Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Synteza polimerów cyklicznych i charakterystyka ich ruchu dyfuzyjnego w stanie stopionym na poziomie pojedynczej cząsteczki

7.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54503

⸱

26 września 2016

 ,  , 
1Biological and Environmental Sciences and Engineering Division, King Abdullah University of Science and Technology (KAUST), 2Division of Applied Chemistry, Faculty of Engineering, Hokkaido University, 3Department of Organic and Polymeric Materials, Tokyo Institute of Technology

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiono protokół syntezy i charakterystyki ruchu dyfuzyjnego cyklicznych polimerów na poziomie pojedynczej cząsteczki.

Streszczenie

Demonstrujemy metodę syntezy cyklicznych polimerów oraz protokół charakteryzujący ich dyfuzyjny ruch w stanie stopienia na poziomie pojedynczej cząsteczki. Proces samoorganizacji elektrostatycznej i utrwalania kowalencyjnego (ESA-CF) jest stosowany do syntezy cyklicznego poli(tetrahydrofuranu) (poli(THF)). Ruch dyfuzyjny poszczególnych cyklicznych łańcuchów polimerowych w stanie stopionym jest wizualizowany za pomocą obrazowania fluorescencji pojedynczej cząsteczki poprzez włączenie jednostki fluoroforowej do łańcuchów cyklicznych. Ruch dyfuzyjny łańcuchów jest charakteryzowany ilościowo za pomocą kombinacji analizy przemieszczenia średniokwadratowego (MSD) i analizy funkcji rozkładu skumulowanego (CDF). Polimer cykliczny wykazuje dyfuzję wielomodową, która różni się od swojego liniowego odpowiednika. Wyniki pokazują, że dyfuzyjna heterogeniczność polimerów, która często jest ukryta za uśrednianiem zespołowym, może zostać ujawniona poprzez wydajną syntezę cyklicznych polimerów przy użyciu procesu ESA-CF oraz analizę ilościową ruchu dyfuzyjnego na poziomie pojedynczej cząsteczki przy użyciu analiz MSD i CDF.

Wprowadzenie

Polimery cykliczne są wyjątkowe, ponieważ nie mają końców łańcucha. Często wykazują one nietypowe zachowania, które różnią się od ich liniowych odpowiedników, w tym zwiększoną stabilność termiczną miceli polimerowych poprzez konwersję liniową do cyklicznej,1,2 oraz przestrzenną organizację DNA w komórkach bakteryjnych poprzez tworzenie pętli. 3 Uważa się, że interakcje topologiczne między łańcuchami cyklicznymi są krytycznym czynnikiem dla takich nietypowych zachowań. 4,5 W związku z tym scharakteryzowanie ruchu i relaksacji cyklicznych polimerów w warunkach splątanych jest od dziesięcioleci ważnym tematem badawczym w nauce o polimerach. 6

Cykliczna dynamika polimerów została zbadana przy użyciu zarówno syntetycznych, jak i naturalnie występujących cząsteczek za pomocą uśrednionych metod eksperymentalnych, takich jak magnetyczny rezonans jądrowy (NMR), rozpraszanie światła i pomiary lepkości. 7-9 Jednak badania te często cierpią z powodu cząsteczek zanieczyszczeń w próbkach. 10 Co więcej, czasoprzestrzenne niejednorodności ruchu poszczególnych cząsteczek spowodowane wrodzoną niejednorodnością strukturalną splątanych polimerów są często ukryte za uśrednianiem zespołowym w tych badaniach. W celu scharakteryzowania dynamiki polimerów cyklicznych na poziomie molekularnym należy opracować metodę syntezy, która zapewnia polimery cykliczne o wysokiej czystości oraz metody eksperymentalne i analityczne, które pozwalają na ilościową charakterystykę ruchu molekularnego na poziomie pojedynczej cząsteczki. W tym miejscu pokażemy metodę syntezy cyklicznych i dwupierścieniowych poli(THF) o wysokiej czystości, które zawierają jednostkę fluoroforową przy użyciu procesu samoorganizacji elektrostatycznej i utrwalania kowalencyjnego (ESA-CF)11-13 oraz metodę analizy ruchu poszczególnych łańcuchów polimerowych zawierających fluorofor przy użyciu kombinacji analiz przemieszczenia średniokwadratowego (MSD) i funkcji rozkładu skumulowanego (CDF).

