Method Article

Wiarygodna metoda oceny kiełkowania, spoczynku i śmiertelności nasion w warunkach polowych

DOI:

10.3791/54663

⸱

November 6th, 2016

 ,  ,  , 
1Department of Horticulture and Crop Science, Ohio State University, 2Department of Ecology and Evolutionary Biology, University of Kansas, 3Department of Biology, Washburn University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół oceny przeżywalności nasion, kiełkowania i spoczynku w warunkach polowych przy użyciu zakopanych, oznakowanych pasków nasion i testowania żywotności chlorku tetrazolu (TZ).

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisujemy techniki przybliżania dynamiki banku nasion w czasie, używając Helianthus annuus jako przykładowego gatunku badawczego. Paski przepuszczalnej tkaniny poliestrowej i kleju można składać i sklejać, aby utworzyć pasek przegródek, w których znajdują się nasiona i informacje identyfikacyjne, umożliwiając jednocześnie kontakt z odciekami glebowymi, wodą, mikroorganizmami i temperaturą otoczenia. Paski mogą być konstruowane z szerokim zakresem numerów i rozmiarów kompartmentów i pozwalają badaczowi na przechowywanie różnych genotypów w obrębie jednego gatunku, różnych gatunków lub nasion, które zostały poddane różnym zabiegom. W przeciwieństwie do pojedynczych pakietów nasion, paski są łatwiej pobierane jako jednostka. Podczas gdy pakiety replikacji mogą być zawarte w pasku, różne paski mogą działać jako bloki lub mogą być pobierane w różnym czasie w celu obserwacji zachowania nasion w czasie. Użyliśmy pistoletu do klejenia wysokotemperaturowego do wyznaczenia przegródek i uszczelnienia pasków po włożeniu nasion i znaczników identyfikujących blok i czas usuwania. Paski nasienne zostały następnie zakopane na polu na żądanej głębokości, z zaznaczonym miejscem do późniejszego usunięcia. Grzebiące w ziemi drapieżniki zostały skutecznie wyeliminowane dzięki zastosowaniu pokrycia z metalowej siatki na powierzchni gleby. Po wybranym przedziale czasu do pochówku wykopywano paski i oceniano nasiona pod kątem kiełkowania, spoczynku i śmiertelności. Podczas gdy wyraźnie martwe nasiona można często odróżnić od niekiełkujących żywych na oko, uśpione nasiona zostały ostatecznie zidentyfikowane za pomocą standardowego testu kolorymetrycznego chlorku tetrazolu pod kątem żywotności nasion.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ogólnym celem tej metody jest wiarygodna ocena przeżywalności nasion w czasie w warunkach polowych.

Banki nasion gleby to rezerwa rozproszonych, żywotnych, ale niekiełkujących nasion rozmieszczonych albo na powierzchni gleby, albo w ściółce powierzchniowej, albo w profilu glebowym, które mogą utrzymywać się przejściowo lub przez wiele lat1,2. Gdy w 17-letnim badaniu z udziałem kilkudziesięciu gatunków zastosowano metody zakopywania nasion podobne do przedstawionych tutaj, wwielu badanych gatunkach znaleziono żywotne nasiona. Spis nasion jest przeszkodą w kiełkowaniu nasion do momentu wystąpienia odpowiedniej kombinacji warunków dla przetrwania siewki4. Pozostawanie w stanie uśpienia może pozwolić nasionom przetrwać trudne warunki, takie jak niskie temperatury zimą, ograniczenie składników odżywczych lub sezonowa susza, dopóki zewnętrzny wyzwalacz uwalniania w stanie spoczynku nie pozwoli na kiełkowanie. Czynniki wywołujące uwolnienie w stanie spoczynku mogą być różne, od ekspozycji na długotrwałe zimno, związków pozostawionych przez ogień lub fizycznego ataku na okrywę nasienną poprzez ścieranie lub kontakt z kwasami żołądkowymi zwierząt5. Ponieważ sygnały kiełkowania mogą być specyficzne dla rodzajów lub gatunków i często wynikają z przeszłej selekcji naturalnej, nieadaptacyjne kiełkowanie nasion to takie, które zachodzi w nieodpowiednim czasie i może skutkować śmiertelnością nasion lub sadzonek lub słabym wzrostem siewek. Podczas gdy spoczynek został podzielony na wiele typów w oparciu o mechanizmy uwalniania spoczynku (np. spoczynek fizyczny, spoczynek fizjologiczny),6 spoczynek nasion pozostaje jednym z najmniej poznanych tematów w biologii roślin. W związku z tym badania terenowe, które pozwalają na ocenę stanu poszczególnych nasion lub grup nasion w odpowiednich warunkach ekologicznych, mają większą moc wyjaśniającą niż te, które opierają się po prostu na standardowych testach kiełkowania w laboratorium.

