Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

In vivo (in vivo) Badanie przeciwdrobnoustrojowej terapii światłem niebieskim w wielolekoopornych zakażeniach oparzeniami Acinetobacter baumannii przy użyciu obrazowania bioluminescencyjnego

8.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54997

⸱

28 kwietnia 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Wellman Center for Photomedicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Medical Oncology, Beijing Institute of Translational Medicine, Chinese Academy of Sciences, 3Cancer Center, Aviation General Hospital, Beijing, 4Infectious Disease Service, Brooke Army Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Infekcje wywołane przez wielolekooporne (MDR) szczepy bakteryjne stały się poważnym zagrożeniem dla zdrowia publicznego, co spowodowało konieczność opracowania alternatywnych metod leczenia. Przedstawiamy protokół oceny skuteczności terapii przeciwdrobnoustrojowym światłem niebieskim (aBL) w zakażeniach MDR Acinetobacter baumannii w oparzeniach myszy za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego.

Streszczenie

Infekcje oparzeniowe nadal są ważną przyczyną zachorowalności i śmiertelności. Coraz częstsze pojawianie się bakterii wielolekoopornych (MDR) doprowadziło do częstych niepowodzeń tradycyjnych antybiotyków. Pilnie potrzebne są alternatywne terapie w walce z bakteriami MDR.

Innowacyjne podejście nieantybiotykowe, przeciwbakteryjne niebieskie światło (aBL), wykazało obiecującą skuteczność przeciwko infekcjom MDR. Mechanizm działania aBL nie jest jeszcze dobrze poznany. Powszechnie przypuszcza się, że naturalnie występujące endogenne chromofory fotouczulające w bakteriach (np. porfiryny bez żelaza, flawiny itp.) są wzbudzane przez aBL, który z kolei wytwarza cytotoksyczne reaktywne formy tlenu (ROS) w procesie fotochemicznym.

W przeciwieństwie do innego podejścia przeciwbakteryjnego opartego na świetle, przeciwbakteryjnej terapii fotodynamicznej (aPDT), terapia aBL nie wymaga udziału egzogennego fotosensybilizatora. Wszystko, czego potrzeba, aby zadziałało, to naświetlanie światłem niebieskim; Dlatego jest prosty i niedrogi. Receptory aBL są endogennymi fotouczulaczami komórkowymi w bakteriach, a nie DNA. W związku z tym uważa się, że aBL jest znacznie mniej genotoksyczny dla komórek gospodarza niż promieniowanie ultrafioletowe C (UVC), które bezpośrednio powoduje uszkodzenie DNA w komórkach gospodarza.

W tym artykule prezentujemy protokół oceny skuteczności terapii aBL w przypadku infekcji MDR Acinetobacter baumannii w mysim modelu oparzeń. Korzystając ze zmodyfikowanego szczepu bioluminescencyjnego, byliśmy w stanie nieinwazyjnie monitorować zakres infekcji w czasie rzeczywistym u żywych zwierząt. Technika ta jest również skutecznym narzędziem do monitorowania przestrzennego rozkładu zakażeń u zwierząt.

Wprowadzenie

Infekcje oparzeniowe, które są często zgłaszane z powodu urazów termicznych skóry, nadal są ważną przyczyną zachorowalności i śmiertelności1. Leczenie zakażeń oparzeniami zostało dodatkowo utrudnione przez coraz częstsze pojawianie się szczepów bakteryjnych wielolekoopornych (MDR)2 z powodu masowego stosowania antybiotyków. Jedną z ważnych bakterii Gram-ujemnych MDR jest Acinetobacter baumannii, o której wiadomo, że jest związana z niedawnymi ranami bitewnymi i jest oporna na prawie wszystkie dostępne antybiotyki3. Obecność biofilmów w uszkodzonych ogniskach została zgłoszona4,5 i uważa się, że zaostrza tolerancję na antybiotyki i obronę gospodarza6,7, powodując uporczywe infekcje8,9. W związku z tym istnieje pilna potrzeba opracowania alternatywnych metod leczenia. W niedawno ogłoszonej Narodowej Strategii Zwalczania Bakterii Opornych na Antybiotyki, rozwój alternatywnych metod leczenia antybiotyków został odnotowany jako działanie rządu Stanów Zjednoczonych10.

