Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przygotowanie skośnych wycinków rdzenia kręgowego do stymulacji korzeni brzusznych

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54525

⸱

13 października 2016

 , 
1Centre National de la Recherche Scientifique (UMR 8119), Centre de Neurophysique, Physiologie et Pathologie, Université Paris Descartes

W tym artykule

Podsumowanie

Pokazujemy, jak przygotować ukośne wycinki rdzenia kręgowego u młodych myszy. Preparat ten pozwala na stymulację korzeni brzusznych.

Streszczenie

Zapisy elektrofizjologiczne z wycinków rdzenia kręgowego okazały się cenną techniką do badania szerokiego zakresu pytań, od właściwości komórkowych po sieciowe. Pokazujemy, jak przygotować żywotne skośne plastry rdzenia kręgowego młodych myszy (P2 - P11). W tym przygotowaniu motoneurony zachowują swoje aksony wychodzące z brzuszne korzenie rdzenia kręgowego. Stymulacja tych aksonów wyzwala wstecznie propagujące potencjały czynnościowe atakujące somy neuronów ruchowych i pobudzające zabezpieczenia neuronów ruchowych w rdzeniu kręgowym. Rejestracja antydromicznych potencjałów czynnościowych jest natychmiastowym, ostatecznym i eleganckim sposobem scharakteryzowania tożsamości neuronu ruchowego, który przewyższa inne metody identyfikacji. Co więcej, stymulacja zabezpieczeń motoneuronów jest prostym i niezawodnym sposobem na pobudzenie celów pobocznych neuronów ruchowych w rdzeniu kręgowym, takich jak inne neurony ruchowe lub komórki Renshawa. W protokole tym przedstawiono zapisy antydromiczne z somy motoneuronów oraz pobudzenie komórek Renshawa, wynikające ze stymulacji korzeni brzusznych.

Wprowadzenie

Historycznie, zapisy motoneuronów za pomocą ostrej elektrody były przeprowadzane in vivo na dużych zwierzętach, takich jakkoty czy szczury1 lub na izolowanym całym rdzeniu kręgowym u myszy2. Pojawienie się techniki nagrywania patch-clamp w latach 80. wymagało bezpośredniego dostępu do somy neuronów ruchowych, ponieważ uszczelnienie musiało być osiągnięte pod nadzorem wizualnym. W związku z tym przygotowanie plastra rdzenia kręgowego jest łatwo osiągane od wczesnych lat 90.3. Jednak wczesne przygotowanie plastrów często nie pozwalało na stymulację korzeni brzusznych. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, tylko dwa badania wykazały skuteczną stymulację korzeni brzusznych w poprzecznych warstwach, a żadne nie uzyskano od myszy4,5.

W tym artykule prezentujemy technikę uzyskiwania żywotnych wycinków rdzenia kręgowego u noworodków myszy (P2 - P11), w których pula motoneuronów zachowuje swoje aksony opuszczające korzeń brzuszny. Stymulacja korzeni brzusznych wyzwala antydromiczny potencjał czynnościowy z powrotem do somy puli neuronów ruchowych wychodzących z tego samego korzenia brzusznego. Pobudza również cele poboczne neuronów ruchowych, inne neurony ruchowe6-10 i komórki Renshawa11-13. Ponieważ tylko neurony ruchowe wysyłają swoje aksony w dół korzeni brzusznych, używamy zapisu antydromicznych potencjałów czynnościowych jako prostego i ostatecznego sposobu fizjologicznej identyfikacji neuronów ruchowych10.

Oprócz stosowania potencjalnie niewłączających lub wprowadzających w błąd kryteriów elektrofizjologicznych i morfologicznych w celu potwierdzenia tożsamości motoneuronów, ostatnie badania nad neuronami rdzenia kręgowego opierały się również na żmudnych i czasochłonnych barwieniach post hoc 16. Taka identyfikacja jest zwykle wykonywana tylko na próbce zarejestrowanych komórek. Inne strategie identyfikacji opierają się na liniach myszy, w których neurony ruchowe wyrażają endogeniczną fluorescencję17-19. Jednak stosowanie markerów kodowanych genetycznie może być trudne w młodym wieku, gdy ekspresja markerów jest nadal zmienna lub jeśli badanie wymaga już użycia transgenicznej linii myszy. Alternatywnie, zapisy antydromicznego potencjału czynnościowego mogą być wykonywane rutynowo na wszystkich myszach od początku zapisu komórki. Eksperymentatorzy pracujący nad nienaruszonymi preparatami rdzenia kręgowego u kotów, szczurów i myszy niezawodnie stosowali takie techniki identyfikacji od lat 50-tych XX wieku1,2,20,21. W optymalnych warunkach udało nam się wydobyć antydromiczne potencjały czynnościowe z praktycznie wszystkich zarejestrowanych neuronów ruchowych.

