Artykuł metodologiczny

Ocena labilnego węgla organicznego w glebie za pomocą sekwencyjnych procedur inkubacji fumigacji

DOI:

10.3791/54614

⸱

29 października 2016

 , 
1Hill Farm Research Station, Louisiana State University Agricultural Center, 2School of Forestry and Natural Resources, University of Arkansas at Monticello

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Labilny węgiel organiczny (LOC) i potencjalny wskaźnik obrotu węgla są czułymi wskaźnikami zmian w procesach obiegu składników odżywczych w glebie. Podano szczegółowe informacje na temat metody opartej na fumigacji i inkubacji gleby w serii cykli oraz wykorzystaniu CO2 nagromadzonego w okresach inkubacji w celu oszacowania tych parametrów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praktyki zarządzania i zmiany środowiskowe mogą zmienić obieg składników odżywczych i węgla w glebie. Glebowy labilny węgiel organiczny, łatwo rozkładający się basen C, jest bardzo wrażliwy na zakłócenia. Jest to również podstawowy substrat dla mikroorganizmów glebowych, który ma zasadnicze znaczenie dla obiegu składników odżywczych. Ze względu na te cechy, labilny węgiel organiczny (LOC) został zidentyfikowany jako parametr wskaźnikowy dla zdrowia gleby. Kwantyfikacja tempa rotacji LOC pomaga również w zrozumieniu zmian w procesach obiegu składników odżywczych w glebie. Opracowano metodę sekwencyjnej inkubacji fumigacji w celu oszacowania LOC gleby i potencjalnego tempa wymiany węgla. Metoda wymaga fumigacji próbek gleby i ilościowego określenia CO2-C wdychanego podczas 10-dniowego okresu inkubacji w serii cykli fumigacji-inkubacji. Niestabilny organiczny C i potencjalny wskaźnik obrotu C są następnie ekstrapolowane ze skumulowanego CO2 za pomocą ujemnego modelu wykładniczego. Opisano procedury przeprowadzania tej metody.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ze względu na jego istotną rolę w obiegu węgla (C) i składników odżywczych oraz jego wrażliwość na zmiany gleby, LOC gleby jest ważnym parametrem do pomiaru jako wskaźnik jakości materii organicznej gleby. Lasy i agroekosystemy w dużym stopniu zależą od mineralizacji składników odżywczych w materii organicznej gleby jako źródle składników odżywczych. Działania związane z zarządzaniem mogą zmienić wielkość basenu i szybkość rotacji węgla organicznego w glebie, powodując zmiany w zaopatrzeniu w składniki odżywcze1. Glebowy organiczny C składa się z dwóch podstawowych frakcji opornego C, który ma tempo rotacji kilka tysięcy lat, oraz LOC, który ma tempo rotacji od kilku tygodni do kilku lat2,3,4. Gleba labilna C składa się z łatwo rozkładających się substratów, takich jak biomasa mikrobiologiczna C, związki o niskiej masie cząsteczkowej (aminokwasy, węglowodany proste) z ryzodowania roślin oraz produkty uboczne rozkładu i odcieki ze ściółki roślinnej1,4,5. Ponieważ gleba labilna C łatwo ulega rozkładowi, jest bardzo wrażliwa na praktyki gospodarowania i zjawiska naturalne, które zakłócają lub zmieniają glebę6. Glebowa labilność C służy jako podstawowe źródło energii dla mikroorganizmów glebowych w rozkładzie materii organicznej7. W związku z tym LOC wpływa na obieg składników odżywczych w większym stopniu niż stabilne formy organicznego C8 w glebie. Mikroorganizmy glebowe są również odpowiedzialne za większość oddychania heterotroficznego, które zachodzi podczas rozkładu opornej materii organicznej gleby, co jest ułatwione przez działanie pobudzające LOC9,10,11. Oddychanie to odgrywa istotną rolę w globalnych cyklach C, ponieważ organiczne C w glebie jest w przybliżeniu dwukrotnie większe niż w atmosferze C11.

Ze względu na jego znaczenie dla ekosystemów lądowych, opracowano kilka metod szacowania LOC gleby. Metody te można podzielić na trzy ogólne klasyfikacje: fizyczną, chemiczną i biochemiczną. Metody separacji densytometrycznej to metody fizyczne, które polegają na rozdzielaniu gleby organicznego C na ciężkie lub lekkie frakcje lub na gruboziarnisty i drobnoziarnisty organiczny C12,13,14,15. Metody rozdzielania są stosunkowo łatwe do wykonania, ale często nie dają spójnych wyników, ponieważ frakcje te różnią się w zależności od rodzaju gleby, składu mineralnego, wielkości i gęstości materiału roślinnego oraz konsystencji agregatu glebowego13,15. Metody rozdzielania również dostarczają jedynie informacji ilościowych na temat LOC15.

