Artykuł metodologiczny

Zautomatyzowana zrobotyzowana technika dozowania do prowadzenia powierzchni i biodruku komórek

DOI:

10.3791/54604

⸱

18 listopada 2016

 ,  ,  , 
1School of Materials Science and Engineering, Nanyang Technological University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje metodologię biodruku przy użyciu zautomatyzowanego zrobotyzowanego systemu deponowania, który łączy wytrawione wskazówki topograficzne z precyzyjnym osadzaniem biotuszu z hydrożelu na komórce. Wydrukowane komórki są dostarczane bezpośrednio do wytrawionych elementów i są w stanie je wyczuć i zorientować się w sytuacji.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt opisuje wprowadzenie funkcji kierowania komórkami, a następnie bezpośrednie dostarczanie komórek do tych cech w hydrożelowym biotuszu za pomocą zautomatyzowanego zrobotyzowanego systemu dozowania. Konkretny biotusz został wybrany, ponieważ pozwala komórkom osadzać się w kierunku i wyczuwać cechy. System dozowania biodrukuje żywotne komórki w biotuszach hydrożelowych za pomocą głowicy drukującej wspomaganej ciśnieniem zwrotnym. Jednak zastępując głowicę drukującą zaostrzonym rysikiem lub skalpelem, system dozowania może być również wykorzystany do tworzenia wskazówek topograficznych poprzez wytrawianie powierzchni. Ruch trzpienia pomiarowego można zaprogramować w krokach co 10 μm w kierunkach X, Y i Z. Wzorzyste rowki były w stanie zorientować mezenchymalne komórki macierzyste, wpływając na ich przyjęcie wydłużonej morfologii zgodnie z kierunkiem rowków. Wzór można zaprojektować za pomocą oprogramowania do kreślenia w liniach prostych, koncentrycznych okręgach i falach sinusoidalnych. W kolejnej procedurze fibroblasty i mezenchymalne komórki macierzyste zawieszono w 2% żelatynowym biotuszu w celu biodruku w głowicy drukującej z wytłaczaniem napędzanym ciśnieniem wstecznym. Komórka zawierająca biotusz została następnie wydrukowana przy użyciu tych samych zaprogramowanych współrzędnych, które zostały użyte do wytrawienia. Biodrukowane komórki były w stanie wyczuć i zareagować na wytrawione cechy, o czym świadczy ich wydłużona orientacja wzdłuż kierunku wytrawionych rowków.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celowe wzorowanie rozmieszczenia komórek umożliwia tworzenie kultur, które naśladują organizację komórkową in vivo 1. Rzeczywiście, badania nad interakcją między wieloma typami komórek mogą być wspomagane przez organizację ich przestrzennego rozmieszczenia2,3. Większość systemów modelowania opiera się na procedurach modyfikacji powierzchni w celu promowania lub zapobiegania adhezji komórek, a następnie pasywnemu osadzaniu komórek. Bioprinting zapewnia przestrzenną i czasową kontrolę nad rozmieszczeniem komórek1. Oprócz tych funkcji, bioprinting został opisany jako technicznie prosta, szybka i opłacalna metoda generowania geometrycznie złożonych rusztowań4. Wykorzystuje oprogramowanie do projektowania komputerowego i umożliwia wprowadzenie komórek do procesu produkcyjnego4.

Systemy biodruku zostały skategoryzowane na podstawie ich zasad działania jako oparte na laserze, na bazie atramentu lub na bazie ekstruzji4. Bioprinting ekstruzyjny został opisany jako najbardziej obiecujący, ponieważ pozwala na wytwarzanie zorganizowanych konstruktów o klinicznie istotnych rozmiarach w realistycznych ramach czasowych4-6. Odbywa się to poprzez mechaniczne lub wspomagane przeciwciśnieniowo wytłaczanie biotuszu hydrożelowego zawierającego komórkę. W przedstawionej tu metodzie zastosowano przeciwciśnienie. Jak wspomniano, komórki są dostarczane w biotuszu cytokompatybilnym. Taki biotusz powinien wspomagać dostarczanie komórek bez wytwarzania szkodliwych naprężeń ścinających i mieć wystarczającą lepkość, aby zachować integralność wydrukowanego śladu, bez zapadania się lub rozprzestrzeniania (określanego jako "wyciek atramentu")7-10.

