Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wizualizacja i kwantyfikacja warstwy bezkomórkowej w tętniczkach mięśnia Cremaster szczura

6.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54550

⸱

19 października 2016

 ,  ,  ,  , 
1NUS Graduate School for Integrative Sciences and Engineering, National University of Singapore, 2Department of Biomedical Engineering, National University of Singapore, 3Department of Surgery, National University of Singapore

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie demonstruje chirurgiczne przygotowanie mięśnia cremaster szczura do wizualizacji warstwy wolnej od komórek in vivo. W pracy omówiono istotne czynniki wpływające na dokładność pomiaru szerokości warstwy bezkomórkowej.

Streszczenie

Warstwa bezkomórkowa jest zdefiniowana jako warstwa plazmy ciemieniowej w przepływie mikronaczyń, która jest pozbawiona czerwonych krwinek. Pomiar szerokości warstwy wolnej od komórek in vivo i jej zmian czasoprzestrzennych może zapewnić kompleksowe zrozumienie hemodynamiki w mikrokrążeniu. W tym badaniu użyliśmy mikroskopijnego systemu przyżyciowego w połączeniu z szybką kamerą wideo, aby określić ilościowo szerokości warstw bezkomórkowych w tętniczkach in vivo. Mięsień cremaster szczurów Sprague-Dawley został chirurgicznie uzewnętrzniony, aby uwidocznić przepływ krwi. Opracowano również specjalnie opracowany skrypt obrazowania, aby zautomatyzować przetwarzanie obrazu i analizę szerokości warstwy wolnej od komórek. Takie podejście umożliwia ilościowe określanie zmian czasoprzestrzennych w sposób bardziej spójny niż wcześniejsze pomiary ręczne. Dokładność pomiaru zależy jednak częściowo od zastosowania filtra niebieskiego i doboru odpowiedniego algorytmu progowania. W szczególności oceniliśmy kontrast i jakość obrazów uzyskanych z użyciem filtra niebieskiego i bez niego. Ponadto porównaliśmy pięć różnych algorytmów progowania opartych na histogramie obrazu (Otsu, minimum, intermode, selekcja iteracyjna i progowanie entropii rozmytej) i zilustrowaliśmy różnice w ich określaniu szerokości warstwy wolnej od komórek.

Wprowadzenie

Badania na zwierzętach in vivo są kluczowe dla podstaw nauki dla zrozumienia ludzkiej fizjologii i patologii. W szczególności badania mikrohemodynamiczne in vivo mogą wyjaśnić potencjalne upośledzenie funkcji mikrokrążenia zmienione przez nieprawidłowe warunki reologiczne krwi. W wielu wcześniejszych badaniach mikrohemodynamicznych1 wykorzystano model mięśniowy cremaster szczura do wizualizacji mikronaczyniowego przepływu krwi. Mięsień cremaster to cienka warstwa mięśnia prążkowanego otaczającego jądra. W ten sposób przepływ krwi w mięśniach można uwidocznić za pomocą mikroskopu trans-illumination za pomocą ekspozycji chirurgicznej. Dzięki temu możemy uzyskać obrazy przepływu krwi in vivo bez użycia jakichkolwiek środków fluorescencyjnych lub kontrastowych. Ponadto cała perfuzja krwi w sieci mięśniowej może być kontrolowana poprzez zmniejszenie przepływu krwi w górę za pomocą okluzji aortybrzusznej 2. Dzięki tym zaletom model mięśniowy cremaster jest szeroko stosowany do badania tworzenia się warstwy bezkomórkowej (CFL) w mikronaczyniach1,3.

