zaimportuj odpowiedni plik DICOM, korzystając z dedykowanego interfejsu graficznego użytkownika (GUI).
- Aby zainicjować kontury, narysuj linię blisko przeciwległej ściany naczynia (pojedyncze kliknięcie w celu rozpoczęcia i podwójne kliknięcie w celu zakończenia), a następnie dwukrotnie kliknij blisko bliższej ściany. Linia równoległa do niej, znajdująca się blisko przeciwległej ściany, pojawi się automatycznie. Zastosuj algorytm na pojedynczej klatce, naciskając przycisk „ANALYSE”.
- Sprawdź wynik. Jeśli krawędzie zostały prawidłowo zidentyfikowane (t. j.., gdy ewolucja punktów inicjujących pozwoli na wykrycie zarówno ściany tylnej, jak i przedniej), zastosuj algorytm dla całego cyklu cine, klikając przycisk „GO”. Jeśli krawędzie nie zostały poprawnie zidentyfikowane, usuń je, klikając „Clear Contour”, a następnie zainicjuj je ponownie, powtarzając krok 2.2.2.
UWAGA: Algorytm opiera się na technikach detekcji krawędzi i śledzenia konturów i został wcześniej opisany szczegółowo10. - Otrzymać końcowy wynik, naciskając przycisk „RECORD”, a następnie zapisać odpowiadający mu plik .mat, który zawiera wartości średnicy chwilowej dla pojedynczego cyklu serca.
- Otwórz interfejs graficzny użytkownika (GUI) dla implementacji pętli lnD-V.
- Kliknij przycisk „VELOCITY”, aby rozpocząć przetwarzanie obrazu PW-Doppler, co pozwoli na uzyskanie krzywej średniej prędkości z jednego cyklu pracy serca.
- Zidentyfikuj zapis PW-Doppler i zlokalizuj linię odpowiadającą wartości prędkości równej zero, naciskając przycisk „WHITE LINE”.
- Przeprowadź kalibrację prędkości oraz kalibrację czasu, korzystając odpowiednio z przycisków „VELOCITY” i „TIME” (w panelu kalibracji). Naciśnięcie tych przycisków umożliwia narysowanie linii, której długość odpowiada wprowadzonemu współczynnikowi kalibracji.
- Ręcznie wybierz ROI zawierający sygnały fizjologiczne, korzystając z przycisku „ROI PHYSIO”.
- Ręcznie wybierz obszar zainteresowania (ROI) zawierający ślad PW-Dopplera, naciskając przycisk „ROI SIGNAL”.
- Kliknij przycisk „ANALYSE” i sprawdź, czy obwiednia została zidentyfikowana. Jeśli wynik nie jest satysfakcjonujący, zmień próg (wpisując nową wartość w edytowalnym polu tekstowym „Velocity Threshold”) i ponownie naciśnij przycisk „ANALYSE”. Dostosuj próg indywidualnie dla każdego przypadku, w zależności od jakości obrazów. Naciśnij przycisk „ELABORATION”.
- Zlokalizuj piki R sygnału EKG i odpowiednio podziel sygnał obwiedni prędkości, klikając przycisk „UPDATE”. Wybierz uderzenia, które nie są zniekształcone przez szum ani nie znajdują się w fazie wdechu, klikając przycisk „CHOOSE BEATS”. W ten sposób uzyskaj średni kształt fali prędkości dla pojedynczego uderzenia.
- Aby zinterpolować wybrane zespoły uderzeń w dziedzinie częstotliwości i sprawić, by wszystkie składały się z tej samej liczby punktów, należy zastosować metodę szybkiej transformaty Fouriera (Fast Fourier Transform), zgodnie ze szczegółami opisanymi w literaturze.11Operację tę należy wykonać automatycznie, naciskając klawisz enter na klawiaturze komputera po wybraniu uderzeń. Jeśli pole wyboru „MEAN VELOCITY” jest zaznaczone, sygnał średniej prędkości pojedynczego uderzenia uzyskuje się poprzez podzielenie krzywej maksymalnej prędkości przez dwa, przyjmując hipotezę o parabolicznym profilu prędkości.12Naciśnij przycisk „OK”.
- Kliknij przycisk „DIAMETER”. Przeciągnij przebieg średnicy dla pojedynczego uderzenia w dziedzinie czasu, aby uzyskać sygnał średnicy dla pojedynczego uderzenia o tej samej częstotliwości próbkowania co sygnał prędkości dla pojedynczego uderzenia, naciskając przycisk „INTERPOLATE”. Kliknij przycisk „OK”.
UWAGA: Aby krzywe średnicy i średniej prędkości dla pojedynczego uderzenia posiadały tę samą częstotliwość próbkowania oraz tę samą liczbę punktów danych, poddano je interpolacji w dziedzinie częstotliwości. - Wybierz podejście „Druga pochodna” (Second derivative) jako metodę dopasowania (nad wykresem przedstawiającym przebiegi średnicy i prędkości), a następnie kliknij przycisk „UPDATE”. Obie krzywe zostaną automatycznie wyrównane w czasie przy użyciu metody drugiej pochodnej.14.
- Wykreśl końcową pętlę lnD-V, nanosząc wartości naturalnego logarytmu średnic z pojedynczego uderzenia względem wartości średniej prędkości z pojedynczego uderzenia. Czynność ta jest wykonywana automatycznie podczas wyrównywania obu przebiegów. Uwaga: Punkty znajdujące się w zakresie od 5% do 90% wartości maksymalnej krzywej średniej prędkości z pojedynczego uderzenia są lokalizowane automatycznie, a następnie stosowana jest interpolacja liniowa tych punktów w celu wyznaczenia nachylenia liniowej części pętli.
