Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wgląd w interakcje aminokwasów i peptydów z materiałami nieorganicznymi za pomocą spektroskopii sił pojedynczych cząsteczek

7.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54975

⸱

6 marca 2017

 ,  , 
1Institute of Chemistry and The Center for Nanoscience and Nanotechnology, The Hebrew University of Jerusalem

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół do pomiaru siły oddziaływań między dobrze zdefiniowaną powierzchnią nieorganiczną a peptydami lub aminokwasami za pomocą pomiarów spektroskopii sił pojedynczej cząsteczki za pomocą mikroskopu sił atomowych (AFM). Informacje uzyskane z pomiaru są ważne dla lepszego zrozumienia interakcji peptyd-materiał nieorganiczny.

Streszczenie

Interakcje między białkami lub peptydami a materiałami nieorganicznymi prowadzą do kilku interesujących procesów. Na przykład połączenie białek z minerałami prowadzi do powstania materiałów kompozytowych o unikalnych właściwościach. Ponadto niepożądany proces biofoulingu jest inicjowany przez adsorpcję biomolekuł, głównie białek, na powierzchniach. Ta warstwa organiczna jest warstwą adhezyjną dla bakterii i umożliwia im interakcję z powierzchnią. Zrozumienie podstawowych sił, które rządzą interakcjami na granicy faz organiczno-nieorganicznych, jest zatem ważne dla wielu dziedzin badań i może doprowadzić do zaprojektowania nowych materiałów do zastosowań optycznych, mechanicznych i biomedycznych. W artykule przedstawiono technikę spektroskopii sił pojedynczych cząsteczek, która wykorzystuje AFM do pomiaru siły adhezji między peptydami lub aminokwasami a dobrze zdefiniowanymi powierzchniami nieorganicznymi. Technika ta obejmuje protokół dołączania biomolekuły do końcówki AFM za pomocą kowalencyjnego elastycznego łącznika i pomiary spektroskopii sił pojedynczych cząsteczek za pomocą mikroskopu sił atomowych. Ponadto dołączona jest analiza tych pomiarów.

Wprowadzenie

Interakcja między białkami a minerałami nieorganicznymi prowadzi do budowy materiałów kompozytowych o charakterystycznych właściwościach. Należą do nich materiały o wysokiej wytrzymałości mechanicznej lub unikalnych właściwościach optycznych. 1,2 Na przykład, połączenie kolagenu białkowego z minerałem hydroksyapatytem tworzy miękkie lub twarde kości o różnych funkcjach. 3 Krótkie peptydy mogą również wiązać materiały nieorganiczne o wysokiej specyficzności. 4,5,6 Specyfika tych peptydów została wykorzystana do projektowania nowych materiałów magnetycznych i elektronicznych,7,8,9 wytwarzanie materiałów nanostrukturalnych, hodowla kryształów, 10 i synteza nanocząstek. 11Zrozumienie mechanizmu leżącego u podstaw interakcji między peptydami lub białkami a materiałami nieorganicznymi pozwoli nam zatem zaprojektować nowe materiały kompozytowe o ulepszonych właściwościach adsorpcyjnych. Ponadto, ponieważ interfaza implantów z odpowiedzią immunologiczną odbywa się za pośrednictwem białek, lepsze zrozumienie interakcji białek z materiałami nieorganicznymi poprawi naszą zdolność do projektowania implantów. Innym ważnym obszarem, w którym białka wchodzą w interakcje z powierzchniami nieorganicznymi, jest wytwarzanie materiałów przeciwporostowych. 12,13,14,15 Biofouling to niepożądany proces, w którym organizmy przyczepiają się do powierzchni. Ma to wiele szkodliwych konsekwencji dla naszego życia. Na przykład biofouling bakterii na wyrobach medycznych prowadzi do zakażeń szpitalnych. Biofouling organizmów morskich na łodziach i dużych statkach zwiększa zużycie paliwa. 12,16,17,18