Szerokość CFL jest ważnym parametrem hemodynamicznym w mikrokrążeniu, który cieszy się dużym zainteresowaniem ze względu na jego ważną rolę w regulacji funkcji mikrokrążenia. CFL powstaje w wyniku indukowanej ścinaniem poprzecznej wewnętrznej migracji czerwonych krwinek (RBC) w kierunku centrum przepływu4. W konsekwencji migracja ta prowadzi do zubożenia erytrocytów w pobliżu ścian naczyń, co ostatecznie prowadzi do powstania bezkomórkowej warstwy plazmy. W związku z tym ciemieniowa świetlówka kompaktowa w naturalny sposób staje się barierą dyfuzyjną dla dostarczania tlenu (O2) z rdzenia RBC do tkanek oraz dla wychwytywania tlenku azotu (NO) przez RBC5,6. Ponadto produkcja NO może być również modulowana przez dynamiczne zmiany szerokości CFL7,8. Dlatego rola CFL zarówno w transporcie gazów, jak i regulacji homeostazy w mikrokrążeniu musi być w pełni ustalona, aby lepiej zrozumieć przepływ krwi w mikrokrążeniu. Ostatnie badania koncentrowały się na łączeniu funkcji hemodynamiki i transportu gazów świetlówki kompaktowej ze scaloną elektroniką w mikrokrążeniu9-12. Ponadto w oddzielnym zestawie badań zbadano również, w jaki sposób patologiczne zwiększenie agregacji RBC moduluje tworzenie CFL i jego wpływ na biodostępność O2 i NO w tkankach13,14.

Rola CFL staje się bardziej znacząca w mikrokrążeniu, gdzie względna wielkość szerokości CFL do średnicy naczynia jest widoczna. Wymaga to skutecznego podejścia do ilościowego określania CFL w przepływie krwi in vivo. W szczególności akwizycja obrazu i analiza obrazu to dwa kluczowe elementy decydujące o dokładności pomiaru szerokości świetlówek kompaktowych. Skuteczna wizualizacja przepływu krwi w tkankach powinna być poprzedzona odpowiednim przygotowaniem chirurgicznym modelu zwierzęcego. Ponadto potrzebna jest odpowiednia technika analizy obrazu, aby przezwyciężyć ograniczenia konwencjonalnych pomiarów ręcznych, które są w większości spowodowane błędami ludzkimi15,16. Dzięki postępom w oprzyrządowaniu optycznym i mocy obliczeniowej do cyfrowego przetwarzania obrazu, możliwe jest teraz osiągnięcie dokładniejszego i bardziej spójnego pomiaru szerokości CFL17-19. Niemniej jednak dokładność tych pomiarów, opartych na obrazie, nadal ostatecznie zależy od jakości obrazów.

Dlatego też w tym badaniu badane są czynniki wpływające na pomiar szerokości świetlówki kompaktowej in vivo. Skupiliśmy się w szczególności na zademonstrowaniu przygotowania chirurgicznego i cyfrowej analizy obrazu do pomiarów szerokości CFL w tętniczkach mięśnia cremaster szczura.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie jest zgodne z Narodowym Komitetem ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt (zatwierdzony protokół nr R15-0225).

