Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mapowanie optyczne węzła zatokowo-przedsionkowego myszy w wysokiej rozdzielczości

16.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54773

⸱

2 grudnia 2016

 , 
1Department of Medicine, University of Wisconsin-Madison School of Medicine and Public Health

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół optycznego mapowania aktywności elektrycznej z prawego przedsionka myszy, a zwłaszcza węzła zatokowo-przedsionkowego, w wysokiej rozdzielczości przestrzennej i czasowej.

Streszczenie

Dysfunkcje węzła zatokowo-przedsionkowego (SAN) i związane z nimi powikłania stanowią ważne przyczyny zachorowalności u pacjentów z chorobami serca. Opracowanie nowatorskich terapii farmakologicznych w celu wyleczenia tych pacjentów opiera się na dokładnym zrozumieniu zarówno normalnej fizjologii, jak i patofizjologii SAN. Wśród badań nad rozrusznikiem serca, mysi SAN jest szeroko stosowany ze względu na jego możliwość modyfikacji ekspresji różnych genów kodujących kanały jonowe SAN lub białka przenoszące wapń. Pojawiające się dowody z badań elektrofizjologicznych i histologicznych dowiodły również reprezentatywności i podobieństwa struktury i funkcji SAN myszy do większych ssaków, w tym obecności wyspecjalizowanych szlaków przewodzenia z SAN do przedsionka oraz złożonej hierarchii rozruszników serca w SAN. Ostatnio technika mapowania optycznego znacznie ułatwiła eksplorację i badanie pochodzenia wzbudzenia i przewodzenia w obrębie i z mysiego SAN, co z kolei poszerzyło wiedzę na temat SAN i przyniosło korzyści w klinicznym leczeniu chorób związanych z dysfunkcją SAN. W tym manuskrypcie opisaliśmy szczegółowo, jak wykonać mapowanie optyczne myszy SAN z nienaruszonego, perfundowanego Langendorffem serca oraz z izolowanego preparatu przedsionkowego. Protokół ten jest użytecznym narzędziem do lepszego zrozumienia fizjologii i patofizjologii SAN myszy.

Wprowadzenie

Nowatorskie przełomy naukowe, które prowadzą do skoków w zrozumieniu ludzkiej fizjologii, są często poprzedzone postępem technologicznym. Na przykład fluorescencyjne mapowanie optyczne umożliwia badanie wielu parametrów fizjologicznych zarówno w komórkach, jak i tkankach. 1,2 Znacząco poszerzyło to naszą wiedzę na temat tego, w jaki sposób struktura anatomiczna jest powiązana z funkcjami i dysfunkcjami elektrofizjologicznymi. W sercu naturalny rozrusznik serca i układy przewodzenia, takie jak węzeł zatokowo-przedsionkowy (SAN) i połączenie przedsionkowo-komorowe, składają się z miocytów węzłowych, które są izolowane przez otaczające miocyty przedsionkowe. 3-5 Taka organizacja tworzy złożone trójwymiarowe struktury o wyspecjalizowanych właściwościach elektrycznych. Uznano, że zarówno strukturalna, jak i funkcjonalna przebudowa tych struktur rozrusznika serca tworzy znaczące niejednorodności elektrofizjologiczne. 6,7 Zrozumienie mechanizmu leżącego u podstaw tego, w jaki sposób takie heterogenności skutkują dysfunkcjami SAN i arytmogenezą przedsionków, przyniesie ogromne korzyści w klinicznym leczeniu tych chorób. Wymaga techniki wizualizacji propagacji sygnałów elektrycznych na poziomie tkanki, takiej jak mapowanie optyczne.

Ostatnio, coraz więcej dowodów dowiodło postępu mapowania optycznego w badaniach nad elektrofizjologią i patologią przedsionków. 2 Jednak nowatorskie i rygorystyczne badania zależą od dokładnej interpretacji danych eksperymentalnych, których ważność i stabilność zależą od starannych protokołów eksperymentów. Genetycznie zmodyfikowane myszy są szeroko wykorzystywane do badań jako modele zwierzęce chorób ludzkich, w tym zespołu chorej zatoki, nieprawidłowości rozrusznika serca i arytmii przedsionków. 6,8-11 Tak więc połączenie fluorescencyjnego mapowania optycznego z transgenicznymi modelami myszy stanowi potężne narzędzie do badania nieprawidłowości elektrycznych serca związanych z różnymi patologiami. W tym artykule przedstawiono protokół do optycznego mapowania myszy w wysokiej rozdzielczości sieci SAN i atrium. W szczególności omawiamy i porównujemy różne podejścia do ładowania barwnika, wpływ czasu na wybielanie barwnika i stabilność tętna podczas eksperymentu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty przeprowadzono zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych (NIH Pub. No. 80-23). Wszystkie metody i protokoły stosowane w tych badaniach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Protokołu Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Wisconsin zgodnie z wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych opublikowanymi przez NIH (publikacja nr 85-23, poprawiona w 1996 r.). Wszystkie zwierzęta wykorzystane w tym badaniu otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi i ich wykorzystywania.

