Artykuł metodologiczny

Przygotowanie jednorodnych próbek MALDI do zastosowań ilościowych

DOI:

10.3791/54409

⸱

28 października 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Genomic Research Center, Academia Sinica, 2Department of Chemistry, National Taiwan University, 3Department of Chemical Engineering and Biotechnology, National Taipei University of Technology

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pokazano protokół redukcji przestrzennych niejednorodności sygnałów jonowych w spektrometrii mas MALDI poprzez regulację temperatury substratu podczas procesów suszenia próbki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół demonstruje proste przygotowanie próbki w celu zmniejszenia przestrzennej niejednorodności sygnałów jonowych podczas spektrometrii mas wspomaganej matrycowo desorpcji/jonizacji laserowej (MALDI). Niejednorodność sygnałów jonowych jest poważnym problemem w MALDI, co skutkuje słabą odtwarzalnością danych i sprawia, że MALDI nie nadaje się do analizy ilościowej. Regulując temperaturę płytki próbki podczas przygotowywania próbki, indukowane termicznie przepływy hydrodynamiczne wewnątrz kropelek roztworu próbki są w stanie zmniejszyć problem niejednorodności. Komora do przygotowywania próbek o temperaturze pokojowej wyposażona w miedziany blok podstawy o regulowanej temperaturze, w którym znajdują się płytki próbek MALDI, ułatwia precyzyjną kontrolę warunków suszenia próbki. Po wysuszeniu kropelek próbki, temperatura płytek próbek jest przywracana do temperatury pokojowej i usuwana z komory w celu późniejszej analizy spektrometrii mas. Obszary próbek są badane za pomocą spektrometrii mas obrazowania MALDI w celu uzyskania rozkładu przestrzennego wszystkich składników w próbce. W porównaniu z konwencjonalną metodą suszonych kropel, która przygotowuje próbki w warunkach otoczenia bez kontroli temperatury, próbki przygotowane za pomocą przedstawionej tutaj metody wykazują znacznie lepszy rozkład przestrzenny i intensywność sygnału. Zgodnie z obserwacjami z wykorzystaniem próbek węglowodanów i peptydów, obniżenie temperatury substratu przy jednoczesnym utrzymaniu otoczenia w temperaturze otoczenia podczas procesu suszenia może skutecznie zmniejszyć niejednorodność sygnałów jonowych. Metoda ta jest ogólnie stosowana do różnych kombinacji próbek i matryc.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Spektrometria mas (MS) jest jedną z najważniejszych technik analitycznych do analizy składu molekularnego złożonych próbek. Spośród wszystkich metod jonizacji stosowanych w stwardnieniu rozsianym, desorpcja/jonizacja laserowa wspomagana matrycą (MALDI) jest najbardziej czułą i szeroko stosowaną metodą w zastosowaniach bioanalitycznych. 1 W porównaniu z innymi technikami jonizacji, MALDI ma najwyższą czułość i wysoką tolerancję na zanieczyszczenia solne. Takie właściwości analityczne sprawiają, że MALDI jest pierwszym wyborem do analizy węglowodanów i wielu zastosowań proteomicznych. Jednak przygotowanie próbki jest kluczowym krokiem w celu uzyskania wysokiej jakości danych w MALDI-MS.

Najczęściej stosowaną metodą przygotowania próbki dla MALDI-MS jest metoda suszonych kropel, w której kropelki próbki są osadzane na powierzchni i suszone w warunkach otoczenia. Ta metoda suszenia jest prosta i ogólnie skuteczna. 2-5 Jednak częstym problemem w metodzie suszonych kropel jest to, że powstałe kryształy analitu/matrycy zwykle rozmieszczają się nieregularnie. W wielu przypadkach kryształy gromadzą się na obrzeżach obszarów próbki, co powoduje tak zwane powstawanie plam pierścieniowych. 6-8 Niejednorodne morfologie kryształów wpływają na przestrzenne rozmieszczenie cząsteczek analitu, co powoduje silne wahania sygnału jonowego na obszarach próbki. Tak poważne wahania sygnału i słaba odtwarzalność danych są znane jako problem "sweet spot" w MALDI-MS. 9 W związku z tym istnieje ogromna potrzeba zmniejszenia niejednorodności przestrzennych w zastosowaniach z suszonymi kroplami MALDI-MS.

