Artykuł metodologiczny

Bieganie w kółko a złożoność środowiskowa jako interwencja terapeutyczna w zwierzęcym modelu FASD

DOI:

10.3791/54947

⸱

2 lutego 2017

 , 
1Department of Psychological and Brain Sciences, University of Delaware

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ćwiczenia sercowo-naczyniowe i stymulujące doświadczenia w złożonym środowisku przynoszą pozytywne korzyści w wielu pomiarach neuroplastyczności w mózgu gryzoni. W tym artykule omówiona zostanie realizacja tych interwencji jako "superinterwencji", która łączy w sobie działanie w kółko i złożoność środowiskową, a także omówione zostaną ograniczenia tych interwencji.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ćwiczenia aerobowe (np. bieganie na kółkach (WR) szeroko stosowane w badaniach na zwierzętach) pozytywnie wpływają na wiele miar potencjału neuroplastycznego w mózgu, takich jak tempo neurogenezy u dorosłych, angiogeneza i ekspresja czynników neurotroficznych u gryzoni. Wykazano również, że interwencja ta łagodzi behawioralne i neuroanatomiczne aspekty negatywnego wpływu teratogenów (tj. rozwojowego narażenia na alkohol) i neurodegeneracji związanej z wiekiem u gryzoni. Wykazano, że złożoność środowiskowa (EC) powoduje liczne korzyści neuroplastyczne w strukturach korowych i podkorowych i może być sprzężona z pracą w kole w celu zwiększenia proliferacji i przeżywalności nowych komórek w dorosłym hipokampie. Połączenie tych dwóch interwencji zapewnia solidną "superinterwencję" (WR-EC), która może być wdrożona w wielu modelach zaburzeń neurologicznych u gryzoni. Omówimy wdrożenie WR/EC i jego interwencji składowych do stosowania jako silniejsza interwencja terapeutyczna u szczurów przy użyciu zwierzęcego modelu prenatalnej ekspozycji na alkohol u ludzi. Omówimy również, które elementy procedur są absolutnie niezbędne do interwencji, a które mogą być zmieniane w zależności od pytania lub możliwości eksperymentatora.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Od dawna wiadomo, że wychowanie w różnych środowiskach powoduje zmiany w różnych wskaźnikach neurologicznego dobrostanu. Wiele badań skupia się na korzystnych skutkach hodowli w złożonym środowisku (EC), zaczynając od przełomowych badań Diamonda i Rosenzweiga (np. 1,2) i Greenough (np. 3,4). Wykazano, że EC ma niezaprzeczalny pozytywny wpływ na zmiany synaptyczne i komórkowe w mózgu5,6,7. EC może wpływać na wiele obszarów mózgu, w tym na hipokamp8,9 i visual cortex10,11, brzuszne prążkowie12,13, a także na funkcjonowanie neuroimmunologiczne całego mózgu (sprawdzone w14). Szczególne zainteresowanie wzbudziły badania nad hipokampem, w których wykazano, że EC może zwiększyć przeżywalność dorosłych komórek ziarnistych zakrętu zębatego poprzez plastyczność dendrytyczną 9,13. Ten ostatni punkt wzbudził duże zainteresowanie ze względu na rosnącą literaturę wskazującą, że ćwiczenia sercowo-naczyniowe promują neurogenezę dorosłych zarówno u zdrowych, jak i uszkodzonych mózgów15,16,17,18. Bieganie na kole (WR) to łatwa do wdrożenia forma dobrowolnej aktywności sercowo-naczyniowej, która, jak wykazano, jest korzystna w modelach gryzoni z zaburzeniami neurologicznymi lub starzeniem się 17,19,20. WR wpływa na ekspresję czynników wzrostu zarówno w ośrodkowym, jak i obwodowym układzie nerwowym 21,22,23.

Połączenie (kolejno) WR i EC w "superinterwencję" (WR-EC) (tj. 12 dni WR, a następnie 30 dni w EC) zapewnia znaczny wzrost neurogenezy dorosłego hipokampa i zwiększoną przeżywalność nowo rozmnożonych komórek8, efekt, który w zwierzęcym modelu FASD nie jest osiągany przez poszczególne składniki (patrz poniżej). Ponieważ oba składniki WR-EC wpływają na różnorodny wachlarz struktur w obrębie mózgu13 (WR recenzowane w22, EC recenzowane w24), implementacja tej interwencji może być łatwo zastosowana do modeli upośledzenia neurologicznego u gryzoni zarówno w okresie rozwoju, jak i późniejszego wieku (np. narażenie noworodków na alkohol, starzenie się, stres we wczesnym okresie życia).