Dostępnych jest kilka metod chemicznych do szacowania LOC. Wodna ekstrakcja węgla organicznego jest stosunkowo łatwa do przeprowadzenia, a metody te często zapewniają łatwe do odtworzenia wyniki. Ekstrakcje te nie obejmują jednak całego spektrum dostępnych substratów dla mikroorganizmów15. Opracowano kilka metod utleniania do chemicznego frakcjonowania węgla organicznego w glebie. Metody utleniania mają tę zaletę, że charakteryzują ilość i jakość labilnego organicznego C, chociaż niektóre metody wymagają pracy z niebezpiecznymi chemikaliami, a między metodami występuje zmienność w odtwarzalności wyników15. Metoda ekstrakcji hydrolizą kwasową jest innym rodzajem procedury frakcjonowania chemicznego, która może mierzyć ilość i jakość LOC, ale wyniki tej metody nie ułatwiają interpretacji jej właściwości biologicznych13,15.

Biochemiczne metody interpretacji LOC gleby zostały opracowane. Labilny organiczny C można mierzyć jako CO2 uwalniany przez mikroorganizmy w testach oddychania. Testy te dostarczają szacunków prawdziwej mineralizowalnej materii organicznej, ale zazwyczaj tylko najbardziej labilne związki są mineralizowane podczas testów15. Biomasa mikrobiologiczna C gleby mierzona za pomocą fumigacji-inkubacji16 i fumigacji-ekstrakcji17 została wykorzystana do opracowania wniosków na temat LOC. Procedury te dostarczają jednak szacunków C w biomasie mikrobiologicznej, a nie LOC. Obie procedury fumigacji obejmują odejmowanie wartości z gleby niepoddanej fumigacji w celu określenia biomasy mikrobiologicznej C, ale zasugerowano, że wartości uzyskane bez odejmowania gleby niepoddanej fumigacji stanowią miarę labilnych frakcji organicznych C oprócz biomasy mikrobiologicznej18.

Sekwencyjna procedura fumigacji-inkubacji (SFI)13 do pomiaru LOC jest metodą biochemiczną zaadaptowaną z procedury fumigacji-inkubacji16 dla pomiaru C biomasy mikrobiologicznej gleby. Metoda SFI ma pewne zalety w porównaniu z innymi metodami szacowania LOC. Podstawą koncepcyjną metody jest to, że LOC jest mikrobiologicznie degradowalnym C, który rządzi wzrostem mikroorganizmów, oraz że LOC jest fizycznie dostępny i ulega chemicznej degradacji przez mikroorganizmy glebowe. W warunkach polowych rozwój mikroorganizmów jest zwykle ograniczony przez dostępność węgla, dostępność składników odżywczych, dostępną przestrzeń porową i/lub drapieżnictwo. Czynniki te są prawie eliminowane przez fumigację, tworząc niezakłócone warunki do rozwoju drobnoustrojów. W okresie inkubacji metody nie są usuwane żadne składniki odżywcze. W trakcie wielu cykli fumigacji i inkubacji wzrost drobnoustrojów staje się ograniczony przez ilość i jakość C (labijakość)13. Nagromadzony CO2 oddychany podczas cykli inkubacji służy do ekstrapolacji LOC za pomocą prostego ujemnego modelu wykładniczego11,13,19. Potencjalny wskaźnik obrotu C można również wyprowadzić z nachylenia modelu wykładniczego, więc metoda SFI ma przewagę nad większością innych metod LOC w jednoczesnym szacowaniu stężeń i potencjalnego wskaźnika obrotu LOC11. W przypadku innych metod informacje na temat potencjalnych wskaźników obrotu LOC można uzyskać tylko wtedy, gdy stosuje się substancje śladowe, takie jak 14C13. Metoda SFI jest zatem stosunkowo prostą i niedrogą techniką uzyskiwania pomiarów zarówno LOC, jak i jego potencjalnych wskaźników rotacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Zbieraj glebę, aby uzyskać próbki reprezentatywne dla warunków panujących na obszarze doświadczalnym i w jednostkach doświadczalnych20