Ponadto, stymulacja korzeni brzusznych może być wykorzystana do niezawodnego pobudzania innych neuronów ruchowych22,23 lub ich celów. komórki Renshawa10,24,25. Przedstawiono tu zastosowania stymulacji korzenia brzusznego w postaci zapisów potencjału czynnościowego antydromicznego z somy neuronów ruchowych, a także pobudzenia komórek Renshawa.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

 Eksperymenty przeprowadzono zgodnie z dyrektywami europejskimi (86/609/CEE i 2010-63-UE) oraz francuskim ustawodawstwem, a protokół został zatwierdzony przez komisję etyczną Uniwersytetu Paryż Descartes.

1. Przygotowanie skrawków rdzenia kręgowego

  1. Przygotować następujące roztwory codziennie lub z jednodniowym wyprzedzeniem. W przypadku przechowywania przez noc napowietrzyć mieszaniną 95% O2 i 5% CO2 oraz przechowywać w lodówce w szczelnie zamkniętych butelkach.
    1. Przygotowanie sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (ACSF) o niskiej zawartości Na+: 3 mM KCl, 1 mM NaH2PO4, 230 mM sacharozy, 26 mM NaHCO3, 0.8 mM CaCl2, 8 mM MgCl2, 25 mM glukozy, 0.4 mM kwasu askorbinowego, 1 mM Na-kynurenianu, 2 mM Na-pirogronianu. Napowietrzyć mieszaniną 95% O2 i 5% CO2 (pH 7.4). Ponieważ Na-kynurenian jest często trudny do rozpuszczenia, należy upewnić się, że zakupiono produkt wymieniony w tabeli materiałów.
    2. Przygotowanie roztworu K-glukonianu: 130 mM K-glukonianu, 15 mM KCl, 0.05 mM EGTA, 20 mM HEPES, 25 mM glukozy, 1 mM Na-kynurenianu, 2 mM Na-pirogronianu, z pH dostosowanym do 7.4 za pomocą KOH.
    3. Przygotowanie ACSF: 130 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 1 mM NaH2PO4, 26 mM NaHCO3, 25 mM glukozy, 0.4 mM kwasu askorbinowego, 2 mM Na-pirogronianu. Napowietrzyć mieszaniną 95% O2 i 5% CO2 (pH 7.4).
    4. Przed rozpoczęciem sekcji rozpuścić 2% agar w 80 ml roztworu K-glukonianu i utrzymywać w temperaturze 60 °C.
  2. Perfuzja wewnątrzsercowa
    1. Wykonuje się tę procedurę na myszach żeńskich i męskich w wieku od P2 do P11.
    2. Zanurzyć mysz w narkozie poprzez podanie dootrzewnowe 0.1 ml 25 mM pentobarbitalu sodowego (50 mg/kg).
    3. Za pomocą igieł lub taśmy unieruchomić mysz na plecach w dużej szalce Petriego wypełnionej silikonem. W dalszej części sekcji używać mikroskopu sekcyjnego.
    4. Trzymając za koniec mostka, unieść klatkę piersiową i przeciąć przeponę za pomocą cienkich nożyczek. Następnie otworzyć klatkę piersiową po obu stronach, przecinając żebra, aby odsłonić serce.
    5. Przeciąć prawy przedsionek przed nakłuciem lewej komory igłą 27G.
    6. Przeprowadzić perfuzję lodowatym ACSF o niskiej zawartości Na+. Po 30 s ACSF o niskiej zawartości Na+ powinien wypływać z przedsionka. Niskie stężenie sodu zapobiega generowaniu potencjałów czynnościowych przez komórki i ogranicza obumieranie komórek podczas sekcji.
    7. Utrzymywać igłę w sercu pod mikroskopem sekcyjnym, aż wątroba zmieni kolor na żółty wskutek odprowadzenia krwi.
  3. Sekcja rdzenia kręgowego
    1. Dekapitować zwierzę i położyć je na brzuchu.
    2. Szybko usunąć skórę z pleców (Rycina 1A1). Wykonać dwa cięcia przez barki, prowadząc je w dół klatki piersiowej (Rycina 1A2). Następnie przeciąć rdzeń jak najniżej w sekcji ogonowej, aby odizolować kręgosłup z początkiem żeber od dolnej części zwierzęcia. Ponownie obrócić zwierzę i usunąć wnętrzności wciąż przytwierdzone do żeber.
    3. Przenieść kręgosłup do drugiej, mniejszej szalki Petriego wypełnionej silikonem i za pomocą 4 szpilek entomologicznych przymocować go stroną grzbietową do góry (Rycina 1A).
    4. Ciągle perfundować zwierzę ACSF napowietrzonym karbogenem (w temperaturze ok. 4 °C), wykonując laminektomię strony grzbietowej i odsłaniając rdzeń kręgowy od końca rostralnego (Rycina 1B). W tym celu wsunąć końcówkę cienkich nożyczek między kość a rdzeń kręgowy i odcinać kość stopniowo od końca rostralnego, dbając o zachowanie odstępu od istoty białej. Przeplatać działania na obu stronach, używając pęsety do odsuwania już odciętego pasma kości (Rycina 1B1).