Wykazano, że prawidłowe przetwarzanie danych jest niezbędne do dokładnej charakterystyki ruchu dyfuzyjnego. Dzięki odpowiednim analizom MSD i CDF ujawniono wielomodową dyfuzję polimerów cyklicznych i dwupierścieniowych w stopionym i półrozcieńczonym roztworze liniowych łańcuchów polimerowych,14-16 co sugeruje znaczący wpływ stanów topologicznych polimerów na ruch dyfuzyjny łańcuchów w warunkach splątanych. 17 Podczas gdy eksperymentalne i analityczne podejścia do charakteryzowania ruchu cyklicznych polimerów są opisane w niniejszym protokole, ta sama metoda może być użyta do ilościowego scharakteryzowania ruchu dyfuzyjnego w wielu innych układach heterogenicznych. Podejście to byłoby szczególnie przydatne, gdy ma być analizowanych wiele składników dyfuzyjnych występujących w próbkach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Synteza monofunkcyjnego i bifunkcyjnego poli(THF)

  1. Monofunkcyjny poli(THF)
    1. Wysuszyć nad palnikiem dwuszyjną kolbę okrągłodenną o pojemności 100 ml. Odessać powietrze i napełnić kolbę azotem (3 cykle).
    2. Do kolby dodać destylowany tetrahydrofuran (THF) (50 ml). Umieścić kolbę w łaźni wodnej o temperaturze 20 °C i wyrównać temperaturę.
    3. Do kolby wprowadzić za pomocą strzykawki triflan metylu (0.5 mmol). Mieszać mieszaninę przez 5-10 min w temperaturze 20 °C.
    4. Do kolby wprowadzić za pomocą strzykawki N-fenylopirolidynę (4-6 equiv.). Mieszać mieszaninę przez 30-60 min.
    5. Całkowicie usunąć rozpuszczalnik pod zmniejszonym ciśnieniem (ca. 100 Torr). Pozostałość rozpuścić w 3-5 ml acetonu. Roztwór acetonu dodać do 300-500 ml n-heksanu. Odfiltrować osad i wysuszyć go pod zmniejszonym ciśnieniem.
  2. Bifunkcyjny poli(THF)
    1. Wysuszyć nad palnikiem dwuszyjną kolbę okrągłodenną o pojemności 100 ml. Odessać powietrze i napełnić kolbę azotem (3 cykle).
    2. Do kolby dodać destylowany THF (50 ml). Umieścić kolbę w łaźni wodnej o temperaturze 20 °C i wyrównać temperaturę.
    3. Do kolby wprowadzić za pomocą strzykawki bezwodnik triflowy (0.3 mmol). Mieszać mieszaninę przez 5-10 min w temperaturze 20 °C.
    4. Do kolby wprowadzić za pomocą strzykawki N-fenylopirolidynę (4-6 equiv.). Mieszać mieszaninę przez 30-60 min.
    5. Całkowicie usunąć rozpuszczalnik pod zmniejszonym ciśnieniem (ca. 100 Torr). Pozostałość rozpuścić w 3-5 ml acetonu. Roztwór acetonu dodać do 300-500 ml n-heksanu. Odfiltrować osad i wysuszyć go pod zmniejszonym ciśnieniem.

2. Synteza 4-ramiennych polimerów gwiaździstych oraz dwucyklicznych polimerów w kształcie ósemki z wbudowanym perylenodiimidem i poli(THF)

  1. Gwiaździsty poly(THF) z ramionami
    1. Wymiana jonowa
      1. Rozpuścić sól sodową tetrakarboksylanu peryleno-diimidu w wodzie (10 mg/ml, 150 ml). Rozpuścić monofunkcyjny poly(THF) w acetonie (160 mg/ml, 4 ml). Dodawać kroplami roztwór acetonowy do intensywnie mieszanego roztworu wodnego. Zebrać powstały osad poprzez filtrację.
      2. Powtórzyć powyższą procedurę z odzyskanym osadem (2.1.1.1) cztery razy.
    2. Unieruchomienie kowalencyjne
      1. Rozpuścić otrzymany osad w toluenie (5 mg/ml). Ogrzewać roztwór pod chłodnicą zwrotną przez 4 hr.
      2. Całkowicie usunąć rozpuszczalnik pod zmniejszonym ciśnieniem (ca. 100 Torr). Przefiltrować pozostałość przez kolumienkę z żelem krzemionkowym, używając n-heksanu/acetonu (2/1 vol/vol). Dodać roztwór do wody chłodzonej w lodzie (300-500 ml), aby wyprecypitować produkt. Zebrać osad poprzez filtrację.
  2. Dicykliczny poly(THF) w kształcie cyfry 8
    1. Wymiana jonowa
      1. Rozpuścić sól sodową tetrakarboksylanu peryleno-diimidu w wodzie (6 mg/ml, 50 ml). Rozpuścić bifunkcyjny poly(THF) (0.5 g) w 30-50 ml acetonu. Dodawać kroplami roztwór acetonowy do intensywnie mieszanego roztworu wodnego w temperaturze 0 °C. Zebrać powstały osad poprzez filtrację.
      2. Powtórzyć powyższą procedurę z odzyskanym osadem (2.2.1.1).
    2. Unieruchomienie kowalencyjne
      1. Rozpuścić otrzymany osad w toluenie (0.05 g/L). Ogrzewać roztwór pod chłodnicą zwrotną przez 4 hr.
      2. Całkowicie usunąć rozpuszczalnik pod zmniejszonym ciśnieniem (ca. 100 Torr). Dodać toluen, aby częściowo rozpuścić pozostałość. Ponownie wyprecypitować do 300-500 ml n-heksanu.
      3. Przefiltrować powstały osad przez kolumienkę z żelem krzemionkowym, używając n-heksanu/acetonu (2/1 vol/vol). Ponownie wyprecypitować do 300-500 ml wody.
      4. Oczyścić powstały osad za pomocą chromatografii kolumnowej18 z użyciem żelu polistyrenowego. Dalsze oczyszczanie produktu surowego przeprowadzić za pomocą preparatywnej chromatografii żelowej (GPC)19 z eluentem CHCl3 w celu usunięcia produktów ubocznych, monitorując proces za pomocą detektora współczynnika załamania światła (RI) oraz detektora UV.

