Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Skuteczność przeciwnowotworowa terapii fotodynamicznej nanocząstkami ukierunkowanymi na raka płuc

8.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54865

⸱

1 grudnia 2016

 ,  , 
1Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Seoul National University Bundang Hospital, 2College of Pharmacy, Kangwon National University, 3Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Seoul National University College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Terapia fotodynamiczna (PDT) jest alternatywnym wyborem w leczeniu raka płuc. Aby zwiększyć efekt terapeutyczny PDT, opracowano nanocząstki ukierunkowane na raka płuc w połączeniu z chemioterapią. Oceniano zarówno skuteczność przeciwnowotworową PDT in vitro, jak i in vivo z przygotowanymi nanocząstkami.

Streszczenie

Terapia fotodynamiczna (PDT) jest nieinwazyjną i niechirurgiczną metodą stanowiącą atrakcyjną alternatywę w leczeniu raka płuc. Fotouczulacze selektywnie kumulują się w tkance nowotworowej i prowadzą do śmierci komórek nowotworowych w obecności tlenu i odpowiedniej długości fali światła.

Aby zwiększyć efekt terapeutyczny PDT, opracowaliśmy nanocząsteczki ukierunkowane na raka płuc zarówno pod kątem fotouczulaczy, jak i środków przeciwnowotworowych. Zastosowano zarówno celowanie pasywne oparte na efekcie zwiększonej przepuszczalności i retencji (EPR), jak i aktywne celowanie oparte na interakcji kwasu hialuronowego-CD44. CD44 jest dobrze znanym receptorem kwasu hialuronowego, który jest często wprowadzany jako biomarker niedrobnokomórkowego raka płuca.

Ponadto, w niniejszym badaniu zastosowano kombinację PDT i chemioterapii. Ta koncepcja skojarzona może zwiększyć działanie przeciwnowotworowe i zmniejszyć działania niepożądane.

Wybraliśmy hipokrellinę B (HB) jako nowy fotosensybilizator w tym badaniu. Doniesiono, że HB powoduje wyższą skuteczność przeciwnowotworową PDT w porównaniu z pochodnymi hematoporfiryny1. Paklitaksel został wybrany jako lek przeciwnowotworowy, ponieważ okazał się potencjalnym lekiem na raka płuc2.

Skuteczność przeciwnowotworowa roztworu fotosensybilizatora (HB), fotouczulacza kapsułkowanego kwasem hialuronowym i nanocząstkami ceramidu (HB-NPs) oraz nanocząstek kwasu hialuronowego i ceramidu (HB-P-NPs) w kapsułkach fotouczulacza i środka przeciwnowotworowego (paklitaksel) po PDT były porównywane zarówno in vitro, jak i in vivo. Oceniano fototoksyczność in vitro w komórkach A549 (gruczolakorak płuc) oraz skuteczność przeciwnowotworową in vivo u myszy z guzem A549.

Grupa leczona HB-P-NP wykazała najskuteczniejsze działanie przeciwnowotworowe po PDT. Podsumowując, HB-P-NP przygotowane w niniejszym badaniu stanowią potencjalny i nowatorski system dostarczania fotouczulaczy w leczeniu raka płuc za pomocą PDT.

Wprowadzenie

Terapia fotodynamiczna (PDT) składa się z trzech głównych czynników: fotouczulaczy, światła i tlenu. PDT jest opisywana jako obiecująca metoda leczenia różnych nowotworów3. Kiedy fotouczulacze są podawane pacjentowi z rakiem, selektywnie gromadzą się w tkankach nowotworowych. Po zastosowaniu odpowiedniej długości fali światła wysoce reaktywny tlen singletowy i inne wolne rodniki prowadzą do uszkodzenia komórek nowotworowych4.

Rak płuc został wprowadzony jako jedno z pierwszych zastosowań PDT na początku lat 80. 5. PDT zapewnia kilka korzyści w leczeniu raka płuc. Ponieważ PDT jest leczeniem nieinwazyjnym i niechirurgicznym, jest atrakcyjną alternatywą dla pacjentów, u których resekcja chirurgiczna jest niewskazana.