Integracja WR-EC w okresie dojrzewania i wczesnej dorosłości (tj. w dniach po urodzeniu 30 - 72) może złagodzić niektóre z negatywnych skutków szczurzego modelu spektrum płodowych zaburzeń alkoholowych (FASD)8. Zbiór badań wykazał, że gryzonie narażone na działanie alkoholu od 4 do 9 dnia po urodzeniu (PD) wykazują znaczne deficyty w pomiarach neuroanatomicznych, takich jak złożoność dendrytyczna25, rozwój móżdżku26,27 i neuroimmunologiczna reaktywność28 a także przejawy upośledzenia uczenia się i pamięci29,30,31. Nawet zmniejszona ekspozycja na alkohol w tym oknie czasowym (tj. PD od 7 do 9) może prowadzić do deficytów w uczeniu się i pamięci u dorastających i dorosłych szczurów32, podczas gdy niektóre struktury nie wykazują już znaczącego upośledzenia neuroanatomicznego27. Wiele z tych deficytów - oprócz zaburzeń behawioralnych w zadaniach zależnych od hipokampa - zostało złagodzonych po ekspozycji na ten paradygmat WR-EC8,33 lub WR alone25,31. Chociaż sam WR jest szeroko stosowaną interwencją, kombinacja WR-EC nie została jeszcze wykorzystana w literaturze, pomimo jej zdolności do podtrzymywania stosunkowo krótkoterminowych korzyści z WR8. W tym artykule omówione zostanie wdrożenie interwencji WR-EC w okresie dojrzewania. Chociaż paradygmat ten jest stosowany w kontekście wczesnej poporodowej ekspozycji na alkohol, można go wprowadzić do różnych modeli gryzoni w celu oceny potencjału mózgu w zakresie neuroplastyczności w modelach zaburzeń mózgu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oświadczenie etyczne: Poniższy protokół został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystywania (IACUC) Uniwersytetu Delaware.