    5. Używając najmniejszych dostępnych nożyczek sprężynowych i pęsety, unieść oponę twardą i przeciąć ją po obu stronach, trzymając luźną część opony, aby uniknąć uszkodzenia rdzenia kręgowego nożyczkami. Ciąć wzdłuż osi rostralno-kaudalnej.
      UWAGA: Opona twarda jest półprzezroczystą, ciągłą błoną; w tym wieku opona miękka jest zbyt krucha i ulegnie przerwaniu podczas sekcji i krojenia (Rycina 1B2).
    6. Po usunięciu opony twardej użyć tępego szklanego lub plastikowego pręta, aby delikatnie przesunąć rdzeń na lewą stronę rowka utworzonego przez częściowo przecięty kręgosłup, a następnie przeciąć korzenie brzuszne i grzbietowe po prawej stronie, zaczynając od strony rostralnej, najdalej od miejsca ich wejścia do rdzenia (przynajmniej kilka mm, Rycina 1B2).
    7. Powtórzyć czynność po lewej stronie, zawsze kierując się od strony rostralnej do kaudalnej. Osoby leworęczne powinny zacząć od lewej strony, a następnie przejść na prawą.
  4. Zatopienie w agarze
    1. Wysunąć rdzeń z kręgosłupa. Użyć mniejszej szpilki entomologicznej, aby przymocować rdzeń powierzchnią grzbietową do góry i delikatnie usunąć wszelkie fragmenty błony wciąż do niego przytwierdzone (Rycina 1C1).
    2. Po oczyszczeniu przyciąć oba końce (Rycina 1C2). Wsunąć zgiętą szpilkę entomologiczną w przednią część rdzenia, aby umożliwić jego manipulację i zaznaczyć orientację (strzałka na Rycynie 1C2). Następnie przenieść rdzeń kręgowy do lodowatego roztworu K-glukonianu.
      UWAGA: Roztwór ten naśladuje wewnątrzkomórkowy skład płynu mózgowo-rdzeniowego i zapobiegnie obumieraniu komórek wskutek szoku osmotycznego po przecięciu motoneuronów26.
    3. Gdy rdzeń kręgowy znajdzie się w roztworze wewnątrzkomórkowym, wyjąć z łaźni suchej zlew z agarem i schłodzić go w mieszaninie lodu i wody.
    4. Mieszać, mierząc temperaturę. Gdy temperatura osiągnie 38 °C, zanurzyć rdzeń kręgowy, trzymając go za szpilkę entomologiczną, i umieścić go stroną rostralną w dół. Upewnić się, że rdzeń kręgowy jest jak najprostszy, z dala od ścianek, z częścią kaudalną skierowaną lekko ku górze (Rycina 1D1).
    5. Pozostawić zlew w mieszaninie lodu i wody, aby agar zastygł jak najszybciej. Upewnić się, że blok pozostaje na miejscu, a rdzeń jest jak najprostszy (Rycina 1D1).
  5. Krojenie
    1. Po zastygnięciu odciąć blok agaru zawierający rdzeń kręgowy w taki sposób, aby podstawa bloku tworzyła kąt 35° z częścią lędźwiową rdzenia (strzałka na Rycynie 1D2). Powierzchnia grzbietowa powinna być skierowana w stronę przeciwną do podstawy (Rycina 1D2).
      UWAGA: Jest to krytyczny etap procedury, niezbędny do zachowania ciągłości grup motoneuronów z korzeniami brzuszznymi, przez które one wychodzą.
    2. Przykleić blok do komory wibratomu za pomocą kleju cyjanoakrylowego. Zanurzyć go w roztworze K-glukonianu i dodać zmrożony, rozkruszony roztwór K-glukonianu, aby utrzymać niską temperaturę kąpieli (poniżej 2 °C).
    3. Wyciąć skrawki o grubości 350 - 400 µm z regionu lędźwiowego (rozpoznawalnego po zakrzywieniu i większej średnicy). W odpowiedniej orientacji (patrz 1.4.1.), użyć ostrza, aby ciąć od powierzchni grzbietowej do brzusznej, wykonując skrawki sukcesywnie bardziej rostralnie. Zazwyczaj uzyskuje się 4-5 odpowiednich skrawków z korzeniami brzusznymi o długości 2 mm lub więcej. Zastosować następujące parametry: kąt 10°, częstotliwość wibracji 70 Hz i prędkość krojenia 10 mm/min.
  6. Inkubacja
    1. Przenieść skrawki do ACSF w temperaturze 34 °C. Po około 30 min schłodzić skrawki do temperatury pokojowej (RT) i rozpocząć sesję rejestracyjną.