  1. Zidentyfikuj wszelkie różnice we właściwościach terenu, takich jak nachylenie i właściwości gleby, w tym tekstura, gęstość nasypowa, pH, głębokość horyzontu organicznego i/lub stężenia składników odżywczych. Zidentyfikuj wszelkie różnice w typie roślinności na powierzchniach. Należy wykorzystać znane lub opublikowane oszacowania współczynników zmienności dla właściwości terenu, aby oszacować liczbę próbek wymaganych do osiągnięcia wcześniej określonego błędu względnego.
  2. Pobrać próbkę gleby za pomocą świdra lub innego urządzenia do zbierania według wzoru opartego na warunkach terenowych i jednostki doświadczalnej.
    1. W przypadku warunków jednorodnych należy zastosować losowy wzór pobierania próbek w każdej jednostce doświadczalnej.
      1. Przypisz punkty próbkowania w całkowicie losowych miejscach w jednostce eksperymentalnej lub w zygzakowatym wzorze.
      2. Pobieraj próbki gleby w każdym losowym punkcie lub w punktach przypisanych zygzakiem. Zeskrob materię organiczną z powierzchni gleby mineralnej przed użyciem świdra lub innego urządzenia zbierającego do wykopania próbki gleby.
        UWAGA: Metoda SFI została opracowana przy użyciu poziomów glebowych od Oa i poniżej13. Dalsze badania są konieczne, jeżeli horyzonty powyżej Oa mogą być badane przy użyciu metody SFI.
      3. Połącz wszystkie próbki zebrane w jednostce doświadczalnej w jednym pojemniku i fizycznie wymieszaj poszczególne próbki w pojemniku, aby utworzyć próbkę złożoną dla każdej jednostki doświadczalnej.
    2. W przypadku warunków niejednorodnych, które są znacznie bardziej powszechne, należy stosować systematyczny wzorzec próbkowania w każdej jednostce eksperymentalnej.
      1. Próbki gleb należy pobrać wzdłuż transektu w środku każdej jednostki doświadczalnej w taki sposób, aby odległość między punktami pobierania próbek w obrębie transektu była mniejsza niż odległość potrzebna do przedstawienia zmienności w obrębie jednostek doświadczalnych.
      2. Próbki gleb wzdłuż wielu transektów w każdej jednostce doświadczalnej, które tworzą wzór siatki w stosunkowo dużych jednostkach eksperymentalnych lub jednostkach eksperymentalnych z wieloma źródłami zmienności.
      3. Połącz wszystkie próbki pobrane wzdłuż każdego transektu w jednym pojemniku i fizycznie wymieszaj poszczególne próbki w pojemniku, aby utworzyć próbkę złożoną dla każdego transektu.

2. Przygotowanie gleby do testu SFI

  1. Umieść próbki w chłodziarce wypełnionej folią lodową natychmiast po zebraniu w terenie.
  2. Po przybyciu do obiektu, w którym próbki mają być przechowywane do czasu analizy, należy umieścić próbki w lodówce w temperaturze 4 °C do czasu przeprowadzenia procedur przygotowania próbki i SFI.
  3. Przesiać próbki gleby przez sito o oczkach 6,4 mm x 6,4 mm. Wyczyść siatkę wodą między każdą próbką, aby zapobiec zanieczyszczeniu między próbkami.
  4. Dla każdej próbki należy odmierzyć trzy podpróbki o masie 100 g i umieścić podpróbki o masie 100 g w zlewce o pojemności 250 ml. Przykryj każdą zlewkę Parafilmem i pozostaw je na blacie na 10 dni w temperaturze 25 °C.

3. Pobieranie podpróbek do oznaczania masy suchej w piecu

  1. Pod koniec 10-dniowej wstępnej inkubacji próbek gleby należy usunąć Parafilm z każdej próbki.
  2. Zapisz wagę aluminiowej łodzi wagowej. Pobrać 1 g gleby ze wszystkich próbek i umieścić w łódce do ważenia.
  3. Zanotuj masę wilgotnej gleby i zważ łódź.
  4. Umieścić łódki wagowe z ziemią w piecu w temperaturze 105 °C. Po tym, jak próbki osiągną stałą wagę, co zwykle ma miejsce po 48 godzinach, zapisuje się wagę łodzi ważących i gleby.
  5. Odejmij masę łodzi od obciążeń pobranych z wilgotnej gleby i suchej gleby w łodzi do ważenia, aby uzyskać masę wilgotnej i suchej gleby. Wyprowadź stosunek suchej gleby do wilgotnej, dzieląc masę suchej gleby przez masę wilgotnej gleby.