Metody przeciwbakteryjne oparte na świetle, jak wskazuje nazwa, wymagają lekkiego napromieniowania z innymi środkami lub bez nich. Podejścia te obejmują przeciwdrobnoustrojową terapię fotodynamiczną (aPDT), naświetlanie ultrafioletem C (UVC) i przeciwdrobnoustrojowe światło niebieskie (aBL). W poprzednich badaniach wykazały obiecującą skuteczność w zabijaniu szczepów bakterii MDR11,12,13. Spośród trzech podejść opartych na świetle, aBL przyciąga w ostatnich latach coraz większą uwagę ze względu na swoje wewnętrzne właściwości przeciwbakteryjne bez użycia fotouczulaczy14. W porównaniu do aPDT, aBL polega tylko na użyciu światła, podczas gdy aPDT wymaga połączenia światła i fotouczulacza. Dlatego aBL jest prosty i niedrogi14. W porównaniu do UVC, uważa się, że aBL jest znacznie mniej cytotoksyczny i genotoksyczny dla komórek gospodarza15.

Celem tego protokołu jest zbadanie skuteczności aBL w leczeniu infekcji oparzeń wywołanych przez MDR A. baumannii w modelu mysim. Wykorzystujemy bioluminescencyjne bakterie chorobotwórcze do opracowania nowych mysich modeli zakażeń oparzeniami, które umożliwiają nieinwazyjne monitorowanie obciążenia bakteryjnego w czasie rzeczywistym. W porównaniu z tradycyjną metodą pobierania próbek płynów ustrojowych/tkanek, a następnie posiewu i liczenia kolonii16, ta technika zapewnia dokładne wyniki. Proces pobierania próbek tkanek może stanowić kolejne źródło błędu doświadczalnego. Ponieważ intensywność luminescencji bakterii jest liniowo proporcjonalna do odpowiadającej jej bakteryjnej CFU17, możemy bezpośrednio zmierzyć przeżywalność bakterii po określonej dawce promieniowania świetlnego. Monitorując obciążenie bakteryjne u żywych zwierząt otrzymujących leczenie światłem w czasie rzeczywistym, kinetykę zabijania bakterii można scharakteryzować przy użyciu znacznie zmniejszonej liczby myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie kultury bakteryjnej

  1. Dodaj 7,5 ml pożywki do naparu z sercem (BHI) do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml. Umieścić komórki A. baumannii w pożywce BHI, a następnie inkubować kulturę A. baumannii w inkubatorze orbitalnym (37 °C) przez 18 godzin.
  2. Odwirować hodowlę komórek o masie 3 500 × g przez 5 minut, usunąć supernatant i przemyć granulki w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS).
  3. Ponownie zawiesić granulki bakterii w świeżym PBS i dokładnie odpipetować zawiesinę.
  4. Zebrać 100 μl zawiesiny bakteryjnej i rozcieńczyć w stosunku 1:10 przy użyciu świeżego PBS.
  5. Przenieść rozcieńczenie do półmikrokuwety o pojemności 1,5 ml i zmierzyć gęstość optyczną (OD) przy długości fali 600 nm (OD600 nm).
  6. Obliczyć OD600 nm pierwotnej (nierozcieńczonej) zawiesiny w PBS zgodnie ze zmierzoną wartością OD600 nm rozcieńczenia i współczynnikiem rozcieńczenia (10).
  7. Dostosuj oryginalną zawiesinę w PBS do OD600-nm = 0,6 (co odpowiada gęstości komórek 10-8 jtk/ml).