1. Usuwanie serca i perfuzja Langendorffa

  1. Przed izolacją serca należy podgrzać roztwór Tyrode do temperatury 37 °C, korzystając z kąpieli wodnej i płaszcza wodnego.
  2. Znieczulij mysz 5% izofluranem/95%O2.
  3. Zadbaj o odpowiedni poziom znieczulenia, sprawdzając utratę odruchu bólowego.
  4. Wykonaj torakotomię. Otwórz klatkę piersiową za pomocą zakrzywionych 5.5-calowych nożyczek Mayo i 5,5-calowych kleszczy hemostatycznych Kelly'ego, aby wykonać 1-centymetrowe cięcie z przodu klatki piersiowej.
    1. Szybko wyjmij serce z klatki piersiowej (w ciągu 30 sekund). Użyj 4-calowych zakrzywionych kleszczyków tęczówki, aby chwycić tkankę płucną i wyciąć płuco, grasicę i serce wraz z osierdziem za pomocą 4,3-calowych nożyczek do tęczówki. Nie chwytaj bezpośrednio za serce.
    2. Umyj go w natlenionym (95%O2 / 5% CO2), stałym (36,8 ± 0,4°C) roztworze modyfikowanym Tyrode. Stosować następujący skład roztworu (w mM): 128,2 NaCl, 4,7 KCl, 1,19 NaH2PO4, 1,05 MgCl2, 1,3 CaCl2, 20,0 NaHCO3 i 11,1 glukozy (pH 7,35 ± 0,05).
  5. Kąpiąc się w tym samym roztworze, zidentyfikuj płuca, grasicę i tkankę tłuszczową. Ostrożnie wypreparuj je z serca. Użyj zakrzywionych 3-calowych nożyczek Vannas-Tubingen i kleszczyków 4.3" #5.
  6. Następnie zidentyfikuj aortę i wprowadź ją do kaniulacji na specjalnie wykonanej kaniuli 21 G. Użyj dwóch zakrzywionych kleszczyków do #5B 4,3 cala.
  7. Po kaniulacji należy jednocześnie przeprowadzić perfuzję (przez kaniulę z szybkością przepływu ~5 ml/min; należy to dostosować w zależności od ciśnienia w aorcie, patrz poniżej) i superfuzję (w kąpieli z szybkością przepływu ~50 ml/min) serca z podgrzanym i przefiltrowanym roztworem tylody przez cały czas trwania eksperymentu. Przepuść roztwór perfuzyjny przez wbudowany filtr nylonowy 11 μm, aby zapobiec zatkaniu krążenia wieńcowego.
  8. Za pomocą przetwornika ciśnienia (lub manometru) podłączonego za pomocą 3-drogowego kranu Luer do przewodu perfuzyjnego monitoruj ciśnienie w aorcie i utrzymuj je w zakresie od 60 do 80 mmHg. W razie potrzeby dostosuj prędkość perfuzji, aby utrzymać ciśnienie w aorcie w tym zakresie.