Wiadomo, że interakcja komórek z przylegającą do nich powierzchnią wpływa na zachowanie komórek. Topografia powierzchni może kontrolować kształt komórki, orientację11, a nawet fenotyp. W szczególności wykazano, że wytwarzanie rowków i kanałów indukuje rozciągniętą, wydłużoną morfologię na wielu typach komórek. Stwierdzono, że przyjęcie tej morfologii wpływa na fenotyp komórek multipotencjalnych i pluripotencjalnych. Na przykład, po ustawieniu na rowkach, mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) wykazują dowody na różnicowanie w kierunku kardiomiocytów12,13, a komórki mięśni gładkich naczyń przyjmują fenotyp kurczliwy w stosunku do syntetycznego10,14-17.

Kanały lub rowki wyrównujące komórki mogą być generowane na powierzchni polimerowej za pomocą wielu metod, na przykład głęboko reaktywnego trawienia jonowego, litografii wiązką elektronów, bezpośredniego druku laserowego, lasera femtosekundowego, fotolitografii i suchego trawienia plazmowego18. Podejścia te są często czasochłonne, wymagają złożonej aparatury i mogą być ograniczające pod względem kształtu generowanego wzoru. Ponadto nie synchronizują wzorcowania z bioprintingiem i nie pozwalają na natychmiastową komórkowość. Skoordynowany ruch zautomatyzowanego systemu dozowania może podążać za złożonymi wzorcami osadzania roztworów. Tutaj pokazujemy, w jaki sposób można wykorzystać ruch kontrolowany w mikroskali do tworzenia kanałów do orientacji komórek. Zaostrzony rysik lub skalpel jest przymocowany do głowicy drukującej zamiast strzykawki do wytłaczania, a sprzęt może następnie wytrawić powierzchnię polimeru pod kierunkiem oprogramowania do kreślenia. Metoda oferuje wszechstronność w projektowaniu wzorów i ma zastosowanie do materiałów polimerowych powszechnie stosowanych w bioinżynierii, takich jak polistyren, PTFE i polikaprolakton. Kolejnym krokiem do wytrawiania jest biodrukowanie komórek bezpośrednio na porysowanych rowkach. Zastosowany tutaj biotusz żelatynowy był w stanie zarówno utrzymać ślad, jak i umożliwić osadzonym komórkom wyczucie wytrawionych cech. Wykazano, że mezenchymalne komórki macierzyste biodrukowane na wytrawionych rowkach wydłużają się wzdłuż nich w wyraźnych liniach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Ten protokół opisuje użycie zrobotyzowanego systemu dozowania wspomaganego zwrotnym ciśnieniem (Rysunek 1A) jako wytrawiania powierzchni (Rysunek 1B) i biodrukarki opartej na wytłaczaniu (Rysunek 1C)10.

1. Modyfikacja powierzchni styropianu

  1. Używaj arkuszy polistyrenu o grubości 1 mm, ponieważ płytki do hodowli tkankowych polistyrenu mają tendencję do wyginania się do góry w środku, rujnując spójność wysokości zarówno trawienia, jak i drukowania.
    UWAGA: Ponieważ arkusze polistyrenu nie są modyfikowane pod kątem adhezji komórek, przeprowadza się obróbkę plazmową.
  2. Leczenie plazmą tlenową.
    1. Najpierw wybierz ciśnienie 2 bar na regulatorze butli tlenowej podłączonej do maszyny plazmowej. Następnie włącz maszynę plazmową i wprowadź następujące warunki do panelu sterowania maszyny: 150 W, 30 sscm tlenu, 10 min (odpowiednio dla mocy, przepływu gazu i czasu).
    2. Umieść podłoże styropianowe w komorze plazmowej, uszczelnij drzwiczki i naciśnij przycisk start na panelu sterowania. Namoczyć podłoże polistyrenowe poddane plazmie tlenowej w płodowej surowicy bydlęcej i inkubować w temperaturze 37 °C przez 2 godziny przed trzykrotnym myciem 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).