1. Chirurgiczne przygotowanie modelu zwierzęcego

  1. Kaniulacje naczyń
    1. Znieczulenie samców szczurów Sprague-Dawley (w wieku 6-7 tygodni) o wadze (203 ± 20) g koktajlem ketaminy (37,5 mg/ml) i ksylazyny (5 mg/ml) należy wprowadzić do środka otrzewnowego (i.p.) (2 ml/kg). Nie należy ponownie nakręcać nakrętki igły ani wyjmować jej ze strzykawki po wstrzyknięciu.
    2. Po znieczuleniu zwierzęcia (potwierdzonym uszczypnięciem palca u nogi) umieść je na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C. Delikatnie ogol włosy na łopatkach, przedniej części szyjki macicy, dolnej części brzucha, przyśrodkowej tylnej nodze i worku mosznowym. Delikatnie przymocuj nogi za pomocą samoprzylepnych taśm papierowych.
    3. Wszystkie zabiegi chirurgiczne wykonuj za pomocą nożyczek do mikrodysekcji i kleszczy kątowych, oglądając przez mikroskop stereoskopowy. Umieść wszystkie ostre narzędzia chirurgiczne na tacce odpornej na przebicie, aby zapobiec obrażeniom podczas operacji.
    4. Przed wykonaniem nacięcia wyszoruj wszystkie miejsca operowane 3 razy naprzemiennie jodem i 70% alkoholem. Przepłukać wszystkie cewniki 30 j.m./ml roztworu soli fizjologicznej.
    5. Wykonaj nacięcie skóry w linii środkowej na łopatkach o długości 1 - 1,5 cm za pomocą nożyczek chirurgicznych nad prawą żyłą szyjną. Oddziel powięź rozwarstwieniem, aby odsłonić żyłę szyjną i kaniulować ją rurką polietylenową (PE-50) wypełnioną heparyną-solą fizjologiczną za pomocą jedwabnych szwów 5-0. W razie potrzeby podać znieczulenie uzupełniające (1/3 do 1/2 dawki początkowej, dożylnie (iv)) przez cały czas trwania operacji i eksperymentu.
    6. Wykonaj tracheostomię, aby utrzymać drożność dróg oddechowych. Wykonaj nacięcie 1 - 1,5 cm w przedniej części szyjki macicy. Kankaniutować tchawicę za pomocą rurki polietylenowej (PE-205) z jedwabnymi szwami 2-0, aby zabezpieczyć cewnik na miejscu.
    7. Monitoruj ciśnienie krwi poprzez kaniulację w tętnicy udowej. Wykonaj nacięcie 1 - 1,5 cm na lewej przyśrodkowej powierzchni tylnej nogi. Oddziel tętnicę udową przez rozwarstwienie. Kanulować tętnicę udową rurką polietylenową (PE-10) wypełnioną heparyną-solą fizjologiczną za pomocą szwów jedwabnych 5-0.
  2. Cremaster Przygotowanie mięśni i wizualizacja przepływu
    1. Przełóż jedwabny szew 5-0 przez wierzchołek worka mosznowego, aby go przedłużyć. Wykonaj nacięcie wzdłuż brzusznej powierzchni worka mosznowego. Regularnie nakładaj ciepły roztwór izotoniczny (37 °C; pH 7,4) na odsłonięty mięsień.
    2. Ostrożnie i dokładnie usuń otaczające tkanki łączne za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką.