2. Optyczne mapowanie sieci SAN z perfudzonego całego serca Langendorffa

  1. instrumentacja
    1. Umieść serce poziomo i przypnij wierzchołek komory do pokrytego silikonem dna komory za pomocą kołków o średnicy 0,1 mm, aby zapobiec ruchowi wywołanemu strumieniem podczas eksperymentu. 12
    2. Wprowadzić małą rurkę silikonową (.012" ID x .005") do lewej komory (LV) przez żyłę płucną, lewe przedsionki (LA) i zastawkę mitralną (MV). Przymocuj rurkę za pomocą jedwabnego szwu (4-0) do sondującej tkanki łącznej.
    3. Ustaw serce tylną stroną skierowaną do góry (Rysunek 1A, lewy panel).
    4. Przymocuj krawędź wyrostka RA (RAA) do silikonowego dna komory za pomocą szpilek o średnicy 0,1 mm. Dostosuj jego poziom, aby tylna powierzchnia RA była płaska i pozwoliła na zlokalizowanie jej w płaszczyźnie ogniskowej aparatu. Umożliwi to pomiary optyczne z maksymalnej powierzchni przedsionka.
    5. Pętlę żyły głównej górnej (SVC) i dolnej (IVC) za pomocą szwu jedwabnego (4-0), rozciągnąć i przypiąć drugi koniec szwu do dna komory pokrytej silikonem (patrz ryc. 3A). Upewnij się, że szwy nie blokują optycznego pola widzenia.
    6. Umieść wykonaną na zamówienie elektrodę stymulacyjną na krawędzi RAA. Do wykonania elektrod należy użyć pokrytych silikonem srebrnych drutów o średnicy 0,25 mm, z odstępem między elektrodami 0,5 mm i pozbawionymi krzemu na długości 1 mm na końcu stymulacji. Następnie umieść dwie elektrody monopolarne EKG z igłą 12 mm (rozmiar 29) w pobliżu podstawy prawej i lewej komory. Umieść uziemioną elektrodę EKG w pobliżu wierzchołka komór .
  2. Barwienia
    1. Ponieważ zarówno barwniki fluorescencyjne, jak i elektromechaniczny rozłączający blebbitatynę są wrażliwe na światło, wszystkie opisane poniżej procedury należy wykonać w ciemnym pomieszczeniu. Najpierw przygotować wrażliwy na napięcie barwnik RH-237 lub di-4-ANNEPS jako roztwór podstawowy, 1,25 mg/ml w dimetylosulfotlenku (2,5 mM), podwielokrotność (30 μl każdy) i przechowywać podwielokrotności w temperaturze -20 °C.
    2. Rozcieńczyć 5-10 μl podstawowego roztworu barwnika w 1 ml ogrzanego (37 °C) roztworu tyrodu, a następnie wstrzyknąć go do linii perfuzji wieńcowej przez okres 5-7 minut za pomocą wbudowanego portu do wstrzykiwań Luer.
    3. Przygotować wcześniej blebbistatynę w postaci roztworu podstawowego (2 mg/ml w dimetylosulfotlenku 6,8 mM) i przechowywać w temperaturze 4°C.
    4. Po 20 minutach stabilizacji dodać 0,5 ml podgrzanej (37 °C) blebbistatyny do perfuzatu i rozcieńczyć 0,1 ml blibstatyny w 1 ml podgrzanego (37 °C) roztworu tyrodu. Następnie wstrzykiwać do linii perfuzji wieńcowej przez okres 5-7 minut za pomocą wbudowanego portu do wstrzykiwań Luer.