1. Ekspozycja rozwojowa (lub model ekspozycji na etanol podobny do upijania się)

  1. Na PD3 określ płeć każdego zwierzęcia i w razie potrzeby krzyżuj dowolne zwierzęta, aby utrzymać stałą wielkość miotu (8 zwierząt) i rozkład płci (4 samce: 4 samice) w każdym miocie.
    UWAGA: Ważne jest, aby wielkość miotu i rozkład płci były jak najbardziej spójne, aby uniknąć eksperymentalnych zakłóceń. Chociaż w protokole tym wykorzystuje się 8 młodych (4 samce i 4 samice) w miocie, alternatywne rozmiary miotów lub rozkład płci mogą być dostosowane do potrzeb projektu eksperymentalnego.
  2. Podskórnie wstrzyknij niewielką ilość czarnego atramentu indyjskiego w łapy, aby zidentyfikować zwierzęta w każdym miocie.
  3. Pseudolosowo przydzielaj mioty jako eksperymentalne (zawierające 50% szczeniąt narażonych na działanie alkoholu (AE) i 50% pozorowanych zaintubowanych (SI)) lub kontrolnych ssanych (SC) (zwierzęta, które nie są poddawane żadnej intubacji, obcinaniu ogona lub protokołom separacji od PD 4 - 9, z wyjątkiem codziennego ważenia i uderzania uszu).
    1. Aby zachować stałą wielkość grupy, przypisz dwa razy więcej miotów doświadczalnych niż miotów SC.
  4. Zważ każde zwierzę, a następnie umieść je z powrotem w klatce domowej. W okresie intubacji należy ważyć zwierzęta codziennie (PD 4 - 9).
    1. Usuń całą ściółkę z zapory.
    2. Umieść szczenięta na podgrzewanej podkładce.
    3. Zapisz wagę każdego szczeniaka z osobna.
  5. Na PD4, po zważeniu każdego zwierzęcia, oblicz niezbędną ilość alkoholu, aby uzyskać łącznie 5,25 g/kg/dzień na każde zwierzę (na podstawie masy ciała młodego z kroku 1.4)8.
    1. Podawać alkohol jako 11,9% substytut etanolu w mleku (obj./obj.).
  6. Zaczynając od 9 rano, usuwaj jedno młode z miotu od matki na raz.
  7. Podawaj etanol w mleku każdemu AE pup34.
  8. Fikcyjna intubacja każdego SI pup8.
  9. Powtórzyć kroki od 1.5 do 1.8 dla każdego miotu doświadczalnego.
  10. Dwie godziny po podaniu pierwszej dawki powtórzyć procedurę dawkowania (kroki od 1.5 do 1.8) dla drugiej dawki alkoholu.
  11. Półtorej godziny po drugiej dawce alkoholu (punkt, w którym osiągana jest szczytowa dzienna zawartość alkoholu we krwi), zbierz i odwiruj krew od szczeniąt AE i SI poprzez obcinanie ogona w celu przyszłej analizy zawartości alkoholu we krwi35.
    1. Zbierz 60 μl krwi.
    2. Umieść krew w probówce do mikrowirówki o pojemności 1 ml. Odwirowywać krew o sile 1,5 x g przez 25 min.
    3. Ostrożnie pobrać surowicę sklarowanego osadu z probówki wirówkowej i zachować ją do przyszłej analizy zawartości alkoholu we krwi.
  12. Powtórz procedurę dawkowania (kroki od 1.5 do 1.8) używając mleka zamiast etanolu w mleku, aby zapobiec niedoborom żywieniowym wynikającym z niezdolności do karmienia u młodych AE.
    1. Wykonaj w sumie 2 dodatkowe dawki mleka w odstępie 2 godzin na PD 4.
  13. Powtórz kroki od 1.4 do 1.12 (z wyjątkiem kroku 1.11) na PD 5 – 9.
  14. Po podaniu ostatniej dodatkowej dawki mleka na PD9 należy przebić uszy wszystkim szczeniętom w celu identyfikacji w klatce EC.
    1. Skoordynuj dziurkowane ucho z pewną miarą numeru miotu lub identyfikatora (np. nieparzyste mioty w kohorcie otrzymałyby przebite lewe ucho, podczas gdy zwierzęta z parzystych miotów miałyby przebite prawe ucho). Ułatwi to identyfikację zwierząt w klatce WE, w przypadku gdy wiele zwierząt z różnych miotów ma ten sam wzór śladów łap.

2. Odsadzenie

od piersi
  1. Na PD 23 wszystkie zwierzęta należy umieścić w klatkach po 2 - 3 osoby.
    1. Upewnij się, że wszystkie zwierzęta trzymane w tej samej klatce są tej samej płci.
    2. Jeśli to możliwe, należy uwzględnić jedno zwierzę SC, jedno SI i jedno zwierzę AE na klatkę.
    3. Zminimalizuj liczbę współwięźniów z klatki, którzy pochodzą z tego samego miotu.
    4. Upewnij się, że wszystkie zwierzęta mają dostęp do jedzenia i wody.

3. Jazda na kole

  1. Na PD30 przydziel połowę klatek ze zwierzętami do WR. Trzymaj te zwierzęta w klatkach ze swobodnym dostępem do dołączonego koła jezdnego ze stali nierdzewnej.
    1. Upewnij się, że koła mają licznik do oceny całkowitej liczby obrotów.
  2. Zważyć wszystkie zwierzęta na PD 30 i PD 36.
  3. Sprawdzaj liczbę obrotów każdego koła codziennie o 9 rano.
  4. Pozostawić zwierzęta w ich odpowiednich warunkach mieszkaniowych na 12 dni.

