Artykuł metodologiczny

Ilościowe profilowanie proteomu synaptycznego w wysokiej rozdzielczości regionów mózgu myszy po uczeniu się dyskryminacji słuchowej

12.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54992

⸱

15 grudnia 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Leibniz Institute for Neurobiology (LIN), 2Institute of Experimental Internal Medicine, Medical School, Otto von Guericke University Magdeburg, 3Institute of Pharmacology and Toxicology, Medical School, Otto von Guericke University

W tym artykule

Podsumowanie

Identyfikacja molekuł i szlaków kontrolujących plastyczność synaptyczną i pamięć jest nadal głównym wyzwaniem w neurobiologii. W tym miejscu opisano przepływ pracy dotyczący względnej kwantyfikacji białek synaptycznych rzekomo zaangażowanych w molekularną reorganizację synaps podczas uczenia się i konsolidacji pamięci w paradygmacie uczenia się słuchowego.

Streszczenie

Molekularne mechanizmy synaptyczne leżące u podstaw słuchowego uczenia się i pamięci pozostają w dużej mierze nieznane. W tym miejscu opisano przebieg badania proteomicznego dotyczącego uczenia się dyskryminacji słuchowej u myszy. W tym paradygmacie uczenia się, myszy są szkolone w zadaniu Go / NoGo w celu rozróżniania między rosnącymi i opadającymi tonami modulowanymi częstotliwością, aby uniknąć łagodnego wstrząsu elektrycznego stopą. Protokół polega na wzbogaceniu synaptosomów z czterech obszarów mózgu, a mianowicie kory słuchowej, kory czołowej, hipokampa i prążkowia, na różnych etapach treningu. Wzorce ekspresji białek synaptycznych uzyskane od wyszkolonych myszy są porównywane z naiwnymi kontrolami przy użyciu podejścia proteomicznego. Aby osiągnąć wystarczającą głębokość analityczną, próbki są frakcjonowane na trzy różne sposoby przed spektrometrią mas, a mianowicie trawienie 1D SDS-PAGE/w żelu, trawienie w roztworze i wzbogacanie fosfopeptydów.

Analiza proteomiczna o wysokiej rozdzielczości na spektrometrze masowym i kwantyfikacja bez znaczników są używane do badania profili białek synaptycznych we frakcjach zubożonych w fosfopeptydy i wzbogaconych w fosfopeptydy próbek białek synaptosomalnych. Komercyjny pakiet oprogramowania jest wykorzystywany do ujawniania białek i fosfopeptydów o znacznie regulowanych względnych poziomach obfitości synaptycznej (wyszkolone/naiwne kontrole). Zaobserwowano wspólne i zróżnicowane tryby regulacji proteomu synaptycznego w badanych obszarach mózgu myszy po treningu. Następnie stosuje się metaanalizy z wykorzystaniem kilku baz danych w celu zidentyfikowania podstawowych funkcji komórkowych i szlaków biologicznych.

Wprowadzenie

Uczenie się opiera się na tworzeniu śladów pamięciowych i ich utrzymywaniu. Powszechnie przyjmuje się, że jeden z podstawowych mechanizmów może reprezentować zależne od aktywności tworzenie nowych i/lub rearanżacji istniejących kontaktów synaptycznych między neuronami. Na poziomie molekularnym opisano różne modyfikacje białek, relokacje subkomórkowe i zmiany w obrocie białek synaptycznych1-4 (Lamprecht, 2004 #8). Jednak większość dotychczasowych badań koncentrowała się na wybranych białkach, a nie na globalnym, ale złożonym składzie proteomu synaptycznego. Obecne podejście pozwala na bezstronne badanie przesiewowe pod kątem zmian proteomu synaptycznego w regionach mózgu myszy po eksperymencie edukacyjnym. Nadaje się do renderowania zależnych od punktu czasowego molekularnych migawek indukowanej uczeniem się reorganizacji architektury synaptycznej. Opisany przebieg pracy wymaga szczególnej pracy zespołowej różnych specjalistów w zakresie zachowania zwierząt, biochemii białek, spektrometrii mas i bioinformatyki.

Wybrany paradygmat uczenia się, tj. dyskryminacja tonów modulowana częstotliwościowo (FMTD), jest dobrze scharakteryzowanym zadaniem dyskryminacji słuchowej u gryzoni5. Uczenie się i tworzenie pamięci długotrwałej w tym zadaniu Go/No-Go obejmuje mechanizmy zależne od zwiększonej sygnalizacji korowej dopaminy i syntezy białek. W związku z tym ostatnie badania proteomiczne na myszoskoczkach i myszach ujawniły wywołane dopaminą i uczeniem się plastyczne rearanżacje składników synaptycznych w korze mózgowej, ale także w bardziej podstawowych obszarach mózgu, które rzekomo oddziałują podczas uczenia się i pamięci FMTD6-8. Ilustruje to, że tworzenie pamięci obejmuje złożoną interakcję różnych regionów mózgu, a zatem może być różnie regulowane w tych regionach na poziomie proteomu. W związku z tym w procesie pracy uwzględniana jest sekcja wybranych obszarów mózgu myszy w korze korowej i podkorowej.

Ponadto, rzetelna charakterystyka nawet słabych zmian w składzie białek synaptycznych wymaga wzbogacenia przedziałów pre- i postsynaptycznych, a nie analizy homogenatów lub surowych frakcji błonowych9. W związku z tym opisano przygotowanie synaptosomów z wykorzystaniem ustalonych protokołów przed analizą proteomiczną w celu zwiększenia poziomu wykrywania i zakresu dynamicznego dla białek specyficznych dla synaps10,11.

Podstawowym warunkiem koniecznym do korzystania z bezznacznikowej spektrometrii mas o wysokiej rozdzielczości do celów ilościowych jest wysoki stopień podobieństwa próbek białek. Ponieważ oczekuje się, że po nauczeniu się wystąpią raczej niewielkie zmiany w składzie białek synaptycznych, odpowiednie będzie podejście bezznacznikowe do porównania odpowiednich próbek białek uzyskanych od wyszkolonych i niedoświadczonych myszy. Alternatywnie, strategie znakowania białek/peptydów w zależności od stanu przy użyciu stabilnych izotopów (np. TMT, iTRAQ, ICPL i SILAC), a także kwantyfikacja bez znaczników oparta na MS2 (SWATH) są przydatne, ale są droższe niż wybrane podejście bezznacznikowe lub wymagają specjalnego sprzętu do spektrometrii mas.

Ponieważ badania proteomiczne często dostarczają skomplikowanych zestawów danych, zaleca się przetwarzanie bioinformatyczne dla właściwej interpretacji danych. Dodatkowe metaanalizy mogą pomóc w lepszym zrozumieniu potencjalnych mechanizmów molekularnych leżących u podstaw zmian związanych z paradygmatem oraz w identyfikacji zaangażowanych kluczowych procesów komórkowych i szlaków sygnałowych. Odpowiednie metodologie są również opisane poniżej.

Protokół

Wszystkie zabiegi z udziałem zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z przepisami niemieckiego prawa federalnego, odpowiednimi rozporządzeniami UE oraz wytycznymi NIH i zostały zatwierdzone przez komisję etyczną Landesverwaltungsamt Sachsen/Anhalt (42502-2-1102 IfN).