3. Mapowanie optyczne sieci SAN z izolowanego preparatu przedsionkowego

  1. instrumentacja
    1. W przypadku preparatu izolowanego przedsionka należy wyizolować i kanniulować serce, jak opisano powyżej w krokach 1.1-1.5 w przypadku przygotowania całego serca.
    2. Wypreparuj komory z dala od przedniej strony. Zobacz rysunek 1A, prawy panel, wycięcie #1, aby uzyskać szczegółowe informacje.
    3. Otwórz RZS, przecinając zastawkę trójdzielną (TV) wzdłuż osi TV-SVC. Zobacz rysunek 1A, prawy panel, wycięcie #2, aby uzyskać szczegółowe informacje.
    4. Przetnij przyśrodkową kończynę crista terminalis, aby otworzyć RAA. Patrz rysunek 1A, prawy panel, wycięcie #3.
    5. Otwórz przednią ścianę wolną od przedsionków, wykonując cięcie od linii środkowej poprzedniego cięcia # 3 do krawędzi prawego dolnego rogu RAA, spłaszcz i przypnij wolną ścianę przedsionka do dna komory pokrytej silikonem. Zobacz kierunek pokazany przez pustą strzałkę na rysunku 1A, wycięcie #4. Zachowaj obrzeże tkanki komorowej w celu przypięcia preparatu, aby zapobiec uszkodzeniu przedsionków.
    6. Podobnie, otwórz LA, przecinając MV wzdłuż górnego rogu wyrostka LA (LAA).
    7. Aby otworzyć LAA, przeciąć od środka otwartego LAA, przez przednią ścianę wolną przedsionka aż do blisko środkowej krawędzi LAA.
    8. Otwórz wolną ścianę przedsionka w tym samym kierunku, a następnie spłaszcz i przypnij ją do dna komory pokrytej Sylgardem.
    9. Częściowo usunąć tkankę przegrody międzyprzedsionkowej. Zmniejszy to rozpraszanie sygnału optycznego z tkanki, która nie jest ostra. Dlatego w tym preparacie dostępne są zarówno LA i RA, jak i SAN i połączenie przedsionkowo-komorowe (AVJ) (ryc. 1B).
    10. Podnieś końcowy preparat o około 0,5 mm od dna komory pokrytej silikonem, aby umożliwić superfuzję zarówno z powierzchni nasierdziowej, jak i wsierdziowej.
    11. Preparat należy rozlać z podgrzanym (37 °C) roztworem tyrodu ze stałą szybkością ~12 ml/min dla skoncentrowanego przepływu zlokalizowanego w pobliżu SVC i ~30 ml/min dla superfuzji w kąpieli.
    12. Umieść specjalnie wykonaną elektrodę Ag/AgCl2 (o średnicy 0.25 mm) na krawędzi wypreparowanego RAA. Następnie umieść dwie elektrody igłowe EKG 12 mm (29G) (monopolarne) w pobliżu odpowiednio RAA i LAA. Umieść uziemiającą elektrodę EKG w pobliżu AVJ.
  2. Barwienia
    1. Wykonaj bezpośrednią aplikację barwnika wrażliwego na napięcie (RH-237 lub di-4-ANNEPS). W tym celu należy rozcieńczyć 1-2 μl podstawowego roztworu barwnika w 1 mm ogrzanego (37 °C) roztworu tyrodu i powoli uwalniać rozcieńczony barwnik na powierzchni preparatu za pomocą pipety o średnicy 1 mm.
    2. Alternatywnie, należy wykonać barwienie przedsionków barwnikiem wrażliwym na napięcie przez perfuzję wieńcową serca z perfuzją Langendorffa, podobną do opisanej powyżej dla preparatu dla całego serca (kroki 2.2.1-2.2.2).
      1. Po barwieniu perfuzji wieńcowej wyizolować preparat przedsionkowy zgodnie z opisem. W razie potrzeby wykonaj dodatkowe barwienie powierzchni, aby osiągnąć zadowalający poziom fluorescencji. Szybka izolacja przedsionków nie wybiela barwnika i nie wpływa na jakość barwienia.
    3. Unieruchomić preparat za pomocą elektromechanicznego rozłącznika, blebbistatyny. Rozcieńczyć 3-5 μl roztworu podstawowego bróbstatyny w podgrzanym (37 °C) roztworze Tyrode i powoli uwalniać rozcieńczoną blebbistatynę na powierzchni preparatu i otaczającego roztworu. Ponieważ wykazano, że bróbstatyna jest wrażliwa na światło,13,14 należy unikać długotrwałej ekspozycji na światło podczas przygotowywania i barwienia.
    4. Wykonaj dodatkową aplikację blabistatyny w takiej ilości, jaka jest potrzebna, aby stłumić skurcz. Zwykle można użyć do 3 dodatkowych aplikacji (3-5 μl na każdą aplikację), aby wystarczająco stłumić artefakt ruchu, aby dokładnie zrekonstruować aktywację SAN i przedsionkową.
    5. Dodać dodatkowe 0,5 ml podgrzanej blebbistatyny do perfuzatu. Podczas tej procedury należy wstrzymać superfuzję na 30 sekund, aby barwnik/bbistatyna mogły zabarwić tkankę przedsionkową.