Wykorzystanie znanych cech nasion może dostarczyć informacji na temat mechanizmów spoczynku. Kontrola spoczynku nasion jest złożona, obejmuje genetyczną kontrolę czynników fizjologicznych i morfologicznych. Chociaż pełne zrozumienie zakresu mechanizmów uśpienia nie zostało jeszcze wyjaśnione, pojawił się ogólny model, obejmujący zależność sprzężenia zwrotnego między dwoma hormonami roślinnymi, kwasem giberelinowym (GA) i kwasem abscysynowym (ABA)7. W tym uogólnionym modelu dla nasion z fizjologicznym komponentem ich spoczynku, GA służy jako sygnał do uwolnienia w stanie spoczynku, podczas gdy ABA służy do utrzymania stanu uśpienia. Genetyczne skutki matki, jak również środowisko wzrostu matki, mogą wpływać na spoczynek i inne cechy nasion, takie jak wielkość, poprzez tkanki generowane przez matkę i sygnały rozwojowe8. Struktury zewnętrzne wytworzone przez matkę (lub okrywy nasienne) mogą utrzymywać stan spoczynku, czasami w połączeniu ze wskazówkami fizjologicznymi. Ponieważ okrywy nasienne pochodzące od matki są kontrolowane przez geny rośliny matecznej, mogą one nie odzwierciedlać rzeczywistego jądrowego składu genetycznego nasion. Użyliśmy niełupek Helianthus annuus z szeregu krzyżówek hybrydowych z dzikimi roślinami uprawnymi, aby wydobyć te genetyczne skutki matki i zarodka na cechy nasion9,10. W związku z tym projekty badań, które obejmują różne gatunki, typy krzyżówek lub genotypy, mogą zbierać informacje na temat ekologii i genetyki spoczynku, kiełkowania i przetrwania nasion.

Ważny przykład tego, jak fenotypy kiełkowania i przeżywalności nasion mogą wpływać na dynamikę populacji, można zobaczyć w strefach hybrydowych roślin uprawnych i dzikich. Selekcja podczas udomowienia roślin uprawnych eliminuje większość spoczynku i zmniejsza zdolność nasion do przetrwania poza sezonem wegetacyjnym. Jednak przepływ genów lub hybrydyzacja między typami uprawnymi i dzikimi w strefach hybrydowych roślin uprawnych i dzikich może ponownie wprowadzić allele roślin uprawnych (lub warianty genetyczne) do dzikiej populacji, co może mieć wpływ na dynamikę banku nasion. Hybrydy między krewnymi hodowlanymi i dzikimi, potencjalnie występujące w strefach hybrydowych roślin uprawnych i dzikich, mogą posiadać różne fenotypy pośredniego spoczynku, przy czym oczekuje się, że tylko kilka fenotypów przetrwa warunki poza uprawą (np. miesiące zimowe)11.

Celem tego manuskryptu jest pokazanie, w jaki sposób, korzystając z metody zakopywania nasion, możemy ocenić kiełkowanie, spoczynek i przeżywalność różnych typów nasion w różnych okresach czasu, aby zbadać ich naturalną zmienność w warunkach polowych. W naszym przykładzie zastosowaliśmy nasiona słonecznika z 15 krzyżówek hybrydowych roślin uprawnych i dziko żyjących, ponieważ interesuje nas genetyczny wpływ matki i zarodka na cechy nasion.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Zbieraj nasiona z wielu gatunków lub kontrolowanych krzyżówek jednego gatunku

Uwaga: W tym przykładzie użyto nasion z 15 typów krzyżówek w obrębie gatunku Helianthus annuus (słonecznik) przy użyciu dzikich typów roślin i roślin uprawnych jako rodzica matczynego (produkującego nasiona).