- Oblicz PWV zgodnie z poniższym równaniem7
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Zaproponowane podejście zostało zastosowane w poprzednim badaniu w odniesieniu do aorty brzusznej myszy11. Poniższe rysunki przedstawiają wyniki zastosowania opisanego podejścia na rzeczywistych obrazach myszy. Dane te pochodzą od jednego zwierzęcia (mysz typu dzikiego, w wieku 13 tygodni, szczep: C57BL6, waga: 33 g). W szczególności Rysunek 1 przedstawia wynik analizy obrazów US. Techniki wykrywania krawędzi i śledzenia konturów zastosowane do obr...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W niniejszej pracy szczegółowo opisano algorytm przetwarzania obrazu oparty na pętli lnD-V do oceny PWV u myszy. Proponowane podejście opiera się wyłącznie na przetwarzaniu obrazów amerykańskich, a zatem może stanowić ważną alternatywę dla istniejących technik 6,13 do oceny sztywności tętnic w modelach mysich. W rzeczywistości, w przeciwieństwie do metod inwazyjnych6 , które opierają się na pozyskiwaniu sygnałów ciśnienia wewnątrztętniczeg...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| VEVO2100 | FUJIFILM VisualSonics Inc, Toronto, Kanada | ||
| Sonda ultradźwiękowa MS250 | FUJIFILM VisualSonics Inc, Toronto, Kanada | Mikrosonda ultradźwiękowa | |
| Oprogramowanie | EKV FUJIFILM VisualSonics Inc, Toronto, Kanada | Oprogramowanie | |
| Matlab R2015a | MathWorks Inc, Natick, MA, USA | ||
| Oprogramowanie Pasta przewodząca | Wybrane przez operatora | Materiał laboratoryjny | |
| Wazelina | Wybrane przez operatora | Materiał laboratoryjny | |
| Krem do depilacji | Wybrany przez operatora | Materiał laboratoryjny | |
| Akustyczny żel sprzęgający | Wybrany przez operatora | Materiał laboratoryjny | |
| Opracowany program | Autorzy są chętni do współpracy z tymi badaczami, którzy są zainteresowani oprogramowaniem i udostępnienia go pod swoim nadzorem |
Bibliografia
- Zaragoza, C., et al. Animal Models of Cardiovascular Diseases. J Biomed Biotechnol. 2011, 497-841 (2011).
- Laurent, S., et al. Expert consensus document on arterial stiffness: methodological issues and clinical applications. Eur Heart J. 27, 2588-2605 (2006).
- Wang, Y. X., et al. Increased aortic stiffness assessed by pulse wave velocity in apolipoprotein E-deficient mice. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 278, 428-434 (2000).
- Mitchell, G. F., Pfeffer, M. A., Finn, P. V., Pfeffer, J. M. Comparison of techniques for measuring pulse-wave velocity in the rat. J Appl Physiol. 82 (1), 203-210 (1997).
- Parczyk, M., Herold, V., Klug, G., Bauer, W. R., Rommel, E., Jakob, P. M. Regional in vivo transit time measurements of aortic pulse wave velocity in mice with high-field CMR at 17.6 Tesla. J Cardiovasc Magn Reson. 12, 72(2010).
- Hartley, C. J., Taffet, G. E., Michael, L. H., Pham, T. T., Entman, M. L. Noninvasive determination of pulse-wave velocity in mice. Am J Physiol. 273 (1), Pt 2 494-500 (1997).
- Feng, J., Khir, A. W. Determination of wave speed and wave separation in the arteries using diameter and velocity. J Biomech. 43 (3), 455-462 (2010).
- Borlotti, A., Khir, A. W., Rietzschel, E. R., De Buyzere, M. L., Vermeersch, S., Segers, P. Noninvasive determination of local pulse wave velocity and wave intensity: changes with age and gender in the carotid and femoral arteries of healthy human. J Appl Physiol. 113 (5), 727-735 (2012).
- Chérin, E., et al. Ultrahigh frame rate retrospective ultrasound microimaging and blood flow visualization in mice in vivo. Ultrasound Med Biol. 32 (5), 683-691 (2006).
- Gemignani, V., Faita, F., Ghiadoni, L., Poggianti, E., Demi, M. A system for real-time measurement of the brachial artery diameter in B-mode ultrasound images. IEEE Trans Med Imaging. 26 (3), 393-404 (2006).
- Di Lascio, N., Stea, F., Kusmic, C., Sicari, R., Faita, F. Non-invasive assessment of pulse wave velocity in mice by means of ultrasound images. Atherosclerosis. 237 (1), 31-37 (2014).
- Nichols, W. W., O'Rourke, M. F. McDonald's Blood Flow in Arteries: Theoretical, Experimental, and Clinical Principles. , Arnold. London. 215-358 (1998).
- Williams, R., et al. Noninvasive ultrasonic measurement of regional and local pulse wave velocity in mice. Ultrasound Med Biol. 33 (9), 1368-1375 (2007).
- Penny, D. J., et al. Aortic wave intensity of ventricular-vascular interaction during incremental dobutamine infusion in adult sheep. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294, 481-489 (2008).
- Segers, P., et al. Wave reflection leads to over- and underestimation of local wave speed by the PU- and QA-loop methods: theoretical basis and solution to the problem. Physiol Meas. 35 (5), 847-861 (2014).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