    3. Przełóż jedwabny szew 5-0 przez wierzchołek mięśnia cremaster. Przetnij szew na dwie części o równej długości i zawiąż węzeł z każdej strony. Przetnij mięsień między dwoma węzłami i rozciągnij go na niestandardowej przezroczystej platformie z pleksiglasu, delikatnie pociągając za szew. Przymocuj koniec szwu do platformy za pomocą blue tack.
      UWAGA: Dokładne usunięcie otaczających tkanek łącznych ma kluczowe znaczenie dla uzyskania optymalnego kontrastu obrazu.
    4. Powtarzaj krok 1.2.3, aż zostanie wykonanych 5 do 6 utrwaleń. Ostrożnie usuń mięsień cremaster z najądrza za pomocą kauteryzacji wysokotemperaturowej. Superflej ciepły roztwór izotoniczny do odsłoniętego mięśnia, aby zapobiec odwodnieniu tkanki.
      1. Otocz mięsień cremaster złożonymi kawałkami gazy. Przykryj odsłonięty mięsień folią poliwinylową. Kawałki gazy wraz z folią tworzą płytką miskę, w której znajduje się ciepły roztwór izotoniczny do obiektywu mikroskopu zanurzeniowego w wodzie (ryc. 1A).
    5. Przenieść zwierzę na stadium zwierzęce mikroskopu przyżyciowego (ryc. 1C). Podłącz kaniulację tętniczą do systemu gromadzenia danych fizjologicznych w celu ciągłego monitorowania ciśnienia (ryc. 1E).
    6. Utrzymuj temperaturę mięśni na poziomie 35 °C za pomocą elementu grzejnego umieszczonego pod platformą zwierzęcia (rysunek 1B). Umieść sondę temperatury obok mięśnia, aby zapewnić ujemne sprzężenie zwrotne do regulatora mocy elementu grzejnego (rysunek 1D).
    7. Pozostaw zwierzę na scenie na 15 minut, aby zrównoważyć się z otoczeniem.
    8. Wizualizuj przepływ krwi pod mikroskopem przyżyciowym z obiektywem 40-krotnym zanurzeniem w wodzie i długo pracującym skraplaczem.
    9. Wybierz tętniczkę nierozgałęzioną (< 60 μm) w oparciu o wyraźną ostrość obrazu i kontrast między rdzeniem RBC, CFL i ścianami naczynia, aby ustawić ostrość mikroskopu na płaszczyźnie średnicowej naczynia krwionośnego. Obróć kamerę zamontowaną na mikroskopie, aby wyrównać ściankę naczynia w pionie.
    10. Nagrywaj przepływ krwi za pomocą szybkiej kamery wideo z szybkością 3 000 klatek na sekundę przez 1 sekundę. Zapisz nagrane wideo jako nieskompresowany 8-bitowy format AVI w skali szarości, aby zachować jakość obrazu.
      UWAGA: Zalecana jest minimalna liczba klatek na sekundę wynosząca 3,000 klatek/s, aby zapewnić, że pomiar CFL można wykonać co najmniej raz na RBC w fizjologicznych warunkach przepływu tętniczek.
    11. Użyj niebieskiego filtra z transmisją szczytową przy długości fali 394 nm i pasmem widmowym przy 310 - 510 nm, aby zwiększyć kontrast między erytrocytami a plazmą.
      UWAGA: Upewnij się, że widmo światła przechodzące przez niebieski filtr z mikroskopijnego źródła światła (halogen lamp 100 W) ma niskie natężenie światła, aby zapobiec potencjalnemu uszkodzeniu tkanek.
    12. Pod koniec eksperymentu poddaj zwierzę eutanazji za pomocą przedawkowania pentobarbitalu sodu.