  1. Pod koniec sezonu wegetacyjnego zbierz dojrzałe główki nasion w oznakowanych torebkach. Oczyść nasiona z plew i umieść nasiona w kopertach oznaczonych krzyżykiem rodzicielskim w standardowym formacie (tj. matczyne x ojcowskie).
  2. Wysiewaj je luzem razem w dużych kopertach, używając równych ilości nasion z równej liczby identycznych rodzicielskich typów krzyżówek. Na przykład 100 nasion z 10 typów krzyżówek z tymi samymi rodzicami ze strony matki i ojca. Oznacz koperty informacjami identyfikującymi (krzyżykowymi). Te duże koperty są wzorcami nasion do stosowania przy wypełnianiu pasów pogrzebowych w sekcji 2.
. . . .
Rodzic ze strony matki
Rodzic ze strony ojcaDziki: Szer. x SzerF1: Szer. x CUprawa: CxC
Dziki: Szer. x Szer0% szer. x szer25% F1xW †50% † CxW
BC: WxF1 lub F1xW12,5% szer. x p.n.e37,5% F1xBC62,5% CxBC
F1: Szer. x C25% szer.x szer. 1 †50% F1xF175% CxF1 †
F2: F1xF125% szer.x szer. 250% F1xF275% CxF2
Uprawa: CxC50% szer. x C †75% F1xC †100% CxC

Tabela 1. Krzyżówki rodzicielskie wytwarzane z zapylania ręcznego. Krzyżówki mieszańców słonecznika i dzikich hybryd wyprodukowano z ręcznym zapylaniem do wykorzystania w eksperymencie z zakopywaniem nasion. W przypadku wszystkich typów krzyżówek rodzic ze strony matki jest wymieniony jako pierwszy, a rodzic ze strony ojca jest wymieniony jako drugi. Typy krzyżowe oznaczone symbolem † są częścią wzajemnych par krzyżówek z tymi samymi allelami upraw procentowych, ale różnymi rodzicami ze strony matki. Tabela została wcześniej opublikowana w: Pace, B. A. et al. (2015)Rozdział 15.

2. Stwórz własne paski do przechowywania nasion

UWAGA: W tym przykładzie przeprowadziliśmy trzy zabiegi z datą usunięcia i 15 powtórzeń, więc potrzebowaliśmy łącznie 45 pasków. W tym przykładzie użyto 15 przegródek na pasek, więc potrzebowaliśmy wystarczającej ilości tkaniny poliestrowej lub moskitiery o drobnych oczkach, aby pomieścić 15 przegródek o wymiarach 7 x 10 cm. Zobacz rysunek 1.