Spektroskopia siły pojedynczej cząsteczki (SMFS), wykorzystująca AFM, może bezpośrednio mierzyć interakcje między aminokwasem lub peptydem a substratem. 19,20,21,22,23,24,25,26 Inne metody, takie jak wyświetlanie fagów,27,28 mikrowaga kwarcowa (QCM)29lub powierzchniowy rezonans plazmonowy (SPR)29,30,31,32,33 mierzą interakcje peptydów i białek z powierzchniami nieorganicznymi luzem. 34,35,36 Oznacza to, że wyniki uzyskane tymi metodami odnoszą się do zespołów cząsteczek lub agregatów. W SMFS jedna lub bardzo niewiele cząsteczek jest mocowanych do końcówki AFM i mierzone są ich interakcje z pożądanym substratem. Podejście to można rozszerzyć o badanie fałdowania białek poprzez wyciąganie białka z powierzchni. Ponadto może być stosowany do pomiaru interakcji między komórkami i białkami oraz wiązania przeciwciał z ich ligandami. 37,38,39,40 Ten artykuł opisuje szczegółowo, jak dołączyć peptydy lub aminokwasy do końcówki AFM za pomocą chemii silanolowej. Ponadto w artykule wyjaśniono, jak wykonywać pomiary siły i jak analizować wyniki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Modyfikacja końcówki

  1. Zakup wsporników AFM z azotku krzemu (Si3N4) z silikonowymi końcówkami (nominalny promień wspornika ~2 nm).
  2. Wyczyść każdy wspornik AFM, zanurzając go w bezwodnym etanolu na 20 minut. Wysuszyć w temperaturze pokojowej. Następnie potraktuj wsporniki, wystawiając je na działanie plazmyO2 przez 5 minut.
  3. Zawiesić czyste końcówki powyżej (3 cm) roztworu zawierającego metylotrietoksysilan i 3-(aminopropylo)trietoksysilan w stosunku 15:1 (v/v) w eksykatorze w atmosferze obojętnej (azot lub argon) i podłączyć eksykator do pompy próżniowej. Odkurzaj przez 2 godziny, aby utworzyć monowarstwę tych dwóch rodzajów mieszanych związków silanu.
  4. Użyj metalowego uchwytu na końcówki (wyprodukowanego do tego procesu), aby umieścić końcówki na gorącej płycie. Następnie suszyć końcówki przez 10 minut w temperaturze 70 °C w warunkach atmosferycznych. Przed użyciem wyczyść płytę grzejną, metalowy uchwyt i pęsetę za pomocą etanolu.
  5. Schłodzić końcówki w temperaturze pokojowej, a następnie zanurzyć końcówki w roztworze fluorenylometylokoksykarbonylo-PEG-N-hydroksysukcynimidu (Fmoc-PEG-NHS, MW 5 000 Da) o stężeniu 5 mM w chloroformie zawierającej 0,5% (v/v) trietyloaminy przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
  6. Zanurz końcówki w chloroformie na 5 minut, a następnie zanurz je w dimetyloformamidzie (DMF) na dodatkowe 5 minut. W celu odbezpieczenia grupy Fmoc przyłączonych cząsteczek PEG, zanurz końcówki w 20% piperydynie (v/v) w DMF na 30 min. Zanurz końcówki w DMF na 4 minuty, a następnie w N-metylo-2-pirolidonie (NMP) na dodatkowe 4 minuty. Powtórz sekwencyjne zanurzanie trzy razy.
  7. W celu sprzężenia aminokwasów zanurzyć końcówki w roztworze zawierającym N-terminal chroniony aminokwas (AA) / diizopropyloetyloaminę (DIPEA) / 2-(1H-benzotriazol-1-ylo)-1,1,3,3-tetrametylofluofosforan (HBTU), w stosunku molowym 1:1:1 przy całkowitym stężeniu 30 mM w 5 ml NMP przez 1,5 godziny.
  8. W celu sprzężenia peptydów zanurz końcówki w 5 ml roztworu zawierającego 40 mg chronionego peptydu (N-końcowe i boczne łańcuchy, na przykład Fmoc-Gln(Trt)-Pro-Ala-Ser(tBu)-Ser(tBu)-Arg(pbf)-Tyr(tBu)-COOH.), 15 mg heksafluorofosforanu 2-(1H-benzotriazol-1-ylo)-1,1,3,3-tetrametylofluorofosforanu (HBTU) i 5 ml DIPEA w NMP przez 2 godziny.
  9. Zanurz końcówki w NMP na 4 minuty. Następnie, w celu ochrony rozwiercanego/nieprzereagowanego NH2 przez grupę acetylową, zanurz końcówki na 30 minut w mieszaninie bezwodnika octowego/DIPEA w stosunku molowym 4:1 i całkowitym stężeniu 0,65 M w NMP.
  10. W przypadku sprzężenia peptydów wykonaj dwa dodatkowe kroki.
    1. W celu odochrony łańcuchów bocznych peptydu należy zanurzyć końcówki w roztworze zawierającym 95% TFA, 2,5% triizopropylosilianu i 2,5% wody na 1 godzinę, a następnie przemyć chloroformem i DMF.
    2. W celu usunięcia grupy Fmoc peptydu należy zanurzyć końcówki w 20% piperydynie (v/v) w DMF na 30 minut.
  11. Kolejno zanurzaj końcówki funkcjonalizowane peptydami/aminokwasami na cztery minuty każda w DMF (dla peptydów) lub NMP (dla aminokwasów), chloroformie, 50% etanolu i wodzie. Na koniec wysusz końcówkę na powietrzu.