3. Eksperyment obrazowania fluorescencyjnego pojedynczych cząsteczek

  1. Przygotowanie próbek
    1. Czyszczenie szkiełek zakrywkowych do mikroskopu
      1. Umieścić szkiełka zakrywkowe do mikroskopu nr 1.5 o wymiarach 24 x 24 mm w naczyniu do barwienia.
      2. Dodać do naczynia 100 ml 1 M roztworu wodorku potasu i poddać działaniu myjki ultradźwiękowej przez 15 min. Odlać roztwór wodorotlenku potasu metodą dekantacji i kilkukrotnie wypłukać szkiełka zakrywkowe wodą ultra-czystą. Dodać do naczynia 100 ml etanolu klasy spektroskopowej i poddać działaniu myjki ultradźwiękowej przez 15 min.
      3. Odlać etanol metodą dekantacji i kilkukrotnie wypłukać szkiełka zakrywkowe wodą ultra-czystą. Po odlaniu wody ultra-czystej metodą dekantacji powtórzyć krok 3.1.1.2.
      4. Dodać do naczynia wodę ultra-czystą i poddać działaniu myjki ultradźwiękowej przez 15 min. Kilkukrotnie wypłukać szkiełka zakrywkowe wodą ultra-czystą. Wyjąć szkiełka zakrywkowe z naczynia za pomocą plastikowej pęsety i osuszyć je strumieniem suchego powietrza lub suchego azotu.
    2. Przygotowanie próbek stopu polimeru14,15
      1. Wlać 100 µl nieznakowanego liniowego poly(THF) do szklanej butelki i podgrzać do temperatury powyżej punktu topnienia (około 25 °C) za pomocą suszarki do włosów.
      2. Rozpuścić polimer z wbudowanym fluoroforem (liniowy, 4-ramienny gwiaździsty, cykliczny lub dwucykliczny w kształcie ósemki, zsyntetyzowany w 2.1 i 2.2) w chloroformie (1 ml, 10-6 M). Dodać 1 µl roztworu do 100 µl stopu nieznakowanego liniowego poly(THF).
      3. Po dokładnym wymieszaniu próbki końcówką pipety odparować chloroform, podgrzewając próbkę za pomocą suszarki.
        UWAGA: W ten sposób otrzymuje się stop nieznakowanego liniowego poly(THF) zawierający 10-8 M polimerów z wbudowanym fluoroforem.
      4. Pobrać 10 µl próbki za pomocą mikropipety i nanieść ją na oczyszczone szkiełko zakrywkowe. Położyć na próbce drugie oczyszczone szkiełko zakrywkowe, zamykając próbkę pomiędzy dwoma szkiełkami.
      5. Delikatnie docisnąć próbkę za pomocą plastikowej pęsety.
  2. Konfiguracja obrazowania fluorescencyjnego w szerokim polu15
    1. Wprowadzenie lasera wzbudzającego (488 nm) do tylnego portu mikroskopu odwróconego
      1. Wstawić filtr pasmowo-przepustowy wzbudzenia i polaryzator na drodze wiązki.
      2. Rozszerzyć wiązkę do średnicy około 1 cm za pomocą ekspandera wiązki.
      3. Wstawić płytkę ćwierćfalową na drodze wiązki. Ustawić oś optyczną płytki falowej pod kątem 45 stopni względem osi polaryzatora. Alternatywnie wstawić kompensator Bereka i ustawić opóźnienie optyczne na λ/4.
      4. Wstawić przysłonę na drodze wiązki wzbudzającej w celu regulacji rozmiaru wiązki.
      5. Przed wprowadzeniem wiązki laserowej do tylnego portu mikroskopu optycznego odwróconego wstawić soczewkę skupiającą (soczewkę plano-konweksową, ogniskowa ≈ 300 mm) w pozycji, w której wiązka laserowa wychodząca z obiektywu jest skolimowana.
    2. Po odbiciu wiązki laserowej za pomocą lustra dichroicznego zamontowanego w kostce filtrów, wprowadzić wiązkę laserową do próbki przez obiektyw o wysokiej aperturze numerycznej (NA) (np. NA 1.3, powiększenie 100X, imersja olejowa).
    3. Zamocować grzałkę obiektywu do obiektywu i ustawić temperaturę na 30 °C.
    4. Montaż próbki na stoliku mikroskopu odwróconego
      1. Nanieść jedną kroplę oleju imersyjnego na obiektyw i zamontować próbkę na stoliku mikroskopu.
      2. Upewnić się, że uzyskano grubość próbki około 10 µm, sprawdzając pozycję osiową dolnej i górnej powierzchni próbki.
      3. Ustawić ostrość mikroskopu na kilka mikrometrów powyżej dolnej powierzchni próbki.
    5. Uzyskanie kołowo spolaryzowanego światła wzbudzenia pod obiektywem
      1. Wstawić polaryzator w skolimowaną wiązkę lasera wychodzącą z obiektywu.
      2. Zarejestrować natężenie lasera przechodzącego przez polaryzator, wstawiając miernik mocy za polaryzatorem. Zarejestrować moc transmitowaną lasera dla różnych kątów polaryzacji, obracając polaryzator.