  1. Zacznij od wycięcia paska materiału o wymiarach 20 x 105 cm dla każdego paska nasion.
  2. Zmierz i zaznacz przegródki, a następnie złóż tkaninę na pół. Za pomocą pistoletu do klejenia wysokotemperaturowego uszczelnij jeden krótki (10 cm) koniec. Gdy klej lekko ostygnie, ale nie do końca, dociśnij boki tkaniny do siebie, aby utworzyć uszczelnienie.
    UWAGA: Klej wysokotemperaturowy i końcówki pistoletu do klejenia mogą spowodować oparzenia, jeśli kontakt ze skórą jest długotrwały.
  3. Przyklej linie od zagiętej krawędzi do otwartego krótkiego końca przy każdym znaku przedziału. Dociśnij do siebie dwie strony tkaniny wzdłuż linii kleju, aby zapewnić uszczelnienia bez otworów między przegródkami. Nasiona migrujące między komorami przyczyniają się do błędu eksperymentalnego.
    UWAGA: Teraz, gdy przedziały zostały utworzone, rozłożona krawędź powinna pozostać otwarta i gotowa do przyjęcia nasion i ich informacji identyfikujących (nazwa typu krzyża).
  4. Losowo przypisz typy krzyżówek nasion do przedziałów dla każdego pasa.
    1. Wypełnij przegródki na nasiona jednolitą liczbą nasion (w tym przykładzie użyto 20 na każdą komorę). Do etykiet używaj przemysłowych markerów permanentnych na przyciętych na wymiar plastikowych rzutkach ogrodowych, aby były w stanie wytrzymać zakopanie.
      UWAGA: Można stosować alternatywne metody etykietowania.
    2. Po napełnieniu każdej komory nasionami i ich etykietą, natychmiast uszczelnij komorę za pomocą pistoletu do klejenia wysokotemperaturowego. Kontynuuj, aż cała taśma nasienna zostanie całkowicie uszczelniona. Oznaczyć cały pasek w pierwszej komorze informacjami o kontrpróbie, bloku i/lub podjęciu obróbki.
      UWAGA: W naszym badaniu, ponieważ mieliśmy czasowe usunięcia, bloki i replikowane paski w blokach, uwzględniliśmy wszystkie te informacje.
    3. Sprawdź, czy nie ma szczelin między przegródkami i w razie potrzeby użyj kleju punktowego, zanim przejdziesz do następnego paska.

figure-protocol-1
Rysunek 1. Schemat pasa nasiennego do pochówku. Przykład pasa pogrzebowego z identyfikacją typu krzyża dla poszczególnych przedziałów. Rodzic ze strony matki jest wymieniony jako pierwszy, a rodzic ze strony ojca jest wymieniony jako drugi. Kolory wskazują na różne pochodzenie ze strony matki, z żółtym dla dzikiego, niebieskim dla hybrydy F1 i czerwonym dla uprawy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Zakop paski nasion na polu

  1. Wykop działki na określoną głębokość, aby pokryć pasy domów. Przypisz paski do poszczególnych bloków, w których paski są rozmieszczone losowo, aby umożliwić użycie daty usunięcia jako głównego wykresu i tożsamości przedziału (w tym przykładzie typu krzyżowego) jako podwykresu w analizie.
  2. Przykryj paski ziemią. Wytnij tkaninę z metalową siatką tak, aby była o 10 cm większa niż działki i umieść na zakopanych paskach. Użyj kołków w kształcie litery U, aby zabezpieczyć krawędzie i przykryć krawędzie tkaniny ziemią.
    UWAGA: To pokrycie służy do wykluczania drapieżników kopiących nasiona. Jako inną opcję, Mercer i wsp.13 skonstruowanych i zakopanych skrzyń z materiału sprzętowego, które otaczały pasy nasienne z powodu intensywnego nacisku susłów na ich terenie.)
  3. Umieść kolorowe flagi geodety, aby rozróżnić lokalizację pasa i daty usunięcia, aby uzupełnić wyraźne pisemne zapisy.