2. Przygotowanie powierzchni

  1. Przygotuj mikę. Rozłup podłoża (o średnicy 9,9 mm) przed każdym użyciem za pomocą taśmy klejącej. Następnie umyj powierzchnie wodą potrójnie destylowaną (TDW).
  2. Przygotuj silikon pokryty TiO2.
    1. Pokrój wafel silikonowy (100) na kwadraty o średnicy 2 cm za pomocą pisaka diamentowego.
    2. Umieść substrat w probówce o pojemności 15 ml wypełnionej acetonem i poddaj go sonikacji przez pięć minut w łaźni ultradźwiękowej. Następnie umieść tę powierzchnię w 15 ml probówce wypełnionej izopropanolem i poddaj ją sonikacji przez 5 minut. Wysuszyć podłoże za pomocą azotu.
    3. Rozpuść środek powierzchniowo czynny (np. Byk-348) w etanolu, aby przygotować 5% (wagowo-objętościowo) roztwór. Następnie dodaj 0,02 ml roztworu środka powierzchniowo czynnego do 2 ml 30% dyspersji TiO2.
    4. Z otrzymanego roztworu odlewać kroplowo 0,2 ml na czystym podłożu Si.
    5. Wyżarzać te powierzchnie odlewane kroplowo w temperaturze 250 °C przez 2 godziny w powietrzu. 41

3. Pomiary spektroskopii sił pojedynczych cząsteczek

  1. Przymocuj żądaną powierzchnię do metalowego uchwytu AFM za pomocą dostępnego w handlu kleju dwuskładnikowego. Umieść metalowy uchwyt w szklanym uchwycie AFM, który ma kształt małej szalki Petriego. Napełnij ten uchwyt buforem Tris (50 mM pH = 7,4) lub dowolnym żądanym podłożem. Następnie umieść uchwyt na stoliku AFM poniżej uchwytu końcówki.
  2. Skalibruj wsporniki AFM ze stałymi sprężystości w zakresie od 10 do 30 pN/nm przy użyciu metody fluktuacji termicznej26 (zawartej w oprogramowaniu AFM) z bezwzględną niepewnością około 10%.
  3. Zmierz siłę oddziaływania, zbliżając końcówkę funkcjonalizowaną aminokwasem lub peptydem do podłoża, aż zetknie się z substratem z siłą ściskającą ~200 pN, a następnie natychmiast wycofaj końcówkę z różnymi prędkościami, od 0,1 do 0,8 μm/s, na odległość ~200 nm.

