Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena labilnego węgla organicznego w glebie za pomocą sekwencyjnych procedur inkubacji fumigacji

11.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54614

⸱

29 października 2016

 , 
1Hill Farm Research Station, Louisiana State University Agricultural Center, 2School of Forestry and Natural Resources, University of Arkansas at Monticello

W tym artykule

Podsumowanie

Labilny węgiel organiczny (LOC) i potencjalny wskaźnik obrotu węgla są czułymi wskaźnikami zmian w procesach obiegu składników odżywczych w glebie. Podano szczegółowe informacje na temat metody opartej na fumigacji i inkubacji gleby w serii cykli oraz wykorzystaniu CO2 nagromadzonego w okresach inkubacji w celu oszacowania tych parametrów.

Streszczenie

Praktyki zarządzania i zmiany środowiskowe mogą zmienić obieg składników odżywczych i węgla w glebie. Glebowy labilny węgiel organiczny, łatwo rozkładający się basen C, jest bardzo wrażliwy na zakłócenia. Jest to również podstawowy substrat dla mikroorganizmów glebowych, który ma zasadnicze znaczenie dla obiegu składników odżywczych. Ze względu na te cechy, labilny węgiel organiczny (LOC) został zidentyfikowany jako parametr wskaźnikowy dla zdrowia gleby. Kwantyfikacja tempa rotacji LOC pomaga również w zrozumieniu zmian w procesach obiegu składników odżywczych w glebie. Opracowano metodę sekwencyjnej inkubacji fumigacji w celu oszacowania LOC gleby i potencjalnego tempa wymiany węgla. Metoda wymaga fumigacji próbek gleby i ilościowego określenia CO2-C wdychanego podczas 10-dniowego okresu inkubacji w serii cykli fumigacji-inkubacji. Niestabilny organiczny C i potencjalny wskaźnik obrotu C są następnie ekstrapolowane ze skumulowanego CO2 za pomocą ujemnego modelu wykładniczego. Opisano procedury przeprowadzania tej metody.

Wprowadzenie

Ze względu na jego istotną rolę w obiegu węgla (C) i składników odżywczych oraz jego wrażliwość na zmiany gleby, LOC gleby jest ważnym parametrem do pomiaru jako wskaźnik jakości materii organicznej gleby. Lasy i agroekosystemy w dużym stopniu zależą od mineralizacji składników odżywczych w materii organicznej gleby jako źródle składników odżywczych. Działania związane z zarządzaniem mogą zmienić wielkość basenu i szybkość rotacji węgla organicznego w glebie, powodując zmiany w zaopatrzeniu w składniki odżywcze1. Glebowy organiczny C składa się z dwóch podstawowych frakcji opornego C, który ma tempo rotacji kilka tysięcy lat, oraz LOC, który ma tempo rotacji od kilku tygodni do kilku lat2,3,4. Gleba labilna C składa się z łatwo rozkładających się substratów, takich jak biomasa mikrobiologiczna C, związki o niskiej masie cząsteczkowej (aminokwasy, węglowodany proste) z ryzodowania roślin oraz produkty uboczne rozkładu i odcieki ze ściółki roślinnej1,4,5. Ponieważ gleba labilna C łatwo ulega rozkładowi, jest bardzo wrażliwa na praktyki gospodarowania i zjawiska naturalne, które zakłócają lub zmieniają glebę6. Glebowa labilność C służy jako podstawowe źródło energii dla mikroorganizmów glebowych w rozkładzie materii organicznej7. W związku z tym LOC wpływa na obieg składników odżywczych w większym stopniu niż stabilne formy organicznego C8 w glebie. Mikroorganizmy glebowe są również odpowiedzialne za większość oddychania heterotroficznego, które zachodzi podczas rozkładu opornej materii organicznej gleby, co jest ułatwione przez działanie pobudzające LOC9,10,11. Oddychanie to odgrywa istotną rolę w globalnych cyklach C, ponieważ organiczne C w glebie jest w przybliżeniu dwukrotnie większe niż w atmosferze C11.

Ze względu na jego znaczenie dla ekosystemów lądowych, opracowano kilka metod szacowania LOC gleby. Metody te można podzielić na trzy ogólne klasyfikacje: fizyczną, chemiczną i biochemiczną. Metody separacji densytometrycznej to metody fizyczne, które polegają na rozdzielaniu gleby organicznego C na ciężkie lub lekkie frakcje lub na gruboziarnisty i drobnoziarnisty organiczny C12,13,14,15. Metody rozdzielania są stosunkowo łatwe do wykonania, ale często nie dają spójnych wyników, ponieważ frakcje te różnią się w zależności od rodzaju gleby, składu mineralnego, wielkości i gęstości materiału roślinnego oraz konsystencji agregatu glebowego13,15. Metody rozdzielania również dostarczają jedynie informacji ilościowych na temat LOC15.

