Artykuł metodologiczny

Elektroforeza kapilarna Separacja izoform przeciwciał monoklonalnych za pomocą neutralnej kapilary

12.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55082

⸱

16 stycznia 2017

 ,  ,  ,  , 
1Unidad de Investigación y Desarrollo, Probiomed S.A. de C.V.

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy kompleksowy protokół elektroforezy strefy kapilarnej do oceny wewnętrznej fizykochemicznej heterogeniczności przeciwciał monoklonalnych jako atrybutu jakości.

Streszczenie

Białka bioterapeutyczne, takie jak przeciwciała monoklonalne (mAb), są realnymi alternatywami w leczeniu chorób przewlekło-zwyrodnieniowych. Aktywność biologiczna tych białek zależy od ich właściwości fizykochemicznych. Opisano zastosowanie technik o wysokiej wydajności, takich jak chromatografia i elektroforeza kapilarna, do analizy niejednorodności fizykochemicznej mAb. Obecnie technika elektroforezy w strefie kapilarnej (CZE) stanowi jeden z najbardziej rozdzielczych i czułych testów do analizy biomolekuł. Poza tym separacja sterowana elektrycznie w CZE jest regulowana przez rozległe właściwości materii i oferuje tę zaletę, że analizuje białka w stanie zbliżonym do ich rodzimego stanu. Jednak pomyślne wdrożenie tej techniki do rutynowej analizy zależy od umiejętności analityka na krytycznych etapach przygotowywania próbki i systemu. Celem tego samouczka jest szczegółowe omówienie kroków, które należy wykonać, aby odnieść sukces w analizie CZE mAb. Ponadto protokół ten może być wykorzystywany do rozwoju i doskonalenia umiejętności personelu zaangażowanego w laboratoria chemii analitycznej białek.

Wprowadzenie

Przeciwciała monoklonalne (mAb) są białkami bioterapeutycznymi, które cieszą się coraz większym zainteresowaniem ze względu na ich zdolność do działania przeciwko kilku chorobom przewlekłym i zwyrodnieniowym1. Podobnie jak inne biomolekuły, mAb są podatne na szereg modyfikacji fizykochemicznych na wszystkich etapach swojego cyklu życia (tj. od biosyntezy do produktu końcowego). Takie modyfikacje obejmują między innymi: deamidację, glikozylację, utlenianie, cyklizację, izomeryzację, agregację i rozszczepienie proteolityczne2. W związku z tym potrzebne są techniki analityczne zdolne do wyodrębniania wewnętrznych izoform w celu monitorowania niejednorodności i stabilności mAb w celu ustalenia specyfikacji jakościowych.

Elektroforeza kapilarna (CE) to wysokowydajna technologia separacji przeprowadzana wewnątrz wąskiej rurki z topionej krzemionki (zakres μm) wypełnionej elektrolitem tła (BGE). Po przyłożeniu pola elektrycznego (do 30 000 V) naładowane cząsteczki migrują w kierunku elektrody z przeciwnym ładunkiem (tj. separacją napędzaną elektrycznie). Zastosowanie wysokich napięć w CE pozwala na szybkie analizy i zwiększenie wydajności, które przewyższają klasyczną elektroforezę żelową. Elektroforeza w strefie kapilarnej (CZE) jest techniką opartą na CE rutynowo stosowaną w przemyśle biofarmaceutycznym do oceny jakości produktu3-9. W przeciwieństwie do innych metod CE (np. elektroforeza kapilarna w żelu, kapilarne ogniskowanie izoelektryczne) lub metod opartych na chromatografii, CZE można przeprowadzić bez użycia denaturantów lub granic faz stałych, co pozwala na analizę nieodłącznej heterogeniczności mAb zbliżonej do ich stanu macierzystego10. Separacja izoform mAb CZE zachodzi wewnątrz kapilary stopionej krzemionką pokrytej hydrofilowym polimerem (kapilara obojętna) i opiera się na ich różnej ruchliwości elektroforetycznej, która zależy od ładunku, masy, wielkości i kształtu (lub objętości hydrodynamicznej)11. Cząstki mAb są wykrywane, gdy są mobilizowane i przechodzą przez okno detekcji, które jest wykrywane przez detektor absorpcji ultrafioletu (UV) przy 214 nm4.

Pomyślne wdrożenie tej techniki analitycznej będzie zależało od odpowiedniej dbałości o szczegóły przed i w trakcie eksperymentu. Działanie w przeciwnym razie zwiększy koszty i czas przeprowadzenia analizy, co ostatecznie doprowadzi do ciągłych niepowodzeń i frustracji.