4. Analiza danych

  1. Przelicz wartości ugięcia (V) na siłę, mnożąc czułość fotodiody (V/m) i używając eksperymentalnie wyznaczonej stałej sprężystości. 42 Odbywa się to automatycznie przez oprogramowanie AFM.
    1. Aby uzyskać krzywe F-D z pojedynczymi zdarzeniami cząsteczkowymi, zapisz kilkaset krzywych (800-1,500). Uzyskaj dwa piki na krzywej pojedynczej cząsteczki: pierwszy pik wskazuje na niespecyficzne oddziaływania między końcówką a powierzchnią, a drugi pik odpowiada specyficznemu oddziaływaniu cząsteczki z powierzchnią. Gdy krzywa F-D zawiera więcej niż te dwa szczyty, odrzuć je z obliczeń najbardziej prawdopodobnej siły.
      UWAGA: Pod uwagę brane są tylko pojedyncze zdarzenia przyczepności (od 10 do 30% krzywych). 43
  2. Aby obliczyć pozorną szybkość obciążenia, dopasuj co najmniej 50 krzywych siły do odległości za pomocą modelu łańcucha ślimakowego (WLC) 44 tuż przed zerwaniem, aby uzyskać zestaw współczynników obciążenia, które są następnie wykorzystywane do przygotowania histogramów pozornych szybkości obciążenia. Wyprowadź siły rozwiązywania między peptydami/aminokwasami a powierzchnią ze skoku siły po oddzieleniu wspornika od podłoża.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia procedurę modyfikacji końcówki. W pierwszym kroku obróbka plazmowa zmienia powierzchnię końcówki z azotku krzemu. Końcówka wykazuje obecność grup OH. Grupy te będą następnie reagować z silanami. Po zakończeniu tego etapu powierzchnia końcówki zostanie pokryta wolnymi grupami -NH2. Wolne aminy te będą następnie reagować z Fmoc-PEG-NHS, który jest łącznikiem kowalencyjnym. Grupa Fmoc łącznika PEG jest usuwana przez piperydynę, która pełni ro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Kroki 1.3, 1.4 i 1.7 w protokole powinny być wykonywane z dużą ostrożnością i w bardzo delikatny sposób. W kroku 1.3 końcówka nie powinna stykać się z mieszaniną silanów, a proces silanizacji powinien odbywać się w atmosferze obojętnej (bez wilgoci). 45 Ma to na celu zapobieżenie tworzeniu się wielu warstw oraz dlatego, że cząsteczki silanu łatwo ulegają hydrolizie w obecności wilgoci. Rozdział 45

W kroku 1.4 temperatura i czas powinny być odpowi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Międzynarodowy Grant Reintegracyjny Marie Curie (EP7). P. D. dziękuje za wsparcie Izraelskiej Rady ds. Szkolnictwa Wyższego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Azotek krzemu (Si3N4) Wsporniki AFM z silikonowymi końcówkamiBruker (Camarilo, CA, USA)MSNL10, nominalny promień wsporników ~2 nm 
Metylotrietoksysilan Acros Organics (New Jersey, USA)Do silaylacji końcówki AFM 
3-(Aminopropylo)trietoksysilanSigma-Aldrich (Jerozolima, Izrael)Do silaylacji końcówki AFM
TriizopropylosilanSigma-Aldrich (Jerozolima, Izrael)Używany do deprotekcji peptydów
N-etylodiizopropyloaminaAlfa-Aesar (Lancashire, Wielka Brytania)Używany do modyfikacji końcówki
TriethylamineAlfa-Aesar (Lancashire, Wielka Brytania)Używany do końcówki modyfikacja
PiperidineAlfa-Aesar (Lancashire, Wielka Brytania)Używana do deprotekcji końcówki Fmoc
Fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-hydroxysuccinimiide  (Fmoc-PEG-NHS)Iris Biotech GmbH (Deutschland, Niemcy)Stosowany jako kowalencyjny elastyczny łącznik  (MW = 5 000 Da)
2-(1H-benzotriazol-1-ylo)-1,1,3,3,-tetrametylofluorofosforan heksafluorofosforanu (HBTU)Alfa Aser (Heysham, Anglia)Stosowany jako odczynnik sprzęgający. 
N-metylo-2-pirolidon (NMP)Acros Organics (New Jersey, USA)Stosowany jako rozpuszczalnik w procedurze modyfikacji końcówki
DMF (dimetyloformamid)Merck (Darmstadt, Niemcy)Stosowany jako rozpuszczalnik w procedurze modyfikacji końcówki
ChloroformBio-Lab (Jerozolima, Izrael)Używany jako rozpuszczalnik w procedurze modyfikacji końcówki
Etanol (bezwodny)Gadot (Netanya, Izrael)Stosowany jako rozpuszczalnik w procedurze modyfikacji końcówki
Kwas trifluorooctowy (TFA)Merck (Darmstadt, Niemcy)
Bezwodnik octowyMerck (Darmstadt, Niemcy)
PeptydyGL Biochem (Szanghaj, Chiny).
Fenyloalanina i tyrozyna Biochem (Darmstadt, Niemcy) 
30% dyspersji TiO2 w mieszaninie rozpuszczalnika 2-(2-metoksyetoksy)etanolu (DEGME) i 3-etoksypropionianu etylu (EEP)Applied Vision Laboratories (Jerozolima, Izrael)(30%) w mieszaninie rozpuszczalnika 2-(2 Methoxyethoxy) etanolu (DEGME) i 3-etoksypropionianu etylu (EEP). Służy do przygotowania podłoża TiO2
Podłoża mikoweTED PELLA, INC. (Redding, Kalifornia, USA)Średnica 9,9 mm