Dostępnych jest kilka metod chemicznych do szacowania LOC. Wodna ekstrakcja węgla organicznego jest stosunkowo łatwa do przeprowadzenia, a metody te często zapewniają łatwe do odtworzenia wyniki. Ekstrakcje te nie obejmują jednak całego spektrum dostępnych substratów dla mikroorganizmów15. Opracowano kilka metod utleniania do chemicznego frakcjonowania węgla organicznego w glebie. Metody utleniania mają tę zaletę, że charakteryzują ilość i jakość labilnego organicznego C, chociaż niektóre metody wymagają pracy z niebezpiecznymi chemikaliami, a między metodami występuje zmienność w odtwarzalności wyników15. Metoda ekstrakcji hydrolizą kwasową jest innym rodzajem procedury frakcjonowania chemicznego, która może mierzyć ilość i jakość LOC, ale wyniki tej metody nie ułatwiają interpretacji jej właściwości biologicznych13,15.

Biochemiczne metody interpretacji LOC gleby zostały opracowane. Labilny organiczny C można mierzyć jako CO2 uwalniany przez mikroorganizmy w testach oddychania. Testy te dostarczają szacunków prawdziwej mineralizowalnej materii organicznej, ale zazwyczaj tylko najbardziej labilne związki są mineralizowane podczas testów15. Biomasa mikrobiologiczna C gleby mierzona za pomocą fumigacji-inkubacji16 i fumigacji-ekstrakcji17 została wykorzystana do opracowania wniosków na temat LOC. Procedury te dostarczają jednak szacunków C w biomasie mikrobiologicznej, a nie LOC. Obie procedury fumigacji obejmują odejmowanie wartości z gleby niepoddanej fumigacji w celu określenia biomasy mikrobiologicznej C, ale zasugerowano, że wartości uzyskane bez odejmowania gleby niepoddanej fumigacji stanowią miarę labilnych frakcji organicznych C oprócz biomasy mikrobiologicznej18.

Sekwencyjna procedura fumigacji-inkubacji (SFI)13 do pomiaru LOC jest metodą biochemiczną zaadaptowaną z procedury fumigacji-inkubacji16 dla pomiaru C biomasy mikrobiologicznej gleby. Metoda SFI ma pewne zalety w porównaniu z innymi metodami szacowania LOC. Podstawą koncepcyjną metody jest to, że LOC jest mikrobiologicznie degradowalnym C, który rządzi wzrostem mikroorganizmów, oraz że LOC jest fizycznie dostępny i ulega chemicznej degradacji przez mikroorganizmy glebowe. W warunkach polowych rozwój mikroorganizmów jest zwykle ograniczony przez dostępność węgla, dostępność składników odżywczych, dostępną przestrzeń porową i/lub drapieżnictwo. Czynniki te są prawie eliminowane przez fumigację, tworząc niezakłócone warunki do rozwoju drobnoustrojów. W okresie inkubacji metody nie są usuwane żadne składniki odżywcze. W trakcie wielu cykli fumigacji i inkubacji wzrost drobnoustrojów staje się ograniczony przez ilość i jakość C (labijakość)13. Nagromadzony CO2 oddychany podczas cykli inkubacji służy do ekstrapolacji LOC za pomocą prostego ujemnego modelu wykładniczego11,13,19. Potencjalny wskaźnik obrotu C można również wyprowadzić z nachylenia modelu wykładniczego, więc metoda SFI ma przewagę nad większością innych metod LOC w jednoczesnym szacowaniu stężeń i potencjalnego wskaźnika obrotu LOC11. W przypadku innych metod informacje na temat potencjalnych wskaźników obrotu LOC można uzyskać tylko wtedy, gdy stosuje się substancje śladowe, takie jak 14C13. Metoda SFI jest zatem stosunkowo prostą i niedrogą techniką uzyskiwania pomiarów zarówno LOC, jak i jego potencjalnych wskaźników rotacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Pobieranie gleby w celu uzyskania próbek reprezentatywnych dla warunków w obszarze doświadczalnym i w jednostkach doświadczalnych20