4. Odkażanie próbek gleby

  1. Umieść wilgotny ręcznik papierowy na dnie co najmniej dwóch (może być konieczne więcej w zależności od liczby próbek) szklanych eksykatorów próżniowych o pojemności 10,5 l z porcelanowymi płytkami.
  2. W przypadku wszystkich próbek należy zważyć 30 g gleby do trzech oddzielnych szklanych fiolek. Używać fiolek wystarczająco dużych, aby pomieścić 40 g gleby i wystarczająco wąskich, aby zmieściły się w otworze 40 mm, jeśli stosuje się pojemnik do inkubacji opisany w sekcji 5.
  3. Jeśli używasz taśmy do etykietowania do identyfikacji każdej 30 g podpróbki gleby, użyj ołówka, ponieważ fumigacja degraduje atrament.
  4. Umieścić dwie z trzech podpróbek o masie 30 g dla każdej próbki gleby w eksykatorze próżniowym do fumigacji, a jedną podpróbkę w eksykatorze próżniowym, który nie będzie przeprowadzał fumigacji.
  5. W zlewce o pojemności 100 ml ułożyć warstwę wrzących kamieni w ilości wystarczającej do pokrycia dna zlewki.
  6. Wlać 50 ml chloroformu niezawierającego etanolu (CHCl3) do zlewki o pojemności 100 ml z warstwą wrzących kamieni. Umieścić 100 ml zlewkę z wrzącymi kamieniami i CHCl3 w środku eksykatora wypełnionego 30 g podpróbkami gleby. Wykonaj ten krok pod wyciągiem.
  7. Pod wyciągiem użyj próżni, aby zagotować CHCl3 w celu odkażania dwóch zestawów podpróbek na próbkę gleby.
    1. Podłączyć próżnię do eksykatora próżniowego za pomocą przewodów próżniowych. Uruchom próżnię i obserwuj, jak CHCl3 zaczyna wrzeć.
    2. Pozwól CHCl3 wrzeć przez 30 sekund i odłącz przewód próżniowy od eksykatora, aby umożliwić przepływ powietrza z powrotem do eksykatora. Ten etap sprzyja przedostawaniu się gazuCHCl 3 do próbek gleby. Powtórz dwa razy.
    3. Wykonaj czwarte i ostatnie gotowanie CHCl3, pozwalając mu wrzeć przez 2 minuty.
    4. Przy nadal działającej próżni zamknij uszczelkę eksykatora próżniowego, aby utrzymać próżnię w eksykatorze. Wyłącz podciśnienie i odłącz przewód próżniowy od eksykatora.
  8. Uszczelnić eksykator zawierający próbki niepoddane fumigacji, nakładając pokrywę na eksykator i uszczelniając korek próżniowy. Umieść eksykatory (poddane fumigacji i bez fumigacji) w zaciemnionym miejscu (takim jak szafka) na 24 godziny. Nie należy powtarzać procedur próżniowych opisanych w ppkt 4.7 na eksykatorze zawierającym próbki niepoddane fumigacji.

5. Złóż pojemniki do inkubacji próbek gleby

  1. Przełóż szklany pręt o długości 15 cm przez gumowy korek w rozmiarze 10 z otworem wywierconym pośrodku. Średnica pręta powinna być wystarczająca, aby dokładnie zmieścić się w otworze.
  2. Półprzezroczyste butelki polipropylenowe o pojemności 0,5 l z szerokimi otworami należy oznaczyć identyfikatorem odpowiadającym identyfikacji podpróbki podpróbki podskórnej podpodskórnej o pojemności 0,5 litra poddanej fumigacji i niepoddanej fumigacji.

6. Opróżnij chloroform z eksytorów pod wyciągiem

  1. Otworzyć korek na eksykatorze próżniowym, aby umożliwić przepływ powietrza do eksykatora. Zdjąć pokrywkę z eksykatora i wyjąć próbki oraz wilgotny ręcznik z eksykatora.
  2. Użyj próżni, aby usunąć gaz CHCl3 z próbek gleby.
    1. Nałożyć pokrywkę na eksykator. Podłączyć eksykator do próżni za pomocą rurki próżniowej.
    2. Włącz pompę próżniową i pozwól pompie pracować przez pięć minut. Odłączyć przewód próżniowy od eksykatora, aby umożliwić przepływ powietrza do eksykatora.
    3. Powtórz krok 6.3.2 cztery razy.