Przepływy hydrodynamiczne w kropli próbki odgrywają ważną rolę w określaniu rozkładu przestrzennego próbek przygotowanych metodą suszonych kropel. 10-12 Stwierdzono, że parowanie rozpuszczalnika indukuje zewnętrzne przepływy kapilarne w kropelkach, które są odpowiedzialne za tworzenie się plam pierścieniowych. 7,10 Natomiast przepływy recyrkulacyjne indukowane przez styczne gradienty napięcia powierzchniowego mogą równoważyć przepływy kapilarne na zewnątrz. 13 Jeśli prędkości przepływu recyrkulacyjnego są wyższe niż prędkości przepływu kapilarnego na zewnątrz, próbki mogą być skutecznie redystrybuowane w celu zmniejszenia problemu niejednorodności. 14

W tej pracy demonstrujemy szczegółowy protokół przygotowania próbek za pomocą prostej komory suszącej, aby wywołać efektywne przepływy recyrkulacyjne podczas procesów suszenia kropel. Warunki suszenia kropel są precyzyjnie kontrolowane, w tym temperatura płytki próbki i jej otoczenia oraz wilgotność względna w komorze. Modelowymi analitami są maltotrioza i łańcuch bradykininy (1-7). Matrycą użytą do demonstracji jest 2,4,6-trihydroksyacetofenon (THAP). Próbki są badane za pomocą MS czasu przelotu (TOF), a dane są analizowane ilościowo w celu wykazania zmniejszenia niejednorodności.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Protokół ten został opracowany w celu zmniejszenia niejednorodności przestrzennej fragmentu maltotriozy i bradykininy (1-7) przygotowanego metodą suszonych kropel. Protokół składa się z trzech głównych etapów, w tym przygotowania i kondycjonowania wstępnego, osadzania i suszenia próbki oraz analizy danych ze spektrometrii mas. Procedury są przedstawione i opisane bardziej szczegółowo poniżej:

