Zrozumienie biogeochemii rozpuszczonej materii organicznej poprzez manipulacje składnikami odżywczymi in situ w ekosystemach strumieni

Podsumowanie

Rozpuszczona materia organiczna stanowi ważne źródło energii i składników odżywczych dla ekosystemów. W tym miejscu demonstrujemy metodę opartą na terenie do manipulowania otaczającą pulą rozpuszczonej materii organicznej in situ za pomocą łatwych do odtworzenia impulsów składników odżywczych.

Streszczenie

Rozpuszczona materia organiczna (DOM) to bardzo zróżnicowana mieszanina cząsteczek dostarczająca jednego z największych źródeł energii i składników odżywczych dla ekosystemów. Jednak badanie in situ DOM jest trudne, ponieważ złożoność molekularna puli DOM nie może być łatwo odtworzona do celów eksperymentalnych. Wykazano jednak, że dodatki składników odżywczych do strumieni wielokrotnie zmieniają pulę DOM in situ i otoczenia. W tym miejscu demonstrujemy łatwą do odtworzenia metodę opartą na polach do manipulowania pulą otoczenia DOM w skali ekosystemu. Podczas eksperymentów z impulsami odżywczymi można badać zmiany stężenia zarówno rozpuszczonego węgla organicznego, jak i rozpuszczonego azotu organicznego w szerokim zakresie stężeń składników odżywczych. Metoda ta pozwala naukowcom zbadać mechanizmy kontrolne w puli DOM i wyciągnąć wnioski dotyczące roli i funkcji, jaką niektóre frakcje puli DOM odgrywają w ekosystemach. Opowiadamy się za stosowaniem tej metody jako techniki, która pomoże lepiej zrozumieć biogeochemię DOM i sposób, w jaki wchodzi ona w interakcje ze składnikami odżywczymi. Wraz z dalszym rozwojem metoda ta może pomóc w wyjaśnieniu dynamiki DOM w innych ekosystemach.

Wprowadzenie

Rozpuszczona materia organiczna (DOM) stanowi ważne źródło energii i składników odżywczych dla ekosystemów słodkowodnych i jest definiowana jako materia organiczna, która przechodzi przez filtr 0,7 μm. W ekosystemach wodnych DOM może również wpływać na tłumienie światła i kompleksowanie metali. DOM to bardzo zróżnicowana i niejednorodna mieszanina związków organicznych z różnymi grupami funkcyjnymi, a także niezbędnymi składnikami odżywczymi, takimi jak azot (N) i fosfor (P). Podczas gdy termin "DOM" opisuje całą pulę, w tym jej składniki C, N i P, jej stężenie mierzy się jako rozpuszczony węgiel organiczny (DOC). Nieodłączna złożoność molekularna puli DOM stwarza jednak wyzwania dla jej badania. Na przykład nie ma bezpośredniego sposobu na zmierzenie frakcji całkowitej puli DOM składającej się z organicznych składników odżywczych, takich jak rozpuszczony azot organiczny (DON) i rozpuszczony fosfor organiczny (DOP). Zamiast tego stężenie organicznych składników pokarmowych musi być określone na podstawie różnicy (np. [DON] = [całkowity rozpuszczony azot] - [rozpuszczony azot nieorganiczny]).

Dodanie realistycznej poprawki DOM do strumienia jest trudne ze względu na różnorodność puli otoczenia DOM. W poprzednich badaniach dodawano pojedyncze źródła węgla (np. glukozę, mocznik¹) lub szczególne źródło, takie jak odcieki ze ściółki^{liściowej 2} w celu manipulowania stężeniami na polu. Jednak te źródła nie są szczególnie reprezentatywne dla puli DOM otoczenia. Próba udoskonalenia lub zagęszczenia DOM w otoczeniu do późniejszych eksperymentów wiąże się również z trudnościami, w tym utratą niektórych frakcji (np. wysoce labilnych składników) podczas przetwarzania. W rezultacie trudno jest zrozumieć elementy sterujące w puli DOM otoczenia, ponieważ obecnie nie posiadamy żadnej metody bezpośredniego manipulowania pulą DOM otoczenia. Ponieważ jednak biogeochemia DOM jest powiązana ze składnikami odżywczymi powszechnie występującymi w środowisku (np. azotanem [NO₃^-]³), możemy dodać inne substancje rozpuszczone do ekosystemów strumieniowych i zmierzyć reakcję puli DOM na te manipulacje. Badając, w jaki sposób pula DOM reaguje na szeroki zakres eksperymentalnie narzuconych stężeń składników odżywczych, mamy nadzieję uzyskać lepszy wgląd w to, jak DOM reaguje na zmienne warunki środowiskowe.