1. Uczenie się słuchowe

  1. Nauka dyskryminacji słuchowej w pudełku wahadłowym (paradygmat FMTD) Uwaga: Zawsze noś rękawiczki podczas obsługi myszy.
    1. Trzymaj myszy C57Bl6/J w grupach po trzy lub cztery osoby ze swobodnym dostępem do granulek spożywczych i wody z kranu w przezroczystych klatkach z poliwęglanu. Utrzymuj 12-godzinny cykl światło-ciemność w pomieszczeniu dla zwierząt. Jeśli zwierzęta pochodzą z innego laboratorium lub firmy, należy przeznaczyć na co najmniej tydzień aklimatyzacji i zadomowienia się.
    2. Wykonuj jedną sesję treningową w skrzynce wahadłowej dziennie.
      1. Wyjmij mysz z jej domowej klatki w pomieszczeniu dla zwierząt i umieść ją w słabo oświetlonym pudełku wahadłowym w dźwiękoszczelnej komorze.
      2. Korzystaj z w pełni sterowanego komputerowo harmonogramu nauki do nauki dyskryminacji słuchowej. Rozpocznij od okresu przyzwyczajenia trwającego 3 minuty ciszy, a następnie rozpocznij sesję treningową.
        1. Użyj sekwencji narastającego tonu (4 - 8 kHz, CS+) jako bodźca Go podczas prób Go: Zwierzę musi przekroczyć przeszkodę w ciągu 6 sekund od prezentacji tonu (prawidłowa odpowiedź, uderzenie). Ukaraj chybionego łagodnym wstrząsem stopy o natężeniu 50 - 300 μA, dostarczanym przez podłogę kratową skrzyni wahadłowej.
        2. Użyj sekwencji opadającego tonu (8 - 4 kHz, CS-) jako bodźca No-Go-Trial podczas prób No-Go: Zwierzę musi pozostać w komorze prądu w skrzynce wahadłowej przez 6 sekund prezentacji tonu. Ukarz fałszywy alarm łagodnym wstrząsem nożnym o natężeniu 50 - 300 μA, dostarczanym przez podłogę kratki skrzynki wahadłowej.
      3. Stosuj interwały międzypróbne 20 5 sek.
      4. Wykonaj 30 prób Go i 30 prób No-Go na sesję w pseudorandomizowanej kolejności, tak aby jedna sesja składała się z 60 prób i trwała około 25 minut.
    3. Umieść wyszkolone zwierzę z powrotem w jego domowej klatce w obiekcie dla zwierząt.
  2. Rozwarstwienie mózgu
    1. Poddaj zwierzę eutanazji w żądanym momencie po określonej liczbie sesji treningowych z zastosowaniem zwichnięcia szyjki macicy (np. 24 godziny po zakończeniu pierwszej sesji). Odetnij głowę zwierzęciu.
    2. Szybko przeprowadź sekcję mózgu, wykonując następujące czynności: Najpierw przetnij skórę, a następnie czaszkę prostymi nożyczkami wzdłuż strzałki Shutura. Całkowicie usuń części kości, które pokrywają tkankę mózgową za pomocą silnych kleszczy. Wyjmij mózg szpatelką.
    3. W celu przeprowadzenia sekcji umieść mózg na szalce Petriego wypełnionej lodem. Przeanalizuj korę słuchową, korę czołową, prążkowie i hipokamp pod mikroskopem stereoskopowym za pomocą skalpela i igły.
      1. Zlokalizuj korę słuchową za pomocą wizualnych punktów orientacyjnych na powierzchni mózgu, takich jak naczynia krwionośne i kształt powierzchni (Bregma -2,06 do -3,4, rozmiar rostrocaudal 2 mm, grzbietowo-brzuszny 1,3 mm) i obustronnie rozpreparuj jako prostokątny blok tkankowy o grubości kory.
      2. Przeanalizuj korę czołową jako wycinek mózgu między Bregma 3.56 i 1.54, używając chiasma opticum jako punktu orientacyjnego i wykluczając tkankę z bulbus olfactorius.
      3. Rozkrój prążkowie jako wycinek mózgu między Bregma 1,54 a 0,5 i ostrożnie usuń tkankę korową.
      4. Wypreparuj hipokamp, mocując mózg igłą przez móżdżek i rozwijając korę, zaczynając od płata potylicznego.
    4. Wypreparowane próbki mózgu należy zamrozić szokowo w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80 °C.

2. Przygotowanie synaptosomów lub alternatywnie frakcji wzbogaconej o gęstość postsynaptyczną (PSD)

UWAGA: Podczas wszystkich procedur należy przechowywać próbki i w temperaturze 0 - 4 °C. zawierają świeżo rozcieńczone koktajle inhibitorów proteazy w celu zapobieżenia proteolitycznej degradacji białek. Jeśli badana jest również fosforylacja białek, należy dodać koktajle inhibitorów fosfatazy. Wszystkie wskazane wartości g są podawane jako g (średnia) w całym protokole.

  1. Przygotowanie surowej frakcji membranowej (rysunek 3A)
    1. Przenieś wypreparowaną tkankę mózgową do naczynia homogenizacyjnego zawierającego 1 ml lodowatego buforu A (5 mM HEPES, 320 mM sacharozy, pH 7,4) i homogenizuj tkankę przy 900 obr./min za pomocą 12 uderzeń.
    2. Odwirować próbki o masie 1 000 x g przez 10 minut. Zachować supernatanty.
    3. Ponownie homogenizować granulki w tych samych warunkach w tej samej objętości buforu homogenizacyjnego co poprzednio i ponownie odwirować próbki przy 1 000 x g przez 10 minut. Połączyć odpowiednie supernatanty. Wyrzuć granulki P1, które zawierają głównie jądra i resztki komórek.
    4. Połączone supernatanty wirować przez 20 minut w temperaturze 12 000 x g. Odrzucić supernatanty lub użyć do dalszego frakcjonowania11.
    5. Zawiesić granulki w tej samej objętości bufora homogenizacyjnego, co przed użyciem homogenizatora z 6 suwami przy 900 obr./min i wirować z prędkością 12 000 x g przez 20 min. Wyrzucić supernatanty. Granulki P2 reprezentują surowe frakcje membranowe.
  2. Oczyszczanie synaptosomów z surowych frakcji błony mózgowej (ryc. 3A)
    UWAGA: Surowe frakcje błony mózgowej można rozdzielić na mielinę, błony świetlne, synaptosomy i mitochondria za pomocą ultrawirowania w gradientowym gradieniu gęstości sacharozy. W tym celu wymagane są 5 mM Tris/HCl pH 8,1 zawierające sacharozę o stężeniu 0,32 M, 1,0 M lub 1,2 M.
    1. Wykonując wirowanie w celu wytworzenia frakcji P2, należy przygotować stopniowe gradienty sacharozy w probówkach ultrawirówek. Rozpocząć od 2,5 ml 1,0 M buforu sacharozy i podwarstwy z 1,5 ml 1,2 M buforu sacharozy za pomocą szklanej pipety Pasteura.
    2. Ponownie homogenizuj frakcje P2 w 0,5 ml 0,32 M buforu sacharozy ręcznie za pomocą 6 pociągnięć i załaduj na górę gradientu.
    3. Wirować z prędkością 85 000 x g przez 2 godziny w ultrawirówce za pomocą wahliwego wirnika kubełkowego.
    4. Odrzucić górną warstwę sacharozy o grubości 0,32 M, w tym materiał na granicy faz z buforem 1,0 M sacharozy (mielina, błony świetlne). Zbierz synaptosomy na granicy faz bufora sacharozy 1,0/1,2 M. Osad na dnie probówki zawiera mitochondria.
    5. Dodać 0,32 M buforu sacharozy do frakcji synaptosomalnej w stosunku 1:1, dokładnie wymieszać i wirować w temperaturze 150 000 x g przez 1 godzinę. Synaptosomy znajdują się w osadzie i mogą być teraz ponownie zawieszone w buforze wymaganym do dalszego przetwarzania.
  3. Przygotowanie frakcji wzbogaconej w PSD (rysunek 3B)
    1. Homogenizuj każdy konkretny obszar mózgu pojedynczego zwierzęcia w buforze ekstrakcyjnym o pojemności 100 μl (5 mM Tris/HCl pH 8,1, 0,5% Triton X-100) w probówce ultrawirówkowej o pojemności 200 μl za pomocą tłuczka z PTFE (politetrafluoroetylenu) przy 2,000 obr./min z 12 suwami.
    2. Dodać 100 μl buforu ekstrakcyjnego, mieszać i inkubować przez 1 godzinę w temperaturze 4 °C. Odwirować w temperaturze 100 000 x g przez 1 godzinę i ostrożnie zebrać supernatant S1 za pomocą pipety o pojemności 200 μl.
    3. Ponownie homogenizować osad P1 w tej samej probówce z buforem ekstrakcyjnym o pojemności 100 μl za pomocą tłuczka z PTFE przy 2 000 obr./min z 12 suwami.
    4. Dodać 100 μl buforu ekstrakcyjnego, dobrze wymieszać pipetą i wirować w 100 000 x g przez 1 godzinę.
    5. Połączyć sklarowany S2 z S1 do rozpuszczalnej frakcji białkowej. Frakcja ta zawiera białka cytozolowe, 0,5% rozpuszczalnych białek błonowych Triton X-100 oraz cząsteczki macierzy zewnątrzkomórkowej.
    6. Zawiesić pozostały osad w 50 μl 5 mM Tris/HCl pH 8,1. Frakcja ta zawiera PSD, błony odporne na detergenty, nierozpuszczalne elementy cytoszkieletu, mitochondria i szczątki komórkowe, w tym jądra. Jest wzbogacony w PSD, które stanowią rdzeń struktur postsynaptycznych, ale także ważne części cytomacierzy presynaptycznej w strefie aktywnej. Współczynnik wzbogacenia PSD wynosi około 4, a wzbogacenie elementów PSD zostało już wcześniej wykazane. 12