Proces sekcji i przygotowanie tkanek, seria obrazów eksperymentalnych, badania biologiczne.
Rycina 1. Sekcja
A1: Usunięcie skóry z grzbietu w celu odsłonięcia kolumny grzbietowej. A2: Przecięcie okolic barków i żeber w celu uwolnienia kolumny grzbietowej. B1: Kolumna kręgowa przypięta do szalki Petriego wypełnionej silikonem (strona grzbietowa u góry, strona ogonowa po lewej). B2: To samo z odsłoniętym i wypreparowanym rdzeniem kręgowym. C1: Izolowany rdzeń kręgowy (strona rostralna po lewej). C2: Rdzeń kręgowy przygotowany do zatopienia (strona brzuszna u góry, strona rostralna po lewej). Zwróć uwagę na mniejszą szpilkę entomologiczną po stronie rostralnej. D1: Rdzeń kręgowy w zlewce z agarem (strona rostralna skierowana w dół, strona brzuszna skierowana ku dnu). D2: Wycięty blok agaru z zatopionym rdzeniem kręgowym. Zwróć uwagę na kąt 35° tworzony przez rdzeń kręgowy z podstawą bloku oraz na zgrubienie lędźwiowe (Strzałka). Paski skali 1 cm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

2. Umieszczanie skrawka w komorze

UWAGA: Korzenie brzuszne mają zmienną wielkość.

  1. Z wyprzedzeniem przygotuj zestaw różnorodnych pipet o średnicach końcówek od 40 do 170 µm. Aby przygotować pipety ssące, przygotuj wiele pipet z długim zwężeniem. Za pomocą noża diamentowego wykonaj nacięcia w różnych miejscach. Następnie pod mikroskopem stereotypowym przełam je, uderzając pęsetą w końcówkę.
  2. Wyjmij komorę z mikroskopu rejestracyjnego i umieść ją pod mikroskopem stereotypowym.
  3. Wybierz skrawek zawierający korzeń brzuszny o wystarczającej długości (2 mm lub więcej), aby można go było zamocować na ssącej elektrodzie stymulującej. Wybierz odpowiednią orientację skrawka tak, aby korzenie brzuszne były skierowane do góry (Rycina 2A) i delikatnie wytnij agar wokół korzeni brzusznych, pozostawiając resztę agaru wokół skrawka (Rycina 2B).
    UWAGA: Ponieważ agar jest twardszy niż skrawek, pozwoli to nitkom kotwicy skrawka opierać się na agarze, a nie na skrawku, dzięki czemu kotwica nie uszkodzi tkanki. Upewnij się, że nitki kotwicy skrawka znajdują się powyżej puli motoneuronów (zaznaczonej na czerwono na Rycynie 2C).
  4. Zamocuj komorę z powrotem na mikroskopie i stale perfunduj komorę rejestracyjną roztworem ACSF z prędkością 1 - 2 ml/min w temperaturze RT. Używając szklanej pipety wypełnionej ACSF i połączonej ze strzykawką, zassij jeden z korzeni brzusznych (strzałka na Rycynie 2C). Aby uzyskać dobrą stymulację korzenia brzusznego, końcówka pipety musi ściśle przylegać do korzenia brzusznego. Jeden biegun powinien znajdować się w elektrodzie stymulującej, a drugi w kąpieli (lub być połączony z referencją elektrody do patch-clampingu).
  5. Przeprowadź rejestrację metodą patch-clamp z pożądanego typu komórek i zarejestruj efekt stymulacji korzenia brzusznego zgodnie z wcześniejszym opisem10.
    1. W tym celu użyj wzmacniacza do akwizycji danych. Filtruj rejestracje whole-cell przy 3 kHz. Cyfryzuj przy 10 kHz. Skompensuj rezystancję mostkową w trybie current-clamp.