  1. Zidentyfikuj wszelkie różnice w właściwościach stanowiska, takich jak nachylenie oraz właściwości gleby, w tym teksturę, gęstość objętościową, pH, głębokość poziomu organicznego i/lub stężenia składników odżywczych. Zidentyfikuj wszelkie różnice w typie roślinności w obrębie poletek. Wykorzystaj znane lub opublikowane szacunki współczynników zmienności dla właściwości stanowiska, aby określić liczbę próbek niezbędną do osiągnięcia wcześniej określonego błędu względnego.
  2. Pobierz próbki gleby za pomocą świdra lub innego urządzenia pobierającego, stosując schemat oparty na warunkach stanowiska i jednostki eksperymentalnej.
    1. W przypadku warunków homogenicznych zastosuj losowy schemat poboru próbek w obrębie każdej jednostki eksperymentalnej.
      1. Wyznacz punkty poboru próbek w całkowicie losowych lokalizacjach w obrębie jednostki eksperymentalnej lub w układzie zygzakowatym.
      2. Pobierz próbki gleby w każdym losowym punkcie lub w punktach wyznaczonych w układzie zygzakowatym. Przed użyciem świdra lub innego urządzenia do pobrania próbki gleby usuń szczotką materię organiczną z powierzchni gleby mineralnej.
        UWAGA: Metoda SFI została opracowana z wykorzystaniem poziomów glebowych Oa i poniżej13. Dalsze badania są konieczne, aby sprawdzić, czy poziomy powyżej Oa mogą być badane metodą SFI.
      3. Połącz wszystkie próbki pobrane w obrębie jednostki eksperymentalnej w jednym pojemniku i fizycznie wymieszaj poszczególne próbki w pojemniku, aby stworzyć próbkę zbiorczą dla każdej jednostki eksperymentalnej.
    2. W przypadku warunków heterogenicznych, które występują znacznie częściej, zastosuj systematyczny schemat poboru próbek w obrębie każdej jednostki eksperymentalnej.
      1. Pobierz próbki gleby wzdłuż transektu w centrum każdej jednostki eksperymentalnej w taki sposób, aby odległość między punktami poboru w obrębie transektu była mniejsza niż odległość potrzebna do reprezentowania zmienności wewnątrz jednostek eksperymentalnych.
      2. Pobierz próbki gleby wzdłuż wielu transektów w obrębie każdej jednostki eksperymentalnej, tworząc siatkę w stosunkowo dużych jednostkach eksperymentalnych lub w jednostkach z wieloma źródłami zmienności.
      3. Połącz wszystkie próbki pobrane wzdłuż każdego transektu w jednym pojemniku i fizycznie wymieszaj poszczególne próbki w pojemniku, aby stworzyć próbkę zbiorczą dla każdego transektu.

2. Przygotowanie gleby do analizy SFI

  1. Próbki należy umieścić w chłodziarce z wkładami żelowymi natychmiast po ich pobraniu w terenie.
  2. Po przybyciu do placówki, w której próbki będą przechowywane do czasu analizy, należy umieścić je w lodówce w temperaturze 4 °C aż do momentu przygotowania próbek i przeprowadzenia procedur SFI.
  3. Próbki gleby należy przesiać przez sito o oczkach 6,4 mm x 6,4 mm. Sito należy płukać wodą pomiędzy każdą próbką, aby zapobiec zanieczyszczeniom krzyżowym.
  4. Z każdej próbki należy odważyć trzy podpróbki o masie 10 g i umieścić je w zlewkach o pojemności 250 ml. Każdą zlewkę należy szczelnie zamknąć Parafilmem i pozostawić na blacie laboratoryjnym na 10 dni w temperaturze 25 °C.

3. Pobranie podpróbek do oznaczenia masy suchej w suszarce

  1. Po zakończeniu 10-dniowej preinkubacji próbek gleby usuń Parafilm z każdej próbki.
  2. Zapisz masę aluminiowej łódeczki wagowej. Odważ 1 g gleby z każdej próbki i umieść w łódeczce wagowej.
  3. Zapisz masę wilgotnej gleby wraz z łódeczką wagową.
  4. Umieść łódeczki z glebą w suszarce w temperaturze 105 °C. Po osiągnięciu przez próbki stałej masy, co zazwyczaj następuje po 48 hr, zapisz masy łódeczek wraz z glebą.
  5. Odejmij masę łódeczki wagowej od mas zmierzonych dla wilgotnej i suchej gleby w łódeczce, aby otrzymać masę wilgotnej i suchej gleby. Oblicz stosunek gleby suchej do wilgotnej, dzieląc masę suchej gleby przez masę wilgotnej gleby.