3. Przygotowanie próbki do spektrometrii mas

  1. Liza i normalizacja próbki
    UWAGA: Normalizacja próbki dotycząca stężenia białka jest bardzo ważnym krokiem do uzyskania wiarygodnych danych ilościowych nawet dla słabych zmian ekspresji białek synaptycznych.
    1. Rozpuścić synaptosomy lub preparaty wzbogacone w PSD z każdego obszaru mózgu zwierzęcia w 20 - 50 μl (w zależności od całkowitej ilości materiału: dla kory słuchowej z tkanką 5 - 15 mg należy użyć 20 μl) 8 M mocznika i inkubować na lodzie przez 1 godzinę w kąpieli ultradźwiękowej.
      1. W celu trawienia w żelu należy rozpuścić synaptosomy bezpośrednio w buforze próbki SDS. Dokładnie oblicz załadowaną ilość, aby uniknąć przeciążenia żelu. Weź pod uwagę, że w tym przypadku bardzo obfite białka rusztowania zostaną utracone podczas elektroforezy żelu i trawienia w żelu.
    2. Rozcieńczyć 1% usuwalnego detergentu, aby uzyskać końcowe stężenie 2 M mocznika. Unikaj temperatur wyższych niż 30 °C, aby zapobiec karbamylacji białek.
    3. Wykonać SDS-PAGE z podwielokrotnością (np. 10 μl) próbki zgodnie ze standardowymi procedurami13,14.
    4. Żel należy zabarwić kolorem Coomassie Blue zgodnie z protokołem producenta. Procedura łączy etap utrwalania i barwienia metanolem i kwasem octowym.
    5. Określić gęstość optyczną każdej próbki dla całego toru za pomocą skalibrowanego skanera żelowego w trybie transmisji i obliczyć względną ilość białka.
    6. Znormalizuj próbki zgodnie z tymi obliczeniami.
    7. Podziel każdą próbkę na dwie różne części. Użyć jednej trzeciej do trawienia w żelu i dwóch trzecich do trawienia w roztworze.
  2. Trawienie w żelu
    1. Separacja żeli
      1. Wykonaj drugą SDS-PAGE z wykorzystaniem próbek o dostosowanym stężeniu. Odbarwić i określić ilościowo żele po raz drugi, aby sprawdzić jakość normalizacji.
      2. Wyciąć każdy pas próbki w żelu w różnych obszarach (8 na pas), ale wykluczyć zakres masy cząsteczkowej powyżej 170 kDa. Przenieś kawałki żelu do oddzielnych probówek.
      3. Pokrój obszary na mniejsze kawałki (ok. 1 x 1 mm) ostrym skalpelem, aby ułatwić skuteczne trawienie w żelu.
    2. Streszczenie15
      1. Kawałki żelu przemyć kilkakrotnie (w zależności od intensywności barwienia) przez 10 minut 50 - 150 μl buforu składającego się z 50% acetonitrylu (ACN) i 50 mM wodorowęglanu amonu (NH4HCO3).
      2. Usunąć supernatanty. Przykryj kawałki żelu ACN i inkubuj w temperaturze 20 °C, aż kawałki żelu staną się białe i skurczą się.
      3. Usuń ACN i ponownie nawodnij kawałki żelu przez 5 minut za pomocą 50 μl 0,1 M NH4HCO3. Dodać taką samą objętość ACN i inkubować przez kolejne 15 minut w temperaturze 37 °C.
      4. Całkowicie usuń i wylej płyn. Wysuszyć kawałki żelu w wirówce próżniowej.
      5. Uwodnić kawałki żelu w 50 μl NH4HCO3 zawierającego 10 mM ditiotreitolu (DTT) i podgrzewać próbki przez 45 minut w temperaturze 56 °C w celu redukcji reszt cysteiny.
      6. Usunąć supernatanty i dodać 50 μl NH4HCO3 zawierającego 55 mM jodoacetamidu (IAA) przez 30 minut w ciemności do cystein zredukowanych przez karbamidometylan.
      7. Usuń i wylej cały płyn znajdujący się nad kawałkami żelu i umyj je dwukrotnie 50 μl NH4HCO3 i ACN (1:1) przez 10 minut, aby usunąć wszelkie pozostałości IAA. Suszyć próbki w wirówce próżniowej.
      8. W celu ograniczonego trawienia białek dodaj 25 mM NH4HCO3 zawierającego 12,5 ng/μl trypsyny. Wymagana objętość zależy od wielkości i ilości kawałków żelu. Inkubować przez kilka minut i sprawdzić, czy bufor został wchłonięty. W razie potrzeby dodaj więcej buforu, kawałki żelu powinny być całkowicie pokryte. Inkubować w temperaturze 37 °C przez noc (min. 12 godzin).
    3. Ekstrakcja peptydów
      1. Nałożyć kawałki żelu na 10 - 20 μl 25 mM NH4HCO3 i dodać taką samą objętość ACN. Inkubować przez 10 minut na lodzie przy użyciu kąpieli ultradźwiękowej. Następnie usuń i zbierz supernatanty, które zawierają większość wytworzonych peptydów.
      2. Do kawałków żelu dodać 100 μl buforu ekstrakcyjnego zawierającego 30% ACN/0,1% kwasu trifluorooctowego (TFA). Powtórzyć inkubację w kąpieli ultradźwiękowej i ostrożnie zebrać ten supernatant.
      3. Powtórz ostatnie etapy ekstrakcji, zwiększając stężenie ACN do 50%. Po 10 minutach kąpieli ultradźwiękowej odwirować i zebrać supernatanty.
      4. Połączyć wszystkie trzy odpowiednie supernatanty z etapów ekstrakcji i wysuszyć je w wirówce próżniowej. Należy zauważyć, że w wyniku separacji żelu 8 obszarów na pas/próbkę jest ponownie łączonych w jedną próbkę na tym etapie.
  3. Podsumowanie w roztworze
    1. trawić
      1. Wykorzystać obliczoną ilość (np. 100 μl lizatu o stężeniu 150 μl, w zależności od ilości materiału i objętości wymaganej do ponownego zawieszenia próbki z określonego obszaru mózgu) znormalizowanych próbek w celu uzyskania materiału wyjściowego wystarczającego do przeprowadzenia co najmniej trzech kontrprób technicznych w celu przeprowadzenia spektrometrii mas bez znaczników.
      2. Dodać 2 mM DTT do 25 mM NH4HCO3 i delikatnie zagnowić próbkę. Redukować próbki przez 45 minut w temperaturze 20 °C.
      3. Dodać 10 mM IAA do karbamidometylanu reszty cysteiny. Mieszać i inkubować przez 30 minut w ciemności w temperaturze 20 °C.
      4. Na koniec dodać 1 μl roztworu podstawowego trypsyny (1 μg/μl trypsyny w 25 mM kwasu octowego) i inkubować w temperaturze 20 °C przez 12 godzin.
    2. Ekstrakcja do fazy stałej (SPE)-Oczyszczanie
      1. W celu usunięcia kwaśnego detergentu należy dostosować próbki do końcowego stężenia 1% TFA i inkubować przez 1 godzinę w temperaturze 20 °C.
      2. Odwirować próbki o masie 16 000 x g przez 10 minut i ostrożnie zebrać supernatanty.
      3. Umieścić kolumnę SPE w stojaku i zrównoważyć matrycę z 2 ml metanolu. Przemyć dwa razy 2 ml 0,1% TFA w wodzie (bufor B).
      4. Dodać 2 ml buforu B i załadować próbkę. Umyj jeszcze trzy razy.
      5. Eluować peptydy, dodając 200 μl 70% ACN/0,1% TFA. Powtórz ten krok.
      6. Zebrać oba eluaty i wysuszyć je w wirówce próżniowej.
  4. Wzbogacanie fosfopeptydów metodą chromatografii TiO 2 16
    1. Rozpuścić peptydy wytworzone w procesie trawienia w żelu lub w roztworze w 150 μl 80% ACN/2,5% TFA (bufor C) i zrównoważyć ~ 2 mg kulek TiO2 w 50 μl buforu C.
    2. Dodać kulki do próbki i inkubować w urządzeniu obrotowym przez 1 godzinę w temperaturze 20 °C. Następnie odwirować kulki w dół (16 000 x g, 1 min) i zebrać supernatanty.
    3. Przemyć kulki trzykrotnie 100 μl buforu C, delikatnie mieszając i odwirowując po 5 minutach. Zebrać supernatanty. Powtórz ten krok trzy razy z 100 μl 80% ACN/0,1% TFA, a następnie trzy razy przemyj odpowiednio 100 μl 0,1% TFA (bez ACN).
    4. Połączyć wszystkie dziesięć supernatantów, wysuszyć je w wirówce próżniowej i obtraktować jako frakcję zubożoną w fosfopeptydy w celu dalszego oczyszczania zgodnie z krokiem 3.5.
    5. Eluować związane fosfopeptydy za pomocą 20 μl 400 mM NH4OH/30% ACN z kulek. Powtórz ten krok trzy razy i zbierz wszystkie supernatanty po odkręceniu koralików.
    6. Połączyć eluaty z trawienia w żelu i z trawienia w roztworze próbki i traktować je jako frakcję wzbogaconą w fosfopeptydy. Wysuszyć je w wirówce próżniowej do końcowej objętości 4 - 8 μl.
  5. Zagęszczanie i odsalanie frakcji zubożonych w fosfopeptydy metodą mikro-SPE
    1. Wysuszone peptydy rozpuścić w 20 μl 0,1% TFA.
    2. Zrównoważyć stałą matrycę C18, pobierając 20 μl ACN do końcówki. Umyj matrycę, pobierając 0,1% TFA w wodzie do końcówki. Powtórz proces trzy razy.
    3. Powoli załaduj zakwaszoną próbkę do końcówki (powtórz ten krok trzy razy).
    4. Umyć matrycę C18 trzykrotnie 20 μl 0,1% TFA w wodzie i wylać roztwór myjący.
    5. Eluować peptydy z końcówki pipety, wielokrotnie (3 razy) pobierając 20 μl 70% ACN/0,1% TFA i zebrać ten roztwór elucyjny do osobnej probówki.
    6. Połączyć eluaty z próbki i wysuszyć je w wirówce próżniowej.