      3. Jeśli moc transmitowana lasera nie jest stała dla wszystkich kątów polaryzacji, lekko obrócić płytkę ćwierćfalową lub kompensator Bereka wstawiony na drodze wiązki wzbudzającej.
      4. Powtarzać kroki 3.2.5.2 i 3.2.5.3, aż do uzyskania stałej mocy transmitowanej lasera dla wszystkich kątów polaryzacji. Upewnić się, że w miejscu próbki uzyskano światło kołowo spolaryzowane.
    6. Konfiguracja kamery z urządzeniem sprzężonym ładunkowo z mnożeniem elektronowym (EM-CCD)
      1. Zamocować kamerę EM-CCD do bocznego portu mikroskopu i podłączyć ją do oprogramowania do akwizycji obrazu.
      2. W razie potrzeby zsynchronizować czas ekspozycji kamery z mechaniczną migawką lub akusto-optycznym filtrem strojonym wstawionym na drodze wiązki wzbudzającej, wysyłając sygnały logiki tranzystor-tranzystor (TTL) generowane przez kamerę EM-CCD do tych urządzeń. Alternatywnie zsynchronizować ekspozycję kamery z wyjściem lasera, wysyłając sygnały TTL generowane przez kamerę EM-CCD do lasera.
        UWAGA: Ta druga opcja ma zastosowanie tylko wtedy, gdy w eksperymencie używany jest laser półprzewodnikowy, którego moc wyjściowa może być modulowana wejściowymi sygnałami TTL.
      3. Zastosować wzmocnienie EM (zazwyczaj około 300) w kamerze CCD za pomocą oprogramowania sterującego kamerą, aby uzyskać wysokiej jakości obraz fluorescencyjny pojedynczego fluoroforu.
      4. Ustawić obszar zainteresowania (ROI) (zazwyczaj 128 x 128 pikseli w centrum pola widzenia) za pomocą oprogramowania sterującego kamerą.
        UWAGA: Pozwala to na prowadzenie eksperymentów obrazowania przy częstotliwościach klatek 100 - 200 Hz w trybie transferu klatek, co jest wymagane do wizualizacji ruchu łańcuchów polimerów z wbudowanym fluoroforem w próbce stopu.
  3. Przeprowadzenie eksperymentu
    1. Optymalizacja warunków eksperymentalnych
      1. Dostosować obszar oświetlenia próbki do średnicy około 20 µm za pomocą przysłony wstawionej na drodze wiązki wzbudzającej.
      2. Ustawić moc lasera wzbudzającego w próbce na 4 - 8 mW poprzez ręczny wybór odpowiedniego filtra gęstości neutralnej (ND) wstawionego na drodze wiązki wzbudzającej.
        UWAGA: Zapewnia to średnią moc lasera 1 - 2 kW cm-2 w próbce.
      3. Rejestrować obrazy fluorescencyjne próbki przy częstotliwości klatek 100 - 200 Hz. Jeśli natężenie fluorescencji otrzymane od pojedynczych polimerów z wbudowanym fluoroforem jest zbyt niskie, stopniowo zwiększać moc wzbudzenia za pomocą filtra ND, aż do osiągnięcia około 100 mW w próbce.
      4. Jeśli jakość obrazu fluorescencyjnego pojedynczej cząsteczki nadal nie jest satysfakcjonująca, sprawdzić obecność zanieczyszczeń fluorescencyjnych w próbce, rejestrując obrazy fluorescencyjne czystego stopu nieznakowanego poly(THF). W przypadku zaobserwowania wysokiego tła fluorescencyjnego użyć innego poly(THF) bez znacznika.
      5. Jeśli gęstość punktów fluorescencyjnych otrzymanych od polimerów z wbudowanym fluoroforem w stopie jest zbyt wysoka, aby można było je odizolować przestrzennie (co powoduje błędy w analizie ruchu dyfuzyjnego), zmniejszyć stężenie polimerów z wbudowanym fluoroforem w próbce, aż do zaobserwowania przestrzennie odizolowanych punktów.
      6. Jeśli gęstość punktów fluorescencyjnych otrzymanych od polimerów z wbudowanym fluoroforem w stopie jest zbyt niska (co powoduje niską wydajność eksperymentu obrazowania), zwiększyć stężenie polimerów z wbudowanym fluoroforem w próbce, aż do osiągnięcia odpowiedniej gęstości punktów fluorescencyjnych.
      7. Jeśli obrazy fluorescencyjne otrzymane od polimerów z wbudowanym fluoroforem w stopie są rozmyte, zwiększyć częstotliwość klatek akwizycji obrazu.
        UWAGA: Często wymaga to mniejszego ROI, zazwyczaj 64 x 64 piksele.
  4. Akwizycja obrazu
    1. Po zoptymalizowaniu warunków eksperymentalnych pozostawić zamontowaną próbkę na stoliku mikroskopu przez godzinę, aby próbka osiągnęła stan równowagi.
    2. Zarejestrować od 500 do 1 000 sekwencji obrazów fluorescencyjnych polimerów z wbudowanym fluoroforem w stanie stopu przy częstotliwości klatek 100 - 200 Hz. Jeśli domyślny format plików nie jest TIFF, przekonwertować wszystkie sekwencje obrazów na format TIFF.