4. Złożoność środowiska

  1. Przygotować klatkę WE przed godziną 9 rano w dniu, który odpowiada PD 42 dla zwierząt doświadczalnych.
    1. Zdobądź klatkę ze stali ocynkowanej o wymiarach 30 "x 18" x 36 ".
      UWAGA: Klatka powinna mieć wiele poziomów, być w stanie utrzymać ciężar wielu szczurów, być wypełniona standardową ściółką i mieć wiele miejsc do mocowania butelek z wodą i dozowników żywności.
    2. Umieść w klatce nowatorskie, kolorowe przedmioty o różnych rozmiarach i kształtach.
      1. Umieść 6 dużych zabawek w klatce EC. Upewnij się, że każda zabawka jest wystarczająco duża, aby 3 lub więcej szczurów mogło wchodzić w interakcje jednocześnie.
      2. Umieść 6 średnich zabawek w klatce EC. Upewnij się, że każda zabawka jest wystarczająco duża, aby 3-4 szczury mogły wchodzić w interakcję jednocześnie.
      3. Umieść dużo (co najmniej 20) mniejszych zabawek w klatce EC.
      4. Używaj zabawek o różnych kolorach, kształtach, rozmiarach itp. Nowość ma kluczowe znaczenie dla tej interwencji (patrz dyskusja).
    3. Umieść dwie miseczki z jedzeniem na przeciwległych końcach klatki.
    4. Umieść dwie butelki wody na przeciwległych końcach klatki.
  2. O godzinie 9 rano na PD 42 zważyć wszystkie zwierzęta i przenieść zwierzęta WR do klatki WE. Każda klatka WE powinna zawierać od 9 do 12 zwierząt.
    1. Upewnij się, że żadne zwierzę nie ma takich samych śladów łap i wzorów dziurkowania uszu.
  3. Codziennie sprawdzaj całe jedzenie i wodę.
  4. Co dwa dni wyjmuj zabawki z klatki EC i wymieniaj je na miejsce (zgodnie z krokiem 4.1.2.).
  5. Co trzy dni czyść klatkę EC.
    1. Wyjąć zwierzęta z klatki WE i umieścić je w tymczasowych klatkach dla 2-3 zwierząt.
    2. Usuń całą ściółkę z dna klatki.
    3. Zwróć te same zabawki do klatki, chyba że ten dzień pokrywa się z harmonogramem wymiany zabawki (zgodnie z krokiem 4.4.).
    4. Wymień całe jedzenie i wodę.
    5. Umieść szczury w klatce EC.

5. Zbieraj tkanki

UWAGA: Pobieranie tkanek (np. perfuzja z paraformaldehydem) i przechowywanie (np. zamrażanie, zatapianie parafiny) można przeprowadzić różnymi metodami. Poniżej wyjaśniono proces perfuzji z 4% paraformaldehydem w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanem 0,1 M (4% paraformaldehydu w PBS)8.

Uwaga: Paraformaldehyd jest rakotwórczy i może również powodować podrażnienie skóry, reakcję alergiczną skóry lub uszkodzenie oczu. Stosuj odpowiednią ochronę oczu/skóry.

  1. Wystawiaj jednego szczura na raz na działanie izofluranu, aby lekko znieczulić zwierzę.
  2. Wstrzyknąć szczurowi dootrzewnowo 2 ml/kg mieszaniny ketaminy/ksylazyny (1,5 ml ksylazyny zmieszanej z 10 ml ketaminy).
    UWAGA: Ketamina i ksylazyna występują w stężeniach podstawowych 100 mg/ml przed połączeniem do wstrzykiwań mieszaniny.
  3. Gdy szczur przestanie reagować, należy przeprowadzić perfuzję zwierzęcia za pomocą 0,1 M soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS; pH = 7,2), a następnie 4% paraformaldehydu w PBS (pH = 7,2).
  4. Wyjąć mózg i przechowywać w 4% paraformaldehydzie w PBS w temperaturze 4 °C przez 48 godzin.
  5. Po 2 dniach przenieść do roztworu 30% sacharozy dodanej do 4% paraformaldehydu w PBS w temperaturze 4 °C.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby ocenić wpływ super interwencji, musimy przyjrzeć się wpływowi każdego z jej elementów składowych - WR i EC - na nasze interesujące nas środki. Rysunki od 1 do 3 (poniżej) ukazały się w poprzedniej publikacji wykorzystującej ten paradygmat8. Rysunek 4 pojawił się w rozprawie doktorskiej 36. Dane te ilustrują wpływ WR-EC na neurogenezę hipokampa u dorosłych w zakręcie zębatym. Wszystkie wy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W powyższym protokole wykazaliśmy celową interwencję w celu uratowania deficytów neuroanatomicznych po ekspozycji noworodków na alkohol. Interwencja ta może być stosowana jako terapia w innych modelach zwierzęcych ze względu na solidność każdego z elementów interwencji. Wykazano, że dobrowolna aktywność sercowo-naczyniowa w postaci WR przynosi korzyści kilku wynikom behawioralnym38,39 i indukuje funkcjonalne zmiany plastyczne w obszarach mózgu, takich jak hipokam...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy zadedykować tę pracę pamięci zmarłego Dr. Williama T. Greenougha, wspaniałego mentora, kolegi i przyjaciela. Praca ta była wspierana przez grant NIH/NIAAA numer AA009838 oraz NIH/NIGMS COBRE: The Delaware Center for Neuroscience research grant 1P20GM103653 dla AYK. Jesteśmy wdzięczni byłym i obecnym członkom laboratorium Klintsova.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Samica w ciąży długotrwałej szczura EvansEnvigo (dawniej: Harlan, Inc.)Średnia wielkość miotu to 8 - 10 szczeniąt
Black India InkHiggins (Chartpak, Inc.)44201
Strzykawki i igły do wstrzykiwańBecton, Dickinson and Company (BD)RóżneDo wstrzykiwania tuszu do znakowania łap, podawania roztworu mleka i alkoholu
Ear PunchKent Scientific CorporationINS750076
Koła do bieganiaWahmann LabsWahmann Running Wheel zostaje wycofane z produkcji. Jeden na klatkę.
Klatki ECKlatki Martina, Inc.R-695
Małe zabawki ECRóżne
Średnie zabawki ECRóżnePowinny być w stanie zmieścić 1-2 szczury wewnątrz/na przedmiocie
Duże zabawki ECRóżnePowinny być w stanie zmieścić 3 lub więcej szczurów wewnątrz/na przedmiocie