Tutaj prezentujemy przewodnik krok po kroku, jak przeprowadzić udaną analizę heterogeniczności mAb przez CZE poprzez szczegółowe wyjaśnienie przygotowania roztworów i próbek, przygotowania systemu CE, konfiguracji metod instrumentów, pozyskiwania danych i przetwarzania. Na potrzeby tego samouczka jako model białkowy stosuje się rekombinowany, w pełni ludzki czynnik martwicy nowotworów alfa (anty-TNFα); Jednak protokół ten można łatwo dostosować do analizy innych białek, biorąc pod uwagę krótkie modyfikacje. Ponadto zaproponowano kilka zaleceń mających na celu złagodzenie potencjalnych problemów. Czytelnik jest zachęcany do ścisłego przestrzegania proponowanego protokołu, ponieważ prawdopodobieństwo sukcesu wzrośnie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie roztworów

  1. Przygotowanie roztworu BGE.
    1. Przygotować 100 ml roztworu składającego się z 0,05% (m/v) hydroksypropylometylocelulozy (HPMC), 200 mM kwasu ε-amino-n-kapronowego (EACA) i 30 mM octanu litu.
      UWAGA: Ponieważ HPMC jest polimerem wiskoelastycznym, należy wsypać proszek do zlewki szklanej, dodać 80 mL wody, a na koniec wprowadzić mieszadło magnetyczne. Pozostałe odczynniki dodawać w zwykły sposób. Podczas pracy z octanem litu należy nosić okulary ochronne, ponieważ może on powodować podrażnienie oczu.
    2. Dostosować wartość pH do 4,8 ± 0,1 za pomocą 50% (v/v) kwasu octowego. Odczekać 5 min aż roztwór się ustabilizuje i w razie potrzeby skorygować pH.
    3. Dopełnić wodą do końcowej objętości 100 ml w kolbie miarowej.
    4. Przefiltrować przez membranę hydrofilową o rozmiarze porów 0,2 µm.
    5. Przechowywać w temperaturze 2-8 °C do 7 dni.
  2. Przygotowanie standardu wewnętrznego.
    1. Przygotować 1 mL roztworu składającego się z 1% (m/v) histaminy.
    2. Przefiltrować przez membranę hydrofilową o rozmiarze porów 0,2 µm.
    3. Przechowywać w temperaturze 2-8 °C do 1 dnia.

2. Przygotowanie próbek

  1. Przygotować 180 µl próbki mAb rozcieńczonej buforem Tris (50 mM tris(hydroksymetyl)aminometan, pH 8.0) do stężenia końcowego 1 mg/ml.
  2. Dodać 20 µl 1% (m/v) histaminy.
  3. Wymieszać i odwirować przy 1,000 x g przez 5 sec.
  4. Umieścić mikrofiołkę wewnątrz uniwersalnej fiołki.
  5. Przenieść próbkę do mikrofiołki i zakręcić uniwersalną fiołkę. Rozdzielić próbkę ruchem w górę, aby uniknąć powstania pęcherzyków powietrza.
  6. Przechowywać w temperaturze 2-8 °C do 1 dnia.
  7. Umieścić uniwersalną fiołkę (z mikrofiołką zawierającą roztwór próbki) w tacy wlotowej na próbki.