4. Analiza ruchu dyfuzyjnego

  1. Analiza średniokwadratowego przesunięcia (MSD)
    1. Przytnij sekwencje obrazów fluorescencyjnych za pomocą oprogramowania do przetwarzania obrazów, takiego jak ImageJ, w taki sposób, aby każda sekwencja zawierała pojedynczy i dobrze ostry polimer z wbudowanym dyfundującym fluoroforem.
    2. Jeśli przycięte sekwencje obrazów zawierają więcej niż 10 klatek, należy podzielić je na kilka sekwencji w taki sposób, aby każda z nich składała się z 10 klatek.
    3. Dokładnie wyznacz położenie cząsteczek w każdej sekwencji obrazów, stosując dwuwymiarowe dopasowanie funkcji Gaussa do obrazów.
    4. Wyznaczanie współczynnika dyfuzji (D) pojedynczych cząsteczek poprzez analizę średniokwadratowego przesunięcia (MSD) trajektorii dyfuzji (t. j., zależne od czasu pozycje cząsteczki) za pomocą równania20
      Wzór na średni kwadrat przemieszczenia (MSD), równanie do analizy dyfuzji cząsteczek w warunkach badawczych.
      gdzie xi oraz yi pozycje cząsteczki w ramce obrazu i, gdzie n oznacza numer ramki z odstępem czasowym Δt od ramki i.
    5. Przedstaw współczynniki dyfuzji na histogramie częstotliwości.
      UWAGA: Zazwyczaj histogram jest konstruowany na podstawie więcej niż 100 cząsteczek.
  2. Analiza funkcji dystrybuanty (CDF)
    UWAGA: CDF, P(r2, iΔt) odpowiada skumulowanemu prawdopodobieństwu znalezienia dyfundujących cząsteczek w obrębie promienia r od punktu początkowego po pewnym opóźnieniu czasowym iΔt.
    1. Oblicz kwadrat przemieszczenia występujący podczas opóźnień czasowych 1Δt, 2Δt, ····, iΔt dla wszystkich trajektorii dyfuzyjnych uzyskanych w punkcie 4.1.3.
      UWAGA: Obliczenia te podają całkowitą masę mi przesunięcia kwadratowe dla opóźnień czasowych iΔt.
    2. Oblicz wartości przesunięć kwadratowych (li) w całkowitej masie mi zbiory danych mniejszych niż r2 przy różnych r2 wartości (0 < r2 < ∞). Znormalizowane li vs r2 wykresy odpowiadają CDF, P(r2, iΔt).
  3. Analiza funkcji dystrybuanty (CDF) z zastosowaniem różnych modeli dyfuzji
    Uwaga: Uzyskane CDF zostają dopasowane za pomocą odrębnych modeli dyfuzji; homogenicznego modelu dyfuzji oraz wielu trybów dyfuzji, w których D rozkład jest opisany funkcją Gaussa (pojedynczy model Gaussa) oraz wieloma trybami dyfuzji, w których D rozkład jest opisany przez wiele funkcji Gaussa (model wielogaussowski).
    1. W jednorodnym modelu dyfuzyjnym wyznacz wartość średnią D poprzez dopasowanie CDF za pomocą równania21
      Równanie prawdopodobieństwa stanu równowagi; 1-P(r², iΔt)=1-Aexp[-r²/4D(iΔt)]; badanie dyfuzji.
      UWAGA: Każde odstępstwo od równania sugeruje heterogeniczną dyfuzję cząsteczki.
    2. W pojedynczym modelu gaussowskim wyznacz rozkład prawdopodobieństwa dla D opisanym rozkładem Gaussa (f(D)) poprzez dopasowanie funkcji rozkładu skumulowanego (CDF) za pomocą15