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Diamond, M. C., et al. Increases in cortical depth and glia numbers in rats subjected to enriched environment. J Comp Neurol. 128 (1), 117-126 (1966).
  2. Rosenzweig, M. R., Bennett, E. L., Hebert, M., Morimoto, H. Social grouping cannot account for cerebral effects of enriched environments. Brain Res. 153 (3), 563-576 (1978).
  3. Greenough, W. T. Experiential modification of the developing brain. Am Sci. 63 (1), 37-46 (1975).
  4. Volkmar, F. R., Greenough, W. T. Rearing complexity affects branching of dendrites in the visual cortex of the rat. Science. 176 (4042), 1445-1447 (1972).
  5. Greenough, W. T., Volkmar, F. R., Juraska, J. M. Effects of rearing complexity on dendritic branching in frontolateral and temporal cortex of the rat. Exp Neurol. 41 (2), 371-378 (1973).
  6. Sampedro-Piquero, P., Zancada-Menendez, C., Begega, A. Housing condition-related changes involved in reversal learning and its c-Fos associated activity in the prefrontal cortex. Neuroscience. 307, 14-25 (2015).
  7. Sirevaag, A. M., Greenough, W. T. Differential rearing effects on rat visual cortex synapses. III. Neuronal and glial nuclei, boutons, dendrites, and capillaries. Brain Res. 424 (2), 320-332 (1987).
  8. Hamilton, G. F., Boschen, K. E., Goodlett, C. R., Greenough, W. T., Klintsova, A. Y. Housing in environmental complexity following wheel running augments survival of newly generated hippocampal neurons in a rat model of binge alcohol exposure during the third trimester equivalent. Alcohol Clin Exp Res. 36 (7), 1196-1204 (2012).
  9. Kempermann, G., Kuhn, H. G., Gage, F. H. More hippocampal neurons in adult mice living in an enriched environment. Nature. 386 (6624), 493-495 (1997).
  10. Juraska, J. M., Greenough, W. T., Elliott, C., Mack, K. J., Berkowitz, R. Plasticity in adult rat visual cortex: an examination of several cell populations after differential rearing. Behav Neural Biol. 29 (2), 157-167 (1980).
  11. Turner, A. M., Greenough, W. T. Differential rearing effects on rat visual cortex synapses. I. Synaptic and neuronal density and synapses per neuron. Brain Res. 329 (1-2), 195-203 (1985).
  12. Brenes, J. C., Rodriguez, O., Fornaguera, J. Differential effect of environment enrichment and social isolation on depressive-like behavior, spontaneous activity and serotonin and norepinephrine concentration in prefrontal cortex and ventral striatum. Pharmacol Biochem Behav. 89 (1), 85-93 (2008).
  13. Kolb, B., Gorny, G., Soderpalm, A. H., Robinson, T. E. Environmental complexity has different effects on the structure of neurons in the prefrontal cortex versus the parietal cortex or nucleus accumbens. Synapse. 48 (3), 149-153 (2003).
  14. Singhal, G., Jaehne, E. J., Corrigan, F., Baune, B. T. Cellular and molecular mechanisms of immunomodulation in the brain through environmental enrichment. Front Cell Neurosci. 8, 97(2014).
  15. Helfer, J. L., Goodlett, C. R., Greenough, W. T., Klintsova, A. Y. The effects of exercise on adolescent hippocampal neurogenesis in a rat model of binge alcohol exposure during the brain growth spurt. Brain Res. 1294, 1-11 (2009).
  16. van Praag, H., et al. Functional neurogenesis in the adult hippocampus. Nature. 415 (6875), 1030-1034 (2002).
  17. van Praag, H., Shubert, T., Zhao, C., Gage, F. H. Exercise enhances learning and hippocampal neurogenesis in aged mice. J Neurosci. 25 (38), 8680-8685 (2005).