Jedną z metod powszechnie stosowanych w biogeochemii strumieni jest metoda dodawania składników odżywczych. Eksperymenty z dodawaniem składników odżywczych były tradycyjnie stosowane w celu zrozumienia kinetyki wychwytu lub losu dodanej substancji rozpuszczonej^4,5,6,7. Dodawanie składników odżywczych może być krótkotrwałe^{w skali od hr 6} do day 4 lub długoterminowe manipulacje w ciągu wielu lat⁸. Dodatki składników odżywczych mogą również obejmować izotopowo znakowane składniki odżywcze (np. ¹⁵N-NO₃^-) w celu śledzenia dodanego składnika odżywczego w reakcjach biogeochemicznych. Jednak badania oparte na izotopach są często kosztowne i wymagają trudnych analiz (np. trawienia) wielu kompartmentów bentosowych, w których mogą być zatrzymywane izotopowo znakowane składniki odżywcze. Niedawne eksperymenty ujawniły użyteczność krótkoterminowych impulsów składników odżywczych w celu wyjaśnienia kontroli substancji rozpuszczonych bez dodatku i substancji rozpuszczonych w otoczeniu, takich jak DOM^9,10, ujawniając nowy sposób badania reakcji biogeochemicznych in situ w czasie rzeczywistym. W tym miejscu opisujemy i demonstrujemy kluczowe kroki metodologiczne do przeprowadzania krótkoterminowych impulsów składników odżywczych w celu zrozumienia sprzężonej biogeochemii C i N, a w szczególności kontroli w bardzo zróżnicowanej puli DOM. Ta łatwa do odtworzenia metoda polega na dodaniu impulsu składnika odżywczego do strumienia eksperymentalnego i pomiarze zmian w stężeniu zarówno zmanipulowanej substancji rozpuszczonej, jak i zmiennej odpowiedzi będącej przedmiotem zainteresowania (np. DOC, DON, DOP). Poprzez bezpośrednią manipulację stężeniami składników odżywczych in situ jesteśmy w stanie pośrednio zmienić pulę DOM i zbadać, jak zmienia się stężenie DOM w dynamicznym zakresie stężeń składników odżywczych¹⁰.

Protokół

1. Identyfikacja i charakterystyka idealnego eksperymentalnego odcinka strumienia

1. Należy upewnić się, że odcinki badawcze strumienia są wystarczająco długie, aby umożliwić całkowite wymieszanie substancji rozpuszczonych¹¹ oraz wystarczająco długie, aby mógł zajść pobór biologiczny. Długość odcinków może się różnić w zależności od strumienia i eksperymentu. W małych strumieniach źródliskowych pierwszego rzędu długość odcinka może wynosić od 20-150 m (lub więcej, jeśli wymaga tego system), w zależności od przepływu i innych właściwości fizycznych strumienia.
   1. Z odcinków badawczych należy wykluczyć duże zakola, ponieważ spowalniają one ruch substancji rozpuszczonych w dół strumienia, a także sekcje o minimalnym przepływie oraz dopływy, które rozcieńczają dodany roztwór. Okresy niskiego przepływu mogą wymagać skrócenia długości odcinka, podczas gdy wyższy przepływ może wymagać dłuższego odcinka.
   2. Należy wyznaczyć miejsce u góry badawczego odcinka strumienia, powyżej bystrza, aby ułatwić mieszanie dodanych substancji rozpuszczonych. Będzie to miejsce aplikacji. U dołu badawczego odcinka strumienia należy wyznaczyć miejsce, w którym przepływ jest zwężony i reprezentatywny dla około 90% całkowitego przepływu (Rysunek 1). Będzie to miejsce poboru próbek.