2. Mysi model zakażenia oparzeniami wywołanymi przez bioluminescencyjny A. baumannii powiedział:

  1. Należy użyć dorosłych samic myszy BALB/c w wieku 7-8 tygodni i o wadze 17-19 g. Pozwól myszom zaaklimatyzować się do warunków laboratoryjnych przez co najmniej 3 dni przed rozpoczęciem eksperymentu. Utrzymuj myszy w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w temperaturze pokojowej 21 °C i podawaj im jedzenie i wodę ad libitum.
  2. Znieczulić myszy wstrzyknięciem dootrzewnowym koktajlu ketaminowo-ksylazynowego (100 mg/kg - 20 mg/kg). Delikatnie dotknij palpebry każdej myszy bawełnianym wacikiem; Brak odruchu powiekowego sugeruje odpowiednią głębokość znieczulenia. Pokryj oczy myszy maścią weterynaryjną, aby zapobiec wysuszeniu oczu podczas znieczulenia.
  3. Ogol myszy z tyłu, aby odsłonić jak najwięcej skóry, używając maszynki do strzyżenia włosów z 50 ostrzami.
  4. Umieść pokrywkę szalki Petriego o średnicy 35 mm pod odwłokami myszy, aby utrzymać ich grzbiety w stosunkowo poziomej pozycji.
  5. Zagotuj wodę w zlewce o pojemności 250 ml (wypełnionej w 80%) za pomocą płyty grzejnej 10" x 10", 220 VAC. Zanurz mosiężny blok (o przekroju 1 cm x 1 cm) w zlewce, aż do osiągnięcia równowagi termicznej z wodą. Równowaga termiczna trwa zwykle <5 minuty i jest wskazywana przez ponowne zagotowanie wody w zlewce.
  6. Przed powstaniem oparzenia należy podać zapobiegawcze leki przeciwbólowe (wstrzyknięcie podskórne 0,1 mg/kg buprenorfiny) w celu złagodzenia bólu.
  7. Dziesięć minut po zapobiegawczych lekach przeciwbólowych delikatnie dociśnij rozgrzany mosiężny klocek do ogolonego obszaru z tyłu myszy przez 7 sekund, aby wywołać rany oparzeniowe.
    UWAGA: Aby uniknąć obrażeń termicznych personelu pracującego, podczas wykonywania procedury spalania należy nosić rękawice odporne na wysoką temperaturę.
  8. Podawać 0,5 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej we wstrzyknięciu podskórnym, aby zapobiec odwodnieniu.
  9. Pięć minut po indukcji urazu termicznego zaszczepić 50 μl zawiesiny bakteryjnej zawierającej 5 x 106 CFU w PBS na oparzenia myszy za pomocą pipety. Przesuwając sterylny wacik ruchem zygzakowatym po skórze, rozsmaruj porcje na oparzeniach, aby jak najbardziej równomiernie rozprowadzić komórki bakteryjne w oparzonym obszarze.
  10. Bezpośrednio po zaszczepieniu bakteryjnym należy wykonać obrazowanie bioluminescencyjne zakażonych oparzeń, zgodnie z opisem w punkcie 4.
  11. Umieść myszy na łóżku chirurgicznym ogrzewanym wodą (37 °C, obszar rekonwalescencji), aż myszy całkowicie wyzdrowieją ze znieczulenia. Trzymaj myszy z maksymalną liczbą 5 na klatkę w pomieszczeniu dla zwierząt na poziomie bezpieczeństwa biologicznego 2.
  12. Podawać leki przeciwbólowe (wstrzyknięcie podskórne 0,1 mg/kg buprenorfiny) dwa razy dziennie przez pierwsze trzy dni po oparzeniu.