4. Fumigacja próbek gleby

  1. Umieść wilgotny ręcznik papierowy na dnie co najmniej dwóch (może być potrzebne więcej, w zależności od liczby próbek) szklanych deskryptorów próżniowych o pojemności 10,5 L z płytkami porcelanowymi.
  2. Dla wszystkich próbek odważ 30 g gleby do trzech oddzielnych szklanych fiolek. Użyj fiolek wystarczająco dużych, aby pomieścić 40 g gleby i wystarczająco wąskich, aby zmieściły się w otworze o średnicy 40 mm, jeśli zostanie zastosowany projekt pojemnika inkubacyjnego opisany w sekcji 5.
  3. W przypadku użycia taśmy etykietującej do oznaczenia każdej podpróbki 30 g gleby, użyj ołówka, ponieważ fumigacja degraduje atrament.
  4. Umieść dwie z trzech podpróbek o masie 30 g dla każdej próbki gleby w deskryptorze próżniowym przeznaczonym do fumigacji, a jedną podpróbkę w deskryptorze próżniowym, w którym fumigacja nie będzie prowadzona.
  5. W zlewce o pojemności 100 ml umieść warstwę kamieni wrzączych wystarczającą do przykrycia dna zlewki.
  6. Wlej 50 ml chloroformu bez zawartości etanolu (CHCl3) do zlewki 10 ml z warstwą kamieni wrzących. Umieść zlewkę 10 ml z kamieniami wrzącymi i CHCl3 w centrum deskryptora wypełnionego podpróbkami 30 g gleby. Wykonaj ten krok pod wyciągiem chemicznym.
  7. Pod wyciągiem chemicznym, za pomocą pompy próżniowej, doprowadź CHCl3 do wrzenia, aby przeprowadzić fumigację dwóch zestawów podpróbek na każdą próbkę gleby.
    1. Podłącz pompę próżniową do deskryptora próżniowego za pomocą przewodu próżniowego. Uruchom próżnię i obserwuj, aż CHCl3 zacznie wrzeć.
    2. Pozostaw CHCl3 w stanie wrzenia przez 30 sec, a następnie odłącz przewód próżniowy od deskryptora, aby umożliwić powrót powietrza do wnętrza. Ten krok wspomaga wnikanie gazowego CHCl3 do próbek gleby. Powtórz tę czynność dwukrotnie.
    3. Przeprowadź czwarte i ostatnie wrzenie CHCl3, pozwalając mu wrzeć przez 2 min.
    4. Przy nadal działającej próżni zamknij uszczelnienie deskryptora próżniowego, tak aby w jego wnętrzu utrzymać próżnię. Wyłącz pompę i odłącz przewód próżniowy od deskryptora.
  8. Zamknij deskryptor zawierający próbki niefumigowane, nakładając pokrywkę na deskryptor i uszczelniając korek próżniowy. Umieść deskryptory (fumigowane i niefumigowane) w zaciemnionym miejscu (np. w szafce) na 24 hr. Nie powtarzaj procedur próżniowych z podrozdziału 4.7 w odniesieniu do deskryptora zawierającego próbki niefumigowane.

5. Przygotowanie pojemników do inkubacji próbek gleby

  1. Przeppchnij szklaną rurkę o długości 15 cm przez gumowy korek rozmiaru 10 z otworem wykonanym w centrum. Średnica rurki powinna być odpowiednia do szczelnego dopasowania w otworze.
  2. Oznakuj półlitrowe (0,5 L) przezroczyste polipropylenowe butelki o szerokim pysku w sposób odpowiadający identyfikacji próbek pomocniczych poddanych oraz niepoddanych fumigacji.

6. Usuwanie chloroformu z eksykatorów pod wyciągiem

  1. Otwórz korek w desykatorze próżniowym, aby umożliwić dopływ powietrza do wnętrza urządzenia. Zdejmij pokrywę desykatora, a następnie wyjmij z niego próbki oraz wilgotny ręcznik.
  2. Użyj pompy próżniowej, aby usunąć gaz CHCl3 z próbek gleby.
    1. Nałóż pokrywę na desykator. Połącz desykator z pompą próżniową za pomocą wężyka próżniowego.
    2. Włącz pompę próżniową i pozostaw ją włączoną przez pięć minut. Odłącz wężyk próżniowy od desykatora, aby umożliwić dopływ powietrza do jego wnętrza.
    3. Powtórz krok 6.3.2 cztery razy.