Rysunek 1: Przykład punktu poboru prób poniżej nurtu. Idealny punkt poboru próbek to miejsce, w którym główny nurt jest zwężony i łatwo dostępny, bez zakłócania koryta strumienia i benthosu. W tym przypadku fragment powalonego drewna stworzył taki punkt poboru w małym strumieniu źródłowym pierwszego rzędu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

2. Przed rozpoczęciem eksperymentów należy zmierzyć przepływ oraz tła stężeń nutrientów dla analizowanych substancji rozpuszczonych, aby obliczyć masę substancji niezbędną do manipulacji. Obliczenia przedstawiono w kroku 2.2.1.
   1. Należy uzyskać dane dotyczące stężenia tła dla substancji rozpuszczonej będącej celem manipulacji (np. NO₃^-) oraz chlorków (Cl^-), które często służą jako konserwatywny znacznik. W tych eksperymentach znacznik konserwatywny wykorzystuje się do śledzenia zmian przewodności, które sygnalizują dotarcie impulsu nutrientów do stacji poboru próbek oraz tempo jego przemieszczania się. Przewodność, lub przewodność właściwa, jest wskaźnikiem zmian stężenia znacznika konserwatywnego in-situ.
   2. Należy scharakteryzować właściwości fizykochemiczne odcinka eksperymentalnego, zbierając dane pomocnicze, takie jak szerokość i głębokość odcinka, temperatura, pH oraz tlen rozpuszczony.
      1. Pomiary, których nie można wykonać za pomocą sondy środowiskowej (np. szerokość i głębokość), należy przeprowadzić dzień przed lub bezpośrednio po eksperymencie, aby zminimalizować wszelkie zaburzenia bentosowe lub chemiczne w korycie strumienia. Odcinek eksperymentalny należy podzielić na równoodległe przekroje (np. co 10 m), w których można ocenić szerokość oraz co najmniej 3 pomiary głębokości (np. prawy brzeg, talweg i lewy brzeg). Dane te są wartościowe dla powiązania właściwości fizycznych strumienia z pomiarami biogeochemicznymi oraz w przypadku, gdy badaczy interesuje obliczenie parametrów i kinetyki poboru nutrientów⁶.

