Artykuł metodologiczny

Automatyczne wykrywanie wysoce zorganizowanych oscylacji theta w mysim EEG

DOI:

10.3791/55089

⸱

10 marca 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Psychiatry and Psychotherapy, University of Cologne, 2Department of Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices, 3Molecular and Cellular Cognition Lab, German Center for Neurodegenerative Diseases, 4Federal Institute for Drugs and Medical Devices

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aktywność theta w hipokampie jest związana z określonymi etapami poznawczymi i behawioralnymi. W tym miejscu opisujemy metodę analityczną wykrywania wysoce zorganizowanych oscylacji theta w hipokampie przy użyciu podejścia opartego na czasowo-częstotliwościowym (tj. analizie falkowej).

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aktywność Theta jest generowana w systemie septohipokampa i może być rejestrowana za pomocą głębokich elektrod wewnątrzhipokampowych i wszczepialnej elektroencefalografii (EEG), radiotelemetrii lub podejścia systemu tether. Farmakologicznie theta hipokampa jest niejednorodna (patrz teoria dualistyczna) i można ją różnicować na theta typu I i typu II. Te indywidualne podtypy EEG są związane z określonymi stanami poznawczymi i behawioralnymi, takimi jak pobudzenie, eksploracja, uczenie się i pamięć, wyższe funkcje integracyjne itp. W chorobach neurodegeneracyjnych, takich jak choroba Alzheimera, strukturalne i funkcjonalne zmiany układu septohipokampa mogą powodować upośledzenie aktywności/oscylacji theta. Standardowa analiza ilościowa EEG hipokampa obejmuje analizę częstotliwości opartą na szybkiej transformacji Fouriera (FFT). Jednak procedura ta nie dostarcza szczegółowych informacji na temat aktywności theta w ogóle, a w szczególności wysoce zorganizowanych oscylacji theta. W celu uzyskania szczegółowych informacji na temat wysoce zorganizowanych oscylacji theta w hipokampie, opracowaliśmy nowe podejście analityczne. Podejście to pozwala na efektywne pod względem czasu i kosztów ilościowe określenie czasu trwania wysoce zorganizowanych oscylacji theta i ich charakterystyki częstotliwościowej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aktywność theta w mózgu jest związana z różnymi stanami poznawczymi i funkcjonalnymi, w tym pobudzeniem, uwagą, dobrowolnym ruchem, zachowaniami eksploracyjnymi, zachowaniem uwagi, uczeniem się i pamięcią, integracją somatosensoryczną i szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) sen1,2. Zasadniczo, aktywność theta jako jednostka rytmiczna może być generowana w różnych obszarach mózgu i jest wysoce zorganizowana i zsynchronizowana jako oscylacje theta. Poniżej skupimy się na analizie i kwantyfikacji aktywności/oscylacji theta, które są generowane w układzie septohipokampa3,4. W obrębie przegrody mózgowej neurony GABA-ergiczne, glutaminergiczne i cholinergiczne rzutują do hipokampa i przyczyniają się do inicjacji i utrzymania oscylacyjnego zachowania theta. Trwa dyskusja na temat tego, czy oscylacje theta hipokampa są inicjowane w przegrodzie, tj. w modelu naśladowcy przegrody międzymięśniowej i hipokampa (teoria pozahipokampowa), czy też wewnętrznie w obrębie hipokampa (teoria wewnątrzhipokampowa)5,6,7.