3. Przeciwbakteryjna terapia światłem niebieskim w przypadku infekcji A. baumannii u myszy

  1. Terapię aBL należy rozpocząć po 24 godzinach od inokulacji bakteryjnej.
  2. Do naświetlania aBL należy użyć diody elektroluminescencyjnej (LED) o szczytowej emisji 415 nm. Zamontuj diodę LED na radiatorze, aby zapobiec efektom termicznym na napromieniowany obszar u myszy18. Przymocuj diodę LED do wspornika optycznego za pomocą złączy zaciskowych, aby umożliwić poruszanie się diody LED w górę iw dół.
  3. Włącz miernik mocy/energii i naciśnij przycisk długości fali, aby wybrać 415 nm. Zresetuj miernik mocy/energii, aby odjąć tło (światło otoczenia).
  4. Umieść miernik mocy/energii bezpośrednio pod diodą LED. Nosić okulary chroniące przed niebieskim światłem. Włącz światło LED i wyreguluj odległość między otworem LED (soczewką, która skupia światło z diody LED) a czujnikiem światła (o średnicy 2 cm) miernika mocy/energii tak, aby plamka świetlna obejmowała cały obszar czujnika światła.
  5. Ostrożnie dostrój sterownik LED i zapisz odczyt licznika mocy/energii. Oblicz natężenie promieniowania zgodnie z odczytem: Natężenie promieniowania = Odczyt (W)/Powierzchnia (cm2). Dostosuj natężenie promieniowania diody LED do 100 mW/cm2, dostrajając sterownik LED.
  6. Wyłącz diodę LED. Zmierz odległość między otworem LED a czujnikiem światła miernika mocy/energii.
  7. Znieczulić myszy wstrzyknięciem dootrzewnowym koktajlu ketaminowo-ksylazynowego (100 mg/kg - 20 mg/kg). Brak odruchu powiekowego sugeruje odpowiednią głębokość znieczulenia.
  8. Losowo podziel myszy na grupę leczoną aBL (n = 10) i nieleczoną grupę kontrolną (n = 10).
  9. W przypadku grupy leczonej aBL przykryj oczy myszy folią aluminiową, aby uniknąć nadmiernej ekspozycji na światło. Umieść oparzenia myszy bezpośrednio pod diodą LED, z pokrywką 35-milimetrowej szalki Petriego pod brzuchem myszy, aby utrzymać plecy w pozycji poziomej.
  10. Zastąp miernik mocy/energii wymieniony w kroku 3.5 myszą na kwadratowej szalce Petriego. Dostosuj wysokość myszy z powrotem do pozycji, w której odległość między otworem LED a powierzchnią oparzenia myszy jest równa odległości między przysłoną LED a poziomem czujnika światła miernika mocy/energii (jak omówiono w kroku 3.5).
  11. Napromieniować zakażone oparzenia natężeniem promieniowania 100 mW/cm2. Podawanie aBL w dawkach 72 J/cm2 aż do osiągnięcia całkowitej dawki 360 J/cm2 (np. 0, 72, 144, 216, 288 i 360 J/cm2). Po każdej dawce światła należy wykonać obrazowanie bioluminescencyjne dla myszy, jak omówiono w sekcji 4.
  12. W przypadku nieleczonej grupy kontrolnej należy wykonać obrazowanie bioluminescencyjne oparzeń myszy, jak omówiono w punkcie 4, w tych samych odstępach czasu, co w grupie leczonej aBL.
  13. Przed wyzdrowieniem myszy należy umieścić je na łóżku chirurgicznym ogrzewanym wodą, aby zapobiec utracie ciepła i hipotermii. Obserwuj aktywność i odruch powiekowy myszy aż do wyzdrowienia. Po wyzdrowieniu myszy trzymaj je w 2-3 w klatce.
  14. Po terapii aBL należy wykonywać obrazowanie bioluminescencyjne, jak opisano w punkcie 4, codziennie przez pierwsze 3 dni, a następnie co drugi dzień w celu monitorowania czasowego obciążenia biologicznego infekcji u myszy.