Penetracja barwnika histologicznego, obrazy mikroskopowe przekrojów tkanki pokazujące techniki barwienia.
Rycina 2. Przygotowanie korzenia brzusznego
A: Przekrój lędźwiowego rdzenia kręgowego zatopiony w agarozie z korzeniem brzusznym skierowanym ku górze. B: Przekrój lędźwiowego rdzenia kręgowego z korzeniami brzusznymi uwolnionymi z agarozy. C: Przekrój lędźwiowego rdzenia kręgowego z elektrodą stymulującą ściśle umieszczoną wokół korzeni brzusznych (strzałka). Zwróć uwagę na lokalizację komórek Renshawa wykazujących czerwoną fluorescencję u myszy chrna2-Cre28 skrzyżowanej z myszą reporterową R26Tom 17. Paski skali 1 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Potwierdzenie tożsamości motoneuronów za pomocą antidromicznych potencjałów czynnościowych

Targetowanie komórkowe

Motoneurony znajdują się w rogu przednim (widoczne na czerwono na Rysunku 2C). Należy rozpocząć od pęczka aksonów tworzących korzeń przedni i przesuwać się w górę, aż do pełnego rozproszenia pęczka i pojawien...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ukośne cięcie rdzenia kręgowego jest ważne, ponieważ pozwala na jednostronną stymulację puli neuronów ruchowych i komórek Renshawa w pojedynczym segmencie kręgu w niezawodny, kompleksowy i specyficzny sposób. Co więcej, pozwala na szybką, elegancką i jednoznaczną identyfikację zarejestrowanych neuronów ruchowych. Następnie podkreślimy zalety tej techniki w porównaniu z innymi metodami przygotowania plastrów, a następnie podkreślimy najczęstsze pułapki, których należy unikać podczas wykonywania tej procedury.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Marinowi Manuelowi i Olivii Goldman-Szwajkajzer za pomoc w zrobieniu zdjęć. Autorzy dziękują również Arjunowi Masukarowi i Tobiasowi Bockowi za korektę rękopisu. Wsparcie finansowe zostało udzielone przez Agence Nationale pour la Recherche (HYPER-MND, ANR-2010-BLAN-1429-01), NIH-NINDS (R01NS077863), Fundację Thierry'ego Latrana (projekt OHEX), francuskie stowarzyszenie na rzecz miopatii (numer grantu 16026) i Target ALS są z wdzięcznością. Felix Leroy otrzymał tytuł doktora nauk humanistycznych w Ecole Normale Supérieure w Cachan.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Na-kynurenianABCAMab120256rozpuszcza się lepiej niż inne marki
KClSigmaP3911
NaH2PO4SigmaP5655
sacharoza SigmaS9378
NaHCO3 SigmaS6014
CaCl2 G BiosciencesR040
MgCl2 Jakość Biologiczna351-033-721
glukoza SigmaG5767
kwas askorbinowy SigmaA5960
z pirogronianem SigmaP2250
K-glukonian SigmaP1847
EGTA SigmaE3889
HEPES SigmaH4034
NaClSigmaS9888
AgarSigmaA9799
QX-314AlomoneQ150
Mg-ATPSigmaA9187
CsOHSigma232041
Na-GTPSigma51120
Kwas glukonowySigmaG1951
Roztwór wodorotlenku cezuSigma232041
KOHSigmaP5958
Nożyczki sprężynowe Vannas - 2.5mm FST15000-08używany wyłącznie do cięcia opony twardej, może ulec uszkodzeniu w przypadku cięcia kości
StymulatorSystemy AMIzolowany stymulator impulsów Model 2100
VibratomeCampden Wibracyjny mikrotom 7000 - Model 7000smz-2