4. Analiza proteomu

UWAGA: Analiza proteomu jest wykonywana na hybrydowym dwuciśnieniowym liniowym spektrometrze masowym pułapki jonowej/orbitrapu, wyposażonym w ultra HPLC. HPLC składa się z chłodzonego automatycznego podajnika próbek z pętlą wtryskową o pojemności 20 μl, binarnej pompy ładującej (zakres przepływu μl), binarnej pompy rozdzielającej przepływ nano, grzałki kolumnowej z dwoma mikrozaworami przełączającymi i odgazowywaczem. Próbki są najpierw poddawane kolumnie wychwytującej (np. 100 μm x 2 cm) przy natężeniu przepływu 7 μl/min, a następnie rozdzielane na kolumnie (np. 75 μm x 25 cm) przy 250 nl/min. Wylot kolumny separacyjnej jest bezpośrednio sprzężony z powlekaną końcówką emitera Pico umieszczoną w interfejsie nano-sprayu przy źródle jonizacji spektrometru mas.

  1. Chromatografia nanocieczowa i tandemowa spektrometria mas
    1. Próbki peptydów rozpuścić w 12 μl 2% ACN/0,1% TFA przez co najmniej 30 minut. Odwirować przez 15 sekund i przenieść 11 μl supernatantu do fiolki z automatycznym samplerem (stożkowe, o zmniejszonej średnicy).
    2. Ustaw zautomatyzowany reżim nakładania próbek, rozdzielania chromatograficznego i tandemowej spektrometrii mas w oprogramowaniu sterującym (np. Xcalibur) w następujący sposób.
      1. Użyj następujących parametrów dla temperatury: Automatyczny podajnik próbek: 5 °C; Piec kolumnowy: 45 °C.
      2. Do wstrzykiwań należy użyć następujących składników: Objętość: 10 μl; Natężenie przepływu: 7 μl/min (2% ACN, 0,1% TFA); Czas : 8 min; Ustawienie zaworu: kolumna syfonu - odpad; Masowe pozyskiwanie specyfikacji: wyłączone.
      3. Do separacji należy użyć następujących elementów: Natężenie przepływu: 250 nl/min Ustawienie zaworu: kolumna separująca kolumnę pułapki; akwizycja specyfikacji masy: wł.
        0 min - 100 min: 2% ACN, 0,1% kwas mrówkowy - 40% ACN, 0,1% kwas mrówkowy
        100 min - 105 min: 40% ACN, 0,1% kwas mrówkowy - 95% ACN, 0,1% kwas mrówkowy
        105 min - 109 min: 95% ACN, 0,1% kwas mrówkowy
        109 min - 120 min: 2% ACN, 0,1% kwas mrówkowy
      4. Dla ustawień spektrometrii mas należy użyć następujących parametrów: Pełny MS: FTMS; rozdzielczość 60 000; zakres m/z 400 - 2 000; MS/MS: Liniowa pułapka jonowa; minimalny próg sygnału 500; szerokość izolacji 2 Da; dynamiczne ustawienie czasu wykluczenia 30 sek.; pojedynczo naładowane jony są wyłączone z selekcji; Znormalizowana energia zderzenia jest ustawiona na 35%, a czas aktywacji na 10 ms.
        UWAGA: Po pełnym skanowaniu MS następuje do 15 przebiegów LTQ MS/MS przy użyciu dysocjacji wywołanej kolizją (CID) najliczniej wykrywanych jonów peptydowych.
    3. Uruchom trzy repliki techniczne dla wszystkich próbek.
  2. Identyfikacja białek i kwantyfikacja bez znakowania
    1. Przetwarzaj surowe dane ze spektrometrii mas w kierunku identyfikacji białek i kwantyfikacji bez znaczników przy użyciu komercyjnego pakietu oprogramowania (np. PEAKS Studio). W przeciwieństwie do większości innych pakietów oprogramowania proteomowego, to konkretne oprogramowanie wykorzystuje algorytm sekwencjonowania de novo przed dopasowaniem bazy danych białek. Jednak ten krok można łatwo zastąpić innymi popularnymi pakietami oprogramowania.
    2. Użyj podstawowych ustawień wymienionych w Tabeli 2.
  3. Fosfoproteomika
    UWAGA: Wydajna i niezawodna akwizycja fosfopeptydów wymaga kilku istotnych zmian w konfiguracji przepływu pracy proteomicznej.
    1. Po wzbogaceniu fosfopeptydami nigdy nie susz całkowicie próbek. Próbki należy zawsze przechowywać rozpuszczone.
      UWAGA: Wiązanie fosforylowane treoniny lub seryny jest bardzo delikatne. Podczas fragmentacji wywołanej zderzeniem w pułapce jonowej powoduje to neutralną utratę fosforanu. Zapobiega to dalszej fragmentacji peptydu, który z kolei jest wymagany do identyfikacji. Dozwolona aktywacja szerokopasmowa w układzie spektrometrii mas pozwala na fragmentację fosfopeptydów nawet po obojętnej utracie grupy fosforanowej. Wykonuje on oszczędzający czas "pseudo-MS3". Oznaczanie fosfomiejsc w danych MS/MS wymaga szczególnej weryfikacji i oceny i może być przeprowadzone za pomocą phosphoRS 3.0.