4. Konfiguracja mapowania optycznego

UWAGA: Szczegółowy opis systemu mapowania optycznego znajduje się w innym miejscu. 12

  1. Użyj kamery o rozdzielczości czasowej 2 000 klatek/s lub wyższej oraz serii obiektywów pojemnościowych, aby osiągnąć rozdzielczość przestrzenną 100 μm/piksel lub wyższą. Jest to wymagane do zrekonstruowania aktywacji sieci SAN i propagacji wewnątrzwęzłowej.
  2. Aby zredukować artefakt ruchu spowodowany wibrującym roztworem, przymocuj małą szklankę nakrywkową do powierzchni roztworu nad preparatem serca/izolowanego przedsionka.
  3. Stosować światło wzbudzenia (długość fali 520 ± 45 nm) dostarczane przez stałoprądową, niskoszumową lampę halogenową. Skieruj przefiltrowaną wiązkę światła na preparat za pomocą elastycznego, rozwidlonego światłowodu.
  4. Przefiltrować emitowaną fluorescencję przez filtr długoprzepustowy (>715 nm). Zbieraj, digitalizuj i zapisuj pozyskany sygnał fluorescencyjny na komputerze za pomocą oprogramowania dostarczonego przez producenta kamery.

5. Przetwarzanie danych

UWAGA: Dane mapowania optycznego są gromadzone i przechowywane jako seria matryc o natężeniu fluorescencji w różnych punktach czasowych. Każdy piksel reprezentuje miarę intensywności fluorescencji pobranej z określonego miejsca na preparacie tkankowym w określonym punkcie czasowym. Fluorescencja tła jest automatycznie usuwana na piksel, aby umożliwić lepszą wizualizację zmian fluorescencji wywołanych zmianami napięcia membrany i odwróconych tak, aby odpowiadały potencjałom czynnościowym (AP) mierzonym przez systemy mikroelektrod. Szczegółowe informacje na temat różnych etapów przetwarzania danych obrazowania optycznego, w tym segmentacji obrazu, filtrowania przestrzennego, filtrowania czasowego i usuwania dryfu linii bazowej, znajdują się w przeglądzie ukierunkowanym. 15

  1. Ręcznie lub przy użyciu specjalnego algorytmu (na przykład progowania lub wykrywania krawędzi)15 w celu określenia granic tkanek należy utworzyć maskę binarną o wymiarach 1 (uwzględnione piksele) i 0 (wykluczone piksele) i zastosować maskę do każdej klatki w sekwencji. Ten proces tworzy obraz binarny, który podświetla obszary zainteresowania do dalszego przetwarzania.
  2. Aby poprawić stosunek sygnału do szumu danych optycznych, przefiltruj sygnały w wybranych obszarach zainteresowania. W tym celu należy zastosować filtrowanie przestrzenne (tj. uśrednianie sąsiednich pikseli fluorescencyjnych zdefiniowanych przez żądany pojemnik konwolucji lub jądro, na przykład 3 x 3 lub, w przypadku danych zaszumionych, 5 x 5) i/lub czasowe (na przykład Butterworth, Czebyszew typ 1, Czebyszew typ 2, Eliptyczny itp.) (Rysunek 2). Należy pamiętać o możliwości wystąpienia artefaktów wywołanych filtrowaniem podczas interpretowania danych. Aby uzyskać więcej informacji, zobacz recenzję. 15
  3. W razie potrzeby usuń dryft linii bazowej w nagraniach optycznych (za pomocą filtrowania górnoprzepustowego lub dopasowania wielomianu do oryginalnego sygnału), a następnie znormalizuj każdy sygnał piksela od 0 (minimalna fluorescencja) do 1 (maksymalna fluorescencja).
  4. Wybierz okno czasowe, które obejmuje czasy aktywacji wszystkich pikseli dla pojedynczej propagacji punktu dostępowego. Przypisz każdemu pikselowi czas aktywacji jako czas maksymalnej pochodnej skoku w górę (dF/dtmax, gdzie F to intensywność fluorescencji). Korzystając ze wszystkich czasów aktywacji pikseli, zrekonstruuj mapę aktywacji izochronicznej. Każdy izochron pokaże więc piksele aktywowane w tym samym czasie.
  5. Aby zrekonstruować mapę rozkładu czasu trwania AP (APD), dla każdego piksela oblicz czas trwania między czasem aktywacji a czasem na określonym poziomie repolaryzacji (na przykład przy 80% repolaryzacji, APD80). Korzystając ze wszystkich wartości APD pikseli, zrekonstruuj mapę izoochronną rozkładu APD. Każdy izochron pokaże więc piksele o tym samym APD.
  6. Aby obliczyć prędkość przewodzenia dla propagacji AP, należy dopasować powierzchnię preparatu do danych dotyczących czasu aktywacji obliczonych w ppkt 5.4. W tym celu należy użyć wielomianowego dopasowania powierzchni lub lokalnego wygładzenia powierzchni jądra, a następnie obliczyć lokalne wektory prędkości przewodzenia na podstawie gradientu dopasowanej powierzchni.
  7. Aby utworzyć mapę repolaryzacji, przypisz każdemu pikselowi czas repolaryzacji, zdefiniowany jako maksymalna druga pochodna (d2F/dt2) sygnału optycznego na końcu OAP lub czas 90% repolaryzacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Mapowanie optyczne nienaruszonego węzła SAN z serca perfundowanego metodą Langendorffa
Typowy przykład mapy konturowej aktywacji prawego przydziałka (RA) zrekonstruowanej dla spontanicznego rytmu zatokowego przedstawiono na Rysunku 3 dla serca myszy perfundowanego metodą Langendorffa. Wczesny punkt aktywacji znajduje się w obszarze międzysnaczywczym w pobliżu żyły głównej górnej (SVC), gdzie anatomicznie zdefiniowany jest węzeł SAN.3,16 Dwi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym artykule przedstawiono dwa rodzaje mysich preparatów SAN: 1) nienaruszony SAN w całym sercu z perfuzją Langendorffa oraz 2) SAN w izolowanym, otwartym preparacie przedsionkowym. Te dwa rodzaje preparatów służą różnym celom eksperymentalnym. W preparacie całego serca z perfuzją Langendorffa zachowana jest nienaruszona struktura przedsionkowa, co umożliwia badanie złożonych zaburzeń rytmu serca, takich jak migotanie przedsionków, a także interakcji między SAN a przedsionkiem podczas nawentnych tachyarytmii. 6