2. Przygotowanie do eksperymentu

1. Wyznacz masę (kg) substancji rozpuszczonej niezbędną do manipulacji, korzystając z poniższych równań.
   Uwaga: Poniższy przykład dotyczy eksperymentu opartego na azotanach z NO₃^- w formie azotanu sodu (NaNO₃) i zakłada docelowy wzrost 3-krotny powyżej poziomu tła (równania oparto na pracach Kilpatricka i Cobba¹²). W tym przykładzie przyjęto następujące założenia dotyczące warunków tła: przepływ = 10 L/sec; [Cl] = 10 mg/L; [NO₃^-] = 50 µg N/L. Ze względu na różnice między eksperymentami, należy dostosować wymagane dane wejściowe.
   1. Oblicz docelowy wzrost (Równanie 1):
      Docelowy wzrost [NO₃- μg N/L] = oczekiwane tło [NO₃- μg N/L] * docelowy wzrost
      150 μg N/L = 50 μg N/L * 3
   2. Oblicz całkowity strumień masy atomowej (Równanie 2):
      Całkowity strumień masy atomowej (NO₃- μg N) = 30 min * 60 sec * Q(L/sec) * docelowy wzrost [NO₃- μg N/L]
      Gdzie 30 minut to przyjęty czas trwania piku substancji rozpuszczonej¹², a Q to przepływ
      2 700 000 μg N = 30 min * 60 sec * 10 L/s * 150 μg N/L
   3. Oblicz całkowity strumień masy cząsteczkowej (Równanie 3):
      Całkowity strumień masy cząsteczkowej (NO₃- μg N) = całkowity strumień masy atomowej (NO₃- μg N)/masa atomowa (14) * masa cząsteczkowa (85)
      Gdzie masa atomowa odnosi się do N, a masa cząsteczkowa do NaNO₃.
      16,392,857.14 μg N = 2,700,000 μg N/(14 * 85) 
   4. Oblicz masę do dodania (Równanie 4):
      Masa do dodania (g) = całkowity strumień masy cząsteczkowej (NO₃- μg N)/1,000,000 g/μg
      16.39 g NaNO₃ = 16,392,857.14 μg N/1,000,000 g/μg
      Uwaga: Postępuj zgodnie z powyższymi obliczeniami dla wszelkich innych substancji rozpuszczonych, w tym dla znacznika konserwatywnego (np. chlorku sodu). Należy pamiętać o dostosowaniu mas atomowych i cząsteczkowych dla danej substancji rozpuszczonej.
2. Przygotuj wszystkie substancje rozpuszczone na jeden dzień przed eksperymentami terenowymi. Odważ odpowiednią ilość substancji, aby podnieść stężenie otoczenia zarówno znacznika biologicznego, jak i znacznika konserwatywnego trzykrotnie (lub o pożądaną wartość) powyżej poziomu tła. Ważne jest, aby ilość dodanych substancji wywołała mierzalną zmianę powyżej stężenia tła, która będzie wystarczająca do stworzenia szerokiego zakresu dynamicznego stężenia dodanych składników odżywczych.
   1. Odważ substancje rozpuszczone za pomocą wag analitycznych, a następnie przechowuj je w czystych, mytych kwasem butelkach z polietylenu o wysokiej gęstości z odpowiednimi etykietami. Przykłady znaczników biologicznych obejmują: NO₃^-: azotan sodu (NaNO₃); NH₄⁺: chlorek amonu (NH₄Cl); PO₄^-3: fosforan potasu (K₂HPO₄). Wybór znacznika biologicznego będzie jednak zależał od stawianego pytania biogeochemicznego. Opcjami dla znaczników konserwatywnych są chlorek sodu (NaCl) i bromek sodu (NaBr).
3. Zbierz pozostałe materiały: notes terenowy, taśmę do etykietowania i pisak, miarę terenową, lodówkę przenośną, konduktometr, wiadro o pojemności ok. 20 L i dużą pręt do mieszania (np. łopatkę do piwa, pręt zbrojeniowy, duży kij), około 50 czystych i mytych kwasem butelek z polietylenu o wysokiej gęstości o pojemności 125 ml. Ponumeruj butelki 125 ml od #1 do #50.
   Uwaga: W ramach jednego eksperymentu można pobrać mniej niż 50 próbek; próbki tła są wliczone w ogólną liczbę 50 butelek.
4. Opcjonalnie: W zależności od liczby personelu terenowego przeprowadź filtrowanie próbek na miejscu (patrz sekcja #5). Jeśli ta opcja zostanie wybrana, zabierz w teren 50 czystych, uprzednio ponumerowanych i mytych kwasem butelek z polietylenu o wysokiej gęstości o pojemności 60 ml. Ponumeruj butelki 60 ml od #1 do #50, aby odpowiadały butelkom do pobierania 125 ml.

3. Dzień przygotowania

1. Rozmieść terenowy konduktometr w miejscu poboru próbek. Umieść urządzenie powyżej (około 0,5-1,0 m) miejsca, z którego będą pobierane próbki, aby proces poboru nie zakłócał odczytów z instrumentu. Konduktometr pozostanie na miejscu przez cały czas trwania eksperymentu. Najlepiej zastosować terenowy konduktometr, ponieważ zapewnia on odczyty przewodności w czasie rzeczywistym, które są niezbędne do określenia szybkości pobierania próbek (patrz krok 5.2) oraz kolejności filtracji i analizy (kroki 5.3 i 6.1).
2. Przed dodaniem roztworu pobierz potrójne próbki tła o objętości 125 ml w miejscu dodania oraz w miejscu poboru próbek na odcinku eksperymentalnym. Dane te zostaną wykorzystane do weryfikacji stężenia tła w dniu badania oraz do określenia zmienności stężenia substancji rozpuszczonych wzdłuż odcinka strumienia. Dane te są również wartościowe dla powiązania naturalnej chemii strumienia (np. stosunki DOC: NO₃^-13) z badanymi pomiarami biogeochemicznymi.
3. Zapisz czas oraz przewodność pobranych próbek tła.
4. Zapisz przewodność tła strumienia przed dodaniem roztworów.