5. Bioinformatyka - Meta-Analiza

UWAGA: Przed wykonaniem adnotacji funkcjonalnej i analizy sieciowej listy białek muszą zostać wstępnie przetworzone. Najpierw połącz listy regulowanych białek i fosfopeptydów dla każdego regionu mózgu z osobna. Następnie usuń wszystkie zduplikowane identyfikatory UniProt-ID dla każdej frakcji, aby zapobiec błędnej interpretacji.

  1. Analiza wzbogacenia pojedynczego za pomocą GeneCodis 17
    1. Otwórz narzędzie internetowe GeneCodis (http://genecodis.cnb.csic.es)
    2. Wybierz "Mus musculus" jako organizm i "GO Biological Process" jako adnotację.
    3. Wklej listę identyfikatorów UniProt określonej frakcji. Prześlij i poczekaj, aż analiza zostanie wykonana. Kliknij na "Singular Enrichment Analysis of GO Biological Process" i zobacz wyniki.
    4. Powtórzyć krok 5.1.3 dla pozostałych trzech frakcji.
    5. Aby zobaczyć wszelkie duplikaty i przecięcia między listami wyników, użyj języka skryptowego, takiego jak Perl lub Python, aby przefiltrować potrzebne dane. Podobnymi narzędziami do analizy wzbogacania pojedynczych jednostek są DAVID (https://david.ncifcrf.gov/) i Cytoscape (http://www.cytoscape.org/) z wtyczkami BiNGO (http://apps.cytoscape.org/apps/bingo) i ClueGO (http://apps.cytoscape.org/apps/cluego).
  2. Generowanie wykresu opartego na sile na podstawie danych GeneCodis za pomocą Gephi (https://gephi.org/)
    UWAGA: Dane do wykresów muszą być dostarczone przez użytkownika w formacie wykresu (.gexf, .graphml, .dot, .gv, .gml) lub wprowadzone ręcznie.
    1. Generowanie węzłów wykresu
      1. Ręcznie: Otwórz Gephi i kliknij "Laboratorium danych". Utwórz węzły. Kliknij "Węzły" po lewej stronie, aby przejść do tabeli "Węzły". Kliknij "Dodaj węzeł". Wprowadź nazwę terminu. Kliknij "OK"/naciśnij Enter.
      2. Alternatywnie: Zapisz wynik GeneCodis na komputerze. Otwórz .txt za pomocą programu do obsługi arkuszy kalkulacyjnych. Usuń wszystkie wiersze z wyjątkiem "Item_Details" (nazwy terminów). Zmień nagłówek "Item_Details" na "Etykieta". Zapisz arkusz kalkulacyjny jako ".csv". Teraz w Gephi kliknij "Importuj arkusz kalkulacyjny". Wybierz arkusz kalkulacyjny z przeglądarki plików Gephi. Kliknij "Dalej". Kliknij "Zakończ".
    2. Łączenie węzłów za pomocą krawędzi.
      1. Kliknij "Krawędzie" po lewej stronie, aby przejść do tabeli "Krawędzie". Dla każdego węzła (terminu): wyszukaj nazwy genów w innych terminach. Jeśli jeden lub więcej genów jest wspólnych -> utwórz krawędź.
      2. Kliknij "Dodaj krawędź". Wybierz "Nieskierowany". Wybierz węzeł źródłowy i docelowy z list rozwijanych. Kliknij "OK"/naciśnij Enter. Jeśli wspólny jest więcej niż jeden gen, wprowadź obfitość w polu "Waga" (tabela).
    3. Wymuszony układ graficzny.
      1. Otwórz plik danych wykresu, ustaw typ wykresu na "nieskierowany" lub użyj danych wprowadzonych ręcznie, kliknij "Przegląd", jeśli nie jest jeszcze wybrany.
      2. Zmień rozmiar węzłów w zależności od obfitości wzajemnych połączeń. Kliknij Statystyki, uruchom "Średni stopień" (nieważone krawędzie) lub "Średni stopień ważony" (ważone krawędzie) w sekcji "Przegląd sieci". W "Wyglądzie" kliknij "Węzły", a następnie przycisk Rozmiar, a następnie wybierz "Atrybuty" i ustaw parametr Atrybuty na "Średni stopień ważony" lub "Średni stopień". Kliknij przycisk Zastosuj.
      3. Na koniec: Wybierz "Force Atlas" w "Układzie" i uruchom; zmień "Siłę odpychania", jeśli węzły kolidują ze sobą.
    4. Eksportuj do obrazu.
      1. Funkcja zrzutu ekranu: Kliknij "Przegląd", zmień układ wykresu, grubość krawędzi, rozmiar etykiety i skalowanie za pomocą menu na dole okna "Wykres". Kliknij lewy przycisk aparatu i zapisz zdjęcie.
      2. Funkcja eksportu "Podgląd": Kliknij "Podgląd". Zmień ustawienia wstępne na "Domyślne proste". Zmień ustawienia zgodnie z wybranymi preferencjami i kliknij "SVG/PDF/PNG", aby wyeksportować.

Wyniki

Rysunek 1 podsumowuje kompletny schemat ilościowego profilowania proteomu synaptycznego obszarów mózgu myszy po nauce dyskryminacji słuchowej. Proces rozpoczyna się od treningu zwierząt w skrzynce typu shuttle box. W przykładzie przedstawionym na Rysunku 2 myszy zaczęły wykazywać istotną dyskryminację tonów FM w 4tej sesji treningowej, co świadczy o efektywnej nauce. Zwierzęta są uśmiercane w wybranych punktach czasowych w celu wyizolowania obszarów mózgu. Wymagane wzbogacenie w synapsy można uzyskać poprzez przygotowanie synaptosomów lub alternatywnie poprzez przygotowanie frakcji wzbogaconej w PSD, obie metody zostały szczegółowo opisane na Rysunku 3. Metoda wzbogacania w PSD została opracowana dla małych ilości tkanki, np. 1 - 2 skrawków hipokampa z mózgu szczura12, 18. Wymaga ona małych probówek, tłuczków PTFE dopasowanych do tych probówek oraz laboratoryjnej wiertarki do napędzania tłuczka.