Było wiele wyzwań mających na celu zwiększenie skuteczności fotosensybilizatorów w zwalczaniu raka. Zwiększenie akumulacji fotouczulacza w miejscach raka i zmniejszenie akumulacji w zdrowych tkankach to identyczne cele badań ukierunkowanych na raka. Różnorodne ukierunkowane systemy dostarczania leków, takie jak polimery, liposomy i nanocząstki, są stosowane jako nośniki fotouczulaczy6-8. W naszych poprzednich badaniach nanocząstki skutecznie zwiększały zdolność fotouczulaczy do zwalczania nowotworów9,10. Nanocząstki są idealnymi nosicielami ukierunkowanymi na raka, ponieważ posiadają zarówno pasywne, jak i aktywne zdolności celowania. Nieszczelne naczynia nowotworowe dają możliwość łatwego gromadzenia się nano nośników w guzach, co jest dobrze znane jako efekt zwiększonej przepuszczalności i retencji (EPR)11,12. Interakcja między nanocząstkami a specyficznymi receptorami na komórkach nowotworowych umożliwia aktywne celowanie w raka. W tym badaniu przygotowaliśmy nanocząstki na bazie kwasu hialuronowego do interakcji z CD44, głównym receptorem kwasu hialuronowego, który ulega nadekspresji na komórkach raka płuc13.

Aby zmaksymalizować skuteczność przeciwnowotworową, w niniejszym badaniu zastosowano kombinację PDT i chemioterapii. Ta koncepcja skojarzona może pozwolić na zwiększenie efektu terapeutycznego. Co więcej, zmniejszone dawki zarówno fotouczulacza, jak i leku przeciwnowotworowego mogą zmniejszyć działania niepożądane. W niniejszym badaniu wybraliśmy hipokrellinę B (HB) jako nowy fotouczulacz. HB jest izolowany z chińskiego grzyba leczniczego Hypocrella bambuase. Shang i wsp. stwierdzili, że PDT oparta na HB ma wyższą skuteczność przeciwnowotworową w porównaniu z PDT1 na bazie pochodnej hematoporfiryny. Paklitaksel został wybrany jako lek przeciwnowotworowy, ponieważ okazał się być potencjalnym lekiem w leczeniu różnych nowotworów, w tym raka płuc2.

Tutaj porównaliśmy skuteczność przeciwnowotworową roztworu fotosensybilizatora (hipokrelina B, HB), nanocząsteczek kwasu hialuronowego i nanocząsteczek ceramidowych (HB-NPs) w kapsułkach fotouczulacza oraz nanocząsteczek ceramidowych kwasu hialuronowego i kwasu hialuronowego (HB-P-NPs) zarówno w fotouczulaczu, jak i przeciwnowotworowych (paklitaksel) po PDT. Oceniano fototoksyczność in vitro w komórkach A549 (gruczolakorak płuc) oraz skuteczność przeciwnowotworową in vivo u myszy z guzem A549.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Wszystkie protokoły badań na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt w Szpitalu Bundang Uniwersytetu Narodowego w Seulu (BA1308-134/072-01).

1. Synteza kwasu hialuronowego-ceramidu (HACE)

  1. Rozpuścić 12,21 mmol oligomeru kwasu hialuronowego (HA) i 9,77 mmol wodorotlenku tetra-n-butyloamonu (TBA) w 60 ml podwójnie destylowanej wody (DDW). Mieszaj przez 30 minut.
  2. Aby zsyntetyzować łącznik DS-Y30, rozpuść 8,59 mmol ceramidu DS-Y30 i 9,45 mmol trietyloaminy w 25 ml tetrahydrofuranu (THF). Wymieszać z 8,59 mmol chlorku 4-chlorometylobenzoilu w THF. Mieszać przez 6 godzin w temperaturze 60 °C.
  3. Rozpuścić zsyntetyzowane 8,10 mmol HA-TBA i 0,41 mmol łącznika DS-Y30 w mieszaninie THF i acetonitrylu (4:1, v/v). Mieszać przez 5 godzin w temperaturze 40 °C.
  4. Usuń zanieczyszczenia przez filtrowanie za pomocą środka filtrującego i wyeliminuj rozpuszczalnik organiczny przez odparowanie próżniowe. Oczyścić produkt za pomocą membrany dializacyjnej (odcięcie masy cząsteczkowej: 3,5 kDa) i poddać liofilizacji.