4. Dodawanie substancji rozpuszczonych

1. Wsyp wszystkie odczynniki (16,39 g NaNO₃ i 1483 g NaCl) do dużego pojemnika (np. wiadra 20 L) i dodaj wystarczającą ilość wody strumieniowej, aby całkowicie rozpuścić substancje. Trzykrotnie wypłucz naczynia po odczynnikach dodatkową wodą strumieniową i wlej pozostałości z płukania do pojemnika z roztworem. Odnotuj ilość dodanej wody.
   1. Na przykład użyj butelki 500 ml do wlewania wody strumieniowej do pojemnika. Mieszaj roztwór, aż wszystkie odczynniki zostaną całkowicie rozpuszczone.
2. Pobierz 60 ml alikwotu roztworu do dodania. Przechowuj tę próbkę o wysokim stężeniu oddzielnie (np. w woreczku strunowym) od wszystkich pozostałych próbek, aby zminimalizować ryzyko zanieczyszczenia krzyżowego. Takie próbki są istotne, jeśli dodatkowym celem projektu badawczego jest obliczenie kinetyki pobierania składników odżywczych⁶, ponieważ mogą one posłużyć do określenia dokładnej masy dodanych substancji.
3. Wlej roztwór w miejsce dodawania. Zrób to płynnym i szybkim ruchem, aby zminimalizować czas opóźnienia transportu oraz rozpryskiwanie, które mogłoby zmniejszyć ilość dodanych odczynników. Bezpośrednio po dodaniu trzykrotnie wypłucz pojemnik i mieszadło w strumieniu, aby zagwarantować, że wszystkie odczynniki trafiły do wody.
   1. Zapisz godzinę dodania roztworu: godz:min:sek.
   2. Zapisz masy dodanych znaczników (np. NaNO₃ i NaCl).
   3. Po dodaniu roztworu nie zakłócaj przepływu strumienia. Upewnij się, że wszelkie przemieszczanie się wzdłuż strumienia odbywa się po brzegach, aby nie naruszyć bentosu strumienia ani samego roztworu.

5. Pobieranie próbek w terenie

1. Ustaw butelki do pobierania próbek w kolejności rosnącej, oczekując na dotarcie roztworu do miejsca poboru. Czas przemieszczania się będzie funkcją przepływu i długości odcinka i może zostać określony z wyprzedzeniem (dzień wcześniej) za pomocą wstrzyknięcia samego NaCl lub barwnika rodamina (który może posłużyć do ustalenia czasu przemieszczania¹⁴).
   Uwaga: W przypadku pracy nad projektem dotyczącym DON, należy unikać stosowania barwnika rodamina, ponieważ jest on rodzajem DON i w związku z tym zmieniłby tło DON, jeśli jakiekolwiek pozostałyby w badanym odcinku.

Rysunek 2: Przykładowy schemat krzywej przełomu substancji rozpuszczonej (BTC). BTC obrazuje zmiany stężenia substancji rozpuszczonej w czasie i może być wykorzystana do wyjaśnienia transportu oraz biogeochemicznego cyklu obiegu znacznika w strumieniu. Próbki punktowe powinny być pobierane w trakcie BTC z częstotliwością zapewniającą równą reprezentację zarówno dla ramienia wznoszącego, jak i opadającego BTC. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