Ze względu na specyficzny skład białkowy synaptosomów, zdecydowanie zaleca się przeprowadzanie przygotowania próbek w dwóch różnych, ale uzupełniających się sposóbach. Rusztowania PSD są często białkami o bardzo wysokiej masie cząsteczkowej występującymi w wysokiej stechiometrii. Trawienie w roztworze jest najlepszym sposobem na ich efektywną ekstrakcję, ale może prowadzić do nadmiernego próbkowania generowanej mieszaniny peptydowej. Trawienie w żelu przeprowadzone równolegle na tej samej próbce może wykluczyć te białka o wysokiej masie cząsteczkowej i sprzyjać analizie białek o średniej i niskiej masie cząsteczkowej. Dla kompleksowej analizy zaleca się oba typy trawień proteolitycznych.

Różne ilości tkanek z badanych obszarów mózgu wymagają dostosowania ilości zastosowanego materiału w celu lepszego porównania wyników. spośród czterech badanych obszarów mózgu, kora słuchowa jest zazwyczaj czynnikiem ograniczającym. Materiał ze wszystkich pozostałych obszarów mózgu powinien zostać starannie dostosowany do ilości tkanki kory słuchowej po przygotowaniu synaptosomów lub frakcji wzbogaconych w PSD (patrz 3.1.1.). Typowe masy świeżo przygotowanych obszarów mózgu myszy są następujące: kora słuchowa (AC): ~ 50 mg; hipokamp (HIP): ~ 90 mg; prążkowie (STR): ~ 120 mg oraz kora przedczołowa (FC): ~ 100 mg.

Metoda wzbogacania PSD opisana w sekcji 2.3 pozwoliła na identyfikację około 1500 różnych białek i około 250 różnych fosfopeptydów na obszar mózgu na poziomie pojedynczego zwierzęcia (Tabela 1). Analiza proteomiczna przeprowadzona 24 h po pierwszej sesji treningowej wykazała, że 7,3% zidentyfikowanych białek i 5,8% fosfopeptydów wykazało istotne (p< 0,05) zmiany ilościowe w ich ekspresji synaptycznej w porównaniu z kontrolą naiwną (Tabela 1). Wyraźna tendencja do obniżenia poziomu rusztowań synaptycznych może wskazywać na znaczną reorganizację architektury synaptycznej we wczesnych etapach uczenia się FMTD. Zdecydowana większość regulowanych białek uległa zmianom w sposób specyficzny dla regionu mózgu, podczas gdy tylko 22% okazało się regulowanych w dwóch lub więcej obszarach mózgu. Sześć wybranych przykładów przedstawiono na Rysunku 4.

Metaanaliza złożonych wyników przeprowadzona za pomocą IPA dostarcza dowodów na szczególny udział/manipulację następujących szlaków kanonicznych: „Clathrin-mediated Endocytosis Signaling”, „Axonal Guidance Signaling”, „Calcium Signaling”, „RhoA Signaling”, „Notch Signaling”, „Remodeling of Epithelial Adherens Junctions”, „Glutamate Receptor Signaling”, „GABA Receptor Signaling”, „Dopamine Receptor Signaling” oraz „Synaptic Long-Term Potentiation”.

Pojedyncza analiza wzbogacenia wykazała istotnie nadreprezentowane procesy biologiczne w korze przedczołowej dotyczące transportu białek, adhezji komórkowej, fosforylacji, endocytozy, transportu za pośrednictwem pęcherzyków, rozwoju przedmózgowia oraz aksonogenezy (Rysunek 5). W korze słuchowej zauważalne były procesy biologiczne obejmujące transport jonów, translację, transport mRNA, transport białek oraz uczenie się. Analiza frakcji białkowej hipokampa wykazała istotnie wzbogacone procesy związane z transportem jonów, cyklem komórkowym, translacją, fosforylacją oraz rozwojem układu nerwowego. W prążkowiu stwierdzono nadreprezentowane procesy biologiczne, w tym transport mRNA, transport za pośrednictwem pęcherzyków, aksonogenezę, proteolizę, transport białek oraz endocytozę.

Schemat szkolenia Shuttlebox; wysokorozdzielcza LC MS/MS, metoda wzbogacania fosfopeptydów.
Rysunek 1: Systematyczny schemat podejścia metodologicznego. Ten rysunek schematycznie podsumowuje przebieg wysokorozdzielczego ilościowego profilowania składu białek synaptycznych specyficznych dla obszarów mózgu. Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

Wykres sesji w funkcji odpowiedzi go; dane dotyczące trafień i fałszywych alarmów; analiza eksperymentu behawioralnego.
Rycina 2: Przykład wyników myszy w zadaniu dyskryminacji tonów FM. Zwierzęta wykazują wzrost odsetka trafień (krzywa niebieska) oraz spadek odsetka fałszywych alarmów (krzywa czarna) w miarę kolejnych sesji treningowych. Istotna dyskryminacja występuje od czwartej sesji. Słupki błędów przedstawiają SEM. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat przygotowania synaptosomów; przedstawia etapy wirowania, metodę gradientu sacharozy do izolacji błon.
Rysunek 3: Przygotowanie synaptosomów i frakcji wzbogaconej w PSD. A: Przygotowanie synaptosomów. B: Przygotowanie frakcji wzbogaconej w PSD. Oba schematy wyjaśniają szczegółowy przebieg procesu przygotowania synaptosomów lub alternatywnie frakcji wzbogaconej w PSD z tkanek mózgowych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres słupkowy porównujący poziomy ekspresji białek w różnych obszarach mózgu w analizie eksperymentalnej.
Rycina 4: Wybrane wyniki proteomiki ilościowej. Porównanie względnej synaptycznej obfitości wybranych białek u myszy przeszkolonych w zadaniu FMTD (AV, n= 6) oraz naiwnych myszy kontrolnych (NV, n= 6) 24 h po pierwszej sesji treningowej. Wartości obfitości obliczono jako medianę pól powierzchni pików trzech najbardziej intensywnych peptydów danego białka. Białka o istotnych zmianach obfitości (AV/NV; t-test) są zaznaczone na wykresach: * p< 0.05, ** p< 0.01, *** p< 0.005. Słupki błędów przedstawiają SD. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat sieci procesów biologicznych przedstawiający interakcje białek i szlaki fosforylacji.
Rycina 5: Wizualizacja szlaków biologicznych dla kory przedczołowej wykonana za pomocą GeneCodis/Gephi. Przedstawiono tutaj wyłącznie istotne terminy z bazy danych Gene Ontology (GO) (http://geneontology.org) powiązane z „procesem biologicznym” z minimalną liczbą trzech białek. Węzły reprezentują terminy GO; rozmiar węzła, szerokość linii oraz liczba połączeń danego węzła obrazują liczbę białek, które dzielą ten termin GO z innymi węzłami. Dzięki zastosowaniu metody „Force Atlas” w programie Gephi powiązane węzły grupują się blisko siebie. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Obszar mózguACFC (przepływ cytometryczny)HIPSTR∑
zidentyfikowane białka14351758157215076272
białka regulowane (p<0.05)59130162108459
↑ AV/NV847635123
↓ AV/NV511268673336
zidentyfikowane fosfomotywy1973612732781109
regulowane fosfomotywy (p<0.05)822211465
↑ AV/NV4175935
↓ AV/NV4516530

Tabela 1: Podsumowanie wyniku proteomicznego. Tabela ta podsumowuje reprezentatywny eksperyment proteomiczny przeprowadzony na wyszkolonych myszach (AV, n= 6) 24 h po pierwszej sesji treningowej w porównaniu z ich naiwnymi kontrolami (NV, n= 6). Suma 459 regulowanych białek obejmuje regulacje nakładające się. 283 różne regulacje określono jako specyficzne dla mózgu. Szczegółowo: 57 białek jest regulowanych w dwóch obszarach mózgu, regulacje 18 białek wykryto w trzech obszarach mózgu, a tylko 2 białka są regulowane we wszystkich czterech badanych obszarach mózgu.