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie zgłasza się konfliktu interesów.

Podziękowania

Jesteśmy wspierani przez start-up University of Wisconsin-Madison Medical School (A.V.G.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Płaszcz wodnyKąpiel tkankowa serii Radnoti1660 do procedur izolacji dużych narządów lub pojedynczych komórek Kąpiel
wodna / cyrkulatorWzmacniacz ciśnienia Fisher Scientific1016S
AD InstrumentsMLT0670
Filtry z siatki nylonowej EMD MilliporePrzetwornik ciśnienia Fisher ScientificNY1102500
AD InstrumentyMLT0670
Kołki minutienne ze stali nierdzewnej - średnica 0,1 mmFine Science Tools26002-10 
Pompa perfuzyjnaWorld Precision InstrumentsPERIPRO-4LS
World Precision InstrumentsPERIPRO-4HS
Vannas Nożyczki do Tubingen World Precision Instruments503379
Kleszcze DumontWorld Precision Instruments501201, 500085
Nożyczki MayoWorld Precision Instruments501750
Kleszcze hemostatyczne KellyŚwiatowe instrumenty precyzyjne501241
Kleszcze do tęczówkiWorld Precision Instruments15917
Iris nożyczkiWorld Precision Instruments501263
elektrody igłowe EKG 12 mm (29 rozmiarów) (monopolarne) AD InstrumentsMLA1203
liniowy port wtrysku LuerKamera CMOS Ibidi10820
Ultima-L SciMediaMiCAM-05 
Żarówka halogenowaMoritex USA IncMHAB-150W
NaClFisher ScientificS271-1
CaCl2 (2H2O)Fisher ScientificC79-500
KClFisher ScientificS217-500
MgCl2 (6H2O)Fisher ScientificM33-500
NaH2PO4 (H2O)Fisher ScientificS369-500
NaHCO3Fisher ScientificS233-3
D-GlucoseFisher ScientificD16-1
BlebbistatinTocris Bioscience1760
RH237ThermoFisher ScientificS1109
Dimetylosulfotlenek (DMSO)Sigma-AldrichD2650
Pompa do superfuzji