7. Przenieś każdą podpróbkę gleby do pojemnika inkubacyjnego (Rysunek 1), aby przeprowadzić 10-dniową inkubację

  1. Odpipetować 1 ml wody dejonizowanej do pojemnika do inkubacji. Połączyć pustą szklaną fiolkę ze szklanym prętem wystającym z korka o rozmiarze 10 za pomocą gumowej opaski. Otwarty koniec szklanej fiolki powinien być skierowany w stronę podstawy korka. Szklana fiolka powinna mieć rozmiar wystarczający do pomieszczenia do 40 ml płynu.
  2. Umieścić fiolkę zawierającą 30 g podpróbki gleby w pojemniku do inkubacji.
  3. Dodać 1 g niepoddanej fumigacji gleby z pierwotnej próbki gleby do każdej z odpowiadających jej podpróbek (poddanych fumigacji i niepoddanych fumigacji) jako inokulum.
  4. Odpipetować 1 ml 2 M NaOH do szklanej fiolki połączonej z korkiem/szklaną pałeczką. Wsunąć korek/szklany pręt na górną część pojemnika do inkubacji. Przykryj górną część pojemnika do inkubacji Parafilmem.
  5. Utwórz pojemnik do inkubacji, który nie zawiera gleby. Zbierz od trzech do pięciu pojemników do inkubacji bez gleby.
    UWAGA: Kwas używany do miareczkowania próbek z pojemnika bez gleby jest niezbędny do oznaczania mineralizacji CO2 w okresie inkubacji, który opisano poniżej w podsekcji 9.3. W związku z tym wiele pojemników bezglebowych jest tworzonych jako zabezpieczenie przed nieprawidłowym obchodzeniem się lub miareczkowaniem pojemnika do inkubacji bez gleby, które spowodowałoby błąd w obliczeniach mineralizacji CO2 dla wszystkich próbek. Kwas używany do miareczkowania próbek z pojemników bezglebowych powinien mieć wartości zbliżone; Bardzo różna liczba kwasowa wśród próbek z pojemnika bez gleby jest prawdopodobnie wynikiem nieprawidłowego obchodzenia się z próbką lub miareczkowania.
    1. Postępować zgodnie z procedurami opisanymi w sekcji 5 w celu złożenia pojemników do inkubacji.
    2. Postępować zgodnie z procedurami opisanymi w punktach 7.1 i 7.4.
  6. Umieścić wszystkie pojemniki do inkubacji w zaciemnionym miejscu do przechowywania w temperaturze 25 °C. Pozostawić wszystkie pojemniki do inkubacji w miejscu przechowywania na 10 dni.

8. Przeprowadzić miareczkowanie na każdej podpróbce, aby określić ilościowo CO2 wytwarzany przez oddychanie mikrobiologiczne podczas okresu inkubacji

  1. Wyjąć szklaną fiolkę zawierającą 2 M NaOH z pojemnika do inkubacji.
  2. Odpipetować 2 ml 1 M BaCl2 do szklanej fiolki zawierającej 2 M NaOH.
  3. Dodać jedną kroplę fenoloftaleiny (C20H14O4) z pipety lub zakraplacza do szklanej fiolki zawierającej mieszaninę BaCl2 i NaOH. Umieścić mieszadło magnetyczne w szklanej fiolce i umieścić szklaną fiolkę na płytce mieszającej.
  4. Z aktywowaną płytką mieszającą, powoli dodawać 0,1 N HCl za pomocą biurety, aż czerwone zabarwienie mieszaniny w szklanej fiolce stanie się klarowne.
  5. Zanotować ilość HCl wymaganą do zmiany zabarwienia mieszaniny w szklanej fiolce.

9. Określ biomasę mikrobiologiczną C na podstawie danych zebranych podczas pierwszego cyklu fumigacji-inkubacji16,21,22

  1. Oznaczyć suchą masę gleby w każdej podpróbce, mnożąc jej wilgotną masę przez stosunek masy suchej do wilgotności uzyskany w kroku 3.8.
  2. Określić średnią ilość HCl używaną do miareczkowania pojemników do inkubacji bez gleby.
  3. Obliczać CO2 zmineralizowanego podczas 10-dniowej inkubacji według wzoru:
    figure-protocol-1
    gdzie CO2 = CO2 zmineralizowany podczas 10-dniowej inkubacji
    NS = kwas stosowany do miareczkowania próbek w pojemniku do inkubacji bez gleby
    S = kwas stosowany do miareczkowania próbek, które zawierały glebę w pojemniku do inkubacji
    M = molowość HCl
    E = 6, masa równoważna
    W = sucha masa gleby znajdującej się w pojemniku do inkubacji
  4. Oblicz biomasę mikrobiologiczną C za pomocą wzoru:
    figure-protocol-2
    gdzie BioC = biomasa mikrobiologiczna C
    F = CO2 zmineralizowany z podpróbek gleby, które poddano fumigacji
    NF = CO2 zmineralizowane z podpróbek gleby, które nie zostały poddane fumigacji
    K = frakcja biomasy mikrobiologicznej C zmineralizowanej do CO2
    1. Określić wartość K przez bezpośredni pomiar mineralizacji 14C we wstępnych testach z glebą lub opublikowane wartości22. Wartość 0,45 jest powszechnie używana dla K dla tego testu23.
  5. Wykonaj sekwencyjne cykle fumigacji i inkubacji, powtarzając sekcje 4-8 siedem razy dla podpróbek gleby, które zostały poddane fumigacji w pierwszym cyklu fumigacji-inkubacji.