1. Przygotowanie i przygotowanie

  1. Czyszczenie płytki próbki
    1. Nosić rękawice nitrylowe i delikatnie umyć płytkę sample detergentem i destylowaną wodą dejonizowaną (DDW).
    2. Przepłukać płytkę z próbką metanolem (MeOH) i DDW.
    3. Umieścić płytkę z próbką w zlewce o pojemności 600 ml i napełnić DDW.
    4. Sonikować płytkę próbki w DDW przez 15 minut w łaźni ultradźwiękowej (200 W, 40 kHz).
    5. Usunąć DDW ze zlewki i napełnić zlewkę MeOH.
    6. Sonikować płytkę próbki w MeOH przez 15 minut w łaźni ultradźwiękowej (200 W, 40 kHz).
    7. Zdmuchnąć krople rozpuszczalnika na płytce za pomocą azotu gazowego i utrzymać płytkę próbki w stanie suchym przed osadzeniem próbki.
  2. Regulacja temperatury komory suszenia
    UWAGA: Komora suszenia to komora akrylowa o wymiarach 35 x 20 x 45 cm3 (szer. x gł. x wys.). Rysunek 1 przedstawia obraz tego systemu suszenia. Komora jest przedmuchiwana gazowym azotem o temperaturze pokojowej przez przepływomierz gazowy ze stałym natężeniem przepływu w celu utrzymania niskiej wilgotności względnej monitorowanej przez skalibrowany higrometr zainstalowany wewnątrz komory suszącej. Miedziany blok podstawowy w komorze suszącej wyposażony w zaprogramowany cyrkulator wody o stałej temperaturze służy do umieszczania płytek do pobierania próbek ze stali nierdzewnej. Miedziany blok podstawy jest w stanie regulować temperaturę płytki próbki w zakresie od 5 do 25 °C. Temperatury powietrza, miedzianego bloku podstawy i płytki próbki są monitorowane przez termopary typu K.
    1. Otwórz drzwi i szybko umieść płytkę próbki na miedzianym bloku podstawy, a następnie zamknij drzwi.
    2. Ręcznie wyreguluj przepływomierz gazu, aby ustawić natężenie przepływu azotu na 10 standardowych stóp sześciennych na godzinę (SCFH).
    3. Monitoruj wilgotność względną w komorze suszenia za pomocą higrometru i dostosuj przepływomierz gazu, aby upewnić się, że wilgotność względna jest zawsze poniżej 25%.
    4. Monitorować temperaturę płytki próbki za pomocą termopar typu K i ręcznie regulować temperaturę cyrkulatora wody, aż płytka próbki osiągnie 5 °C w przypadku eksperymentu lub temperatury pokojowej (25 °C) w celu kontroli.
      UWAGA: Aby ustabilizować płytkę próbki w zaprojektowanej temperaturze, temperatura cyrkulatora wody jest zwykle ustawiona o 0 do 5 °C niższa niż zaprojektowana próbka. Na przykład, aby utrzymać temperaturę 5 °C na płytce do pobierania próbek, ustawienie temperatury cyrkulatora wody mieści się w zakresie od 0 do 2 °C; aby utrzymać płytkę próbki w temperaturze 25 °C, ustawienie temperatury cyrkulatora wody mieści się w zakresie od 23 do 25 °C.
    5. Upewnij się, że osiągnięto wymaganą temperaturę i wilgotność względną (Tabela 1) przed osadzaniem próbki.