Bibliografia

  1. Brooks, C. M., Downman, C. B., Eccles, J. C. After-potentials and excitability of spinal motoneurones following antidromic activation. J Neurophysiol. 13 (1), 9-38 (1950).
  2. Bories, C., Amendola, J., Lamotte d'Incamps, B., Durand, J. Early electrophysiological abnormalities in lumbar motoneurons in a transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Eur J Neurosci. 25 (2), 451-459 (2007).
  3. Takahashi, T. Membrane currents in visually identified motoneurones of neonatal rat spinal cord. J Physiol. 423, 27-46 (1990).
  4. Hori, N., Tan, Y., Strominger, N. L., Carpenter, D. O. Intracellular activity of rat spinal cord motoneurons in slices. J Neurosci Methods. 112 (2), 185-191 (2001).
  5. Arai, Y., Mentis, G. Z., Wu, J. Y., O'Donovan, M. J. Ventrolateral origin of each cycle of rhythmic activity generated by the spinal cord of the chick embryo. PLoS One. 2 (5), e417(2007).
  6. Cullheim, S., Lipsenthal, L., Burke, R. E. Direct monosynaptic contacts between type-identified alpha-motoneurons in the cat. Brain Res. 308 (1), 196-199 (1984).
  7. Cullheim, S., Kellerth, J. O., Conradi, S. Evidence for direct synaptic interconnections between cat spinal alpha-motoneurons via the recurrent axon collaterals: a morphological study using intracellular injection of horseradish peroxidase. Brain Res. 132 (1), 1-10 (1977).
  8. Gogan, P., Gueritaud, J. P., Horcholle-Bossavit, G., Tyc-Dumont, S. Direct excitatory interactions between spinal motoneurones of the cat. J Physiol. 272 (3), 755-767 (1977).
  9. Ichinose, T., Miyata, Y. Recurrent excitation of motoneurons in the isolated spinal cord of newborn rats detected by whole-cell recording. Neurosci Res. 31 (3), 179-187 (1998).
  10. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Four excitatory postsynaptic ionotropic receptors coactivated at the motoneuron-Renshaw cell synapse. J Neurosci. 28 (52), 14121-14131 (2008).
  11. Renshaw, B. Central effects of centripetal impulses in axons of spinal ventral roots. J Neurophysiol. 9, 191-204 (1946).
  12. Renshaw, B. Interaction of nerve impulses in the gray matter as a mechanism in central inhibition. Fed Proc. 5 (1 Pt 2), 86(1946).
  13. Renshaw, B. Observations on interaction of nerve impulses in the gray matter and on the nature of central inhibition). Am J Physiol. 146, 443-448 (1946).
  14. Pambo-Pambo, A., Durand, J., Gueritaud, J. P. Early excitability changes in lumbar motoneurons of transgenic SOD1G85R and SOD1G(93A-Low) mice. J Neurophysiol. 102 (6), 3627-3642 (2009).
  15. Quinlan, K. A., Schuster, J. E., Fu, R., Siddique, T., Heckman, C. J. Altered postnatal maturation of electrical properties in spinal motoneurons in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. J Physiol. 589 (Pt 9), 2245-2260 (2011).
  16. Martin, E., Cazenave, W., Cattaert, D., Branchereau, P. Embryonic alteration of motoneuronal morphology induces hyperexcitability in the mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Neurobiol Dis. 54, 116-126 (2013).
  17. Hadzipasic, M., et al. Selective degeneration of a physiological subtype of spinal motor neuron in mice with SOD1-linked ALS. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (47), 16883-16888 (2014).
  18. Wichterle, H., Lieberam, I., Porter, J. A., Jessell, T. M. Directed differentiation of embryonic stem cells into motor neurons. Cell. 110 (3), 385-397 (2002).
  19. Tallini, Y. N., et al. BAC transgenic mice express enhanced green fluorescent protein in central and peripheral cholinergic neurons. Physiol Genomics. 27 (3), 391-397 (2006).
  20. Manuel, M., et al. Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons. J Neurosci. 29 (36), 11246-11256 (2009).