Tolerancje błędów
masa prekursora (spektrometria mas z przekształceniem Fouriera)10 ppm
masa jonu fragmentacyjnego (liniowa pułapka jonowa)0,6 Da
Maksymalna liczba pominiętych cięć na peptyd3
Modyfikacje stałe
dla próbek trawionych w żelukarbamidometylowanie cysteiny
dla próbek trawionych w roztworzemetyltiolowanie cysteiny
Modyfikacje zmienneutlenianie metioniny
deamidacja asparaginy i/lub glutaminy
Baza danychUniprot/Sprot
Taksonomiamysz
Statystyczne ustawienia akceptacji identyfikacji
de novo średnia lokalna ufność (ALC) > 50%
Wskaźnik fałszywych odkryć dla peptydów (FDR, na podstawie szacowanej fuzji decoy) < 1% 
Istotność białka (-10logP, na podstawie zmodyfikowanego testu T)> 20 
unikalne peptydy / białko ≥ 1 
Ustawienia kwantyfikacji:
Peptydy wykorzystywane do kwantyfikacji, jeżeli:
Istotność peptydu (-10logP)> 30
Identyfikacja peptydu w  ≥ 50% próbek
Jakość sygnału peptydu>1
Średnia powierzchnia peptydu > 1E5
Tolerancja czasu retencji peptydu < 5 min
Normalizacja według całkowitego prądu jonowego (TIC)

Tabela 2: Parametry identyfikacji białek (krok 4.2.2).

Dyskusja

W badaniu przedstawiono metodologiczny przebieg pracy zoptymalizowany pod kątem dokładnego profilowania ilościowego zmian ekspresji białek synaptycznych podczas uczenia się i konsolidacji pamięci w różnych obszarach mózgu myszy. Konfiguracja daje możliwość badania ekspresji białek na poziomie pojedynczego zwierzęcia, pomimo wymaganego zastosowania co najmniej trzech kontrprób technicznych na próbkę do analizy spektrometrii mas.

Metodologia uwzględnia szczególny skład białkowy pre- i postsynapsy składającej się z białek rusztowania o dużej masie cząsteczkowej, ale także z ważnych białek mediatorowych o średniej lub mniejszej masie cząsteczkowej. Trawienie w roztworze preparatów synaptosomalnych skutkuje wydajnym wytwarzaniem, a tym samym nadreprezentacją peptydów pochodzących z rusztowań. To z kolei może hamować analizę mniejszych lub mniej obfitych białek. Sugerowane przygotowanie frakcji SDS-PAGE z podwielokrotności każdej próbki w połączeniu z równoległą procedurą trawienia w żelu ułatwia analizę białek o średniej i niskiej liczebności i stanowi wysoce zalecaną metodę uzupełniającą. Po oddzielnym zastosowaniu spektrometrii mas wszystkich frakcji pochodzących z próbki (np. trawienie w roztworze, trawienie w żelu, połączone frakcje wzbogacone fosfo) odpowiednie zestawy danych MS/MS mogą być łączone i dalej obliczane w celu identyfikacji i kwantyfikacji białek za pomocą oprogramowania PEAKS lub alternatywnych popularnych pakietów oprogramowania.

Alternatywnie, indywidualne zastosowanie frakcji próbki pochodzących z trawienia w żelu (oddzielnie przetworzone obszary żelu na torze próbki) oraz frakcji wytworzonych z próbki wytrawionej w roztworze (np. metodą chromatografii jonowymiennej) do spektrometrii mas może zwiększyć głębokość analizy. Jednak ten rozszerzony przepływ pracy znacznie wydłuża czas wymagany do akwizycji danych LS-MS/MS. Do wygenerowania szczegółowej sekwencji molekularnej przegrupowań białek synaptycznych podczas uczenia się i tworzenia pamięci wymagany jest określony przebieg profilowania proteomicznego w określonym czasie. Ten kurs czasowy może rozpocząć się natychmiast po lub nawet w trakcie pierwszej sesji treningowej i obejmuje ściśle powiązane ramy czasowe, aż do momentu, gdy wyniki zwierząt osiągną asymptotyczny poziom krzywej uczenia się po ok. 8 - 10 dniach treningu (szczegóły na rysunku 2 ).

Analiza zmian fosforylacji białek synaptycznych wymaga szczególnego skupienia się na wybranych ramach czasowych podczas uczenia się FMTD. Z jednej strony kaskady sygnalizacyjne inicjujące rearanżacje białek synaptycznych, o których wiadomo, że są wywoływane przez fosforylację i defosforylację białek, są oczekiwane na bardzo wczesnych etapach treningu zwierząt. Z drugiej strony, znane są długotrwałe modyfikacje wielu fosforylowanych białek synaptycznych, które regulują łączność i składanie w architekturze synaptycznej19, 20. Te modyfikacje potranslacyjne są oczekiwane nawet w późniejszych punktach konsolidacji pamięci.