4. Wykop pasy i oceń nasiona

  1. Wykop paski nasienne przypisane do danej daty usunięcia. Utrzymuj paski w chłodnym, wilgotnym środowisku, aż dotrą do laboratorium, w którym odbędzie się ocena nasion. Można to osiągnąć, zawijając paski w mokrą gazetę i umieszczając je w lodówce na czas transportu lub wysyłki z dnia na dzień.
  2. Opłucz błoto i ziemię z pasków w wodzie, aż paski będą wystarczająco czyste, aby zewnętrzne zanieczyszczenia nie zasłaniały nasion.
  3. Użyj nożyczek, aby rozciąć jedną komorę na raz. Policz kiełkujące nasiona i usuń je. Policz wyraźnie martwe nasiona (np. gnijące lub gnijące nasiona). Umieść niekiełkujące nasiona na oznaczonym, mokrym bibułce wielkości Petriego, aby jeszcze bardziej odróżnić niekiełkujące, uśpione i martwe nasiona.
    1. Umieść szalki Petriego z niekiełkującymi nasionami w komorze wzrostowej ustawionej na standardowe warunki kiełkowania: 25 °C / 10 °C 12 godzin dziennie. Pozwól nasionom wykiełkować przez tydzień. Wszystkie, które to robią, liczą je jako żywotne, ale niewykiełkowane, ponieważ nie wykiełkowały w warunkach polowych.
  4. Po zastosowaniu zabiegu w komorze wzrostowej należy zbadać pozostałe niekiełkujące nasiona pod kątem żywotności przy użyciu chlorku tetrazolu (TZ)13. Aby to osiągnąć, należy przygotować procentowy roztwór TZ odpowiedni dla badanego gatunku, korzystając z Podręcznika Testowania Tetrazolium AOSA14. W tym przykładzie stosuje się 1% roztwór.
    1. Przetnij niekiełkujące nasiona na pół i umieść jedną połowę, w której widoczny jest zarodek i bielmo, na szalce Petriego zawierającej wystarczającą ilość roztworu TZ, aby przykryć nasiona (nasiona mogą unosić się na wodzie, to jest w porządku).
    2. Umieść szalki Petriego TZ w inkubatorze ustawionym na 30 °C i odczekaj 3 godziny. Uwaga: W razie potrzeby wyższe temperatury spowodują szybszą reakcję, ale nadmierne barwienie stanowi ryzyko.
  5. Wyjmij szalki Petriego z inkubatora i oceń. Nasiona, które mają zarodki zabarwione na czerwono, są zdolne do kiełkowania, podczas gdy nasiona niebarwione są martwe. Zapoznaj się z Podręcznikiem testowania tetrazolium AOSA, aby uzyskać więcej informacji na temat rozróżniania przypadków marginalnych i poszczególnych gatunków.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Typy krzyżowe z różnym pochodzeniem ze strony matki i procentem alleli upraw (Tabela 1) różniły się w zależności od daty usunięcia procentem kiełkujących, niekiełkujących i martwych nasion (Ryc. 2 i 3). Korzystając z testów TZ na niekiełkujących nasionach, znaleźliśmy kilka naprawdę uśpionych nasion przy drugim usunięciu (wczesna wiosna) (Tabela 2), podczas gdy wszystkie nasiona niewykiełkowane przez trzecie usunięcie (wi...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu przedstawiamy metody wykorzystania pasów do zakopywania nasion do obserwacji kiełkowania, spoczynku i śmiertelności różnych stad nasiennych w wybranych okresach czasu na polu. Zalety stosowania pasków zamiast pojedynczych pakietów polegają na (1) szybkości budowy pasków i przedziałów w porównaniu z tworzeniem pojedynczych pakietów; oraz (2) łatwość i szybkość wyjmowania wielu przegródek jednym ruchem bez niebezpieczeństwa pominięcia pakietu lub niezamierzonego usunięcia jednego. Ponieważ dwie daty usunięcia...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Program Grantowy Oceny Ryzyka Biotechnologicznego (Biotech Risk Assessment Grant Program) nr 2006-39454-17438 dla A. Snow, K. Mercera i H. Alexandra z Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych, Narodowego Instytutu Żywności i Rolnictwa. Eksperymenty z wykorzystaniem tej metody zostały przeprowadzone i wspierane przez University of Kansas Field Station, jednostkę badawczą Kansas Biological Survey i University of Kansas. Autorzy pragną podziękować P. Jourdanowi i E. Regnierowi za pomocne recenzje wcześniejszych wersji tego manuskryptu. Ponadto praca ta została wsparta wkładem pracowników University of Kansas Field Station, Waterman Farm na Uniwersytecie Stanowym Ohio (OSU), Centrum Plazmy Zarodkowej Roślin Ozdobnych USDA w OSU oraz Laboratorium Biologii Nasion na Wydziale Ogrodnictwa i Nauk o Uprawach w OSU, zwłaszcza E. Renze, S. Stieve, A. Evans, oraz E. Grassbaugh za wsparcie techniczne.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Małe koperty na monetyDowolne
Duże koperty na monetyDowolna
moskitiera poliestrowa o drobnych oczkachDowolny
pistolet do kleju wysokotemperaturowegoWszelkie
wkłady w sztyfcie kleju wysokotemperaturowegoDowolne
Trwałe markery przemysłoweDowolna
plastikowe etykiety ogrodoweDowolne
nożyczkiDowolna
łopataDowolna
metalowa siatka twarda tkaninaDowolna
flagi geodezyjne, wiele kolorówDowolna
mokra gazetaDowolna
chłodnicaDowolna
bibuła bibułkowaDowolne
temp. kontrolowana komora wzrostuDowolne
żyletkiDowolne
szalki PetriegoDowolny
chlorek tetrazoluDowolna woda Dowolne
ciepło inkubatorDowolny
szalki Petriego Dowolna