2. Przygotowanie nanocząstek

  1. Rozpuścić 1 mg HB i 1 mg paklitakselu w 0,5 ml dimetylosulfotlenku (DMSO) i zmieszać z 0,5 ml DDW przez mieszanie wirowe przez 5 minut. Następnie rozpuścić HACE w tej mieszaninie przez mieszanie wirowe przez kolejne 5 minut.
  2. W celu wyeliminowania rozpuszczalnika należy ogrzewać w temperaturze 70 °C przez 4 godziny pod delikatnym strumieniem azotu.
  3. Zawiesić błonę złożoną z HACE, HB i paklitakselu w 1 ml DDW. Przefiltrować z filtrem strzykawkowym (wielkość porów 0,45 μm) w celu usunięcia niekapsułkowanych leków.

3. Fototoksyczność in vitro

  1. Wychwyt nanocząstek w liniach komórkowych raka płuc
    1. Przygotować RPMI-1640 zawierające 10% (v/v) płodowej surowicy bydlęcej i 1% (w/v) penicyliny-streptomycyny.
    2. Nasiona komórek A549 na 24-dołkowych płytkach do hodowli komórkowych o gęstości 1 × 105 komórek/basenik (trzykrotnie dla każdej grupy). Inkubować przez 24 godziny w temperaturze 37 °C w nawilżonej atmosferze 5%CO2 i 95% powietrza.
    3. Po przyłączeniu komórek usuń pożywkę i umyj komórki, dodając 1 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).
    4. Rozpuścić nanocząstki w PBS do końcowego stężenia 2 μM/ml HB. Następnie inkubować komórki z 1 ml PBS, pustymi NPs, HB-NP lub HB-P-NPs w każdym dołku przez 4 godziny w ciemności.
    5. Usuń cały roztwór i przemyj komórki, dodając 1 ml zimnego PBS. Powtórz krok prania jeszcze raz. Dodaj świeżą pożywkę hodowlaną.
  2. Test żywotności komórek
    1. Umieść płytkę do hodowli komórkowej pod włóknem PDT (z zachowaniem 1 cm odległości od włókna PDT do studzienki). Nosić laserowe okulary ochronne i oświetlać komórki laserem PDT (630 nm, 400 mW/cm2) w ciemności przez różne okresy czasu: 0, 5, 10, 20, 30 i 40 sekund (0, 2, 4, 8, 12 i 16 J/cm2). Następnie inkubuj komórki przez 24 godziny w ciemności.
    2. Odessać pożywkę i przemyć komórki, dodając 1 ml zimnego PBS. Powtórz krok prania jeszcze raz.
    3. Do każdego dołka dodać 10 μl roztworu do pomiaru cytotoksyczności. Inkubować w ciemności przez 2 godziny.
    4. Zmierzyć absorbancję przy długości fali 450 nm za pomocą czytnika mikropłytek.
  3. Analiza mikroskopowa
    1. Umieść płytkę do hodowli komórkowej pod włóknem PDT (z zachowaniem 1 cm odległości od włókna PDT do studzienki). Załóż okulary ochronne do lasera i oświetl komórki laserem PDT (630 nm, 400 mW/cm2) w ciemności przez 0, 20 lub 40 sekund (0, 8 lub 16 J/cm2). Następnie inkubuj komórki przez 24 godziny w ciemności.
    2. Odessać pożywkę i przemyć komórki, dodając 1 ml zimnego PBS. Powtórz krok prania jeszcze raz.
    3. Dodać 50 μl aneksyny V-FITC i 50 μl 4',6-diamidyn-2-fenyloindolu (DAPI, 1,5 μg/ml). Delikatnie potrząśnij płytką i inkubuj ją przez 15 minut w temperaturze pokojowej w ciemności.
      UWAGA: Użyj aneksyny V-FITC z zestawu mikroskopu fluorescencyjnego.
    4. Umyj komórki, dodając 1 ml zimnego PBS. Powtórz krok prania jeszcze raz. Przechowuj komórki w świeżym PBS. Zidentyfikuj komórki apoptotyczne za pomocą mikroskopii świetlnej przy 100-krotnym powiększeniu.
  4. Analiza sortowania komórek aktywowanych fluorescencją (FACS)
    1. Umieść płytkę do hodowli komórkowej pod włóknem PDT (z zachowaniem 1 cm odległości od włókna PDT do studzienki). Nosić laserowe okulary ochronne i oświetlać komórki laserem PDT (630 nm, 400 mW/cm2) przez 0, 20 lub 40 sekund (0, 8 lub 16 J/cm2). Następnie inkubuj komórki przez 24 godziny w ciemności.
    2. Odessać pożywkę i przemyć komórki, dodając 1 ml zimnego PBS. Powtórz krok prania jeszcze raz.
    3. Ponownie zawiesić komórki w 1 ml 1× buforu wiążącego (rozcieńczyć 1 część 10-krotnego buforu wiążącego; 0,1 M Hepes/NaOH (pH 7,4), 1,4 M NaCl i 25 mM CaCl2 do 9 części wody destylowanej) i przenieść 100 μl roztworu próbki do 5-mililitrowej probówki hodowlanej.
    4. Dodać 5 μl aneksyny V-FITC i 5 μl jodku propydyny (PI). Delikatnie zwirować probówkę i inkubować przez 15 minut w temperaturze pokojowej (RT) w ciemności. Dodać 400 μl 1× buforu wiążącego.
      UWAGA: Użyj aneksyny V-FITC i PI z zestawu mikroskopu fluorescencyjnego.
    5. Zidentyfikuj komórki apoptotyczne za pomocą FACS14. Linie lasera wzbudzenia PI i aneksyny V-FITC wynoszą odpowiednio 488 nm i 635 nm. Zmierzyć emisję fluorescencji PI i aneksyny V-FITC odpowiednio przy 610 ± 20 nm i 660 ± 20 nm. Zbierz pozyskane komórki na cytometrze przepływowym na 10 000 zdarzeń.