10. Określ labilną C i potencjalną szybkość obrotu C za pomocą CO2 zmineralizowanego w trakcie ośmiu cykli fumigacji i inkubacji

  1. Użyj następującego wzoru, aby określić współczynnik korygujący dla inokulum glebowego dodawanego do próbek po każdej fumigacji:
    figure-protocol-3
    Gdzie IC = współczynnik korygujący dla inokulum
    C' = ilość CO2 z podpróbki niepoddanej fumigacji podczas pierwszej 10-dniowej inkubacji
    r = stosunek wagowy gleby inokulum do gleby poddanej fumigacji w pierwszym cyklu inkubacji fumigacji
    Ct = cykl inkubacji (1, 2 ... 8), taki, że Ct-1 = 0, gdy t = 1
  2. Aby oszacować ilość CO2 uwalnianego podczas każdej inkubacji dla każdej podpróbki, należy użyć następującego wzoru:
    figure-protocol-4
    gdzie Ct = CO2 uwolniony podczas inkubacji
    NS = kwas stosowany do miareczkowania próbek w pojemniku do inkubacji bez gleby
    S = kwas stosowany do miareczkowania próbek, które zawierały glebę w pojemniku do inkubacji
    IC = współczynnik korygujący dla inokulum (określony w kroku 10.1)
    E = 6, masa równoważna
    W = sucha masa gleby znajdującej się w pojemniku do inkubacji
  3. Wyprowadź labilne organiczne C za pomocą regresji nieliniowej.
    1. Zorganizuj arkusz kalkulacyjny, który zawiera dla każdej próbki identyfikatory próbki, numer cyklu inkubacji (1, 2 ...8) oraz CO2 uwolniony podczas inkubacji (określony w kroku 10.2).
    2. Korzystając z oprogramowania obsługującego regresję nieliniową, dopasuj następujący model do zestawu danych:
      figure-protocol-5
      gdzie Csum = suma CO2 uwolnionego podczas ośmiu cykli inkubacji
      LOC = gleba labilna organiczna C
      k = potencjalny czas obrotu
      t = cykl inkubacji (1, 2 ...8)
  4. Przelicz potencjalny czas obrotu z kroku 10.3.2 na dni, mnożąc odwrotność k przez 10 ze względu na 10-dniowy cykl inkubacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metoda SFI została użyta, jak opisano w tym artykule, w serii eksperymentów przeprowadzonych w południowo-wschodnich Stanach Zjednoczonych24,25,26,27. Łącznie eksperymenty te objęły różne typy roślinności, w tym sosnę zwyczajną (Pinus taeda L.), wiechlinę rózgową (Panicum virgatum L.), topolę (Populus deltoides Bartram ex Marsh.) i soję (Glycine max L. Merr.). Metoda była czuła przy określaniu różnic w LOC i/lub potencjalnych wskaźnikach obro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metoda SFI jest skutecznym protokołem wykrywania różnic w LOC gleby i potencjalnych wskaźnikach rotacji C w zakresie praktyk zarządzania (takich jak nawożenie, uprawa, kontrola wegetacji i praktyki zbiorów) oraz warunków glebowych. Zawartość LOC w glebie i szybkość obrotu C można wykorzystać do zrozumienia zmian w cyklach składników odżywczych. Metoda SFI zapewnia również pomiar biomasy mikrobiologicznej C z pierwszego zdarzenia fumigacji-inkubacji. Możliwość jednoczesnego pomiaru LOC gleby, obrotu C i biomasy mikrobiolo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Michelle Gonzales, Kenny'emu Kiddowi, Bradowi Osbonowi i wszystkim innym pracownikom, którzy przeprowadzili procedury laboratoryjne dla tych danych. Autorzy są wdzięczni za pomoc Andrew Scotta w opracowaniu kodowania oprogramowania do przeprowadzania procedur dopasowywania modeli. Autorzy doceniają również finansowanie ze strony Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych, Narodowego Instytutu Żywności i Rolnictwa, Zrównoważonego Rolnictwa oraz Badań i Edukacji, regionu Sun Grant South Central oraz National Council of Air and Stream Improvement, które umożliwiły przeprowadzenie badań, z których uzyskano reprezentatywne wyniki przedstawione w tym artykule.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zestaw do pobierania próbek ślimaka glebowegoJMCPN039Dostępnych jest kilku innych producentów ślimaków stemplowych
ParafilmCurwoodPM999
Aluminiowe łodzie wagoweFisherbrand08-732-103
Suszarka ogólnego przeznaczeniaFisher Scientific15-103-0511Dostępnych jest wielu innych producentów pieców laboratoryjnych ogólnego przeznaczenia
Eksykator próżniowy 10,5 lCorning3121-250
Szklana fiolka scyntylacyjnaWheaton968560
Fiolki z gwintem szklanym, 41  mlFisherbrand03-339-21N
Chloroform, stabilizowany amylenamiSigma-Aldrich67-66-3
Chipsy wrząceFisher ScientificS25201
Pręt szklanyFisherbrandS63449
Rozmiar 10 gumowy korekFisherbrand14-130PKorki gumowe można kupić jako pełne i wywiercone w środku w celu zamontowania pręta szklanego lub kupić z otworem do włożenia pręta szklanego
Butelka PPCO z szerokim otworem, 0,5 lThermoScientific3121050016
Wodorotlenek sodu, odczynnik klasySigma-AldrichS5881
Chlorek baruSigma-Aldrich202738
Wskaźnik fenoloftaleinyFisher ScientificS25466
Kwas solny, roztwór 0,1 NFisher ScientificSA54-4