4. Obrazowanie bioluminescencyjne infekcji u myszy

  1. Zobrazuj myszy za pomocą systemu obrazowania przy słabym oświetleniu, który obejmuje kamerę urządzenia ze wzmocnionym ładunkiem, kontroler kamery, komorę próbki i procesor obrazu19.
  2. Znieczulić myszy wstrzyknięciem dootrzewnowym koktajlu ketaminowo-ksylazynowego (100 mg/kg - 20 mg/kg). Delikatnie dotknij powiekowej części myszy bawełnianym wacikiem; Brak odruchu powiekowego sugeruje odpowiednią głębokość znieczulenia.
  3. Uruchom oprogramowanie do obrazowania na żywo. W wyświetlonym panelu sterowania kliknij przycisk Zainicjuj. Poczekaj, aż kolor pola Temperatura zmieni kolor na zielony, wskazując, że temperatura stolika w komorze próbki osiągnęła 37 °C.
  4. Umieścić myszy na stoliku (37 °C) w komorze na próbki systemu obrazowania, z zakażonymi oparzeniami bezpośrednio pod kamerą.
    UWAGA: Bioluminescencja bakterii może się zmniejszyć, gdy oparzenia wyschną. Dlatego zaleca się nawilżenie oparzeń myszy PBS przed obrazowaniem.
  5. Na panelu sterowania zaznacz opcję "Luminescencja". Wybierz opcję "Automatyczna ekspozycja", aby czas ekspozycji do obrazowania był optymalizowany przez oprogramowanie do obrazowania na żywo w oparciu o intensywność bioluminescencji.
  6. Wybierz "C" z listy rozwijanej "Pole widzenia". Wybierz opcję "Skanuj w średnim zakresie", aby oprogramowanie określiło odległość ogniskową. Umieść znacznik wyboru obok opcji Nakładka.
  7. Kliknij "Pobierz", aby przechwycić obraz. W polu "Edytuj etykietę obrazu" kliknij "OK; ", pojawi się "Okno obrazu" i "Paleta opłat".
  8. Ustaw parametry automatycznego zwrotu z inwestycji dla automatycznego wyboru.
  9. Określ ilościowo intensywność bioluminescencji jako względne jednostki luminescencji (RLU) i wyświetl bioluminescencję w skali fałszywych kolorów w zakresie od różowego (najbardziej intensywne) do niebieskiego (najmniej intensywne)19,20.
  10. Oblicz frakcję przeżywalności bakterii w oparzeniach myszy w różnych punktach czasowych na podstawie analizy intensywności bioluminescencji. Frakcja przeżywalności bakterii w danym punkcie czasowym = intensywność bioluminescencji zmierzona w tym punkcie czasowym / intensywność bioluminescencji zmierzona tuż przed ekspozycją na aBL17.

5. Eutanazja myszy

  1. Punkty końcowe eksperymentu są następujące: (a) ustąpienie infekcji potwierdzone utratą bioluminescencji określoną za pomocą obrazowania; b) występowanie systematycznych zakażeń wskazujących na rozprzestrzenianie się bioluminescencji poza spalony obszar; c) utrata ≥15% masy ciała w porównaniu z normalnymi myszami w tym samym wieku lub cierpienie z powodu bólu i dystresu, na co wskazuje brak reakcji na stymulację manualną, bezruch, niezdolność do jedzenia lub picia. W trakcie badania, jeśli spotkamy się z sytuacją, w której nie jesteśmy pewni, czy mysz w pełni osiągnęła stan agonalny, zgodnie z naszą definicją, i/lub nie jesteśmy pewni, czy musimy ją poddać eutanazji, skontaktujemy się z personelem weterynaryjnym CCM w celu ustalenia planu działania; (d) w przeciwnym razie myszy zostaną poddane eutanazji 30 dni po rozpoczęciu badania.
  2. Przenieś myszy do zamkniętych klatek przeznaczonych specjalnie do eutanazji i poddaj je eutanazji, dostarczając sprężony dwutlenek węgla (CO2) do klatek.
    1. Otwórz zbiornik CO2 lub regulator zaworu, aby zainicjować przepływ gazu. Sprawdź, czy regulator odczytuje prawidłowe psi (funty na cal kwadratowy) na podstawie instrukcji zamieszczonych przez urządzenie i w razie potrzeby dostosuj regulator do prawidłowego psi, zwykle nie wyższego niż 5 psi.
    2. Napełniaj powoli. Natężenie przepływu powinno wypierać nie więcej niż 30% objętości komory/klatki na minutę (dla typowej klatki dla myszy ~2 l/min; dla klatki dla szczurów ~7,5 l/min).
    3. Odczekaj około 3-5 minut, aż zwierzę przestanie się poruszać lub oddychać; oczy powinny być nieruchome i rozszerzone. Wyłączyć zbiornik CO2 lub zawór regulacyjny, aby zatrzymać przepływ CO2 .
    4. Upewnij się, że serce nie bije, wyczuwając klatkę piersiową między kciukiem a palcem wskazującym. Upewnij się, że nie ma odruchu mrugania, dotykając gałki ocznej.
      1. Jeśli wystąpi odruch bicia serca lub mrugania, powtórz proces eutanazji lub użyj nożyczek, aby otworzyć jamę klatki piersiowej, aby wytworzyć odmę opłucnową (zwierzę musi nie reagować na szczypanie palca u nogi przed wykonaniem tej procedury).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Użyty przez nas szczep A. baumannii jest klinicznym izolatem MDR, co zgłoszono wcześniej12,17. Szczep bakteryjny uzyskano w formie bioluminescencyjnej poprzez transfekcję operonu luxCDABE11. Rysunek 1A przedstawia kolejne obrazy luminescencji bakteryjnej z reprezentatywnego oparzenia myszy zainfekowanego 5 x 106 A. baumannii i poddanego pojedynczej eksp...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