4. Skuteczność przeciwnowotworowa in vivo u myszy z guzem

  1. Mysi model wywołany rakiem płuc
    1. Przygotuj 1 × 106 komórek A549 w 0,1 ml pożywki RPMI-1640; trzymaj ją w lodzie.
    2. Znieczulenie myszy za pomocą iniekcji dożylnej ksylazyny i mieszaniny tiletaminy i zolazepamu (1:2, 1 ml/kg). Potwierdź prawidłowe znieczulenie, delikatnie szczypiąc mały fałd skóry myszy. Użyj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
      UWAGA: Jeśli nie zaobserwuje się żadnego ruchu, zwierzę jest wystarczająco znieczulone, aby rozpocząć eksperymenty.
    3. Wstrzyknąć komórki podskórnie w lewe boki nagich samców myszy BALB/C (6-7 tygodni, 20-22 g).
    4. Obserwuj myszy, aż zaczną poruszać się po klatce.
      UWAGA: Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje. Trzymaj myszy w określonych warunkach wolnych od patogenów (SPF).
    5. Codziennie mierz rozmiar guza za pomocą suwmiarki. Oblicz objętość guza (mm3) jako (długość × szerokość2) / 2. Gdy rozmiar guza osiągnie około 200 mm3 objętości, rozpocznij eksperyment.
  2. Badanie skuteczności przeciwnowotworowej
    1. Losowo podziel myszy na 4 grupy (n = 10 dla każdej grupy).
    2. Znieczulenie myszy za pomocą iniekcji dożylnej ksylazyny i mieszaniny tiletaminy i zolazepamu (1:2, 1 ml/kg). Potwierdź prawidłowe znieczulenie, delikatnie szczypiąc mały fałd skóry myszy. Użyj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
      UWAGA: Jeśli nie zaobserwuje się żadnego ruchu, zwierzę jest wystarczająco znieczulone, aby rozpocząć eksperymenty.
    3. Rozpuścić nanocząstki w PBS do końcowego stężenia 2 mg/ml HB. Wstrzyknąć PBS, wolne HB, HB-NPs lub HB-P-NPs przez żyłę ogonową (2 mg/kg w przeliczeniu na HB) dwa razy w dniach 0 i 7.
    4. Obserwuj myszy, aż zaczną poruszać się po klatce.
      UWAGA: Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje. Utrzymuj klatki w ciemności i w określonych warunkach SPF.
    5. 24 godziny po każdym wstrzyknięciu należy znieczulić myszy zastrzykiem dożylnym ksylazyny oraz mieszaniny tiletaminy i zolazepamu (1:2, 1 ml/kg). Potwierdź prawidłowe znieczulenie, delikatnie szczypiąc mały fałd skóry myszy. Użyj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
      UWAGA: Jeśli nie zaobserwuje się żadnego ruchu, zwierzę jest wystarczająco znieczulone, aby rozpocząć eksperymenty.
    6. Umieść miejsce guza pod włóknem PDT (z zachowaniem 1 cm odległości od włókna PDT do guza). Załóż laserowe okulary ochronne, wyłącz przełącznik i oświetl guz laserem PDT (630 nm, 400 mW/cm2) przez 500 sekund (200 J/cm2) dwa razy w 1 i 8 dniu.
    7. Obserwuj myszy, aż zaczną poruszać się po klatce. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.
    8. Utrzymuj klatki w warunkach SPF. Utrzymuj klatki w ciemności przez 24 godziny po zabiegu laserowym.
    9. Codziennie monitoruj wizualnie objętość guza i zmiany w miejscu guza. Zmierz rozmiar guza za pomocą suwmiarki i oblicz objętość jako (długość × szerokość2) / 2 (mm3). Codziennie rób zdjęcia miejsc guza, aby sprawdzić, czy nie ma zmian na powierzchni guza po PDT.
    10. W dniu 16 należy poskładać ofiarę pięciu myszy na grupę w znieczuleniu końcowym przy użyciu izofluranu.
    11. Za pomocą kleszczy i nożyczek przetnij zewnętrzną skórę i odsłoń guzy15. Ostrożnie je zbierz. Utrwal je w 10% formalinie, zanurz w parafinie i zabarwij hematoksyliną i eozyną (H&E) do analizy histologicznej16.
    12. Po 45 dniach monitorowania należy poświębić pozostałe myszy w znieczuleniu końcowym przy użyciu izofluranu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przygotowaliśmy zarówno HB-NPs, jak i HB-P-NPs, stosując techniki opisane powyżej. Średnice HB-NPs i HB-P-NPs wynosiły odpowiednio 220.9 ± 3.2 nm oraz 21.9 ± 1.6 nm.