3. Przygotowanie systemu CE.

  1. Czyszczenie systemu CE.
    UWAGA: Procedurę tę należy przeprowadzać co najmniej raz w tygodniu, aby uniknąć upływu prądu elektrycznego wynikającego z gromadzenia się kurzu i zanieczyszczeń. Jednak w zależności od zastosowania (np. stosowania BGE o zwiększonej lepkości lub wysokim stężeniu soli, próbek o zwiększonej lepkości), elektrody i dźwignie otwierające mogą wymagać częstszego czyszczenia w celu zapobiegania zanieczyszczeniom krzyżowym i przenoszeniu próbek.
    1. Wyłącz przełącznik zasilania instrumentu CE i otwórz przednie drzwiczki.
    2. Przetrzyj powierzchnię pokrywy próbek, systemu utrzymującego próbki (tace na próbki i bufor), pokrywy wkładu, listwy zaciskowej, bloku interfejsu oraz elektrody wilgotną od wody chusteczką włókninową. Powtórz procedurę, używając chusteczki nasączonej etanolem, a następnie osusz przed użyciem.
    3. Dokładnie wypłucz dźwignie otwierające wodą. Oczyść ich powierzchnię chusteczką włókninową. Powtórz procedurę, używając chusteczki nasączonej etanolem, a następnie osusz przed montażem.
    4. Ostrożnie oczyść oba końce kabla światłowodowego wilgotną od wody ściereczką z mikrofibry. Powtórz procedurę, używając ściereczki nasączonej etanolem.
  2. Montaż wkładu.
    1. Wyjmij nową kapilarę neutralną (średnica wewnętrzna 50 µm) z opakowania.
    2. Przyklej jeden koniec rurki ochronnej kapilary do blatu roboczego taśmą. Rozwiń, wyprostuj i wysuń kapilarę z rurki.
    3. Przyklej kawałek taśmy lub papieru do blatu roboczego i nanieś następujące znaczniki pomiarowe: długość do detektora (30 cm), okno kapilary (0,2 cm) i długość do końca wylotowego (10 cm) (tj. całkowita długość 40,2 cm, długość efektywna 30,0 cm).
    4. Wyrównaj okno kapilary do znacznika pomiarowego 0,2 cm na papierze referencyjnym. Przymocuj kapilarę taśmą i zaznacz końce kapilary 2 mm poza znacznikami pomiarowymi.
    5. Odetnij nasadkę ochronną na końcu wlotowym kapilary (koniec najdalej oddalony od okna) jednym prostym ruchem, używając płaskiej krawędzi kamienia do przecinania.
      1. Zanurz koniec kapilary w zakręconej fiolce uniwersalnej wypełnionej wodą, aby uniknąć trwałego uszkodzenia wewnętrznej powłoki kapilary. Powtarzaj tę procedurę za każdym razem, gdy koniec kapilary jest wystawiony na działanie otoczenia przez ponad 1 min.
    6. Wsuń koniec wlotowy kapilary do strony wylotowej wkładu.
    7. Wysuwaj i wsuwaj kapilarę przez wkład w razie potrzeby, aż okno kapilary znajdzie się w centrum okna wkładu.
    8. Włóż zatyczkę otworu (100 µm x 200 µm) do okna wkładu.
      UWAGA: Potwierdź, że białe światło przechodzi przez okno po wystawieniu na białe źródło światła. Jeśli przechodzące światło ma brązowawy odcień, dokonaj niezbędnych korekt.
    9. Wsuń kapilarę do wstępnie uformowanej rurki chłodzącej tak, aby całkowita długość kapilary wynosiła 40,2 cm (z wstępnie zamontowaną nakrętką rurki, tulejką i o-ringiem na obu końcach w tej kolejności).
    10. Wysuwaj kapilarę przez rurkę chłodzącą w razie potrzeby, aż kapilara pojawi się po drugiej stronie rurki.
    11. Wsuń koniec rurki chłodzącej do strony wylotowej wkładu i dokręć nakrętkę rurki.
    12. Wsuń koniec wlotowy kapilary do strony wlotowej wkładu.
    13. Wysuwaj i wsuwaj kapilarę przez wkład w razie potrzeby, aż kapilara pojawi się po stronie wlotowej wkładu.
    14. Wsuń koniec rurki chłodzącej do strony wlotowej wkładu i dokręć nakrętkę rurki.
    15. Odetnij nasadkę ochronną na końcu wylotowym kapilary (koniec najbliżej okna) jednym prostym ruchem, używając płaskiej krawędzi kamienia do przecinania.
    16. Nałóż klipsy mocujące uszczelkę na końce kapilary i dociśnij, aby wskoczyły na miejsce. Dokonaj wizualnej inspekcji końców kapilary. Jeśli nie są one równe, powtórz procedurę.
    17. Połóż szablon długości kapilary na krawędzi blatu roboczego.
    18. Połóż wkład przodem w dół na szablonie długości kapilary i wyrównaj końce kapilary z liniami referencyjnymi na szablonie. Jeśli znaczniki pomiarowe kapilary (patrz 3.2.4) nie pokrywają się z liniami referencyjnymi, dokonaj niezbędnych korekt.
    19. Przytrzymaj kapilarę przy szablonie długości kapilary i odetnij oba końce kapilary, używając płaskiej krawędzi kamienia do przecinania 2 mm poniżej linii referencyjnych na szablonie.
    20. Dokonaj wizualnej inspekcji końców kapilary za pomocą lupy. Jeśli końce kapilary nie są gładkie, wypoleruj je, używając miękkiej strony kamienia do przecinania.
    21. Włóż o-ring otworu do otworu zatyczki otworu, używając narzędzia do wkładania o-ringów.
    22. Umieść zakręcone fiolki uniwersalne wypełnione wodą w obudowie wkładu i natychmiast włóż wkład do obudowy, wsuwając końce kapilary do fiolek. Do przechowywania krótkoterminowego i długoterminowego przechowywać w temperaturze 2-8 °C.
  3. Przygotowanie tac buforowych.
    1. Napełnij i umieść zakręcone fiolki uniwersalne w tacach wlotowych i wylotowych buforu (Rysunek 1). Powtórz rozmieszczenie fiolek w ścieżkach 2, 3, 4 i 5 zgodnie z liczbą próbek do analizy, przeznaczając jedną ścieżkę na każde sześć wstrzyknięć próbki.
      UWAGA: Unikaj moczenia zakrętek fiolek, aby zapobiec upływowi prądu.