      UWAGA: Wszystkie parametry, jak również ich wartości ustawień dla procesów suszenia przy różnych temperaturach płytki próbki są pokazane w tabeli 1.
      UWAGA: Przy niskiej temperaturze płytki próbki może dojść do kondensacji wody na płytce próbki, jeśli drzwi komory są otwarte przez długi czas. Jeśli dojdzie do kondensacji wody, zamknij drzwi i NIE umieszczaj na nich żadnej próbki dopóki kondensacja wody nie wyschnie.
  3. Przygotowanie roztworów matryc i analitów
    1. Przygotowanie roztworów matrycowych
      1. Przygotować 0,1 M roztwór THAP z 50% acetonitrylem (ACN): 50% wodny roztwór DDW.
    2. Przygotowanie analitów
      1. Przygotować 10-4 M roztwór maltotriozy z DDW.
      2. Przygotować 10-5 M roztwór fragmentu bradykininy (1-7) w 50% roztworze wodnym acetonitrylu (ACN) : 50% DDW.

2. Osadzanie i suszenie próbki

  1. Premiksować 0,25 μl 0,1 M roztworu THAP i 0,25 μl 10-4 M roztworów maltotriozy lub 10-5 M fragmentu bradykininy (1-7) w probówce do mikrowirówki.
  2. Mieszaj roztwór przez 3 sekundy.
  3. Odwirować zmieszany roztwór przez 2 sekundy (2 000 x g), aby zebrać roztwór na dnie probówki wirówkowej.
  4. Otworzyć drzwiczki komory suszącej, ostrożnie nanieść 0,1 μl roztworu na płytkę z próbką za pomocą pipety i natychmiast zamknąć drzwiczki.
  5. Poczekaj, aż kropla próbki wyschnie.
    UWAGA: Zazwyczaj obserwowane czasy schnięcia przy różnych temperaturach płytki próbki są wymienione w tabeli 1. W przypadku temperatury płytki próbki wynoszącej 5 °C średni czas schnięcia wynosi od 800 do 1 000 sekund; dla temperatury płytki próbki 25 °C średni czas schnięcia wynosi od 100 do 150 sekund.
  6. Po wysuszeniu otwórz drzwi komory suszenia.
  7. Ustaw temperaturę cyrkulatora wody na temperaturę pokojową (25 °C).
    UWAGA: Pomiń ten krok, jeśli płytka sample jest stale utrzymywana w temperaturze pokojowej (25 °C) podczas procesu suszenia.
  8. Gdy temperatura płytki próbki powróci do temperatury pokojowej (25 °C), wyjmij płytkę z suszarką.
  9. Zbadaj morfologię próbki pod 5-krotnym mikroskopem stereoskopowym i zrób migawkę obrazu w jasnym polu.
    UWAGA: Jeśli morfologia kryształów nie jest zgodna z oczekiwaniami, konieczne jest przygotowanie nowej próbki przy użyciu tej samej procedury. Typowe morfologie kryształów pokazano na górnych panelach rysunku 2.
    UWAGA: W przypadku niskich temperatur płytki próbki, takich jak 5 °C, ważne jest, aby podgrzać płytkę próbki do temperatury pokojowej przed wyjęciem jej z komory suszenia. Podczas wrzucania próbek NIE WOLNO przechowywać wstępnie wymieszanego roztworu na końcówce pipety przez ponad 10 sekund. NIE WOLNO ponownie używać wstępnie zmieszanego roztworu po zdeponowaniu próbek. Górne panele rysunku 2 pokazują obrazy w jasnym polu próbek przygotowanych z różnymi temperaturami płytki próbki.