Bibliografia

  1. Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. Optical imaging of the heart. Circ Res. 95 (1), 21-33 (2004).
  2. Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells & tissues. Circ Res. 110 (4), 609-623 (2012).
  3. Fedorov, V. V., Glukhov, A. V., Chang, R. Conduction barriers and pathways of the sino-atrial pacemaker complex: their role in normal rhythm and atrial arrhythmias. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2012).
  4. Boyett, M. R., Honjo, H., Kodama, I. The sinoatrial node, a heterogeneous pacemaker structure. Cardiovasc Res. 47 (4), 658-687 (2000).
  5. Glukhov, A. V., et al. Sinoatrial Node Reentry in a Canine Chronic Left Ventricular Infarct Model: The Role of Intranodal Fibrosis and Heterogeneity of Refractoriness. Circ Arrhythm Electrophysiol. , (2013).
  6. Glukhov, A. V., et al. Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex. Eur Heart J. 36 (11), 686-697 (2015).
  7. John, R. M., Kumar, S. Sinus Node and Atrial Arrhythmias. Circulation. 133 (19), 1892-1900 (2016).
  8. Swaminathan, P. D., et al. Oxidized CaMKII causes cardiac sinus node dysfunction in mice. J Clin Invest. 121 (8), 3277-3288 (2011).
  9. Glukhov, A. V., Fedorov, V. V., Anderson, M. E., Mohler, P. J., Efimov, I. R. Functional anatomy of the murine sinus node: high-resolution optical mapping of ankyrin-B heterozygous mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 299 (2), H482-H491 (2010).
  10. Egom, E. E., et al. Impaired sinoatrial node function and increased susceptibility to atrial fibrillation in mice lacking natriuretic peptide receptor C. J Physiol. 593 (5), 1127-1146 (2015).
  11. Torrente, A. G., et al. Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (31), 9769-9774 (2015).
  12. Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart. J Vis Exp. (55), e3275(2011).
  13. Fedorov, V. V., et al. Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts. Heart Rhythm. 4 (5), 619-626 (2007).
  14. Swift, L. M., et al. Properties of blebbistatin for cardiac optical mapping and other imaging applications. Pflugers Arch. 464 (5), 503-512 (2012).
  15. Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (7), H753-H765 (2012).
  16. Liu, J., Dobrzynski, H., Yanni, J., Boyett, M. R., Lei, M. Organisation of the mouse sinoatrial node: structure and expression of HCN channels. Cardiovasc Res. 73 (4), 729-738 (2007).
  17. Verheijck, E. E., et al. Electrophysiological features of the mouse sinoatrial node in relation to connexin distribution. Cardiovasc Res. 52 (1), 40-50 (2001).
  18. Krishnaswamy, P. S., et al. Altered parasympathetic nervous system regulation of the sinoatrial node in Akita diabetic mice. J Mol Cell Cardiol. 82, 125-135 (2015).
  19. Nygren, A., Lomax, A. E., Giles, W. R. Heterogeneity of action potential durations in isolated mouse left and right atria recorded using voltage-sensitive dye mapping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (6), H2634-H2643 (2004).
  20. Efimov, I. R., Fedorov, V. V., Joung, B., Lin, S. F. Mapping cardiac pacemaker circuits: methodological puzzles of the sinoatrial node optical mapping. Circ Res. 106 (2), 255-271 (2010).
  21. Aschar-Sobbi, R., et al. Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFalpha. Nat Commun. 6, 6018(2015).
  22. Hansen, B. J., et al. Atrial fibrillation driven by micro-anatomic intramural re-entry revealed by simultaneous sub-epicardial and sub-endocardial optical mapping in explanted human hearts. Eur Heart J. 36 (35), 2390-2401 (2015).
  23. Lang, D., Petrov, V., Lou, Q., Osipov, G., Efimov, I. R. Spatiotemporal control of heart rate in a rabbit heart. J Electrocardiol. 44 (6), 626-634 (2011).
  24. Kanlop, N., Sakai, T. Optical mapping study of blebbistatin-induced chaotic electrical activities in isolated rat atrium preparations. J Physiol Sci. 60 (2), 109-117 (2010).
  25. Glukhov, A. V., Flagg, T. P., Fedorov, V. V., Efimov, I. R., Nichols, C. G. Differential K(ATP) channel pharmacology in intact mouse heart. J Mol Cell Cardiol. 48 (1), 152-160 (2010).
  26. Wu, J., et al. Altered sinoatrial node function and intra-atrial conduction in murine gain-of-function Scn5a+/DeltaKPQ hearts suggest an overlap syndrome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302 (7), H1510-H1523 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Węzeł zatokowo-przedsionkowy myszyserce w perfuzji Langendorffapreparat przedsionkainhibicja blebbistatynąbarwnik napięciowo-wrażliwyobrazowanie o wysokiej rozdzielczościlokalizacja rozrusznikaprzewodzenie w przedsionkachrytm zatokowy
Mapowanie optyczne węzła zatokowo-przedsionkowego myszy w wysokiej rozdzielczości
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.