7. Przenieś każdą podpróbkę gleby do pojemnika inkubacyjnego (Rysunek 1), aby przeprowadzić 10-dniową inkubację

  1. Do naczynia inkubacyjnego pipetować 1 ml wody dejonizowanej. Za pomocą gumki recepturki przymocować pustą szklaną fiolkę do szklanej rurki wystającej z korka nr 10. Otwarty koniec fiolki powinien być skierowany w stronę podstawy korka. Fiolka szklana powinna mieć rozmiar umożliwiający pomieszczenie do 40 ml cieczy.
  2. Umieścić fiolkę zawierającą 30 g próbki poddzielonej gleby w naczyniu inkubacyjnym.
  3. Do każdej z odpowiadających jej próbek poddzielonych (fumigowanych i niefumigowanych) dodać 1 g gleby niefumigowanej z oryginalnej próbki gleby jako inokulum.
  4. Do szklanej fiolki połączonej z korkiem/szklaną rurką pipetować 1 ml 2 M NaOH. Wcisnąć korek z rurką w górną część naczynia inkubacyjnego. Górną część naczynia inkubacyjnego zabezpieczyć Parafilmem.
  5. Przygotować naczynie inkubacyjne nie zawierające gleby. Złożyć od trzech do pięciu naczynia inkubacyjnych bez gleby.
    UWAGA: Kwas używany do miareczkowania próbek z naczynia bez gleby jest niezbędny do oznaczenia mineralizacji CO2 podczas okresu inkubacji, co zostało opisane poniżej w podrozdziale 9.3. Z tego względu przygotowuje się wiele naczyń bez gleby, aby zabezpieczyć się przed błędnym obchodzeniem się z naczyniem lub błędem w miareczkowaniu, co mogłoby spowodować błąd w obliczeniach mineralizacji CO2 dla wszystkich próbek. Wartości kwasu użytego do miareczkowania próbek z naczyń bez gleby powinny być zbliżone; znaczne różnice w wartościach kwasu między próbkami z naczyń bez gleby prawdopodobnie wynikają z niewłaściwego obchodzenia się z próbką lub błędu miareczkowania.
    1. Postępować zgodnie z procedurami opisanymi w sekcji 5 w celu złożenia naczyń inkubacyjnych.
    2. Postępować zgodnie z procedurami z punktów 7.1 i 7.4.
  6. Wszystkie naczynia inkubacyjne umieścić w zaciemnionym miejscu przechowywania w temperaturze 25 °C. Pozostawić wszystkie naczynia inkubacyjne w miejscu przechowywania przez 10 dni.

8. Wykonaj miareczkowanie każdej podpróbki w celu ilościowego oznaczenia CO2 wytworzonego w wyniku oddychania mikrobiologicznego podczas okresu inkubacji

  1. Wyjmij szklaną fiolkę zawierającą 2 M NaOH z pojemnika inkubacyjnego.
  2. Pipetuj 2 ml 1 M BaCl2 do szklanej fiolki zawierającej 2 M NaOH.
  3. Dodaj jedną kroplę fenolftaleiny (C20H14O4) za pomocą pipety lub zakraplacza do szklanej fiolki zawierającej mieszaninę BaCl2 i NaOH. Włóż do szklanej fiolki magnetyczny mieszadło i ustaw fiolkę na mieszalce magnetycznej.
  4. Przy włączonej mieszalce powoli dodawaj 0,1 N HCl za pomocą biurety, aż czerwone zabarwienie mieszaniny w szklanej fiolce stanie się bezbarwne.
  5. Zapisz ilość HCl potrzebną do zmiany zabarwienia mieszaniny w szklanej fiolce.

9. Wyznaczenie węgla biomasy mikrobowej na podstawie danych zebranych podczas pierwszego cyklu fumigacji i inkubacji16,21,2

  1. Wyznacz masę suchą gleby w każdej podpróbce, mnożąc jej masę wilgotną przez stosunek masy suchej do masy wilgotnej uzyskany w kroku 3.8.
  2. Wyznacz średnią ilość HCl zużytej do miareczkowania pojemników inkubacyjnych bez gleby.
  3. Oblicz CO2 zmineralizowane podczas 10-dniowej inkubacji według wzoru:
    Wzór na równowagę statyczną dla CO2, reprezentacja symboliczna równania, schemat edukacyjny.
    gdzie CO2 = CO2 zmineralizowane podczas 10-dniowej inkubacji
    NS = kwas użyty do miareczkowania próbek w pojemniku do inkubacji bezglebowej
    S = Kwas użyty do miareczkowania próbek zawierających glebę w pojemniku inkubacyjnym
    M = molalność HCl
    E = 6, masa równoważna
    W = sucha masa gleby znajdującej się w naczyniu inkubacyjnym
  4. Oblicz zawartość węgla w biomasie drobnoustrojów, korzystając z następującego wzoru:
    Równanie biodostępności, wzór obliczeniowy BioC, schemat edukacyjny.
    gdzie BioC = węgiel biomasy mikrobiologicznej
    F = CO2 zmineralizowane z próbek podłoża poddanych fumigacji
    NF = CO2 zmineralizowane z niefumigowanych podpróbek gleby
    K = udział zmineralizowanego węgla z biomasy drobnoustrojów do CO22
    1. Wyznacz wartość K poprzez bezpośredni pomiar 14Mineralizacja C w testach wstępnych z użyciem gleby lub wartości opublikowane22W tym teście powszechnie przyjmuje się wartość 0,45 dla K.23.
  5. Przeprowadź sekwencyjne cykle fumigacji i inkubacji, powtarzając etapy 4–8 siedmiokrotnie dla podprób gleby, które zostały poddane fumigacji w pierwszym cyklu fumigacji i inkubacji.