      Wzór na równowagę statyczną, równanie: 1-P(r²,iΔt)=∫₀^∞f(D)D⁻¹exp[-r²/4D(iΔt)]dD, wyprowadzenie matematyczne.
      Równowaga statyczna; wzór rozkładu Gaussa, f(D)=Aexp{-(D-D₀)²/2w²}, równanie, badania.
      gdzie A, wi D0 stanowią odpowiednio amplitudę, szerokość i środek rozkładu Gaussa.
    3. W modelu podwójnego rozkładu Gaussa wyznacz rozkład prawdopodobieństwa dla jth składnik D opisany przez rozkład Gaussa (f(D)) poprzez dopasowanie CDF za pomocą14
      Równanie prawdopodobieństwa z współczynnikiem dyfuzji, wzór, analiza naukowa, edukacja.
      Wzór rozkładu Gaussa, f(Dj)=ajexp(-(Dj-D0j)²/2wj²); funkcja gęstości prawdopodobieństwa.
      gdzie Aj jest ułamkiem każdego składnika dyfuzyjnego, a αj, wji D0j czy amplituda, szerokość i środek jth składnik rozkładu Gaussa.
  4. Obliczanie teoretycznego rozkładu prawdopodobieństwa współczynnika dyfuzji
    UWAGA: Rozkłady prawdopodobieństwa D występujące w wyniku błędów statystycznych (p(D)dD) obliczane dla różnych modeli dyfuzji: modelu dyfuzji jednorodnej oraz wielu trybów dyfuzji, w których D rozkład jest opisany rozkładem Gaussa (pojedynczy model Gaussa) oraz przez wiele trybów dyfuzji, w których rozkład D jest opisany przez wiele rozkładów Gaussa (wielokrotny model Gaussa).
    1. W jednorodnym modelu dyfuzji oblicz statystyczny rozkład prawdopodobieństwa D, korzystając z równania22
      Równanie funkcji gęstości prawdopodobieństwa, p(D)dD={1/(N-1)!}(N/D₀)ⁿDᴺ⁻¹exp(−ND/D₀)dD.
      gdzie N to liczba punktów danych w trajektorii dyfuzji (N = 10, patrz 4.1.2), D0 jest średnim współczynnikiem dyfuzji (wyznaczonym za pomocą analizy CDF, patrz 4.2.3.1), a D jest eksperymentalnie otrzymanym współczynnikiem dyfuzji dla pojedynczej trajektorii.
    2. W pojedynczym modelu dyfuzji gaussowskiej oblicz statystyczny rozkład prawdopodobieństwa D za pomocą równania15
      Wzór na rozkład prawdopodobieństwa; równanie; badania, analiza danych, modelowanie statystyczne.
      gdzie f(D) oznacza rozkład prawdopodobieństwa D wyznaczony na podstawie analizy CDF (patrz 4.2.3.2), a D0 jest średnim współczynnikiem dyfuzji (wyznaczonym na podstawie analizy CDF, patrz 4.2.3.2).
    3. W podwójnym modelu dyfuzji gaussowskiej oblicz rozkład prawdopodobieństwa statystycznego D za pomocą równania14
      Równanie dyfuzji, formuła całki Σ; wyrażenie matematyczne do analizy procesu dyfuzji.
      gdzie f(Dj) oznacza rozkład prawdopodobieństwa jth składnik D (Dj) wyznaczony za pomocą analizy CDF (patrz 4.2.3.3), oraz D0j czy średni współczynnik dyfuzji jth komponent (wyznaczony na podstawie analizy CDF, patrz 4.2.3.3).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