aBL to nowatorska metoda leczenia zakażeń. Ponieważ jego mechanizm działania jest zupełnie inny niż w przypadku chemioterapii, jest to bardziej fizjoterapia. Czynnikiem pośredniczącym w działaniu przeciwdrobnoustrojowym jest promieniowanie światłem niebieskim (400-470 nm). Wraz z opracowaniem niebieskich diod LED uzyskaliśmy dostęp do skutecznego i prostego podejścia przeciwbakteryjnego opartego na świetle do zakażeń MDR.

W tym protokole opisaliśmy rozwój mysiego modelu zakażeń oparzeniami wyw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była częściowo wspierana przez Center for Integration of Medicine and Innovative Technology (CIMIT) na mocy U.S. Army Medical Research Acquisition Activity Cooperative Agreement (CIMIT No. 14-1894 do TD) oraz National Institutes of Health (1R21AI109172 do TD). YW był wspierany przez ASLMS Student Research Grant (BS. S02.15). Jesteśmy wdzięczni dr Tayyabie Hasan z Wellman Center za jej współmentoring dla YW.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
IVIS PerkinElmer Inc, Waltham, MAIVIS Lumina Series IIIPrzedkliniczne obrazowanie in vivo
dioda elektroluminescencyjna LEDVieLight Inc, Toronto, Kanada 415 nmŹródło światła do oświetlenia
Miernik mocy/energiiThorlabs, Inc., Newton, NJPM100DDetektor natężenia promieniowania
świetlnego Mysz Charles River Laboratories, Wilmington, MABALB/c7-8 tygodni wiek, 17-19 g waga
Acinetobacter baumannii  Brooke Army Medical Center, Fort Sam Houston, TeksasIzolat klinicznyZmodyfikowany szczep luminescencyjny
Strzykawki insulinoweFisher Scientific14-826-79BD Lo-Dose U-100 Strzykawki insulinowe do wstrzykiwań
Chlorek soduFisher Scientific7210160,9% sól
fizjologiczna buforowana chlorkiem sodu, 1x roztwórFisher ScientificBP24384 Standardowy bufor fosforanowy stosowany w wielu procedurach biomolekularnych
Napar z mózgu i sercaFisher ScientificB11059Pożywka do hodowli bakterii
Falcon 15 ml stożkowe probówki wirówkoweFisher Scientific14-959-70CDo bakteryjnej wirówki zawiesinowej
Stołowe inkubowane wytrząsarki orbitalneLaboratory Supply Network, Inc, Atkinson, NH Incu-Shaker MiniDo hodowli bakterii
Pętle inokulacyjneFisher Scientific22-363-605   Do rozmazywania bakteryjnego inoclum na powierzchni oparzeń myszy
Fisher Scientific Redi-Tip Końcówki do pipet, 1-200 i mikro; LFisher Scientific02-707-502Końcówki do pipet
Thermo Scientific  Wirówka Sorvall Legend X1Fisher Scientific75-004-220Do oddzielania zawiesin bakteryjnych
Blok mosiężnySmall Parts, Inc., Miami, FL10 mm na 10 mm Do powstawania oparzeń u myszy
Rękawice wysokotemperaturowe Extreme Dragon PBI/KevlarSuperior Glove Works Ltd, Cheektowaga, Nowy JorkPBI83514 Rękawice odporne na ciepło
Naczynia GreinerSigma-Aldrich Co. LLCP5112-740EA35 mm i razy; 10 mm
Corning Digital Hot PlateCole-Parmer Instrument Company, LLCUX-84301-6510" x 10", 220 VAC, do wrzącej wody 
Mysz / szczur Cienka linia Podgrzewane wodą łóżko chirurgiczneEZ SystemsEZ-211Zapobiega utracie ciepła i hipotermii podczas operacji
Maść weterynaryjnaS& K Pharma, GmbHKerato Biciron 5%,maść okulistyczna Augensalbe zapobiegająca suchości oczu