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Blair, G., et al. Soil carbon fractions based on their degree of oxidation, and the development of a carbon management index for agricultural systems. Aust. J. Agric. Res. 46, 1459-1466 (1995).
  2. Schimel, D. S., et al. Soil organic matter dynamics in paired rangeland and cropland toposequences in North Dakota. Geoderma. 36, 201-214 (1985).
  3. Parton, W. J., et al. Analysis of factors controlling soil organic matter levels in great-plains grasslands. Soil Sci. Soc. Am. J. 51, 1173-1179 (1987).
  4. Wu, H., et al. Labile organic C and N mineralization of soil aggregate size classes in semiarid grasslands as affected by grazing management. Biol. Fertil. Soils. 48, 305-313 (2011).
  5. Jones, D. L., et al. Plant and mycorrhizal regulation of rhizodeposition. New Phytol. 163, 459-480 (2004).
  6. Harrison, K. G., et al. The effect of changing land use of soil radiocarbon. Science. 262, 725-726 (1993).
  7. Jinbo, Z., et al. Land use effects on the distribution of labile organic carbon fractions through soil profiles. Soil Sci Soc. Am. J. 70, 660-667 (2006).
  8. Whalen, J. K., et al. Carbon and nitrogen mineralization from light- and heavy-fraction additions to soil. Soil Biol Biochem. 32, 1345-1352 (2000).
  9. Gregorich, E. G., et al. Towards a minimum data set to assess soil organic matter quality in agricultural soils. Can. J. Soil Sci. 74, 367-385 (1994).
  10. Hamer, U., et al. Priming effects in different soil types induced by fructose, alanine, oxalic acid and catechol additions. Soil Biol. Biochem. 37, 445-454 (2005).
  11. Feng, W., et al. Shifting sources of soil labile organic carbon after termination of plant carbon inputs in a subtropical moist forest of southwest China. Ecol. Res. 26, 437-444 (2011).
  12. Tisdall, J. M. Formation of soil aggregates and accumulation of soil organic matter. Structure and Organic Matter Storage in Agricultural Soils. Carter, M. R., Stewart, B. A. , Lewis Publishers. 57-96 (1996).
  13. Zou, X. M., et al. Estimating soil labile organic carbon and potential turnover rates using a sequential fumigation-incubation procedure. Soil Biol. Biochem. 37, 1923-1928 (2005).
  14. Cambardella, C. A., Elliott, E. T. Particulate soil organic matter changes across a grassland cultivation sequence. Soil Sci. Soc. Am. J. 56, 777-783 (1992).
  15. Strosser, E. Methods for determination of labile soil organic matter: an overview. J. Agrobiol. 27, 49-60 (2010).
  16. Jenkinson, D. A., Powlson, D. S. The effects of biocidal treatment on metabolism in soil V: a method for measuring soil biomass. Soil Biol. Biochem. 8, 209-213 (1976).
  17. Vance, E. D., et al. An extraction method for measuring soil microbial biomass C. Soil Biol. Biochem. 19, 703-707 (1987).
  18. De-Polli, H., et al. Chloroform fumigation-extraction labile C pool (microbial biomass C "plus") shows high correlation to microbial biomass C in Argentinian and Brazilian soils. Cienc. Suelo. 25, 15-22 (2007).
  19. Olson, J. S. Energy storage and the balance of producers and decomposers in ecological systems. Ecology. 44, 322-331 (1963).
  20. Pennock, D., et al. Chapter 1, Unit 1, Soil sampling designs. Soil Sampling and Methods of Analysis. Carter, M. R., Gregorich, E. G. , CRC Press, Taylor & Francis Group, LLC. (2008).