4-ramienne gwiazdy oraz dwucykliczne polimery poly(THF) w kształcie cyfry 8 z wbudowanym perylenodiimidem zostały zsyntetyzowane przy użyciu procesu elektrostatycznego samoorganizowania i utrwalania kowalencyjnego (ESA-CF) (Rycina 1, Rycina 2). Obrazy fluorescencyjne pojedynczych cząsteczek w odstępach czasu zostały zarejestrowane dla polimerów 4-ramiennych (Rycina 3a) i w kształcie cyfry 8 (Rycina 3b). Obrazy fluorescenc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Polimery o kształcie 4 ramion i 8 zostały przygotowane za pomocą protokołu ESA-CF (rysunek 1), który jest kluczowym etapem syntezy. 12,24 Monofunkcyjne i dwufunkcyjne liniowe poli(THF) z grupami końcowymi N-fenylopiperydyny zsyntetyzowano zgodnie z poprzednią procedurą. 11 Wymianę jonową przeprowadzono poprzez ponowne wytrącenie roztworu acetonu prekursora polimeru z przeciwanionami triflatowymi do roztworu wodnego zawierającego nadmiar karboksylanu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Grant-in-Aid for Scientific Research No. 22750122 (S.H.), No. 26288099 (T.Y.) i No. 23350050 (Y.T.) Japońskiego Towarzystwa Promocji Nauki. S.H. jest wdzięczny za The Kurata Memorial Hitachi Science and Technology Foundation. Badania przedstawione w tej publikacji były wspierane przez Uniwersytet Nauki i Technologii Króla Abdullaha (S.H.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiały
THFGodo
Wakosil C-300Wako Pure Chemical Industries
AcetonGodo
ToluenGodo
n-HexaneGodo
CHCl3Kanto Chemical
Bio-Beads S-X1Bio-Rad
Triflate metyluNacalai Tesque
Triflic anhydrideNacalai Tesque
Potassium WodorotlenekWako Pure Chemical Industries
EtanolWako Pure Chemical Industries
Poly( tetrahydrofuran)Aldrich
ChloroformWako Pure Chemical Industries
Olejek immersyjnyCargilleTyp 37 / Typ A
Sprzęt
2-szyjkowy 100-ml kolba
Zlewka
Lejek
Bibuła filtracyjnaWhatman
Skraplacz refluksowy Skraplacz
Łaźnia
wodna
Mieszadło
Parownik
Mikroskop Szkiełka nakrywkowe (24 x 24 mm, nr 1)SzklanyCO22241 słoik
barwieniaMatsunami AS ONE Corporation1-7934-01
Myjka ultradźwiękowaVWR International 142-0047
Mikroskop odwróconyOlympusIX71
Ar-Kr laser jonowyCoherentInnova 70C
Kompensator BerekNewport5540
Filtr wzbudzeniaSemrockLL01-488-12.5
Lustro dwuchloroweOmega optyczne500DRLP
Filtr emisyjnySemrockBLP01-488R-25
Obiektyw i lustroKamera Thorlabs
EM-CCDAndor TechnologyiXon
Obiektyw obiektywowy (100X, N.A. = 1.3)OlympusUPLFLN 100XOP
Podgrzewacz obiektywuBioptechs
Preparative GPCJapan Analytical IndustryLC-908
okrągłodennamagnetyczneobrotowy do