Bibliografia

  1. Addadi, L., Weiner, S. Control and design principles in biological mineralization. Angew. Chem., Int. Ed. 31 (2), 153-169 (1992).
  2. Meyers, M. A., Chen, P. Y., Lin, A. Y. M., Seki, Y. Biological materials: Structure and mechanical properties. Prog. Mater. Sci. 53 (1), 1-206 (2008).
  3. Villee, C. A. J. Book Review. Engl. J. Med. 309 (4), 247-248 (1983).
  4. Vallee, A., Humblot, V., Pradier, C. -M. Peptide interactions with metal and oxide surfaces. Acc. Chem. Res. 43 (10), 1297-1306 (2010).
  5. Peelle, B. R., Krauland, E. M., Wittrup, K. D., Belcher, A. M. Design criteria for engineering inorganic material-specific peptides. Langmuir. 21 (15), 6929-6933 (2005).
  6. Gabryelczyk, B., Szilvay, G. R., Linder, M. B. The structural basis for function in diamond-like carbon binding peptides. Langmuir. 30 (29), 8798-8802 (2014).
  7. Sarikaya, M., Tamerler, C., Jen, A. K. Y., Schulten, K., Baneyx, F. Molecular biomimetics: Nanotechnology through biology. Nat. Mater. 2 (9), 577-585 (2003).
  8. Tamerler, C., Sarikaya, M. Molecular biomimetics: Utilizing nature's molecular ways in practical engineering. Acta Biomater. 3 (3), 289-299 (2007).
  9. Seker, U. O. S., Demir, H. V. Material binding peptides for nanotechnology. Molecules. 16 (2), 1426-1451 (2011).
  10. Green, J. J., et al. Electrostatic ligand coatings of nanoparticles enable ligand-specific gene delivery to human primary cells. Nano Lett. 7 (4), 874-879 (2007).
  11. Grohe, B., et al. Control of calcium oxalate crystal growth by face-specific adsorption of an osteopontin phosphopeptide. J. Am. Chem. Soc. 129 (48), 14946-14951 (2007).
  12. Maity, S., Nir, S., Zada, T., Reches, M. Self-assembly of a tripeptide into a functional coating that resists fouling. Chem. Commun. 50 (76), 11154-11157 (2014).
  13. Das, P., Yuran, S., Yan, J., Lee, P. S., Reches, M. Sticky tubes and magnetic hydrogels co-assembled by a short peptide and melanin-like nanoparticles. Chem. Commun. 51 (25), 5432-5435 (2015).
  14. Burg, K. J. L., Porter, S., Kellam, J. F. Biomaterial developments for bone tissue engineering. Biomaterials. 21 (23), 2347-2359 (2000).
  15. Weiger, M. C., et al. Quantification of the binding affinity of a specific hydroxyapatite binding peptide. Biomaterials. 31 (11), 2955-2963 (2010).
  16. Pettitt, M. E., Henry, S. L., Callow, M. E., Callow, J. A., Clare, A. S. Activity of commercial enzymes on settlement and adhesion of cypris larvae of the barnacle Balanus amphitrite, spores of the green alga Ulva linza, and the diatom Navicula perminuta. Biofouling. 20 (6), 299-311 (2004).
  17. Schultz, M. P., Finlay, J. A., Callow, M. E., Callow, J. A. Three models to relate detachment of low form fouling at laboratory and ship scale. Biofouling. 19, 17-26 (2003).
  18. Cao, S., Wang, J., Chen, H., Chen, D. Progress of marine biofouling and antifouling technologies. Chinese Science Bulletin. 56 (7), 598-612 (2010).
  19. Wei, Y., Latour, R. A. Correlation between desorption force measured by Atomic Force Microscopy and adsorption free energy measured by surface plasmon resonance spectroscopy for peptide-surface interactions. Langmuir. 26 (24), 18852-18861 (2010).