Bibliografia

  1. Gibran, N. S. Summary of the 2012 ABA Burn Quality Consensus conference. J Burn Care Res. 34 (4), 361-385 (2013).
  2. Sommer, R., Joachim, I., Wagner, S., Titz, A. New approaches to control infections: anti-biofilm strategies against gram-negative bacteria. Chimia (Aarau). 67 (4), 286-290 (2013).
  3. Peleg, A. Y., Seifert, H., Paterson, D. L. Acinetobacter baumannii: emergence of a successful pathogen. Clin Microbiol Rev. 21 (3), 538-582 (2008).
  4. Uppu, D. S. Amide side chain amphiphilic polymers disrupt surface established bacterial bio-films and protect mice from chronic Acinetobacter baumannii infection. Biomaterials. 74, 131-143 (2016).
  5. Schaber, J. A. Pseudomonas aeruginosa forms biofilms in acute infection independent of cell-to-cell signaling. Infect Immun. 75 (8), 3715-3721 (2007).
  6. Hoiby, N., Bjarnsholt, T., Givskov, M., Molin, S., Ciofu, O. Antibiotic resistance of bacterial biofilms. Int J Antimicrob Agents. 35 (4), 322-332 (2010).
  7. Lebeaux, D., Ghigo, J. M., Beloin, C. Biofilm-related infections: bridging the gap between clinical management and fundamental aspects of recalcitrance toward antibiotics. Microbiol Mol Biol Rev. 78 (3), 510-543 (2014).
  8. Akers, K. S. Biofilms and persistent wound infections in United States military trauma patients: a case-control analysis. BMC Infect Dis. 14, 190(2014).
  9. Burmolle, M., et al. Biofilms in chronic infections - a matter of opportunity - monospecies biofilms in multispecies infections. FEMS Immunol Med Microbiol. 59 (3), 324-336 (2010).
  10. National strategy on combating antibiotic-resistant bacteria. , https://www.whitehouse.gov/sites/default/files/docs/carb_national_strategy.pdf (2014).
  11. Dai, T. Photodynamic therapy for Acinetobacter baumannii burn infections in mice. Antimicrob Agents Chemother. 53 (9), 3929-3934 (2009).
  12. Zhang, Y. Antimicrobial blue light therapy for multidrug-resistant Acinetobacter baumannii infection in a mouse burn model: implications for prophylaxis and treatment of combat-related wound infections. J Infect Dis. 209 (12), 1963-1971 (2014).
  13. Dai, T., et al. Ultraviolet C light for Acinetobacter baumannii wound infections in mice: potential use for battlefield wound decontamination? J Trauma Acute Care Surg. 73 (3), 661-667 (2012).
  14. Dai, T. Blue light for infectious diseases: Propionibacterium acnes, Helicobacter pylori, and beyond? Drug Resist Updat. 15 (4), 223-236 (2012).
  15. Yin, R. Light based anti-infectives: ultraviolet C irradiation, photodynamic therapy, blue light, and beyond. Curr Opin Pharmacol. 13 (5), 731-762 (2013).
  16. Haisma, E. M. Inflammatory and antimicrobial responses to methicillin-resistant Staphylococcus aureus in an in vitro wound infection model. PLoS One. 8 (12), e82800(2013).
  17. Wang, Y. Antimicrobial Blue Light Inactivation of Gram-Negative Pathogens in Biofilms: In Vitro and In Vivo Studies. J Infect Dis. 213 (9), 1380-1387 (2016).
  18. Chen, D., Shen, Y., Huang, Z., Li, B., Xie, S. Light-Emitting Diode-Based Illumination System for In Vitro Photodynamic Therapy. Int J Photoenergy. 2012 (2), (2012).
  19. Demidova, T. N., Gad, F., Zahra, T., Francis, K. P., Hamblin, M. R. Monitoring photodynamic therapy of localized infections by bioluminescence imaging of genetically engineered bacteria. J Photochem Photobiol B. 81 (1), 15-25 (2005).