Złożone zestawy danych generowane przez ten proteomiczny przepływ pracy wymagają przetwarzania bioinformatycznego w celu zidentyfikowania uczestniczących szlaków molekularnych i kluczowych cząsteczek. Metaanaliza pokazuje znaczące nadreprezentowane ścieżki, które odgrywają rolę w procesach uczenia się i zapamiętywania.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Yvonne Ducho i Kathrin Pohlmann za doskonałą pomoc techniczną. Prace te były wspierane przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 779) oraz przez Krajowy Fundusz Saksonii-Anhalt / Europejski Fundusz Rozwoju Regionalnego (EFRR) za pośrednictwem Centrum Behawioralnych Nauk o Mózgu (CBBS).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3 M Empore Filtr do ekstrakcji do fazy stałej3M Bioanalytical Technologies4245SD7 mm/3 ml
Uznanie PepMap 100Dionex/Thermo Scientific164564100 µ m x 2 cm, C18
Uznanie PepMap 100Dionex/Thermo Scientific16456975 & mikro; m x 25 cm, C18
Kwas octowyCarl Roth GmbH3738.1
Acetonitryl (ACN)Carl Roth GmbHAE70.2
Akrylamid (30%)AppliChemA0951
Wodorowęglan amonu   Fluka9830
Wodorotlenek amonu Fluka 44273
Nadsiarczan amonu  (APS)AppliChemA2941
Biofuge picoHeraeus GmbH75003280
Niebieski R-250 SERVA Electrophoresis GmbH17525
Bromophenol BluePharmacia Biotech17132901
C57BL/6J myszyCharles River 
KantarydynaCarl Roth GmbH3322.1
Probówki wirówkowe do MLS-50Beckman Coulter344057
Probówki wirówkowe do rotora TLA 100.1Beckman Coulter343776
Dithiothreitol (DTT)AppliChemA1101
Wirówka Eppendorf 5417RVWR22636138
Eppendorf A-8-11 wirnikVWR5407000317
Kwas mrówkowyFluka14265
GeneCodishttp://genecodis.cnb.csic.es/
Gephihttps://gephi.org/
GlycerolAppliChemA1123
GlycineAppliChemA1067
HALT Fosfataza Koktajl inhibitorów Pierce /Thermo Scientific78420
Roztwór buforowy HEPES PAA Laboratories GmbHS11-001
Naczynie homogenizacyjne 2 mlSartorius AG854 2252
Kwas solnySigma-AldrichH1758
ImidazolSigma-AldrichI2399
Analiza ścieżki IngenuityJiagen
Jodoacetamid (IAA)Sigma-AldrichI1149
Napęd wiertniczy laboratoryjny   K-ControlTLC 4957                                       Kaltenbach & Vogt GmbH182997
LTQ Tune Plus 2.7.0.1112 SP2Thermo Scientific
LTQ Orbitrap Velos ProThermo Scientific
Rotator rurowy Macs-mixMiltenyi Biotech130-090-753
Magic Scan 4.71UMAX
MetanolCarl Roth GmbHAE71.2
MLS-50 rotorBeckman Coulter367280
Ultrawirówka Optima MAXBeckman Coulter364300
PageRuler Prestained Protein LadderThermo Scientific26616
PEAKS 7.5Bioinformatatic Solutions 
Koktajl inhibitorów fosfatazy 3Sigma-AldrichP0044
PhosphoRS 3.1IMP/IMBA/GMI
PhosSTOPRoche4906845001
Tłok/tłuczek wykonany z PTFESartorius AG854 2651
Homogenizator PotterSSartorius AG853 3024
Inhibitor proteazy kompletna ilośćmini Roche4693159001
Jeden 4.5.1BioRad
RapiGestWaters186002122
Shuttlebox Coulbourne Instruments
Dodecylosiarczan sodu (SDS)AppliChemA1112
Molibdenian soduCarl Roth GmbH274.2
Sód dwuwodny winianSigma-Aldrich228729
SONOREX RK 156 Kąpiel ultradźwiękowaBANDELIN electronic GmbH & Co. KG305
Komora dźwiękoszczelnaAkustyka przemysłowa Firma
SucroseCarl Roth GmbH4621.2
Tetrametyloetylen-1,2-diamina (TEMED)Sigma-AldrichT9281
Thermomixer basicCallMedia111000
Titansphere TiO 5µ mGL Sciences Inc. Japonia502075000
Rotor TLA 100.1Beckman Coulter343840
Kwas trifluorooctowy  (Umowa o partnerstwie poufnym)Sigma-AldrichT6508
Tris ( hydroksymetylo)aminometan (TRIS)AppliChemA1086
Triton X-100Sigma-AldrichT8532
Trypsin GoldPromegaV5280
Ultimate 3000 Ultra HPLC Dionex/Thermo Scientific
Ultrawirówkarurka Beckman Coulter343776
Aspirator z chłodzeniem Unijet IIUniequip Laborgerä te- und Vertriebs GmbH
Wirówka koncentratorowa UNIVAPO 100 H Uniequip Laborgerä te- und Vertriebs GmbH
MocznikAppliChemA1049
Woda (wysokiej jakości oczyszczona)Rezystywność: > 18,2 MΩ*cm przy 25 stopniach; C  Pirogeni: < 0,02 EU/ml                              Spis treści: < 10 ppb
Xcalibur 3.0.63Thermo Scientific
ZipTipC18 Końcówki do pipetMILLIPOREZTC18S960

Bibliografia

  1. Lamprecht, R., LeDoux, J. Structural plasticity and memory. Nat Rev Neurosci. 5 (1), 45-54 (2004).
  2. Bingol, B., Schuman, E. M. Synaptic protein degradation by the ubiquitin proteasome system. Curr Opin Neurobiol. 15 (5), 536-541 (2005).
  3. Richter, J. D., Klann, E. Making synaptic plasticity and memory last: mechanisms of translational regulation. Genes Dev. 23 (1), 1-11 (2009).
  4. Rosenberg, T., et al. The roles of protein expression in synaptic plasticity and memory consolidation. Front Mol Neurosci. 7, 86(2014).
  5. Scheich, H., et al. Behavioral semantics of learning and crossmodal processing in auditory cortex: the semantic processor concept. Hear Res. 271 (1-2), 3-15 (2011).
  6. Kähne, T., et al. Synaptic proteome changes in mouse brain regions upon auditory discrimination learning. Proteomics. 12 (15-16), 2433-2444 (2012).
  7. Reichenbach, N., et al. Differential effects of dopamine signalling on long-term memory formation and consolidation in rodent brain. Proteome Sci. 13, 13(2015).
  8. Kähne, T., et al. Proteome rearrangements after auditory learning: high-resolution profiling of synapse-enriched protein fractions from mouse brain. J Neurochem. , (2016).
  9. Li, K., et al. Organelle proteomics of rat synaptic proteins: correlation-profiling by isotope-coded affinity tagging in conjunction with liquid chromatography-tandem mass spectrometry to reveal post-synaptic density specific proteins. J Proteome Res. 4 (3), 725-733 (2005).
  10. Carlin, R. K., Grab, D. J., Cohen, R. S., Siekevitz, P. Isolation and characterization of postsynaptic densities from various brain regions: enrichment of different types of postsynaptic densities. J Cell Biol. 86 (3), 831-845 (1980).
  11. Smalla, K. H., Klemmer, P., Wyneken, U. The Cytoskeleton - Imaging, Isolation, and Interaction. Dermietzel, R. , Humana Press. 265-282 (2012).
  12. Smalla, K. H., et al. The synaptic glycoprotein neuroplastin is involved in long-term potentiation at hippocampal CA1 synapses. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (8), 4327-4332 (2000).
  13. Shapiro, A. L., Vinuela, E., Maizel, J. V. Molecular weight estimation of polypeptide chains by electrophoresis in SDS-polyacrylamide gels. Biochem Biophys Res Commun. 28 (5), 815-820 (1967).
  14. Laemmli, U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227 (5259), 680-685 (1970).
  15. Shevchenko, A., Wilm, M., Vorm, O., Mann, M. Mass spectrometric sequencing of proteins silver-stained polyacrylamide gels. Anal Chem. 68 (5), 850-858 (1996).
  16. Thingholm, T. E., Larsen, M. R., Ingrell, C. R., Kassem, M., Jensen, O. N. TiO(2)-based phosphoproteomic analysis of the plasma membrane and the effects of phosphatase inhibitor treatment. J Proteome Res. 7 (8), 3304-3313 (2008).
  17. Carmona-Saez, P., Chagoyen, M., Tirado, F., Carazo, J. M., Pascual-Montano, A. GENECODIS: a web-based tool for finding significant concurrent annotations in gene lists. Genome Biol. 8 (1), 3(2007).
  18. Bonn, S., Seeburg, P. H., Schwarz, M. K. Combinatorial expression of alpha- and gamma-protocadherins alters their presenilin-dependent processing. Mol Cell Biol. 27 (11), 4121-4132 (2007).
  19. Tweedie-Cullen, R. Y., Reck, J. M., Mansuy, I. M. Comprehensive mapping of post-translational modifications on synaptic, nuclear, and histone proteins in the adult mouse brain. J Proteome Res. 8 (11), 4966-4982 (2009).
  20. Li, L., et al. The differential hippocampal phosphoproteome of Apodemus sylvaticus paralleling spatial memory retrieval in the Barnes maze. Behav Brain Res. 264, 126-134 (2014).

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Wzbogacanie synaptosomówanaliza obszarów mózgutrawienie 1D SDS-PAGEwzbogacanie fosfopeptydówkwantyfikacja bez użycia znacznikówanaliza spektrometrią masprzetwarzanie bioinformatycznedysekcja kory mózgowej
Ilościowe profilowanie proteomu synaptycznego w wysokiej rozdzielczości regionów mózgu myszy po uczeniu się dyskryminacji słuchowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.