Bibliografia

  1. Honda, S., Yamamoto, T., Tezuka, Y. Topology-Directed Control on Thermal Stability: Micelles Formed from Linear and Cyclized Amphiphilic Block Copolymers. J. Am. Chem. Soc. 132 (30), 10251-10253 (2010).
  2. Honda, S., Yamamoto, T., Tezuka, Y. Tuneable enhancement of the salt and thermal stability of polymeric micelles by cyclized amphiphiles. Nat. Commun. 4, (2013).
  3. Jun, S., Mulder, B. Entropy-driven spatial organization of highly confined polymers: Lessons for the bacterial chromosome. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (33), 12388-12393 (2006).
  4. McLeish, T. Polymers without beginning or end. Science. 297 (5589), 2005-2006 (2002).
  5. McLeish, T. Polymer dynamics: Floored by the rings. Nat. Mater. 7 (12), 933-935 (2008).
  6. Roovers, J. Topological Polymer Chemistry: Progress of Cyclic Polymers in Syntheses, Properties and Functions. Tezuka, Y. , World Scientific Publishing Co. Pte. Ltd. 137-156 (2013).
  7. Klein, J. Evidence for reptation in an entangled polymer melt. Nature. 271 (5641), 143-145 (1978).
  8. Leger, L., Hervet, H., Rondelez, F. Reptation in entangled polymer-solutions by forced rayleigh light-scattering. Macromolecules. 14 (6), 1732-1738 (1981).
  9. von Meerwall, E. D., Amis, E. J., Ferry, J. D. Self-diffusion in solutions of polystyrene in tetrahydrofuran - comparison of concentration dependences of the diffusion-coefficients of polymers, and a ternary probe component. Macromolecules. 18 (2), 260-266 (1985).
  10. Kapnistos, M., et al. Unexpected power-law stress relaxation of entangled ring polymers. Nat. Mater. 7 (12), 997-1002 (2008).
  11. Adachi, K., Takasugi, H., Tezuka, Y. Telechelics having unstrained cyclic ammonium salt groups for electrostatic polymer self-assembly and ring-emitting covalent fixation. Macromolecules. 39 (17), 5585-5588 (2006).
  12. Oike, H., Imaizumi, H., Mouri, T., Yoshioka, Y., Uchibori, A., Tezuka, Y. Designing unusual polymer topologies by electrostatic self-assembly and covalent fixation. J. Am. Chem. Soc. 122 (40), 9592-9599 (2000).
  13. Yamamoto, T., Tezuka, Y. Topological polymer chemistry: a cyclic approach toward novel polymer properties and functions. Polym. Chem. 2 (9), 1930-1941 (2011).
  14. Habuchi, S., Fujiwara, S., Yamamoto, T., Tezuka, Y. Single-molecule imaging reveals topological isomer-dependent diffusion by 4-armed star and dicyclic 8-shaped polymers. Polym. Chem. 6 (22), 4109-4115 (2015).
  15. Habuchi, S., Fujiwara, S., Yamamoto, T., Vacha, M., Tezuka, Y. Single-Molecule Study on Polymer Diffusion in a Melt State: Effect of Chain Topology. Anal. Chem. 85 (15), 7369-7376 (2013).
  16. Habuchi, S., Satoh, N., Yamamoto, T., Tezuka, Y., Vacha, M. Multimode Diffusion of Ring Polymer Molecules Revealed by a Single-Molecule Study. Angew. Chem. Int. Ed. 49 (8), 1418-1421 (2010).
  17. Habuchi, S. Topological Polymer Chemistry: Progress of Cyclic Polymers in Syntheses, Properties and Functions. Tezuka, Y. , World Scientific. 265-290 (2013).
  18. Fernandez, P., Bayona, J. M. Use of off-line gel-remeation chromatography normal-phase liquid-chromatography fro the determination of polycyclic aromatic-compounds in environmental-samples and standard reference materials (air particulate matter and marine sediment). J. Chromatogr. 625 (2), 141-149 (1992).
  19. Biesenberger, J. A., Tan, M., Duvdevan, I., Maurer, T. Recycle gel permeation chromatography. 1. recycle principle and design. J. Polym. Sci. Pol. Lett. 9 (5), 353(1971).
  20. Kusumi, A., Sako, Y., Yamamoto, M. Confined lateral diffusion of membrane-receptors as studied by single-particle tracking (nanovid microscopy) - effects of calcium-induced differentiation in cultured epithelial-cells. Biophys. J. 65 (5), 2021-2040 (1993).
  21. Schutz, G. J., Schindler, H., Schmidt, T. Single-molecule microscopy on model membranes reveals anomalous diffusion. Biophys. J. 73 (2), 1073-1080 (1997).
  22. Vrljic, M., Nishimura, S. Y., Brasselet, S., Moerner, W. E., McConnell, H. M. Translational diffusion of individual class II MHC membrane proteins in cells. Biophys. J. 83 (5), 2681-2692 (2002).
  23. Margineanu, A., et al. Photophysics of a water-soluble rylene dye: Comparison with other fluorescent molecules for biological applications. J. Phys. Chem. B. 108 (32), 12242-12251 (2004).
  24. Tezuka, Y., Oike, H. Self-assembly and covalent fixation for topological polymer chemistry. Macromol. Rapid Commun. 22 (13), 1017-1029 (2001).
  25. Deres, A., et al. The Origin of Heterogeneity of Polymer Dynamics near the Glass Temperature As Probed by Defocused Imaging. Macromolecules. 44 (24), 9703-9709 (2011).
  26. Flier, B. M. I., et al. Heterogeneous Diffusion in Thin Polymer Films As Observed by High-Temperature Single-Molecule Fluorescence Microscopy. J. Am. Chem. Soc. 134 (1), 480-488 (2012).
  27. Habuchi, S., Oba, T., Vacha, M. Multi-beam single-molecule defocused fluorescence imaging reveals local anisotropic nature of polymer thin films. Phys. Chem. Chem. Phys. 13 (15), 6970-6976 (2011).
  28. Zettl, U., et al. Self-Diffusion and Cooperative Diffusion in Semidilute Polymer Solutions As Measured by Fluorescence Correlation Spectroscopy. Macromolecules. 42 (24), 9537-9547 (2009).
  29. Kirstein, J., Platschek, B., Jung, C., Brown, R., Bein, T., Brauchle, C. Exploration of nanostructured channel systems with single-molecule probes. Nat. Mater. 6 (4), 303-310 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie pojedynczych cząsteczekśredni kwadrat przemieszczeniaskumulowana funkcja rozkładuelektrostatyczny samozespółunieruchomienie kowalencyjnestan stopu polimeruanaliza ruchu dyfuzyjnegopolimery topologicznemikroskopia fluorescencyjna
Synteza polimerów cyklicznych i charakterystyka ich ruchu dyfuzyjnego w stanie stopionym na poziomie pojedynczej cząsteczki
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.