2. Pobieranie próbek
   Uwaga: Nadrzędnym celem pobierania próbek jest odpowiednie odwzorowanie zmian stężenia substancji rozpuszczonej zarówno na wznoszącym, jak i opadającym ramieniu krzywej przełomu (BTC) (Rysunek 2).
   1. Po pojawieniu się roztworu (wykrytym poprzez wzrost przewodnictwa), pobierać próbki do butelek o pojemności 125 ml w trakcie trwania BTC, trzymając butelkę w głównym strumieniu wody w punkcie poboru. Szybko przepłukać butelkę wodą z cieku, wylać wodę z płukania w dół strumienia, a następnie pobrać próbkę. Zakręcić butelkę i umieścić ją w chłodziarce.
   2. Zapisywać czas (godzina:minuta:sekunda) oraz przewodnictwo każdej próbki pobranej wzdłuż BTC w dzienniku terenowym (Tabela 1).
   3. Pobierać próbki w zależności od czasu (np. w odstępach 1 min) lub tempa zmian przewodnictwa. Na przykład, jeśli przewodnictwo zmienia się szybko, pobierać próbki co 30-60 s, aż tempo zmian przewodnictwa spadnie, po czym próbki można pobierać co 5-10 min. W przypadku odstępów opartych na przewodnictwie, pobierać próbki co 15-30 jednostek, w zależności od tempa zmian przewodnictwa.
   4. Pobierać próbki do momentu, aż przewodnictwo powróci do poziomu tła lub znajdzie się w granicach 5 µS/cm od warunków tła. Odstępy w pobieraniu próbek mogą być korygowane w trakcie eksperymentu, o ile BTC jest dobrze odwzorowane w pobranych próbkach punktowych.

Butelka nr	Przewodność właściwa	Czas	Uwagi
1		godz:min:sek	np. tło (downstream)
2			np. tło (strumień w dół)
3
4
5			np. próbka przy maksymalnej przewodności
.
.
.
Numer najwyższej butelki

Tabela 1P Dziennik terenowy: Przykładowa strona z dziennika laboratoryjnego i wymagane informacje

3. Filtrowanie próbek
   Uwaga: Filtrowanie próbek może odbywać się w terenie lub po powrocie do laboratorium.
   1. Filtruj próbki z fazy wzrostowej w kolejności rosnącego przewodnictwa właściwego, aż do osiągnięcia szczytu przewodnictwa właściwego. Po zakończeniu eksperymentu filtruj próbki z fazy spadkowej w rosnącej kolejności przewodnictwa właściwego (t.j. zacznij od ostatniej próbki i cofaj się w stronę szczytowego przewodnictwa właściwego).
      Uwaga: Taka kolejność próbek minimalizuje zanieczyszczenia krzyżowe między próbkami i pozwala na użycie tego samego filtra, strzykawki i uchwytu filtra, pod warunkiem, że filtr, strzykawka i uchwyt filtra zostaną odpowiednio wypłukane pomiędzy każdą próbką (patrz kroki 5.3.2-5.3.4).
   2. Wyjmij tłok ze strzykawki 60 ml, a następnie zamknij kranik. Wlej ~10 ml próbki do strzykawki i włóż tłok z powrotem. Wstrząśnij strzykawką tak, aby próbka wypłukała wewnętrzne ścianki strzykawki. Podłącz strzykawkę do uchwytu filtra i otwórz kranik. Przepchnij próbkę przez uchwyt filtra i wylej płuczkę.
   3. Wyjmij tłok i zamknij kranik. Wlej ~30 ml próbki do strzykawki i włóż tłok z powrotem. Otwórz kranik i wypchnij ~10 ml przez uchwyt filtra do 60 ml buteleczki do pobierania próbek. Zakręć buteleczkę, wymieszaj z filtrowanym roztworem i wylej. Powtórz ten krok łącznie trzy razy. Zapewni to usunięcie wszelkich zanieczyszczeń z 60 ml buteleczki i pokrycie jej ścianek próbką.
   4. Wyjmij tłok i zamknij kranik. Wlej ~60 ml próbki do strzykawki i włóż tłok z powrotem. Przepchnij próbkę przez uchwyt filtra do 60 ml buteleczki do próbek. Napełnij buteleczki do poziomu ramion, aby zapobiec ich pękaniu podczas zamrażania. Zakręć buteleczkę i umieść ją w chłodziarce.
   5. Powtórz kroki 5.3.2-5.3.4 dla wszystkich pozostałych próbek. Wymień filtr między próbkami z fazy wzrostowej a spadkowej, aby zminimalizować zanieczyszczenia.
   6. Transportuj próbki do laboratorium tego samego dnia, w warunkach chłodzenia na lodzie.