3. Analiza danych spektrometrii mas

  1. Akwizycja danych spektrometrii mas
    UWAGA: Po przygotowaniu próbkę można analizować za pomocą obrazowej spektrometrii mas. W obecnym badaniu eksperymenty z obrazowaniem stwardnienia rozsianego są przeprowadzane przy użyciu laboratoryjnie zbudowanego spektrometru mas do obrazowania z dwubiegunowością TOF (DP-TOF). Do takich eksperymentów nadaje się również 15 komercyjnych spektrometrów masowych MALDI-TOF z możliwością obrazowania. Spektrometr mas pracuje w trybie ekstrakcji liniowej i jonów dodatnich ze zoptymalizowanymi opóźnieniami ekstrakcji. Energia kinetyczna jonów wynosi 20 kV. Rozmiar wiązki laserowej ma średnicę 35 μm na powierzchni próbki, a widmo każdej plamki to średnia z 5 strzałów laserowych.
    1. Włożyć płytkę z próbką do spektrometru mas MALDI.
    2. Przeprowadzić obrazową analizę spektrometrii mas na próbce przygotowanej w krokach 2.1-2.9.
    3. Wybierz charakterystyczny pik masy z listy mas wyświetlanej w oknie wyników i kliknij "2D", aby wykreślić dwuwymiarowy obraz jonów.
      UWAGA: W przypadku maltotriozy zmieszanej z THAP, charakterystycznymi pikami są maltotrioza sodowana, protonowana THAT i sodowana THAP. W przypadku fragmentu bradykininy (1-7) zmieszanego z THAP, charakterystyczne piki obejmują protonowany fragment bradykininy (1-7), protonowany THAT i sodowany THAP.
    4. Kliknij przyciski regulacji w wyskakującym okienku, aby określić górną i dolną granicę intensywności sygnału i kliknij "zapisz zdjęcie". To ustawienie określa kontrast obrazów jonów.
      UWAGA: W każdym pojedynczym zestawie danych eliminowane są pęknięte obszary i puste plamy o niskiej jasności.
    5. Obserwuj i porównuj obraz jonów z obrazem w jasnym polu, który został wykonany w kroku 2.9.
      UWAGA: Obrazowanie spektrometrii mas i konstruowanie obrazów poszczególnych jonów można osiągnąć za pomocą komercyjnych instrumentów. Ze względu na różnorodność oprogramowania do akwizycji i analizy danych, użytkownicy powinni postępować zgodnie z instrukcjami oprogramowania dostarczonymi przez dostawcę urządzenia, aby uzyskać obrazy wysokiej jakości.
  2. Analiza danych
    UWAGA: Niejednorodność próbek jest analizowana ilościowo. W tej demonstracji każda próbka jest dzielona na wiele koncentrycznych obszarów za pomocą oprogramowania opracowanego we własnym zakresie do analizy przestrzennego rozkładu jonów. Analizę można również przeprowadzić za pomocą samodzielnego oprogramowania do analizy danych.
    1. Kliknij puste miejsca i pęknięte obszary na obrazie jonów pokazanym w oknie wyników, aby usunąć nieistotne obszary.
      UWAGA: Ta procedura określa zasadniczy obszar obrazu jonowego.
    2. Kliknij przycisk "znajdź krawędź", aby znaleźć najbardziej zewnętrzną warstwę obrazu jonowego.
    3. Kliknij "odejmij", aby zapisać informacje o obfitości jonów najbardziej zewnętrznej warstwy w bazie danych i jednocześnie usunąć tę warstwę z obrazu jonów. Pole wyboru reprezentujące tę najbardziej zewnętrzną warstwę pojawi się na liście "dane wyjściowe" w oknie wyników.
    4. Powtarzaj kroki 3.2.2 i 3.2.3, aż środek obrazu jonów zostanie zdefiniowany.
    5. Kliknij i zaznacz wszystkie pola wyboru na liście "dane wyjściowe" i kliknij "eksportuj", aby wyeksportować dane.
    6. Otwórz wyeksportowane dane za pomocą arkusza kalkulacyjnego, aby obliczyć średnią obfitość jonów w każdej warstwie, aby uzyskać informacje o przestrzennym rozkładzie jonów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazy w polu jasnym, a także obrazy MS maltotriozy i fragmentu bradykininy (1-7) przygotowane w temperaturze płytki do próbek 5 i 25 °C przedstawiono na Ryc. 1. W przypadku sodowanej maltotriozy sygnał jonowy występuje głównie na obrzeżach obszaru próbki, gdy jest ona przygotowywana w temperaturze płytki do próbek 25 °C. Po obniżeniu temperatury płytki do próbek do 5 °C sygnał rozkłada się homogenicznie na całym obszarze próbki. Jedyną zauważalną wadą przygotowywania pró...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opierając się na wcześniejszych przewidywaniach teoretycznych, przepływy hydrodynamiczne w kropelkach wywołane temperaturą mogą pokonać zewnętrzne przepływy kapilarne wywołane parowaniem rozpuszczalnika. Wydajność takiej wewnętrznej recyrkulacji cząsteczek zwiększa się, gdy wzrastają gradienty temperatury w kropli. Zgodnie z przewidywanymi wynikami, przy utrzymywaniu temperatury płytki próbki poniżej 5 °C przy jednoczesnym utrzymywaniu jej otoczenia w temperaturze otoczenia, średnia prędkość przepływów recyrkulacyjnych w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest wspierana przez Centrum Badań Genomicznych, Academia Sinica oraz Ministerstwo Nauki i Technologii Tajwanu, Republiki Chińskiej (Kontrakt nr 104-2119-M-001-014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Odczynnik
Detergent w proszkuAlconox242985
MetanolMerck106009
AcetonitrylMerck100003
2,4,6-trihydroksyacetofenon (THAP)Sigma-AldrichT64602 
Fragment bradykininy (1-7)Sigma-AldrichB1651
MaltotriozaSigma-Aldrich47884
Końcówki do pipetProbówka do mikrowirówek Mettler Toledo17005091
AxygenMCT-150-C
Equipment
Milli-Q oczyszczanie wody systemMilliporeZMQS6VFT1
Rękawice nitrylowe bezpudroweMicroflexSU-690
600 ml zlewkaDuran2110648
Myjka ultradźwiękowaDeltaDC300H
HigrometrWisewind5330
Przepływomierz azotuDwyerRMA-6-SSV
K-type termoparyDigitron311-1670
WirówkaSelect BioProductsForce Mini 
PipetaRaininpipet-lite XLS
Mikroskop stereoskopowyOlympusSZX16
Komora susząca z kontrolowaną temperaturąto laboratorium
Zsynchronizowany spektrometr masowy do obrazowania czasu przelotu o podwójnej polaryzacji (DP-TOF IMS) ten laboratoryjny
Próbka ze stali nierdzewnej MALDI-TOF jest przeznaczonadla tego laboratorium