2. Analiza obrazu

  1. Obróbka wstępna do pomiaru szerokości świetlówki kompaktowej
    1. Otwórz MATLAB i uruchom plik "CFL_pre.m". (Ten i inne pliki MATLAB można znaleźć w Uzupełniające archiwum MATLAB.)
    2. Kliknij "Otwórz plik", aby wybrać plik wideo do analizy.
    3. Dostosuj suwak "Obrót", aby wyrównać ścianki naczynia w pionie.
      UWAGA: Użytkownicy mogą wyświetlić pomocnicze linie siatki dla wyrównania statku, wybierając przycisk radiowy "Siatka włączona" i dostosować poziom powiększenia obrazu, przesuwając suwak "Powiększenie".
    4. Kliknij przycisk "Potwierdź edycję", aby potwierdzić wyrównanie statku.
    5. Kliknij przycisk "Ustaw ROI do przycięcia", aby zdefiniować obszar zainteresowania (ROI). Wyrównany obraz zostanie wyświetlony w wyskakującym okienku. Dostosuj prostokątny obiektyw na obrazie i kliknij dwukrotnie, aby potwierdzić zwrot z inwestycji. Pomiń ten krok, jeśli przycinanie obrazu nie jest wymagane.
      UWAGA: Uwzględnij tylko jedno naczynie w ROI, aby przeanalizować szerokość CFL od statku. Kliknij przycisk "Resetuj obraz", aby w razie potrzeby przywrócić obraz do jego pierwotnej postaci.
    6. Kliknij przycisk "Wyodrębnij obrazy", aby wyodrębnić wszystkie edytowane klatki wideo do kolejnych obrazów map bitowych (8-bitowy format "bmp" w skali szarości). Wyodrębnione obrazy można znaleźć w folderze o tej samej nazwie, co wybrany plik wideo.
  2. Pomiar szerokości świetlówki kompaktowej
    1. Otwórz MATLAB i uruchom plik "CFL_measure.m".
    2. Kliknij "Wybierz folder", aby wybrać folder zawierający wyodrębnione obrazy.
    3. Kliknij folder zawierający obrazy i kliknij "Wybierz folder". Pierwsza ramka obrazu w folderze zostanie załadowana i wyświetlona w panelu "Obraz w skali szarości" wraz z histogramem intensywności szarości w panelu "Histogram obrazu".
    4. Wybierz żądaną ramkę obrazu z listy, aby przeprowadzić analizę, w przeciwnym razie zostanie wybrana pierwsza ramka obrazu.
    5. Kliknij "Znajdź ściany naczynia", aby zidentyfikować wewnętrzną ścianę naczynia na obrazie, która jest określana w miejscu, w którym szczyt profilu natężenia światła przechodzi z ciemnego do jasnego w ciągu dwóch pikseli.
    6. Zaznacz opcję "Filtr mediany", aby zastosować filtr mediany do obrazu w celu zmniejszenia szumu "soli i pieprzu".
    7. Zaznacz opcję "Automatyczny kontrast", aby cyfrowo dostosować intensywność obrazu w celu zwiększenia kontrastu obrazu.
    8. Wybierz algorytm progowy z listy, który automatycznie określa wartość progową (τ) dzielącą poziomy szarości na dwie klasy — białe piksele z poziomami szarości powyżej τ (CFL) i czarne piksele z poziomami szarości poniżej τ (rdzeń RBC).
      UWAGA: Jako alternatywną metodę należy użyć ręcznego progowania, jeśli żaden z algorytmów automatycznego progowania nie zapewnia odpowiedniego progowania obrazu. Kliknij przycisk opcji "Ręcznie" i dostosuj suwak, aby zdefiniować wartość ręcznego progowania.
    9. Aby zmierzyć przestrzenną zmienność szerokości CFL, wprowadź rozdzielczość pikseli w polu "Rozdzielczość pikseli" (rozdzielczość przy tej eksperymentalnej konfiguracji wynosiła 0,42 μm/piksel).
    10. Kliknij przycisk "Oblicz", aby uzyskać przestrzenną zmienność szerokości CFL. Kliknij "Eksportuj .csv", aby wyeksportować dane o szerokości CFL w formacie tabelarycznym.