2. Programowanie wzorców wydruku

  1. Użyj programu, aby najpierw wytrawić powierzchnię rysikiem lub skalpelem.
    1. Używając rysika, włóż igłę tekstylną o średnicy 1,5 mm (od wewnątrz z dużą ostrożnością) do dyszy strzykawki dozującej (5 lub 10 ml), aż zostanie zaklinowana i zabezpieczona. Jeśli używasz skalpela, wybierz skalpel z okrągłą rękojeścią, tak aby można go było zamocować w mechanizmie zaciskowym ramienia drukującego.
      UWAGA: Rysik wytrawia zakrzywione wzory lepiej niż ostrze skalpela.
    2. Próbując po raz pierwszy stworzyć układ bioprint, naszkicuj żądany wzór na papierze milimetrowym z ponumerowanymi osiami, aby wygenerować współrzędne X-Y. Następnie wprowadź współrzędne wytrawionego/biodrukowanego wzoru do oprogramowania arkusza kalkulacyjnego (Rysunek 2).
      UWAGA: "Pożądany wzór" może mieć wiele kształtów, takich jak liniowy, w kształcie litery S lub okrągły. Wybór zależy od wymaganego modelu eksperymentalnego, takiego jak równoległe linie liniowe do różnicowania MSCs do kardiomiocytów, jak pokazano tutaj. Funkcja wykresu punktowego pozwala na wizualizację proponowanego wzoru wykresu.
    3. Otwórz oprogramowanie do drukowania/dozowania. Wybierz "Program > Dodaj program", a następnie "Edytuj > dodaj punkt", aby skonfigurować program. Eksportuj wartości współrzędnych x i y uzyskane z arkusza kalkulacyjnego do oprogramowania do drukowania/dozowania za pomocą funkcji "Kopiuj i wklej".
    4. Skalibruj wysokość "z" robota przed każdym uruchomieniem, aby umieścić rysik/dyszę drukującą na powierzchni.
      1. W oprogramowaniu do drukowania/dozowania wybierz opcję "Robot", kliknij "Zmiana trybu" i włącz opcję "Tryb uczenia". Po wybraniu oprogramowanie włącza funkcję "Jog" robota.
      2. Aby impulsować, najpierw zainicjuj robota do jego domyślnej pozycji, wybierając następujące polecenia z paska menu: "Robot > Meca Initialize", a następnie wybierz "Robot > Jog". Wprowadź wartości liczbowe (w mm) w "szczelinach X i Y" wymaganych do umieszczenia rysika dokładnie na początku wzoru.
      3. Następnie wprowadź wartość liczbową (w mm) w "gnieździe Z", aby umieścić rysik lub dyszę drukującą w kontakcie z powierzchnią, ale nie zginać ani nie wgniatać powierzchni. Ten punkt jest oznaczony jako wartość początkowa "Z".
        UWAGA: Głębokość każdego rowka można łatwo zmieniać za pomocą wysokości Z systemu. Wykazano, że rowki o grubości 40, 80 i 170 μm wrzynają się w powierzchnię arkuszy polistyrenu o grubości 1 mm (rysunek 4 i tabela 1).
    5. Wybierz instrukcję drukowania dla każdego z punktów współrzędnych, tj. "Początek dozowania linii", aby zdefiniować pierwszy punkt i rozpoczęcie drukowania, "Przejście linii", aby wyznaczyć punkty pośrednie i "Dozowanie na końcu linii", aby zasygnalizować robotowi zakończenie drukowania.
    6. Przekaż program robotowi, wybierając następujące polecenia z górnego paska menu: "Robot > Wyślij dane C&T".
    7. Rozpocznij proces trawienia/drukowania, przełączając robota w tryb "Run". Zrób to, wybierając "Robot > Zmiana trybu > Przełącz tryb pracy" z górnego paska menu.
    8. Rozpocznij procedurę drukowania, naciskając zielony "przycisk start" na konsoli dozownika robota.