  20. Li, Q., et al. AFM-based force spectroscopy for bioimaging and biosensing. RSC Advances. 6, 12893-12912 (2016).
  21. Meibner, R. H., Wei, G., Ciacchi, L. C. Estimation of the free energy of adsorption of a polypeptide on amorphous SiO2 from molecular dynamics simulations and force spectroscopy experiments. Soft Matter. 11 (31), 6254-6265 (2015).
  22. Xue, Y., Li, X., Li, H., Zhang, W. Quantifying thiol-gold interactions towards the efficient strength control. Nat. Commun. 5, 4348(2014).
  23. Razvag, Y., Gutkin, V., Reches, M. Probing the interaction of individual amino acids with inorganic surfaces using atomic force spectroscopy. Langmuir. 29, 10102-10109 (2013).
  24. Das, P., Reches, M. Revealing the role of catechol moieties in the interactions between peptides and inorganic surfaces. Nanoscale. 8, 15309-15316 (2016).
  25. Das, P., Reches, M. Review insights into the interactions of amino acids and peptides with inorganic materials using single molecule force spectroscopy. Bioploymers-Pept. Sci. 104, 480-494 (2015).
  26. Maity, S., et al. Elucidating the mechanism of interaction between peptides and inorganic surfaces. Phys. Chem. Chem. Phys. 17 (23), 15305-15315 (2015).
  27. Whaley, S. R., English, D. S., Hu, E. L., Barbara, P. F., Belcher, A. M. Selection of peptides with semiconductor binding specificity for directed nanocrystal assembly. Nature. 405 (6787), 665-668 (2000).
  28. Tamerler, C., Oren, E. E., Duman, M., Venkatasubramanian, E., Sarikaya, M. Adsorption Kinetics of an engineered gold binding peptide by surface plasmon resonance spectroscopy and a quartz crystal microbalance. Langmuir. 22 (18), 7712-7718 (2006).
  29. Santos, O., Kosoric, J., Hector, M. P., Anderson, P., Lindh, L. Adsorption behavior of statherin and a statherin peptide onto hydroxyapatite and silica surfaces by in situ ellipsometry. J. Colloid Interface Sci. 318 (2), 175-182 (2008).
  30. Evans, E., Ritchie, K. Dynamic strength of molecular adhesion bonds. Biophys. J. 72 (4), 1541-1555 (1997).
  31. Micksch, T., Liebelt, N., Scharnweber, D., Schwenzer, B. Investigation of the peptide adsorption on ZrO2, TiZr, and TiO2 surfaces as a method for surface modification. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6 (10), 7408-7416 (2014).
  32. Patwardhan, S. V., et al. Chemistry of aqueous silica nanoparticle surfaces and the mechanism of selective peptide adsorption. J. Am. Chem. Soc. 134 (14), 6244-6256 (2012).
  33. Thyparambil, A. A., Wei, Y., Latour, R. A. Determination of peptide-surface adsorption free energy for material surfaces not conducive to SPR or QCM using AFM. Langmuir. 28 (13), 5687-5694 (2012).
  34. Hnilova, M., et al. Effect of molecular conformations on the adsorption behavior of gold-binding peptides. Langmuir. 24 (21), 12440-12445 (2008).
  35. Sano, K., Sasaki, H., Shiba, K. Utilization of the pleiotropy of a peptidic aptamer to fabricate heterogeneous nanodot-containing multilayer nanostructures. J. Am. Chem. Soc. 128 (5), 1717-1722 (2006).