figure-protocol-1
Rycina 1: Położenie i poziom napełnienia uniwersalnych fiolek w tackach wlotowych i wylotowych buforu. Poziomy napełnienia: 1/1 = 1400 µL, 3/4 = 1300 µL oraz 1/2 = 1000 µL. Skróty: W = woda, HCl = 0.1 M kwas solny. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

  1. Montaż komponentów systemu CE.
    1. Zainstaluj detektor UV.
    2. Zainstaluj dźwignie otwierające, dociskając je do bloku interfejsu.
    3. Zainstaluj kabel światłowodowy. Wsuń odpowiedni koniec do pręta zaciskowego i, trzymając oba końce, obróć go zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Podłącz drugi koniec do detektora UV.
      UWAGA: Podczas tej procedury należy obchodzić się z kablem światłowodowym ostrożnie, ponieważ jego zgięcie może spowodować pęknięcie.
    4. Włóż tacki z próbkami i buforami do systemu utrzymującego próbki i zatrzaśnij je w odpowiedniej pozycji.
    5. Umieść wkład kapilarny w bloku interfejsu i, dociskając pręt zaciskowy z obu stron, dokręć pokrętła.

4. Konfiguracja metod instrumentalnych

  1. Utwórz metody kondycjonowania, pomiaru oraz wyłączania instrumentu zgodnie z poniższymi parametrami oraz Tabelą 1: Napięcie, max: 30.0 kV; Prąd, max: 300.0 µA; Temperatura kartridża: 20.0 °C; Temperatura przechowywania próbek: 10.0 °C; Warunki początkowe detektora UV: Długość fali: 214 nm; Szybkość próbkowania: 4 Hz; Filtr: Normal; Szerokość piku (punkty): 16-25; Sygnał absorbancji: Direct.
    UWAGA: Szybkość próbkowania danych można zwiększyć do 25 Hz w celu poprawy rozdzielczości wąskich stref rozdziału.
Program czasowy metody kondycjonowania
Czas (min)ZdarzenieWartośćCzas trwaniaFiolka wlotowaFiolka odpływowaStreszczenieKomentarze
-Płukanie - ciśnienie2068 mbar1,0 minBI:C1BO:C1WstępHCl 0,1 M
-Płukanie – ciśnienie2068 mbar2,0 minBI:B1BO:C1WstępWoda
-Płukanie – ciśnienie2068 mbar10,0 minBI:E1BO:C1WstępBGE
0.00Rozdzielić - napięcie15,0 kV10,0 minBI:D1BO:D1Rampa 0,17 min, polaryzacja normalnaOddzielić
10.00Płukanie – ciśnienie2758 mbar10,0 minBI:E1BO:C1WstępBGE
20.01Czekaj-0,0 minBI:A1BO:A1-Płukanie końcówek
Uruchamianie programu czasu metody
Czas (min)ZdarzenieWartośćCzas trwaniaFiolka wlotowaFiolka odpływowaStreszczenieKomentarze
-Płukanie – ciśnienie2068 mbar1,0 minBI:C1BO:C1Do przodu, fiolka wejściowa / wyjściowa w tym 6HCl 0,1 M
-Płukanie – Ciśnienie2068 mbar2,0 minBI:B1BO:C1W przód, fiolka In / Out inc 6Woda
-Płukanie – ciśnienie2068 mbar4,0 minBI:E1BO:C1Do przodu, fiolka In/Out w zestawie 6BGE
-Wstrzykiwanie – ciśnienie34 mbar20,0 sSI:A1BO:B1Nadpisać, PrzesłaćWstrzykiwanie próbki
-Czekaj-0,4 minBI:A1BO:A1Fiolka wejściowa/wyjściowa inc 6Mycie końcówek
0Oddzielnie - Napięcie15,0 kV30,0 minBI:D1BO:D1Rampa 0,17 min, polaryzacja normalna, fiolka wejścia/wyjścia w pozycji 6Rozdział próbek
0.5Zerowanie punktu zero------
30.01Zatrzymaj dane------
30.02Płukanie – ciśnienie2068 mbar2,0 minBI:B1BO:C1Do przodu, fiolka wejściowa/wyjściowa nr 6Woda
32.03Czekaj-0,0 minBI:A1BO:A1Fiolka wejściowa/wyjściowa inc 6Płukanie końcówek
32.04Koniec-----Koniec
Program czasowy procedury wyłączania
Czas (min)ZdarzenieWartośćCzas trwaniaFiolka wlotowaFiolka wylotowaStreszczenieKomentarze
-Płukanie - Ciśnienie2068 mbar1,0 minBI:E6BO:E6WstępHCl 0,1 M
-Płukanie – Ciśnienie2068 mbar6,0 minBI:F6BO:F6WstępWoda
-Lampa - Wyłączona------
-Czekaj-0,0 minBI:A1BO:A1-Płukanie końcówek