3. Przygotowanie i drukowanie biotuszu żelatynowego zawierającego komórki

  1. Rozpuścić 2% żelatyny w Minimum Essential Medium Alpha Medium (αMEM) (uzupełnionym 10% FBS i 2% antybiotykiem/antybiotykiem) w temperaturze 60 °C przez 2 godziny, aby przygotować roztwory biotuszu.
  2. Wstępna hodowla białka czerwonej fluorescencji z ekspresją mezenchymalnych komórek macierzystych (RFP-MSC) do 70% konfluencji w 10-centymetrowych szalkach do hodowli tkankowej przy użyciu αMEM / 10% FBS. Uwolnić przyłączone komórki do zawiesiny, usuwając pożywkę i pokrywając 1x roztworem trypsyny-EDTA przez 5 minut w temperaturze 37 °C.
  3. Osadzać komórki przez odwirowanie przy 1 000 x g przez 5 minut i usunąć supernatant. Zawiesić osad komórkowy w 0,5 ml 1x PBS i policzyć gęstość komórek za pomocą hemocytometru.
  4. Po pozostawieniu biotuszu do ostygnięcia do temperatury pokojowej, delikatnie wymieszaj z wystarczającą objętością do zawiesiny RFP-MSC w biotuszu, aby uzyskać końcowe stężenie 5 x 106 komórek ml−1.
  5. Wlej komórkę zawierającą biotusz do strzykawki drukarskiej z uszczelnioną dyszą. Schłodzić załadowaną strzykawkę do temperatury 4 °C w celu uzyskania lepkości nadającej się do drukowania.
  6. Umieść załadowaną strzykawkę na zautomatyzowanym zrobotyzowanym systemie dozowania i podłącz przewody ciśnieniowe powietrza. Wyjmij uszczelkę Luer strzykawki i zamocuj dyszę drukującą.
  7. Wytłaczaj komórkowe biotusze w cienkie linie za pomocą przeciwciśnienia 0,05 MPa, z prędkością zapisu 5 mm/s ze strzykawki o pojemności 10 ml za pomocą igły/dyszy 27 G (zalecanej stożkowej zamiast cylindrycznej) na powierzchnię folii polistyrenowej, postępując zgodnie z zaprogramowanym wzorem osadzania opisanym w kroku 2.1, aby umieścić komórkowy biotusz na wstępnie wytrawionych rowkach.
  8. Po 1 godzinie inkubacji w temperaturze pokojowej dodaj 10 ml pożywki wzrostowej (uzupełnionej 10% FBS i antybiotykami) i inkubuj komórki przez 24 godziny (aby komórki mogły wyczuć i zareagować na wytrawione cechy) przed obejrzeniem za pomocą odwróconego mikroskopu fluorescencyjnego przy 10-krotnym powiększeniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reprezentatywne wyniki pokazują, że zrobotyzowany system dozowania wspomagany ciśnieniem zwrotnym może być używany jako biodrukarka oparta na ekstruzji do wykonywania zarówno wytrawiania powierzchni, jak i drukowania biotuszem (Rysunek 1 A). Może być używany do generowania wytrawionych rowków na powierzchniach polimerowych, a następnie do drukowania komórki zawierającej biotusz bezpośrednio na elementach (rysunek 1 B i C).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krytycznym etapem tej procedury jest faktyczne dostarczenie komórek macierzystych do biodruku, ponieważ proces ten musi umożliwiać sedymentację komórek do cech, drukowanie bez rozprzestrzeniania się / krwawienia biotuszu, dostarczanie komórek bez stresu ścinającego śmierć komórki i nie powodować różnicowania w kierunku niechcianej linii.