Żywotność komórek A549 po 4-godzinnej inkubacji z PBS, pustymi NPs, HB-NPs oraz HB-P-NPs, a następnie naświetlaniu światłem (od 0 do 16 J/cm2), przedstawiono na Ryc. 1. Bez naświetlania w grupie traktowanej HB-NP nie stwierdzono żadnej cy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Najważniejszym krokiem w tym badaniu jest wybór odpowiednich warunków pracy lasera: długości fali, mocy i czasu naświetlania. Odpowiednia długość fali światła odpowiednia dla konkretnego fotouczulacza jest niezbędna dla PDT. Użyliśmy lasera o długości fali 630 nm, który był odpowiedni dla hipokrelliny B. Kolejnym ważnym czynnikiem była moc wyjściowa, którą ustalono na poziomie 400 mW/cm2 na podstawie wielu badań pilotażowych. Moce wyjściowe przekraczające 400 mW/cm2 uszkadzały komórki lub powierzchn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez grant nr 14-2014-017 z Funduszu Badawczego SNUBH.

Autorzy są wdzięczni J. Patrickowi Barronowi, emerytowanemu profesorowi Uniwersytetu Medycznego w Tokio i adiunktowi w Szpitalu Bundang Uniwersytetu Narodowego w Seulu za jego pro bono redakcję tego rękopisu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
oligo kwas hialuronowyBioland Co., Ltd._
DS-Y30 (ceramid 3B; głównie N-oleoilo-fitosfingozyna)Doosan Biotech Co., Ltd._
kwas adypinowy dihydrazydSigma AldrichA0638
N-(3-dimetyloaminopropylo)-N′ -etylokarbodimidSigma Aldrich39391
Chlorek 4-(chlorometylo)benzoiluSigma Aldrich270784
Tween 80Tokyo Chemical Industry Co., Ltd.T0546
filtr strzykawkowySartorius Stedim Biotech GmbH1776215 mm, RC, PP, 0,45 i mikro; m
rurki trietyloaminoweSigma AldrichT0886
Mini-GeBAflexGene Bio-Application Sp. z o.o.D070-12-100
PaclitaxelTaihua Corporations_
RPMI-1640Gibco Life Technologies, Inc.11875
Penicylina– streptomycynaGibco Life Technologies, Inc.15070
Surowica bydlęcaGibco Life Technologies, Inc.
Celite (Środek filtrujący)Sigma Aldrich6858Patrz krok 1.4
płodu 16140071