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Walck, J. L., Baskin, J. M., Baskin, C. C., Hidayati, S. N. Defining transient and persistent seed banks in species with pronounced seasonal dormancy and germination patterns. Seed Sci Res. 15 (3), 189-196 (2005).
  2. Alexander, H. A., Schrag, A. M. Role of soil seed banks and newly dispersed seeds in population dynamics of the annual sunflower. Helianthus annuus. J Ecol. 91, 987-998 (2003).
  3. Burnside, O. C., Wilson, R. G., Weiseberg, S., Hubbard, K. Seed longevity of 41 weed species buried 17 years in eastern and western. Weed Sci. 44 (1), 74-86 (1996).
  4. Baskin, C. C., Baskin, J. M. Seeds: Ecology, biogeography, and evolution of dormancy and Germination. , Academic Press. San Diego, CA. (2001).
  5. Finch-Savage, W. E., Leubner-Metzger, G. Seed dormancy and the control of germination. New Phytol. 171, 501-523 (2006).
  6. Baskin, J. M., Baskin, C. C. A classification system for seed dormancy. Seed Sci Res. 14 (1), 1-16 (2004).
  7. Donohue, K., et al. Environmental and genetic influences on the germination of Arabidopsis thaliana in the field. Evolution. 54 (4), 740-757 (2005).
  8. Roach, D. A., Wulff, R. D. Maternal effects in plants. Ann Rev Ecol Syst. 18, 209-235 (1987).
  9. Pace, B. A., Alexander, H. M., Emry, J. D., Mercer, K. L. Seed fates in crop-wild hybrid sunflower: crop allele and maternal effects. Evol Appl. 8 (2), 121-132 (2015).
  10. Alexander, H. M., Emry, D. J., Pace, B. A., Kost, M. A., Sparks, K. A., Mercer, K. L. Roles of maternal effects and nuclear genetic composition change across the life cycle of crop-wild hybrids. Am J Bot. 101 (7), 1176-1188 (2014).
  11. Stewart, N. C., Matthew, J., Halfhill, D., Warwick, S. I. Transgene introgression from genetically modified crops into their wild relatives. Genetics. 4, 806-817 (2003).
  12. Mercer, K. L., Shaw, R. G., Wyse, D. L. Increased germination of diverse crop-wild hybrid sunflower seeds. Ecol Appl. 16, 845-854 (2006).
  13. Delouche, J. C., Still, T. W., Rapset, M., Lienhard, M. The tetrazolium test for seed viability. Mississippi Sta Uni Ag Exp Sta Techn Bull. 51, 1-63 (1962).
  14. Association of Official Seed Analysts. Tetrazolium Testing Handbook. , 653 Constitution Avenue NE, Washington, DC 20002, USA. (2010).
  15. Alexander, H. M., Emry, D. J., Pace, B. A., Kost, M. A., Sparks, K. A., Mercer, K. L. Roles of maternal effects and nuclear genetic composition change across the life cycle of crop-wild hybrids. Am J Bot. 10 (7), 1176-1188 (2014).
  16. Weiss, A. N., Primer, S. B., Pace, B. A., Mercer, K. L. Maternal effects and embryo genetics: germination and dormancy of crop-wild sunflower hybrids. Seed Sci Res. 23, 241-255 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Seed GerminationSeed DormancySeed MortalityField ConditionsTetrazolium ChlorideSeed ViabilitySeed Bank DynamicsHelianthus AnnuusSeed Strip MethodBurial Trials

Related Articles