Bez względu na ich pochodzenie, oscylacje theta hipokampa były przedmiotem zainteresowania od lat, szczególnie w transgenicznych modelach mysich. Modele te pozwalają na wszczepienie głębokich elektrod EEG i rejestrację oscylacji theta hipokampa w ramach określonych zadań poznawczych i behawioralnych8. Oscylacje theta w hipokampie mają charakter niejednorodny. Opierając się na tak zwanej dualistycznej teorii oscylacji theta, można rozróżnić między wrażliwym na atropinę typem II theta a niewrażliwym na atropinę typem I theta9,10,11. Te ostatnie mogą być zwykle indukowane przez agonistów receptora muskarynowego M1 /M 3, np. Arekolinę, pilokarpinę i uretan. Jednak uretan jest lekiem wielokierunkowym, który oprócz aktywacji muskaryny wywiera również złożone działanie na inne jednostki kanałów jonowych. W przypadku theta typu II szlak muskarynowy obejmuje aktywację M1 / M3, a następnie aktywację fosfolipazy β C za pośrednictwem Gq / 11 (Gα) za pośrednictwem 1/4 (PLCβ1/4), trifosforanu inozytolu (InsP3), diacyloglicerolu (DAG), Ca2+ i kinazy białkowej C (PKC). Rola PLCβ1 i PLCβ4 w tetagenezie została potwierdzona w badaniach nokautujących z użyciem myszy PLCβ1-/- i PLCβ4-/- wykazujących całkowitą utratę lub znaczne tłumienie oscylacji theta12,13,14. Dodatkowe cele M1, M3 i M5 (kanały/prądy) muskarynowej kaskady sygnalizacyjnej obejmują różne przewodności, takie jak kanał K + typu M (KM) przez zależny od napięcia kanał K + (Kv7); spowolnienie po hiperpolaryzacji kanału K+ (KsAHP); nieszczelny kanał K+ (nieszczelność K), prawdopodobnie przez wrażliwy na kwasy kanał K+ związany z TWIK (TASK1/3); prąd kationowy (ICAT), prawdopodobnie przez kanał wyciekowy Na+ (NALCN); i Ih poprzez hiperpolaryzację i cykliczne kanały bramkowane nukleotydami (HCN). Ponadto stwierdzono, że receptory acetylocholiny M2 / M4 (AChR) zakłócają kanał 3.1 prostownika wewnętrznego K + (Kir3.1) i prostownika wewnętrznego K + kanał 3.2 (Kir3.2) 15.

Obecnie dostępne na rynku oprogramowanie analityczne pozwala na szybką analizę częstotliwości opartą na FFT, np. analizę mocy (P, mV2) lub gęstości widma mocy (PSD, mV2/Hz). Analiza mocy lub gęstości widma mocy (PSD) zakresu częstotliwości theta daje jedynie globalny przegląd jego aktywności. Jednak, aby uzyskać szczegółowy wgląd w poznawczą i behawioralną aktywność theta, obowiązkowa jest analiza wysoce zorganizowanych oscylacji theta. Ocena wysoce zorganizowanych oscylacji theta ma kluczowe znaczenie w dziedzinie chorób neurodegeneracyjnych i neuropsychiatrycznych. Większość eksperymentalnych badań nad chorobami przeprowadza się na transgenicznych modelach myszy przy użyciu wysoce wyrafinowanych podejść neurochirurgicznych w celu rejestrowania powierzchniowego znieczulenia zewnątrzoponowego i głębokiego śródmózgowego EEG. Techniki te obejmują zarówno systemy uwięzi16, jak i radiotelemetryczne setups17,18. Oscylacje theta mogą być rejestrowane jako spontaniczne i związane z zachowaniem oscylacje theta w długotrwałych warunkach nagrywania. Dodatkowo, oscylacje theta mogą być rejestrowane po indukcji farmakologicznej, ale także po ekspozycji zwierząt na zadania behawioralne lub poznawcze lub na bodźce sensoryczne, takie jak szczypanie ogona.

Wczesne podejścia do charakterystyki oscylacji theta zostały opisane przez Csicsvari et al.19. Autorzy zaprojektowali półautomatyczne narzędzie do krótkoterminowej analizy theta (15 - 50 min), które nie nadaje się do długoterminowych zapisów EEG. Nasza metoda, opisana tutaj, pozwala na analizę długoterminowego zapisu EEG > 48 h20. Csicsvari i wsp.10 również odnosił się do stosunku theta-delta, ale nie podano progu dla określenia wysoce zorganizowanych oscylacji theta. Definicje zakresu delta i theta są zgodne z naszymi definicjami zakresu częstotliwości. Ponieważ nie jest to wyraźnie wspomniane, zakładamy, że metoda oparta na FFT jest używana przez Csicsvari i in. do obliczania mocy pasm częstotliwości theta-delta. To znowu wyraźnie różni się od naszej metody, ponieważ obliczamy amplitudy falkowe na dużej liczbie skal częstotliwości (kroki częstotliwości Δ(f) = 0,05 Hz), co daje znacznie większą precyzję. Czas trwania indywidualnie analizowanej epoki EEG jest zbliżony do naszej definicji.