  21. Obeidat, A. Z., Nardelli, P., Powers, R. K., Cope, T. C. Modulation of motoneuron firing by recurrent inhibition in the adult rat in vivo. J Neurophysiol. 112 (9), 2302-2315 (2014).
  22. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Imhoff-Manuel, R. D., Zytnicki, D. Early intrinsic hyperexcitability does not contribute to motoneuron degeneration in amyotrophic lateral sclerosis. Elife. 3, (2014).
  23. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Zytnicki, D. Potassium currents dynamically set the recruitment and firing properties of F-type motoneurons in neonatal mice. J Neurophysiol. 114 (3), 1963-1973 (2015).
  24. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Subunit composition and kinetics of the Renshaw cell heteromeric nicotinic receptors. Biochem Pharmacol. 86 (8), 1114-1121 (2013).
  25. Lamotte d'Incamps, B., Krejci, E., Ascher, P. Mechanisms shaping the slow nicotinic synaptic current at the motoneuron-renshaw cell synapse. J Neurosci. 32 (24), 8413-8423 (2012).
  26. Dugue, G. P., Dumoulin, A., Triller, A., Dieudonne, S. Target-dependent use of co-released inhibitory transmitters at central synapses. J Neurosci. 25 (28), 6490-6498 (2005).
  27. Mentis, G. Z., Siembab, V. C., Zerda, R., O'Donovan, M. J., Alvarez, F. J. Primary afferent synapses on developing and adult Renshaw cells. J Neurosci. 26 (51), 13297-13310 (2006).
  28. Perry, S., et al. Firing properties of Renshaw cells defined by Chrna2 are modulated by hyperpolarizing and small conductance ion currents Ih and ISK. Eur J Neurosci. 41 (7), 889-900 (2015).
  29. Thurbon, D., Luscher, H. R., Hofstetter, T., Redman, S. J. Passive electrical properties of ventral horn neurons in rat spinal cord slices. J Neurophysiol. 79 (5), 2485-2502 (1998).
  30. Zengel, J. E., Reid, S. A., Sypert, G. W., Munson, J. B. Membrane electrical properties and prediction of motor-unit type of medial gastrocnemius motoneurons in the cat. J Neurophysiol. 53 (5), 1323-1344 (1985).
  31. Cooper, S., Sherington, C. S. Gower's tract and spinal border cells. Brain. 63, 123-124 (1940).
  32. Morin, F., Schwartz, H. G., O'Leary, J. L. Experimental study of the spinothalamic and related tracts. Acta Psychiatr Neurol Scand. 26 (3-4), 371-396 (1951).
  33. Sengul, G., Fu, Y., Yu, Y., Paxinos, G. Spinal cord projections to the cerebellum in the mouse. Brain Struct Funct. 220 (5), 2997-3009 (2015).
  34. Russier, M., Carlier, E., Ankri, N., Fronzaroli, L., Debanne, D. A-, T-, and H-type currents shape intrinsic firing of developing rat abducens motoneurons. J Physiol. 549 (Pt 1), 21-36 (2003).
  35. Dourado, M., Sargent, P. B. Properties of nicotinic receptors underlying Renshaw cell excitation by alpha-motor neurons in neonatal rat spinal cord). J Neurophysiol. 87 (6), 3117-3125 (2002).
  36. Mitra, P., Brownstone, R. M. An in vitro spinal cord slice preparation for recording from lumbar motoneurons of the adult mouse. J Neurophysiol. 107 (2), 728-741 (2012).
  37. Rothman, S. M. The neurotoxicity of excitatory amino acids is produced by passive chloride influx. J Neurosci. 5 (6), 1483-1489 (1985).
  38. Olney, J. W., Price, M. T., Samson, L., Labruyere, J. The role of specific ions in glutamate neurotoxicity. Neurosci Lett. 65 (1), 65-71 (1986).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przygotowanie przekroj w sko nychidentyfikacja motoneuron wpobudzenie kom rek Renshawarejestracja antydromicznarejestracje elektrofizjologicznesekcjonowanie w wibratomietechnika zatapiania w agarzeperfuzja niskosodowym ACSF
Przygotowanie skośnych wycinków rdzenia kręgowego do stymulacji korzeni brzusznych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.