    11. Aby zmierzyć czasową zmienność szerokości CFL na określonej linii analizy wzdłuż statku, kliknij przycisk opcji "Zmienność czasowa" i wprowadź informacje o liczbie klatek na sekundę (liczba klatek na sekundę użyta w tej eksperymentalnej konfiguracji wynosiła 3,000 klatek/s).
    12. Wprowadź pierwszą i ostatnią klatkę obrazów do analizy odpowiednio w polach "Klatka początkowa" i "Ostatnia klatka".
    13. Wybrać położenie linii analitycznej wzdłuż zbiornika, przesuwając suwak 'Linia analizy'. Potwierdź położenie linii analizy, która jest zilustrowana zarówno na 'Obrazie w skali szarości', jak i 'Obrazie binarnym'.
    14. Kliknij "Oblicz", aby uzyskać czasową zmianę szerokości CFL. Kliknij "Eksportuj .csv", aby wyeksportować dane o szerokości CFL w formacie tabelarycznym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wizualizacja CFL in vivo w dużej mierze zależy od przygotowania chirurgicznego zwierzęcia. Nadmierna utrata krwi lub przedłużający się czas operacji mogą doprowadzić do wstrząsu i zaburzeń przepływu krwi u zwierzęcia. Utrzymanie temperatury tkanek za pomocą podgrzewacza, a także zastosowanie specjalnie dostosowanej platformy podczas operacji i eksperymentu, jest również kluczowe dla zachowania warunków fizjologicznych szczura. Dzięki zastosowaniu lampy halogenowej o mocy 10 W w systemie mikroskopowym nie zaobser...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Pomiar szerokości świetlówki kompaktowej jest niezbędny do lepszego zrozumienia hemodynamiki w mikrokrążeniu. W szczególności pomiar szerokości CFL został wykonany w mikrokrążeniach krezkowych6, rdzeniowo-trapezowych24 i mózgowych25 . Konwencjonalne pomiary szerokości świetlówek kompaktowych in vivo ograniczały się do szacunków poprzez ręczną kontrolę zarejestrowanych klatek wideo. Pomiary manualne wymagały uśrednienia kilku kolejnych klatek wideo przed wizualnym określeniem gran...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez National Medical Research Council (NMRC)/Cooperative Basic Research Grant (CBRG)/0078/2014.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikroskop przyżyciowyOlympusBX51WISprzęt
Kamera szybkoobrotowaPhotron1024PCISprzęt
Filtr niebieskiHOYAB390
Sprzęt Czujnik ciśnienia i system biopacSystem BiopacTSD104A, MP100Sprzęt
Regulator temperaturyShimadenSR 1Sprzęt
Plasma Lyte ABaxterNDC: 0338-0221Ciepły w 37 stopniach; C kąpiel wodna przed użyciem
Sól fizjologiczna 0,9%Braun
Heparyna (5,000 IU/ml)LEO
PE-10 rurka polietylenowaBecton Dickinson427400.024" OD x .011" ID 
Rurka polietylenowa PE-50Becton Dickinson427411.038 "OD x .023" ID
Rurka polietylenowa PE-205Becton Dickinson427446.082" OD x .062" ID
2-0 niewchłanialny jedwabny szewDeknatel113-S
5-0 niewchłanialny jedwabny szewDeknatel106-S
Poduszka grzewcza z cyrkulacją wodyGaymar
Kąpiel wodnaFisher ScientificIsotemp 205Sprzęt
Sterylna gaza bawełniana Fisher Scientific22-415-468
Aplikatory z bawełnianą końcówkąFisher Scientific23-400-124
Kleszcze DumontKent Scientific INS14188Instrument chirurgiczny
Mikrokleszcze preparacyjneKent ScientificINS15915Instrument chirurgiczny
Kleszcze do tęczówki 1 x 2 zębyKent ScientificINS15917Chirurgiczny instrument
Kleszcze do kaniulacji naczyńKent ScientificINS500377Instrument chirurgiczny
MikronożyczkiKent ScientificINS14177Instrument chirurgiczny
Nożyczki do irysaKent ScientificINS14225Instrument chirurgiczny
Klips do naczyńKent ScientificINS14120Instrument chirurgiczny
System kauteryzacji GeminiBraintree ScientificGEM 5917Instrument chirurgiczny