Klausberger et al.21 również wykorzystują współczynniki theta-delta do analizy długoterminowych zapisów EEG. Istnieją jednak trzy zasadnicze różnice w porównaniu z naszym podejściem: i) czas trwania epoki EEG jest znacznie dłuższy, tj. co najmniej 6 s; ii) stosunek theta-delta jest ustawiony na 4, który jest znacznie wyższy niż nasz próg i jest związany z różnymi definicjami zakresu częstotliwości; oraz (iii) definicja mocy prawdopodobnie będzie oparta na podejściu opartym na wskaźniku FFT, któremu brakuje wysokiej precyzji, w szczególności w przypadku bardzo krótkich okien czasowych (2 s, tj. 5 cykli dla oscylacji o częstotliwości 2,5 Hz). W takich przypadkach bardziej zalecana jest procedura oparta na falkach. Badanie przeprowadzone przez Caplan i wsp.22 obliczał wyłącznie moc theta, ignorując stosunek mocy theta-delta. W związku z tym podejście Caplana22 nie jest w stanie rozróżnić procesów poznawczych bogatych w theta, którym towarzyszy wysoka lub niska delta.

W poniższym protokole przedstawimy nasze analityczne podejście oparte na falkach, aby wiarygodnie analizować wysoce zorganizowane oscylacje theta w zapisach EEG hipokampa od myszy. Ponieważ ta procedura działa automatycznie, może być stosowana do dużych zbiorów danych i długoterminowych pomiarów EEG.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi lokalnej i instytucjonalnej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami (Uniwersytet w Bonn, BfArM, LANUV, Niemcy). Ponadto wszystkie doświadczenia na zwierzętach były przeprowadzane zgodnie z nadrzędnym prawodawstwem, np. dyrektywą Rady Wspólnot Europejskich z dnia 24 listopada 1986 r. (86/609/EWG) lub indywidualnym ustawodawstwem regionalnym lub krajowym. Szczególny wysiłek dołożono do zminimalizowania liczby wykorzystywanych zwierząt, a także ich cierpienia.

1. Warunki przetrzymywania zwierząt i zapisu EEG

  1. Myszy domowe w klatkach z filtrem lub w klatkach wentylowanych indywidualnie.
  2. Przenieś myszy z pomieszczenia dla zwierząt do wentylowanych szaf w specjalnych pomieszczeniach laboratoryjnych, które są odpowiednie dla wszczepionych zwierząt i nagrań telemetrycznych.
  3. Wykonuj wszystkie eksperymenty na zwierzętach, w tym implantację elektrody EEG i późniejsze zapisy, w standardowych warunkach (temperatura 22 °C, cykl 12 h/12 h światło-ciemność, 50-60% wilgotności względnej, tłumienie hałasu itp.)18.
  4. Przed implantacją nadajnika częstotliwości radiowej zwierzęta trzymane są w grupach po 3-4 osoby w przezroczystych klatkach z poliwęglanu typu II, z jedzeniem i wodą ad libitum. Nie izoluj pojedynczych myszy, ponieważ może to powodować stres i zakłócać późniejsze eksperymenty i wyniki.
  5. Nie używaj otwartych warunków mieszkaniowych, ale zamiast tego używaj wentylowanych szaf podczas eksperymentowania i nagrywania.