10. Wyznaczenie zawartości węgla labilnego oraz potencjalnej szybkości obrotu węgla na podstawie ilości zmineralizowanego CO2 w ciągu ośmiu cykli fumigacji i inkubacji

  1. Należy zastosować następujący wzór w celu wyznaczenia współczynnika korekcyjnego dla inokulum glebowego dodawanego do próbek po każdej fumigacji:
    Równanie równowagi statycznej; tabela wzorów IC; zastosowanie edukacyjne; koncepcja matematyczna; analiza badawcza.
    Gdzie IC = Współczynnik korekcyjny dla inokulum
    C' = ilość CO2 z niefumigowanej podpróby pobranej podczas pierwszej 10-dniowej inkubacji
    r = stosunek wagowy gleby szczepionkowej do gleby zadymionej w pierwszym cyklu inkubacji zadymiania
    Ct = cykl inkubacji (1, 2 … 8), w taki sposób, że Ct-1 = 0 dla t = 1
  2. Użyj następującego wzoru do oszacowania CO2 uwalniane podczas każdej inkubacji dla każdej podpróbki:
    Wzór Ct dla analizy spektroskopowej, równanie w dokumentacji badawczej.
    gdzie Ct = CO2 uwalniane podczas inkubacji
    NS = kwas użyty do mianowania próbek w pojemniku do inkubacji bez gleby
    S = kwas użyty do miareczkowania próbek zawierających glebę w naczyniu inkubacyjnym
    IC = Współczynnik korekcyjny dla inokulum (wyznaczony w kroku 10.1)
    E = 6, masa ekwiwalentna
    W = sucha masa gleby znajdującej się w pojemniku inkubacyjnym
  3. Wyznacz wartość łatwowolnego organicznego C za pomocą regresji nielinearnej.
    1. Przygotuj arkusz kalkulacyjny, który dla każdej próbki zawiera identyfikatory próbek, numer cyklu inkubacji (1, 2 …8) oraz CO2 uwalniane podczas inkubacji (wyznaczone w kroku 10.2).
    2. Przy użyciu oprogramowania umożliwiającego regresję nieliniową dopasuj następujący model do zbioru danych:
      Wzór na wykładniczy spadek w procesach kinetycznych; Csum=LOC×(1–e^-kt); równania stosowane w analizie.
      gdzie Csum = suma wartości CO2 uwalniane podczas ośmiu cykli inkubacji
      LOC = glebowy labilny węgiel organiczny
      k = potencjalny czas obrotu
      t = cykl inkubacji (1, 2 … 8)
  4. Przelicz potencjalny czas obrotu z kroku 10.3.2 na dni, mnożąc odwrotność wartości k przez 10, uwzględniając 10-dniowy cykl inkubacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Metoda SFI była stosowana zgodnie z opisem w niniejszej pracy w serii eksperymentów przeprowadzonych w południowo-wschodniej części Stanów Zjednoczonych24,25,26,27. Wspólnie eksperymenty te objęły różnorodne typy roślinności, w tym sosnę loblolly (Pinus taeda L.), rozkosznika (Panicum virgatum L.), topolę deltoides (Populus deltoides Bartram ex Marsh.) oraz soję (Glycine max L. Merr.). Metoda ta okazała się czuła w określaniu różnic w LOC i/l...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda SFI jest skutecznym protokołem wykrywania różnic w LOC gleby i potencjalnych wskaźnikach rotacji C w zakresie praktyk zarządzania (takich jak nawożenie, uprawa, kontrola wegetacji i praktyki zbiorów) oraz warunków glebowych. Zawartość LOC w glebie i szybkość obrotu C można wykorzystać do zrozumienia zmian w cyklach składników odżywczych. Metoda SFI zapewnia również pomiar biomasy mikrobiologicznej C z pierwszego zdarzenia fumigacji-inkubacji. Możliwość jednoczesnego pomiaru LOC gleby, obrotu C i biomasy mikrobiolo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Michelle Gonzales, Kenny'emu Kiddowi, Bradowi Osbonowi i wszystkim innym pracownikom, którzy przeprowadzili procedury laboratoryjne dla tych danych. Autorzy są wdzięczni za pomoc Andrew Scotta w opracowaniu kodowania oprogramowania do przeprowadzania procedur dopasowywania modeli. Autorzy doceniają również finansowanie ze strony Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych, Narodowego Instytutu Żywności i Rolnictwa, Zrównoważonego Rolnictwa oraz Badań i Edukacji, regionu Sun Grant South Central oraz National Council of Air and Stream Improvement, które umożliwiły przeprowadzenie badań, z których uzyskano reprezentatywne wyniki przedstawione w tym artykule.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zestaw do pobierania próbek ślimaka glebowegoJMCPN039Dostępnych jest kilku innych producentów ślimaków stemplowych
ParafilmCurwoodPM999
Aluminiowe łodzie wagoweFisherbrand08-732-103
Suszarka ogólnego przeznaczeniaFisher Scientific15-103-0511Dostępnych jest wielu innych producentów pieców laboratoryjnych ogólnego przeznaczenia
Eksykator próżniowy 10,5 lCorning3121-250
Szklana fiolka scyntylacyjnaWheaton968560
Fiolki z gwintem szklanym, 41  mlFisherbrand03-339-21N
Chloroform, stabilizowany amylenamiSigma-Aldrich67-66-3
Chipsy wrząceFisher ScientificS25201
Pręt szklanyFisherbrandS63449
Rozmiar 10 gumowy korekFisherbrand14-130PKorki gumowe można kupić jako pełne i wywiercone w środku w celu zamontowania pręta szklanego lub kupić z otworem do włożenia pręta szklanego
Butelka PPCO z szerokim otworem, 0,5 lThermoScientific3121050016
Wodorotlenek sodu, odczynnik klasySigma-AldrichS5881
Chlorek baruSigma-Aldrich202738
Wskaźnik fenoloftaleinyFisher ScientificS25466
Kwas solny, roztwór 0,1 NFisher ScientificSA54-4