Bibliografia

  1. Kim, S., Kong, R. L., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. Temporal and spatial variations of cell-free layer width in arterioles. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293 (3), H1526-H1535 (2007).
  2. Ong, P. K., Namgung, B., Johnson, P. C., Kim, S. Effect of erythrocyte aggregation and flow rate on cell-free layer formation in arterioles. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298 (6), H1870-H1878 (2010).
  3. Namgung, B., Kim, S. Effect of uneven red cell influx on formation of cell-free layer in small venules. Microvasc Res. 92, 19-24 (2014).
  4. Goldsmith, H. L. The Microcirculatory Society. Eugene M. Landis Award Lecture. The Microrheology of Human-Blood. Microvasc Res. 31 (2), 121-142 (1986).
  5. Buerk, D. G. Can We Model Nitric Oxide Biotransport? A Survey of Mathematical Models for a Simple Diatomic Molecule with Surprisingly Complex Biological Activities. Annu Rev Biomed Eng. 3 (1), 109-143 (2001).
  6. Tateishi, N., Suzuki, Y., Soutani, M., Maeda, N. Flow dynamics of erythrocytes in microvessels of isolated rabbit mesentery: cell-free layer and flow resistance. J Biomech. 27 (9), 1119-1125 (1994).
  7. Ong, P. K., Cho, S., Namgung, B., Kim, S. Effects of cell-free layer formation on NO/O2 bioavailability in small arterioles. Microvasc Res. 83 (2), 168-177 (2012).
  8. Ong, P. K., Jain, S., Kim, S. Modulation of NO bioavailability by temporal variation of the cell-free layer width in small arterioles. Ann Biomed Eng. 39 (3), 1012-1023 (2011).
  9. Park, S. W., Intaglietta, M., Tartakovsky, D. M. Impact of stochastic fluctuations in the cell free layer on nitric oxide bioavailability. Front Comput Neurosci. 9, 131(2015).
  10. Ng, Y. C., Namgung, B., Kim, S. Two-dimensional transient model for prediction of arteriolar NO/O2 modulation by spatiotemporal variations in cell-free layer width. Microvasc Res. 97, 88-97 (2015).
  11. Sriram, K., et al. The effect of small changes in hematocrit on nitric oxide transport in arterioles. Antioxid Redox Sign. 14 (2), 175-185 (2011).
  12. Hightower, C. M., et al. Integration of cardiovascular regulation by the blood/endothelium cell-free layer. Wiley Interdiscip Rev Syst Biol Med. 3 (4), 458-470 (2011).
  13. Ng, Y. C., Namgung, B., Leo, H. L., Kim, S. Erythrocyte aggregation may promote uneven spatial distribution of NO/O in the downstream vessel of arteriolar bifurcations. J Biomech. , (2015).
  14. Ong, P. K., Jain, S., Kim, S. Temporal variations of the cell-free layer width may enhance NO bioavailability in small arterioles: Effects of erythrocyte aggregation. Microvasc Res. 81 (3), 303-312 (2011).
  15. Maeda, N. Erythrocyte rheology in microcirculation. Jpn J Physiol. 46 (1), Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8743714 1-14 (1996).
  16. Soutani, M., Suzuki, Y., Tateishi, N., Maeda, N. Quantitative Evaluation of Flow Dynamics of Erythrocytes in Microvessels - Influence of Erythrocyte Aggregation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 268 (5), Available from: http://ajpheart.physiology.org/content/268/5/H1959 H1959-H1965 (1995).
  17. Kim, S., Kong, R. L., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. A computer-based method for determination of the cell-free layer width in microcirculation. Microcirculation. 13 (3), 199-207 (2006).
  18. Soutani, M., Suzuki, Y., Tateishi, N., Maeda, N. Quantitative Evaluation of Flow Dynamics of Erythrocytes in Microvessels. Influence of Erythrocyte Aggregation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 268 (5), H1959-H1965 (1995).
  19. Namgung, B., et al. A comparative study of histogram-based thresholding methods for the determination of cell-free layer width in small blood vessels. Physiol Meas. 31 (9), N61-N70 (2010).
  20. Ong, P. K., et al. An automated method for cell-free layer width determination in small arterioles. Physiol Meas. 32 (3), N1-N12 (2011).
  21. Otsu, N. A Threshold Selection Method from Gray-Level Histograms. IEEE Trans. Syst., Man, Cybern. 9 (1), 62-66 (1979).
  22. Prewitt, J. M., Mendelsohn, M. L. The analysis of cell images. Ann N Y Acad Sci. 128 (3), 1035-1053 (1966).
  23. Ridler, T. W., Calvard, S. Picture Thresholding Using an Iterative Selection Method. IEEE Trans. Syst., Man, Cybern. 8 (8), 630-632 (1978).
  24. Shanbhag, A. G. Utilization of Information Measure as a Means of Image Thresholding. Cvgip-Graph Model Im. 56 (5), 414-419 (1994).
  25. Bishop, J. J., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. Effects of erythrocyte aggregation and venous network geometry on red blood cell axial migration. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 281 (2), H939-H950 (2001).
  26. Yamaguchi, S., Yamakawa, T., Niimi, H. Cell-free plasma layer in cerebral microvessels. Biorheology. 29 (2-3), 251-260 (1992).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mikroskopia intravitalnaszybka kamera wideoprogowanie obrazufiltr niebieskizmienność czasowazmienność przestrzennafiltr medianowy
Wizualizacja i kwantyfikacja warstwy bezkomórkowej w tętniczkach mięśnia Cremaster szczura
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.