Jeśli oczekiwane wyrównanie komórek nie nastąpi, należy ocenić lepkość biotuszu pod kątem jego przydatności do drukowania. Ważne jest, aby biotusz umożliwiał ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że nie mają konkurencyjnego interesu finansowego.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca prezentowana tutaj jest wspierana przez Singapore National Research Foundation w ramach programu CREATE (NRF-Technion): The Regenerative Medicine Initiative in Cardiac Restoration Therapy Research Program oraz przez Public Sector Funding (PSF) 2012 od Science and Engineering Research Council (SERC) przy Agencji ds. Nauki, Technologii i Badań (A*STAR).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprzęt< / silny>
Zrobotyzowany system dozowaniaJanome2300N
Maszyna plazmowaFemto ScienceCovance
Mikroskop
USB Mikroskop optycznyOlympusIX71
Nazwa FirmaNumer katalogowyKomentarze
Software
Arkusz kalkulacyjnyExcelprogramie Excel
Oprogramowanie dopunktów C-OprogramowanieJanome
JR National Institutes of Health (NIH)ImageJ
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprzęt
Rysik (ostrze)OLFAAK-5
strzykawka drukarska 5 mlSan-ei TechSH10LL-B
30 G igła drukarskaSan-ei TechSH30-0,25-B
styropianu 1 mmZakupione lokalnie
Surowica bydlęcapłodu Invitrogen 10270-098
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiInvitrogen
Żelatyna ze skóry wieprzowiny, Moc żelu 300, Typ ASigma Aldrich9000-70-8
α MEMInvitrogen41061-029
Antibiotc przeciwgrzybiczeSigma AldrichA5955-100ML
Mezenchymalne komórki macierzyste z czerwonego fluorescencyjnego białka (RFP-MSC)Cyagen Biosciences IncorporationRASMX-01201
Oprogramowanie do drukowania w obrazowania do obrazowania Arkusze