6. Przygotowanie do analizy laboratoryjnej

1. Jeśli filtrowanie próbek ma odbywać się w laboratorium, należy postępować zgodnie z protokołem opisanym w sekcji 5.3.1. Próbki z obu ramion (wznoszącego i opadającego) BTC należy filtrować w kolejności rosnącej przewodności. Wymień filtr pomiędzy próbkami z ramienia wznoszącego a opadającego.
2. Przefiltrowane próbki zamroź w temperaturze -20 °C do czasu przeprowadzenia analizy.
3. Upewnij się, że zaplecze analityczne jest przystosowane do pracy z próbkami o wysokim stężeniu.
   Uwaga: Niektóre laboratoria nie są wyposażone w sprzęt umożliwiający analizę próbek o bardzo wysokim stężeniu, dlatego należy zachować ostrożność. Uwzględnij przygotowane standardy obejmujące górną granicę oczekiwanych stężeń rozpuszczonych substancji. Standardy o wysokim stężeniu pomogą zapewnić krzywą wzorcową obejmującą przewidywany zakres manipulowanych stężeń substancji rozpuszczonych.
4. Analizuj próbki we wszystkich urządzeniach analitycznych w kolejności od niskiej do wysokiej przewodności. Sekwencjonowanie próbek od niskiego do wysokiego przewodnictwa właściwego zapobiega zanieczyszczeniu próbek o niskiej zawartości soli/składników odżywczych przez próbki o wysokiej zawartości soli/składników odżywczych. Oznacza to, że próbki z ramion wznoszącego i opadającego będą wymieszane pod względem kolejności.
   1. Próbki analizuj pod kątem całkowitego rozpuszczonego węgla organicznego, całkowitego rozpuszczonego azotu, azotanów i amonu, przy czym dokładny dobór analizowanych substancji rozpuszczonych będzie zależał od postawionego pytania badawczego (patrz na przykład Wymore et al.¹⁰).

7. Analiza danych

1. Przeanalizuj dane za pomocą prostej regresji liniowej. Zmienną niezależną są stężenia dodanego składnika odżywczego, a zmienną zależną stężenie DOM w formie DOC lub DON. Każdy punkt na wykresie reprezentuje jedną próbkę pobraną z krzywej przełomu oraz stężenie składnika odżywczego i DOC/DON w tej próbce.

Wyniki

Rycina 3: Przykładowe wyniki oznaczania azotanów (NO₃⁻)₃^-) Dodatki z rozpuszczonym azotem organicznym (DON) jako zmienną odpowiedzi. Analizy stanowią regresje liniowe. Gwiazdkami oznaczono istotno...

Dyskusja

Celem metody impulsów składników odżywczych, przedstawionej tutaj, jest scharakteryzowanie i ilościowe określenie reakcji wysoce zróżnicowanej puli wody z otaczającego strumienia DOM w zakresie dynamicznym dodanego nieorganicznego składnika odżywczego. Jeśli dodana substancja rozpuszczona wystarczająco zwiększa stężenie reaktywnej substancji rozpuszczonej, można stworzyć dużą przestrzeń wnioskowania, aby zrozumieć, w jaki sposób cykl biogeochemiczny DOM jest powiązany ze stężeniami składników odżywczych. To podejście opa...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Azotan sodu	Dowolny
chlorek sodu	dowolny	Zakupiona	w sklepie sól kuchenna może być również używana, jednak zawiera śladowe ilości zanieczyszczeń
Filtry z włókna szklanego Whatman GFF	Dowolna
strzykawka filtrująca BD	Dowolna	dowolna
EMD Millipore Swinnex Uchwyty filtrów	Dowolna	Dowolna
Kurek odcinający strzykawkę	Dowolna	Dowolna
sonda wieloparametrowa YSI	Yellow Springs International	556-01
Butelki HDPE 125 ml z szerokim otworem	Dowolna	Butelki
60 ml	Dowolna	Dowolne
wiadro 20 L	Dowolna
Taśma miernicza	Dowolna Dowolna
Taśma do etykietowania laboratoryjnego	Dowolna	Dowolna
patyczek do mieszania	Dowolna
chłodnica	Dowolna
Pióro Sharpie	Dowolna
Notatnik polowy	Dowolna
Pęseta Dowolna Pęseta	Dowolna
Torebki z zamkiem błyskawicznym	Dowolna

dowolny HDPE o pojemności