Bibliografia

  1. Shang, L., Zhou, N., Gu, Y., Liu, F., Zeng, J. Comparative study on killing effect of esophageal cancer cell line between hypocrellin B-photodynamic therapy and hematoporphyrin derivative-photodynamic therapy. Chin J Cancer Prev Treat. 12, 1139-1142 (2005).
  2. Huisman, C., et al. Paclitaxel triggers cell death primarily via caspase-independent routes in the non-small cell lung cancer cell line NCI-H460. Clin Cancer Res. 8 (2), 596-606 (2002).
  3. Dolmans, D. E., Fukumura, D., Jain, R. K. Photodynamic therapy for cancer. Nat Rev Cancer. 3 (5), 380-387 (2003).
  4. Pass, H. I. Photodynamic therapy in oncology: mechanisms and clinical use. J Natl Cancer Inst. 85 (6), 443-456 (1993).
  5. Sutedja, T. G., Postmus, P. E. Photodynamic therapy in lung cancer. A review . J. Photochem. Photobiol. 36 (2), 199-204 (1996).
  6. Peng, C. L., Shieh, M. J., Tsai, M. H., Chang, C. C., Lai, P. S. Self-assembled star-shaped chlorin-core poly(epsilon-caprolactone)-poly(ethylene glycol) diblock copolymer micelles for dual chemo-photodynamic therapies. Biomaterials. 29 (26), 3599-3608 (2008).
  7. Chen, B., Pogue, B. W., Hasan, T. Liposomal delivery of photosensitising agents. Expert Opin Drug Deliv. 2 (3), 477-487 (2005).
  8. Lee, S. J., et al. Comparative study of photosensitizer loaded and conjugated glycol chitosan nanoparticles for cancer therapy. J Control Release. 152 (1), 21-29 (2011).
  9. Chang, J. E., et al. Anticancer efficacy of photodynamic therapy with hematoporphyrin-modified, doxorubicin-loaded nanoparticles in liver cancer. J. Photochem. Photobiol. 140, 49-56 (2014).
  10. Chang, J. E., Cho, H. J., Yi, E., Kim, D. D., Jheon, S. Hypocrellin B and paclitaxel-encapsulated hyaluronic acid-ceramide nanoparticles for targeted photodynamic therapy in lung cancer. J. Photochem. Photobiol. 158, 113-121 (2016).
  11. Wang, A. Z., Langer, R., Farokhzad, O. C. Nanoparticle delivery of cancer drugs. Annu. Rev. Med. 63, 185-198 (2012).
  12. Matsumura, Y., Maeda, H. A new concept for macromolecular therapeutics in cancer chemotherapy: mechanism of tumoritropic accumulation of proteins and the antitumor agent smancs. Cancer Res. 46 (12 Pt 1), 6387-6392 (1986).
  13. Penno, M. B., et al. Expression of CD44 in human lung tumors. Cancer Res. 54 (5), 1381-1387 (1994).
  14. Wilkins, R., Kutzner, B., Truong, M., Sanchez-Dardon, J., McLean, J. Analysis of radiation-induced apoptosis in human lymphocytes: Flow cytometry using Annexin V and propidium iodide versus the neutral comet assay. Cytometry. 48 (1), 14-19 (2002).
  15. Bannas, P., et al. Validation of nanobody and antibody based in vivo tumor xenograft NIRF-imaging experiments in mice using ex vivo flow cytometry and microscopy. J Vis Exp. (98), e52462(2015).
  16. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections. Cold Spring Harbor Protocols. (5), (2008).
  17. Lam, S. Photodynamic therapy of lung cancer. Semin Oncol. 21 (6 Suppl 15), 15-19 (1994).
  18. Simone, C. B. 2nd, et al. Photodynamic therapy for the treatment of non-small cell lung cancer. J Thorac Dis. 4 (1), 63-75 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Dostarczanie nanocz steczekkwas hialuronowytargetowanie CD44hipokrelina Bpaklitakselkom rki A549badanie in vitromodel in vivo
Skuteczność przeciwnowotworowa terapii fotodynamicznej nanocząstkami ukierunkowanymi na raka płuc
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.