Tabela 1: Programy czasu kondycjonowania, analizy i wyłączania.

5. Pozyskiwanie i przetwarzanie danych

  1. Zaprogramuj zestaw próbek.
    1. Zaprogramuj kapilarę do kondycjonowania, korzystając z metody kondycjonowania instrumentu. Przy pierwszym użyciu kapilary zaprogramuj cztery powtórzenia; w pozostałych przypadkach zaprogramuj tylko dwa powtórzenia metody kondycjonowania.
    2. Zaprogramuj próbki do analizy, korzystając z metody pomiarowej instrumentu.
    3. Zaprogramuj kapilarę do przechowywania, korzystając z metody wyłączania instrumentu, i powtórz procedurę opisaną w sekcji 3.2.22.
  2. Przeprowadź eksperyment.
  3. Wyeksportuj elektroferogramy.
  4. Oblicz czas migracji oraz procentową zawartość izoform zasadowych, głównych i kwasowych, stosując całkowanie profilu elektroferogramu metodą pionowych linii spadkowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 2 przedstawia typowy profil prądu elektrycznego dla BGE składającego się z 200 mM EACA i 30 mM octanu litu o pH 4,8, z próbką przeciwciała mAb anty-TNFα rozcieńczoną w buforze Tris (50 mM, pH 8,0). Jak można zauważyć, prąd pozostaje stabilny przez cały czas trwania analizy i może oscylować w granicach od 30 do 35 µA. Rysunek 3 przedstawia elektroferogram CZE dla próbki ślepej, w której wykryty piki odpowiada wewnętrznemu standardowi histaminy. Prz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym samouczku podkreślamy znaczenie właściwych praktyk podczas przeprowadzania analiz CZE mAb w celu zwiększenia prawdopodobieństwa sukcesu. Jednakże, gdy CZE jest używane rutynowo, nieuchronnie pojawiają się problemy12.

Aby uzyskać najlepsze wyniki, ważne jest, aby postępować zgodnie z uwagami, które zostały zawarte w całym protokole, ponieważ pomogą one analitykowi przezwyciężyć trudne kroki i rozwiązać ich problemy. Głównym czynnikiem branym pod uwagę w celu uzyskania optymalne...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy: Carlos E. Espinosa-de la Garza, Rodolfo D. Salazar-Flores, Néstor O. Pérez, Luis F. Flores-Ortiz i Emilio Medina-Rivero są pracownikami firmy Probiomed S.A. de C.V., która opracowuje i wprowadza do obrotu produkty biopodobne. Wszyscy autorzy są zaangażowani w rozwój produktów biopodobnych dla Probiomed.