Bibliografia

  1. Blair, G., et al. Soil carbon fractions based on their degree of oxidation, and the development of a carbon management index for agricultural systems. Aust. J. Agric. Res. 46, 1459-1466 (1995).
  2. Schimel, D. S., et al. Soil organic matter dynamics in paired rangeland and cropland toposequences in North Dakota. Geoderma. 36, 201-214 (1985).
  3. Parton, W. J., et al. Analysis of factors controlling soil organic matter levels in great-plains grasslands. Soil Sci. Soc. Am. J. 51, 1173-1179 (1987).
  4. Wu, H., et al. Labile organic C and N mineralization of soil aggregate size classes in semiarid grasslands as affected by grazing management. Biol. Fertil. Soils. 48, 305-313 (2011).
  5. Jones, D. L., et al. Plant and mycorrhizal regulation of rhizodeposition. New Phytol. 163, 459-480 (2004).
  6. Harrison, K. G., et al. The effect of changing land use of soil radiocarbon. Science. 262, 725-726 (1993).
  7. Jinbo, Z., et al. Land use effects on the distribution of labile organic carbon fractions through soil profiles. Soil Sci Soc. Am. J. 70, 660-667 (2006).
  8. Whalen, J. K., et al. Carbon and nitrogen mineralization from light- and heavy-fraction additions to soil. Soil Biol Biochem. 32, 1345-1352 (2000).
  9. Gregorich, E. G., et al. Towards a minimum data set to assess soil organic matter quality in agricultural soils. Can. J. Soil Sci. 74, 367-385 (1994).
  10. Hamer, U., et al. Priming effects in different soil types induced by fructose, alanine, oxalic acid and catechol additions. Soil Biol. Biochem. 37, 445-454 (2005).
  11. Feng, W., et al. Shifting sources of soil labile organic carbon after termination of plant carbon inputs in a subtropical moist forest of southwest China. Ecol. Res. 26, 437-444 (2011).
  12. Tisdall, J. M. Formation of soil aggregates and accumulation of soil organic matter. Structure and Organic Matter Storage in Agricultural Soils. Carter, M. R., Stewart, B. A. , Lewis Publishers. 57-96 (1996).
  13. Zou, X. M., et al. Estimating soil labile organic carbon and potential turnover rates using a sequential fumigation-incubation procedure. Soil Biol. Biochem. 37, 1923-1928 (2005).
  14. Cambardella, C. A., Elliott, E. T. Particulate soil organic matter changes across a grassland cultivation sequence. Soil Sci. Soc. Am. J. 56, 777-783 (1992).
  15. Strosser, E. Methods for determination of labile soil organic matter: an overview. J. Agrobiol. 27, 49-60 (2010).
  16. Jenkinson, D. A., Powlson, D. S. The effects of biocidal treatment on metabolism in soil V: a method for measuring soil biomass. Soil Biol. Biochem. 8, 209-213 (1976).
  17. Vance, E. D., et al. An extraction method for measuring soil microbial biomass C. Soil Biol. Biochem. 19, 703-707 (1987).
  18. De-Polli, H., et al. Chloroform fumigation-extraction labile C pool (microbial biomass C "plus") shows high correlation to microbial biomass C in Argentinian and Brazilian soils. Cienc. Suelo. 25, 15-22 (2007).
  19. Olson, J. S. Energy storage and the balance of producers and decomposers in ecological systems. Ecology. 44, 322-331 (1963).
  20. Pennock, D., et al. Chapter 1, Unit 1, Soil sampling designs. Soil Sampling and Methods of Analysis. Carter, M. R., Gregorich, E. G. , CRC Press, Taylor & Francis Group, LLC. (2008).
  21. Luizao, R. C. C., et al. Seasonal variation of soil microbial biomass: the effects of clearfelling a tropical rainforest and establishment of pasture in the central Amazon. Soil Biol. Biochem. 24, 805-813 (1992).