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ma, Z., et al. Cell and Organ Printing. Ringeisen , R. B., Spargo, J. B., Wu, K. P. , Springer. Netherlands. 137-159 (2010).
  2. Kaji, H., Camci-Unal, G., Langer, R., Khademhosseini, A. Engineering systems for the generation of patterned co-cultures for controlling cell-cell interactions. Biochim Biophys Acta. 1810 (3), 239-250 (2011).
  3. Goubko, C. A., Cao, X. Patterning multiple cell types in co-cultures: A review. Materials Science and Engineering: C. 29 (6), 1855-1868 (2009).
  4. Pati, F., Jang, J., Lee, J. W., Cho, D. W. Essentials of 3D Biofabrication and Translation. Yoo, J. J. , Academic Press. 123-152 (2015).
  5. Derby, B. Printing and prototyping of tissues and scaffolds. Science. 338 (6109), 921-926 (2012).
  6. Malda, J., et al. 25th anniversary article: Engineering hydrogels for biofabrication. Adv Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  7. Billiet, T., Vandenhaute, M., Schelfhout, J., Van Vlierberghe, S., Dubruel, P. A review of trends and limitations in hydrogel-rapid prototyping for tissue engineering. Biomaterials. 33 (26), 6020-6041 (2012).
  8. Skardal, A. Essentials of 3D Biofabrication and Translation. Yoo, J. J. , Academic Press. 1-17 (2015).
  9. Irvine, S. A., et al. Printing cell-laden gelatin constructs by free-form fabrication and enzymatic protein crosslinking. Biomed Microdevices. 17 (1), 16(2015).
  10. Bhuthalingam, R., et al. A novel 3D printing method for cell alignment and differentiation. International Journal of Bioprinting. 1, 57-65 (2015).
  11. Curtis, A., Wilkinson, C. Topographical control of cells. Biomaterials. 18 (24), 1573-1583 (1997).
  12. Tay, C. Y., et al. Micropatterned matrix directs differentiation of human mesenchymal stem cells towards myocardial lineage. Exp Cell Res. 316 (7), 1159-1168 (2010).
  13. Tay, C. Y., et al. Bio-inspired micropatterned platform to steer stem cell differentiation. Small. 7 (10), 1416-1421 (2011).
  14. Li, H., et al. Direct laser machining-induced topographic pattern promotes up-regulation of myogenic markers in human mesenchymal stem cells. Acta Biomater. 8 (2), 531-539 (2012).
  15. Kolind, K., Leong, K. W., Besenbacher, F., Foss, M. Guidance of stem cell fate on 2D patterned surfaces. Biomaterials. 33 (28), 6626-6633 (2012).
  16. Agrawal, A., et al. Smooth Muscle Cell Alignment and Phenotype Control by Melt Spun Polycaprolactone Fibers for Seeding of Tissue Engineered Blood Vessels. International Journal of Biomaterials. 2015, (2015).
  17. Chang, S., et al. Phenotypic modulation of primary vascular smooth muscle cells by short-term culture on micropatterned substrate. PLoS One. 9 (2), e88089(2014).
  18. Li, Y., et al. Engineering cell alignment in vitro. Biotechnol Adv. 32 (2), 347-365 (2014).
  19. Blaeser, A., et al. Controlling Shear Stress in 3D Bioprinting is a Key Factor to Balance Printing Resolution and Stem Cell Integrity. Adv Healthc Mater. 5 (3), 326-333 (2016).
  20. Nery, A. A., et al. Human mesenchymal stem cells: From immunophenotyping by flow cytometry to clinical applications. Cytometry Part A. 83A (1), 48-61 (2013).
  21. Guvendiren, M., Lu, H. D., Burdick, J. A. Shear-thinning hydrogels for biomedical applications. Soft Matter. 8 (2), 260-272 (2012).
  22. Markstedt, K., et al. 3D Bioprinting Human Chondrocytes with Nanocellulose-Alginate Bioink for Cartilage Tissue Engineering Applications. Biomacromolecules. 16 (5), 1489-1496 (2015).
  23. Kolesky, D. B., et al. 3D bioprinting of vascularized, heterogeneous cell-laden tissue constructs. Adv Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
  24. Merceron, T. K., Murphy, S. V. Essentials of 3D Biofabrication and Translation. Yoo, J. J. , Academic Press. 249-270 (2015).
  25. Carrow, J. K., Kerativitayanan, P., Jaiswal, M. K., Lokhande, G., Gaharwar, A. K. Essentials of 3D Biofabrication and Translation. Yoo, J. J. , Academic Press. 229-248 (2015).
  26. Lee, K. V., et al. Bioprinting in Regenerative Medicine. Turksen, K. , Springer International Publishing. 33-66 (2015).
  27. Ozbolat, I. T., Hospodiuk, M. Current advances and future perspectives in extrusion-based bioprinting. Biomaterials. 76, 321-343 (2016).
  28. Li, M., Tian, X., Schreyer, D. J., Chen, X. Effect of needle geometry on flow rate and cell damage in the dispensing-based biofabrication process. Biotechnol Prog. 27 (6), 1777-1784 (2011).
  29. Nikkhah, M., Edalat, F., Manoucheri, S., Khademhosseini, A. Engineering microscale topographies to control the cell-substrate interface. Biomaterials. 33 (21), 5230-5246 (2012).
  30. Khademhosseini, A., et al. Microfluidic patterning for fabrication of contractile cardiac organoids. Biomed Microdevices. 9 (2), 149-157 (2007).
  31. Chelli, B., et al. Neural cell alignment by patterning gradients of the extracellular matrix protein laminin. Interface Focus. 4 (1), 20130041(2014).
  32. Aubin, H., et al. Directed 3D cell alignment and elongation in microengineered hydrogels. Biomaterials. 31 (27), 6941-6951 (2010).
  33. Béduer, A., et al. Engineering of adult human neural stem cells differentiation through surface micropatterning. Biomaterials. 33 (2), 504-514 (2012).
  34. Bian, W., Jackman, C. P., Bursac, N. Controlling the structural and functional anisotropy of engineered cardiac tissues. Biofabrication. 6 (2), 024109(2014).
  35. Chen, P. Y., et al. Fabrication of large perfusable macroporous cell-laden hydrogel scaffolds using microbial transglutaminase. Acta Biomater. 10 (2), 912-920 (2014).
  36. Bertassoni, L. E., et al. Direct-write bioprinting of cell-laden methacrylated gelatin hydrogels. Biofabrication. 6 (2), 024105(2014).
  37. Zhao, X., et al. 3D patterned substrates for bioartificial blood vessels - The effect of hydrogels on aligned cells on a biomaterial surface. Acta Biomater. 26, 159-168 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Trawienie powierzchnibiodruk kom rekbioatrament hydro elowyz wspomaganiem przeciwci nieniowympowierzchnia polistyrenowaobr bka plazm tlenowp odowa surowica bydl cabioatrament elatynowymezenchymalne kom rki macierzyste

Powiązane artykuły