Podziękowania

Autorzy dziękują Wileyowi za udzielone pozwolenie na wykorzystanie koncepcji z poniższej publikacji w tym samouczku. Carlos E. Espinosa-de la Garza, Francisco C. Perdomo-Abúndez, Jesús Padilla-Calderón, Jaime M. Uribe-Wiechers, Néstor O. Pérez, Luis F. Flores-Ortiz, Emilio Medina-Rivero: Analiza rekombinowanych przeciwciał monoklonalnych za pomocą elektroforezy w strefie kapilarnej. Elektroforezy. 2013. 34. 1133-1140. Copyright Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA. Prace te były wspierane przez CONACyT z Meksyku, grant 230551.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Lodowaty kwas octowyTecsiquimAT0035-7
Kwas solny klasy ACSJ.T. Baker9535-05
Dichlorowodorek histaminyFluka53300
(hydroksypropylo)metyloceluloza Fluka09963
Octan lituSigma-Aldrich517992
Kwas 6-aminokapronowySigma-AldrichA2504
eCAP Tris Buffer, 50,0 mM,  pH 8Beckman Coulter477427
PA 800 Plus System analizy farmaceutycznejBeckman CoulterA66528
eCAP Kapila neutralna Beckman Coulter477441
Fiolka, Micro, 200 i mikro; lBeckman Coulter144709
Uniwersalne nasadki na fiolkiBeckman CoulterA62250
Fiolki uniwersalneBeckman CoulterA62251
, optyka, UV/VisBeckman Coulter144093
zestaw montażowy wkładu, pustyBeckman Coulter
Moduł detektora UV/Vis Beckman Coulter 144733 144738

Bibliografia

  1. Bruno, V., Battaglia, G., Nicoletti, F. The advent of monoclonal antibodies in the treatment of chronic autoimmune diseases. Neurol. Sci. 31, 283-288 (2011).
  2. Liu, H., Gaza-Bulseco, G., Faldu, D., Chumsae, C., Sun, J. Heterogeneity of monoclonal antibodies. J. Pharm. Sci. 97 (7), 2426-2447 (2008).
  3. Creamer, J. S., Oborny, N. J., Lunte, S. M. Recent advances in the analysis of therapeutic proteins by capillary and microchip electrophoresis. Anal. Methods. 6 (15), 5427-5449 (2014).
  4. Fekete, S., Guillarme, D., Sandra, P., Sandra, K. Chromatographic, Electrophoretic, and Mass Spectrometric Methods for the Analytical Characterization of Protein Biopharmaceuticals. Anal. Chem. 88 (1), 480-507 (2016).
  5. He, Y., et al. Analysis of identity, charge variants, and disulfide isomers of monoclonal antibodies with capillary zone electrophoresis in an uncoated capillary column. Anal. Chem. 82 (8), 3222-3230 (2010).
  6. He, Y., Isele, C., Hu, W., Ruesch, M. Rapid analysis of charge variants of monoclonal antibodies with capillary zone electrophoresis in dynamically coated fused-silica capillary. J. Sep. Sci. 34 (5), 548-555 (2011).
  7. Zhao, S. S., Chen, D. D. Y. Applications of capillary electrophoresis in characterizing recombinant protein therapeutics. Electrophoresis. 35 (1), 96-108 (2014).
  8. Štěpánová, S., Kašička, V. Determination of impurities and counterions of pharmaceuticals by capillary electromigration methods. J. Sep. Sci. 37 (15), 2039-2055 (2014).
  9. Štěpánová, S., Kašička, V. Recent applications of capillary electromigration methods to separation and analysis of proteins. Anal. Chim. Acta. 933, 23-42 (2016).
  10. Espinosa-de la Garza, C. E., et al. Analysis of recombinant monoclonal antibodies by capillary zone electrophoresis. Electrophoresis. 34 (8), 1133-1140 (2013).
  11. Staub, A., Guillarme, D., Schappler, J., Veuthey, J. L., Rudaz, S. Intact protein analysis in the biopharmaceutical field. J. Pharm. Biomed. Anal. 55 (4), 810-822 (2011).
  12. Altria, K. D. Troubleshooting. Methods in Molecular Biology, Vol 52. Capillary Electrophoresis Guidebook: Principles, Operation and Applications. Altria, K. D. , Chapter 10 (1996).
  13. Ma, S., Nashabeh, W. Analysis of protein therapeutics by capillary electrophoresis. Chromatographia. 53 (5), 75-89 (2001).
  14. Jaccoulet, E., Smadja, C., Prognon, P., Taverna, M. Capillary electrophoresis for rapid identification of monoclonal antibodies for routine application in hospital. Electrophoresis. 36 (17), 2050-2056 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analiza przeciwcia monoklonalnychkapilarna elektroforeza strefowaprzygotowanie pr bekkondycjonowanie systemurozdzia izoform bia ekruchliwo elektroforetycznaprzygotowanie buforukonfiguracja urz dzenia

Powiązane artykuły