  22. Horwath, W. R., Paul, E. A., et al. Microbial biomass. Methods of soil analysis part 2: microbiological and biochemical properties. Weaver, R. W. , Soil Science Society of America, Inc. 753-773 (1994).
  23. Jenkinson, D. S., Ladd, J. N. Microbial biomass in soil: measurement and turnover. Soil Biochemistry. Paul, E. A., Ladd, J. N. , Marcel Dekker. 415-471 (1981).
  24. Blazier, M. A., et al. Poultry litter fertilization impacts on soil, plant, and water characteristics in loblolly pine (Pinus taeda L.) plantations and silvopastures in the mid-South USA. Principles, application, and assessment in soil science. Gungor, E. B. O. , InTech, Inc. 43-74 (2011).
  25. Blazier, M. A., et al. Straw harvesting, fertilization, and fertilizer type alter soil biophysical properties in a loblolly pine plantation in the mid-South USA. Biol. Fertil. Soils. 45, 145-153 (2008).
  26. Blazier, M. A., et al. Loblolly pine age and density affects switchgrass growth and soil carbon in an agroforestry system. For. Sci. 58, 485-496 (2012).
  27. Blazier, M. A., et al. Nitrogen and carbon of switchgrass, loblolly pine, and cottonwood biofuel production systems in the Southeast United States. For. Sci. 61, 522-534 (2015).
  28. Zhang, M., et al. Decomposition differences of labile carbon from litter to soil in a tropical rain forest and rubber plantation of Xishuagbanna, southwest China. Eur. J. Soil Biol. 55, 55-61 (2013).
  29. Nelson, D. W., Sommers, L. E. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of soil analysis. Part 3: chemical methods. Sparks, D., et al. , Soil Science Society of America, Inc. 961-1090 (1996).
  30. Huang, L., et al. Correlation among soil microorganisms, soil enzyme activities, and removal rates of pollutants in three constructed wetlands purifying micro-polluted river water. Soil Biol. Biochem. 70, 221-228 (2012).
  31. Kong, L., et al. Enzyme and root activities in surface-flow constructed wetlands. Chemosphere. 76, 601-608 (2009).
  32. Cui, L., et al. Evaluation of nutrient removal efficiency and microbial enzyme activity in a baffled subsurface-flow constructed wetland system. Bioresour. Technol. 146, 656-662 (2013).
  33. Jenkinson, D. S. Determination of microbial biomass carbon and nitrogen in soil. Advances in nitrogen cycling in agricultural ecosystems. Wilson, J. R. , CAB International. 368-386 (1988).
  34. Sparling, G. P., et al. Interference from plant roots in the estimation of soil microbial ATP, C, N, and P. Soil Biol. Biochem. 17, 275-278 (1985).
  35. Christie, P., Beatte, J. A. M. Significance of sample size in measurement of soil microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method. Soil Biol. Biochem. 19, 149-152 (1987).
  36. McLaughlin, K. K., Hobbie, S. E. Comparison of labile soil organic matter fractionation techniques. Soil Sci. Soc. Am. J. 68, 1616-1625 (2004).
  37. Xia, X., et al. Variation of soil labile organic carbon pools along an elevational gradient in the Wuyi Mountains, China. J. Resour. Ecol. 1, 368-374 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Analiza węgla w glebiewęgiel biomasy mikrobowejmineralizacja dwutlenku węglafumigacja chloroformemprocedura inkubacji glebymetoda miareczkowaregresja nieliniowawskaźnik zdrowotności gleby
Ocena labilnego węgla organicznego w glebie za pomocą sekwencyjnych procedur inkubacji fumigacji
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.