  18. Vivar, C., Peterson, B. D., van Praag, H. Running rewires the neuronal network of adult-born dentate granule cells. Neuroimage. 1 (131), 29-41 (2015).
  19. Mustroph, M. L., et al. Increased adult hippocampal neurogenesis is not necessary for wheel running to abolish conditioned place preference for cocaine in mice. Eur J Neurosci. 41 (2), 216-226 (2015).
  20. Patten, A. R., et al. Long-term exercise is needed to enhance synaptic plasticity in the hippocampus. Learn Mem. 20 (11), 642-647 (2013).
  21. Carro, E., Nunez, A., Busiguina, S., Torres-Aleman, I. Circulating insulin-like growth factor I mediates effects of exercise on the brain. J Neurosci. 20 (8), 2926-2933 (2000).
  22. Cotman, C. W., Berchtold, N. C. Exercise: a behavioral intervention to enhance brain health and plasticity. Trends Neurosci. 25 (6), 295-301 (2002).
  23. Praag, H., Fleshner, M., Schwartz, M. W., Mattson, M. P. Exercise, energy intake, glucose homeostasis, and the brain. J Neurosci. 34 (46), 15139-15149 (2014).
  24. van Praag, H., Kempermann, G., Gage, F. H. Neural consequences of environmental enrichment. Nat Rev Neurosci. 1 (3), 191-198 (2000).
  25. Hamilton, G. F., Criss, K. J., Klintsova, A. Y. Voluntary exercise partially reverses neonatal alcohol-induced deficits in mPFC layer II/III dendritic morphology of male adolescent rats. Synapse. 69 (8), 405-415 (2015).
  26. Goodlett, C. R., Thomas, J. D., West, J. R. Long-term deficits in cerebellar growth and rotarod performance of rats following "binge-like" alcohol exposure during the neonatal brain growth spurt. Neurotoxicol Teratol. 13 (1), 69-74 (1991).
  27. Goodlett, C. R., Lundahl, K. R. Temporal determinants of neonatal alcohol-induced cerebellar damage and motor performance deficits. Pharmacol Biochem Behav. 55 (4), 531-540 (1996).
  28. Boschen, K., Ruggiero, M., Klintsova, A. Neonatal binge alcohol exposure increases microglial activation in the developing rat hippocampus. Neuroscience. 324, 355-366 (2016).
  29. Goodlett, C. R., Peterson, S. D. Sex differences in vulnerability to developmental spatial learning deficits induced by limited binge alcohol exposure in neonatal rats. Neurobiol Learn Mem. 64 (3), 265-275 (1995).
  30. Murawski, N. J., Klintsova, A. Y., Stanton, M. E. Neonatal alcohol exposure and the hippocampus in developing male rats: effects on behaviorally induced CA1 c-Fos expression, CA1 pyramidal cell number, and contextual fear conditioning. Neuroscience. 206, 89-99 (2012).
  31. Thomas, J. D., Sather, T. M., Whinery, L. A. Voluntary exercise influences behavioral development in rats exposed to alcohol during the neonatal brain growth spurt. Behav Neurosci. 122 (6), 1264-1273 (2008).
  32. Hamilton, G. F., et al. Neonatal alcohol exposure disrupts hippocampal neurogenesis and contextual fear conditioning in adult rats. Brain Res. 1412, 88-101 (2011).
  33. Hamilton, G. F., et al. Exercise and environment as an intervention for neonatal alcohol effects on hippocampal adult neurogenesis and learning. Neuroscience. 265, 274-290 (2014).
  34. Kelly, S. J., Lawrence, C. R. Alcohol: Methods and Protocols. Nagy, L. E. , (2008).
  35. Helfer, J. L., et al. Binge-like postnatal alcohol exposure triggers cortical gliogenesis in adolescent rats. J Comp Neurol. 514 (3), 259-271 (2009).
  36. Hamilton, G. F. Behavioral Interventions to Alleviate the Impact of Neonatal Alcohol Exposure on Cell Morphology in the Rodent Hippocampus and Medial Prefrontal Cortex. Doctor of Philosophy thesis. , University of Delaware. (2012).