  20. Hamblin, M. R., Zahra, T., Contag, C. H., McManus, A. T., Hasan, T. Optical monitoring and treatment of potentially lethal wound infections in vivo. J Infect Dis. 187 (11), 1717-1725 (2003).
  21. Rowan, M. P. Burn wound healing and treatment: review and advancements. Critical Care. 19, 243(2015).
  22. Marx, D. E., Barillo, D. J. Silver in medicine: The basic science. Burns. 40 (Supplement 1), S9-S18 (2014).
  23. Heyneman, A., Hoeksema, H., Vandekerckhove, D., Pirayesh, A., Monstrey, S. The role of silver sulphadiazine in the conservative treatment of partial thickness burn wounds: A systematic review. Burns. 42 (7), 1377-1386 (2016).
  24. Roberts, J. A. Individualised antibiotic dosing for patients who are critically ill: challenges and potential solutions. Lancet Infect Dis. 14 (6), 498-509 (2014).
  25. Dai, T. Blue light eliminates community-acquired methicillin-resistant Staphylococcus aureus in infected mouse skin abrasions. Photomed Laser Surg. 31 (11), 531-538 (2013).
  26. Uppu, D. S. Amide side chain amphiphilic polymers disrupt surface established bacterial bio-films and protect mice from chronic Acinetobacter baumannii infection. Biomaterials. 74, 131-143 (2016).
  27. Donlan, R. M., Costerton, J. W. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms. Clin Microbiol Rev. 15 (2), 167-193 (2002).
  28. Olsen, I. Biofilm-specific antibiotic tolerance and resistance. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. , (2015).
  29. Song, H. H. Phototoxic effect of blue light on the planktonic and biofilm state of anaerobic periodontal pathogens. J Periodontal Implant Sci. 43 (2), 72-78 (2013).
  30. Rosa, L. P., da Silva, F. C., Viana, M. S., Meira, G. A. In vitro effectiveness of 455-nm blue LED to reduce the load of Staphylococcus aureus and Candida albicans biofilms in compact bone tissue. Lasers Med Sci. 31 (1), 27-32 (2015).
  31. Guffey, J. S., Wilborn, J. In vitro bactericidal effects of 405-nm and 470-nm blue light. Photomed Laser Surg. 24 (6), 684-688 (2006).
  32. Enwemeka, C. S., Williams, D., Enwemeka, S. K., Hollosi, S., Yens, D. Blue 470-nm light kills methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in vitro. Photomed Laser Surg. 27 (2), 221-226 (2009).
  33. Bumah, V. V., Masson-Meyers, D. S., Cashin, S. E., Enwemeka, C. S. Wavelength and bacterial density influence the bactericidal effect of blue light on methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA). Photomed Laser Surg. 31 (11), 547-553 (2013).
  34. Maclean, M., MacGregor, S. J., Anderson, J. G., Woolsey, G. Inactivation of bacterial pathogens following exposure to light from a 405-nanometer light-emitting diode array. Appl Environ Microbiol. 75 (7), 1932-1937 (2009).
  35. Kim, M. Optical lens-microneedle array for percutaneous light delivery. Biomedical Optics Express. 7 (1o), 4220-4227 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model mysibakterie wielolekoopornereaktywne formy tlenuproces fotochemicznybezpieczeństwo komórek gospodarza
In vivo (in vivo) Badanie przeciwdrobnoustrojowej terapii światłem niebieskim w wielolekoopornych zakażeniach oparzeniami Acinetobacter baumannii przy użyciu obrazowania bioluminescencyjnego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.