  36. Chen, H., Su, X., Neoh, K. -G., Choe, W. -S. Context-dependent adsorption behavior of cyclic and linear peptides on metal oxide surfaces. Langmuir. 25 (3), 1588-1593 (2008).
  37. Zlatanova, J., Lindsay, S. M., Leuba, S. H. Single molecule force spectroscopy in biology using the atomic force microscope. Prog. Biophys. Mol. Biol. 74 (1-2), 37-61 (2000).
  38. Wang, C. Z., Yadavalli, V. K. Investigating biomolecular recognition at the cell surface using atomic force microscopy. Micron. 60, 5-17 (2014).
  39. Galler, K., Brautigam, K., Grobe, C., Popp, J., Neugebauer, U. Making a big thing of a small cell - recent advances in single cell analysis. Analyst. 139 (6), 1237-1273 (2014).
  40. Carvalho, F. A., Martins, I. C., Santos, N. C. Atomic force microscopy and force spectroscopy on the assessment of protein folding and functionality. Arch. Biochem. Biophys. 531 (1-2), 116-127 (2013).
  41. Azoubel, S., Magdassi, S. Controlling adhesion properties of SWCNT-PET films prepared by wet deposition. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6 (12), 9265-9271 (2014).
  42. Jaschke, M., Butt, H. J. Height calibration of optical-lever atomic-force microscopes by simple laser interferometry. Rev. Sci. Instrum. 66 (2), 1258-1259 (1995).
  43. Evans, E., Kinoshita, K., Simon, S., Leung, A. Long-lived, high-strength states of ICAM-1 bonds to beta(2) integrin, I: Lifetimes of bonds to recombinant alpha(L) beta(2) under force. Biophys. J. 98 (8), 1458-1466 (2010).
  44. Bouchiat, C., et al. Estimating the persistence length of a Worm-Like Chain molecule from force-extension measurements. Biophys. J. 76 (1), 409-413 (1999).
  45. Pick, C., Argento, C., Drazer, G., Frechette, J. Micropatterned Charge Heterogeneities via Vapor Deposition of Aminosilanes. Langmuir. 31 (39), 10725-10733 (2015).
  46. Berquand, A., et al. Antigen binding forces of single antilysozyme Fv fragments explored by atomic force microscopy. Langmuir. 21, 5517-5523 (2005).
  47. Kienberger, F., et al. Recognition Force Spectroscopy Studies of the NTA-His6 Bond. Single Molecules. 1, 59-65 (2000).
  48. Tong, Z., Mikheikin, A., Krasnoslobodtsev, A., Lv, Z., Lyubchenko, Y. L. Novel polymer linkers for single molecule AFM force spectroscopy. Methods. 60, 161-168 (2013).
  49. Ulman, A. Formation and Structure of Self-Assembled Monolayers. Chem. Rev. 96, 1533-1554 (1996).
  50. Andolfi, L., Bizzarri, A. R., Cannistraro, S. Electron tunneling in a metal-protein-metal junction investigated by scanning tunneling and conductive atomic force spectroscopies. Appl. Phys. Lett. 89, 183125(2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Skaningowa mikroskopia si atomowychpeptyd aminokwasowyoddzia ywanie z powierzchni nieorganicznfunkcjonalizacja sondy AFMkowalencyjny cznik elastycznykrzywa si a odleg opomiar si y adhezjianaliza chemii powierzchnibadanie interfejsu biomateria owego
Wgląd w interakcje aminokwasów i peptydów z materiałami nieorganicznymi za pomocą spektroskopii sił pojedynczych cząsteczek
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.