  37. Klintsova, A. Y., et al. Persistent impairment of hippocampal neurogenesis in young adult rats following early postnatal alcohol exposure. Alcohol Clin Exp Res. 31 (12), 2073-2082 (2007).
  38. Brockett, A. T., LaMarca, E. A., Gould, E. Physical exercise enhances cognitive flexibility as well as astrocytic and synaptic markers in the medial prefrontal cortex. PLoS One. 10 (5), e0124859(2015).
  39. Creer, D. J., Romberg, C., Saksida, L. M., van Praag, H., Bussey, T. J. Running enhances spatial pattern separation in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (5), 2367-2372 (2010).
  40. Patten, A. R., et al. The benefits of exercise on structural and functional plasticity in the rodent hippocampus of different disease models. Brain Plast. 1 (1), 97-127 (2015).
  41. Van der Borght, K., et al. Physical exercise leads to rapid adaptations in hippocampal vasculature: temporal dynamics and relationship to cell proliferation and neurogenesis. Hippocampus. 19 (10), 928-936 (2009).
  42. Johansson, B. B., Belichenko, P. V. Neuronal plasticity and dendritic spines: effect of environmental enrichment on intact and postischemic rat brain. J Cereb Blood Flow Metab. 22 (1), 89-96 (2002).
  43. Sirevaag, A. M., Greenough, W. T. Differential rearing effects on rat visual cortex synapses. II. Synaptic morphometry. Brain Res. 351 (2), 215-226 (1985).
  44. Pham, T. M., Winblad, B., Granholm, A. C., Mohammed, A. H. Environmental influences on brain neurotrophins in rats. Pharmacol Biochem Behav. 73 (1), 167-175 (2002).
  45. Patten, A. R., et al. Long-term exercise is needed to enhance synaptic plasticity in the hippocampus. Learn Mem. 20 (11), 642-647 (2013).
  46. Patten, A. R., et al. The Benefits of Exercise on Structural and Functional Plasticity in the Rodent Hippocampus of Different Disease Models. Brain Plasticity. 1 (1), 97-127 (2015).
  47. Abou-Ismail, U. A. Are the effects of enrichment due to the presence of multiple items or a particular item in the cages of laboratory rat? Appl Ani Behav Sci. 134 (1-2), 72-82 (2011).
  48. Stranahan, A. M., Khalil, D., Gould, E. Social isolation delays the positive effects of running on adult neurogenesis. Nat Neurosci. 9 (4), 526-533 (2006).
  49. Boschen, K. E., Hamilton, G. F., Delorme, J. E., Klintsova, A. Y. Activity and social behavior in a complex environment in rats neonatally exposed to alcohol. Alcohol. 48 (6), 533-541 (2014).
  50. Artola, A., et al. Long lasting modulation of the induction of LTD and LTP in rat hippocampal CA1 by behavioural stress and environmental enrichment. Eur J Neurosci. 23 (1), 261-272 (2006).
  51. Bergami, M., et al. A critical period for experience-dependent remodeling of adult-born neuron connectivity. Neuron. 85 (4), 710-717 (2015).
  52. Fréchette, M., Rennie, K., Pappas, B. A. Developmental forebrain cholinergic lesion and environmental enrichment: behaviour, CA1 cytoarchitecture and neurogenesis. Brain Res. 1252, 172-182 (2009).
  53. Rogers, J., et al. Dissociating the therapeutic effects of environmental enrichment and exercise in a mouse model of anxiety with cognitive impairment. Transl Psychiatry. 6, e794(2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Interwencja w FASDneuroplastycznoneurogeneza u osobnik w doros ychzakr t z batybarwienie BrdUproliferacja kom rekkonfiguracja klatki

Powiązane artykuły