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Karas, M., Hillenkamp, F. Laser Desorption Ionization of Proteins with Molecular Masses Exceeding 10000 Daltons. Anal. Chem. 60, 2299-2301 (1988).
  2. Beavis, R. C., Chait, B. T. Velocity Distributions of Intact High Mass Polypeptide Molecule Ions Produced by Matrix Assisted Laser Desorption. Chem. Phys. Lett. 181, 479-484 (1991).
  3. Beavis, R. C., Chaudhary, T., Chait, B. T. Alpha-Cyano-4-Hydroxycinnamic Acid as a Matrix for Matrix-Assisted Laser Desorption Mass-Spectrometry. Org. Mass Spectrom. 27, 156-158 (1992).
  4. Ehring, H., Karas, M., Hillenkamp, F. Role of Photoionization and Photochemistry in Ionization Processes of Organic-Molecules and Relevance for Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization Mass-Spectrometry. Org. Mass Spectrom. 27, 472-480 (1992).
  5. Strupat, K., Karas, M., Hillenkamp, F. 2,5-Dihydroxybenzoic Acid - a New Matrix for Laser Desorption Ionization Mass-Spectrometry. Int. J. Mass Spectrom. Ion Process. 111, 89-102 (1991).
  6. Hu, H., Larson, R. G. Evaporation of a Sessile Droplet on a Substrate. J. Phys. Chem. B. 106, 1334-1344 (2002).
  7. Deegan, R. D., et al. Capillary Flow as the Cause of Ring Stains from Dried Liquid Drops. Nature. 389, 827-829 (1997).
  8. Hu, J. -B., Chen, Y. -C., Urban, P. L. Coffee-Ring Effects in Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry. Anal. Chim. Acta. 766, 77-82 (2013).
  9. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct Tissue Analysis Using Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry: Practical Aspects of Sample Preparation. J. Mass Spectrom. 38, 699-708 (2003).
  10. Hu, H., Larson, R. G. Marangoni Effect Reverses Coffee-Ring Depositions. J. Phys. Chem. B. 110, 7090-7094 (2006).
  11. Bhardwaj, R., Fang, X., Attinger, D. Pattern Formation During the Evaporation of a Colloidal Nanoliter Drop: A Numerical and Experimental Study. New J. Phys. 11, 075020(2009).
  12. Savino, R., Paterna, D., Favaloro, N. Buoyancy and Marangoni Effects in an Evaporating Drop. J Thermophys Heat Tr. 16, 562-574 (2002).
  13. Probstein, R. F. Surface Tension. in Physicochemical Hydrodynamics : An Introduction. , John Wiley & Sons. Ch. 10 305-361 (1994).
  14. Lai, Y. -H., et al. Reducing Spatial Heterogeneity of MALDI Samples with Marangoni Flows During Sample Preparation. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 27, 1314-1321 (2016).
  15. Hsiao, C. -H., et al. Comprehensive Molecular Imaging of Photolabile Surface Samples with Synchronized Dual-Polarity Time-of-Flight Mass Spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 25, 834-842 (2011).
  16. Vorm, O., Roepstorff, P., Mann, M. Improved Resolution and Very High-Sensitivity in MALDI TOF of Matrix Surfaces Made by Fast Evaporation. Anal. Chem. 66, 3281-3287 (1994).
  17. Gabriel, S. J., Schwarzinger, C., Schwarzinger, B., Panne, U., Weidner, S. M. Matrix Segregation as the Major Cause for Sample Inhomogeneity in MALDI Dried Droplet Spots. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 25, 1356-1363 (2014).
  18. Mampallil, D., Eral, H. B., van den Ende, D., Mugele, F. Control of Evaporating Complex Fluids through Electrowetting. Soft Matter. 8, 10614-10617 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przygotowanie pr bek do analizy MALDIredukcja heterogeniczno ci przestrzennejsuszenie z kontrol temperaturyregulacja przep ywu hydrodynamicznegoobrazowanie spektrometri mas MALDIoptymalizacja metody wysuszonych kroplikontrola przep ywu azotumonitorowanie wilgotno ci wzgl dnejch odzenie p ytki z pr bkamihomogenizacja sygna u jonowego

Powiązane artykuły