  21. Luizao, R. C. C., et al. Seasonal variation of soil microbial biomass: the effects of clearfelling a tropical rainforest and establishment of pasture in the central Amazon. Soil Biol. Biochem. 24, 805-813 (1992).
  22. Horwath, W. R., Paul, E. A., et al. Microbial biomass. Methods of soil analysis part 2: microbiological and biochemical properties. Weaver, R. W. , Soil Science Society of America, Inc. 753-773 (1994).
  23. Jenkinson, D. S., Ladd, J. N. Microbial biomass in soil: measurement and turnover. Soil Biochemistry. Paul, E. A., Ladd, J. N. , Marcel Dekker. 415-471 (1981).
  24. Blazier, M. A., et al. Poultry litter fertilization impacts on soil, plant, and water characteristics in loblolly pine (Pinus taeda L.) plantations and silvopastures in the mid-South USA. Principles, application, and assessment in soil science. Gungor, E. B. O. , InTech, Inc. 43-74 (2011).
  25. Blazier, M. A., et al. Straw harvesting, fertilization, and fertilizer type alter soil biophysical properties in a loblolly pine plantation in the mid-South USA. Biol. Fertil. Soils. 45, 145-153 (2008).
  26. Blazier, M. A., et al. Loblolly pine age and density affects switchgrass growth and soil carbon in an agroforestry system. For. Sci. 58, 485-496 (2012).
  27. Blazier, M. A., et al. Nitrogen and carbon of switchgrass, loblolly pine, and cottonwood biofuel production systems in the Southeast United States. For. Sci. 61, 522-534 (2015).
  28. Zhang, M., et al. Decomposition differences of labile carbon from litter to soil in a tropical rain forest and rubber plantation of Xishuagbanna, southwest China. Eur. J. Soil Biol. 55, 55-61 (2013).
  29. Nelson, D. W., Sommers, L. E. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of soil analysis. Part 3: chemical methods. Sparks, D., et al. , Soil Science Society of America, Inc. 961-1090 (1996).
  30. Huang, L., et al. Correlation among soil microorganisms, soil enzyme activities, and removal rates of pollutants in three constructed wetlands purifying micro-polluted river water. Soil Biol. Biochem. 70, 221-228 (2012).
  31. Kong, L., et al. Enzyme and root activities in surface-flow constructed wetlands. Chemosphere. 76, 601-608 (2009).
  32. Cui, L., et al. Evaluation of nutrient removal efficiency and microbial enzyme activity in a baffled subsurface-flow constructed wetland system. Bioresour. Technol. 146, 656-662 (2013).
  33. Jenkinson, D. S. Determination of microbial biomass carbon and nitrogen in soil. Advances in nitrogen cycling in agricultural ecosystems. Wilson, J. R. , CAB International. 368-386 (1988).
  34. Sparling, G. P., et al. Interference from plant roots in the estimation of soil microbial ATP, C, N, and P. Soil Biol. Biochem. 17, 275-278 (1985).
  35. Christie, P., Beatte, J. A. M. Significance of sample size in measurement of soil microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method. Soil Biol. Biochem. 19, 149-152 (1987).
  36. McLaughlin, K. K., Hobbie, S. E. Comparison of labile soil organic matter fractionation techniques. Soil Sci. Soc. Am. J. 68, 1616-1625 (2004).
  37. Xia, X., et al. Variation of soil labile organic carbon pools along an elevational gradient in the Wuyi Mountains, China. J. Resour. Ecol. 1, 368-374 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analiza w gla w glebiew giel biomasy mikrobowejmineralizacja dwutlenku w glafumigacja chloroformemprocedura inkubacji glebymetoda miareczkowaregresja nieliniowawska nik zdrowotno ci gleby

Powiązane artykuły