2. Radiotelemetryczne wszczepienie elektrody EEG i zapisy EEG

  1. Znieczulenie myszy za pomocą narkotyków iniekcyjnych, np. chlorowodorku ketaminy/chlorowodorku ksylazyny (100/10 mg/kg, dootrzewnowo, i.p.) lub narkotyków wziewnych, np. izofluranu17,18.
    1. W przypadku narkozy izofluranu umieść mysz w komorze indukcyjnej z 4-5% izofluranem i 0,8-1% tlenu lub karbogenu (5% CO2 i 95% O2 ).
    2. Umieść silikonową maskę na nosie/ustach zwierzęcia, aby kontrolować pożądaną głębokość znieczulenia i uniknąć narażenia eksperymentatora na izofluran za pomocą systemu oczyszczania.
    3. Stosować środki znieczulające do wstrzykiwań, np. chlorowodorek esketaminy (100 mg/kg i.p.) i chlorowodorek ksylazyny (10 mg/kg i.p.), jeśli znieczulenie wziewne nie jest dostępne.
    4. Monitoruj głębokość znieczulenia, sprawdzając odruch szczypania ogona, odruch szczypania stopy i częstość oddechów. Należy pamiętać, że sztuczne oddychanie poprzez intubację tchawicy nie jest konieczne u myszy.
  2. Wszczepić nadajnik częstotliwości radiowej do podskórnej torebki na grzbiecie zwierzęcia.
    1. Usuń owłosienie ze skóry głowy i wstępnie potraktuj ogoloną skórę głowy dwoma środkami dezynfekującymi, tj. 70% etanolem i peelingiem na bazie jodu.
    2. Za pomocą skalpela wykonaj nacięcie w linii środkowej na skórze głowy od czoła do okolicy policzka.
    3. Zaczynając od nacięcia karkowego, przygotuj worek podskórny po jednej stronie grzbietu zwierzęcia, wykonując wycięcie za pomocą nożyczek chirurgicznych lub sondy chirurgicznej.
    4. Włóż nadajnik do torebki podskórnej i umieść nadmiar elastycznych przewodów nadajnika również w woreczku. Zwróć szczególną uwagę na zapobieganie zanieczyszczeniu pola operacyjnego i implantu nadajnika. Prawidłowo odizoluj obszary sterylne od niesterylnych za pomocą serwetek.
  3. Umieść zwierzę doświadczalne na ramie stereotaktycznej, np. skomputeryzowanym urządzeniu stereotaktycznym 3D. Zamocuj czaszkę za pomocą zacisku na nos i pasków do uszu.
  4. Wstępnie potraktuj czaszkę 0,3% H2O2 w celu usunięcia dalszej tkanki z czaszki i oświetlenia szwów czaszkowych i punktów orientacyjnych kraniometrii, bregmy i lambdy.
  5. Wywierć otwory w wybranych współrzędnych (patrz krok 2.6) za pomocą szybkoobrotowej wiertarki neurochirurgicznej w trybie bezciśnieniowym przy maksymalnej prędkości.
    UWAGA: Wiercenie bezciśnieniowe pozwala uniknąć nagłego przebicia głowicy wiertniczej i uszkodzenia kory mózgowej. W przypadku kraniotomii zalecane jest neurochirurgiczne wiertło szybkoobrotowe. Wybierz standardowe średnice głowic wiertarskich 0,3 - 0,5 mm, w zależności od średnicy elektrody.
  6. Ostrożnie wybierz typ elektrody, biorąc pod uwagę impedancję, średnicę, powłokę itp.
    UWAGA: Najczęściej spotykane są elektrody wolframowe lub ze stali nierdzewnej pokryte parylenem. Typy elektrod należy dobierać zgodnie z wymaganiami doświadczalnymi. W ramach manewru zapobiegawczego należy wysterylizować końcówki elektrod przed implantacją przy użyciu 70% etanolu. Należy pamiętać, że powłoka elektrody nie pozwala na sterylizację termiczną.
  7. W przypadku wewnątrzhipokampowych zapisów EEG CA1 należy wywiercić otwór stereotaktycznie o następujących współrzędnych: bregma, -2 mm; środkowo-boczny, 1,5 mm (prawa półkula); grzbietowo-brzuszny, 1,3 mm (obszar docelowy: warstwa piramidalna rogówki (CA1)). W przypadku elektrody referencyjnej wywierć otwór nad korą móżdżku o następujących współrzędnych stereotaktycznych: bregma, -6,2 mm, przyśrodkowo-boczna, 0 mm; grzbietowo-brzuszny, 0 mm.
    UWAGA: Elektroda móżdżku służy jako elektroda pseudoreferencyjna, ponieważ móżdżek jest raczej cichym obszarem mózgu. Współrzędne stereotaktyczne zostały wyprowadzone ze standardowego atlasu mózgu myszy.
  8. Przed włożeniem elektrod należy je skrócić do wymaganej długości. Mechanicznie przypiąć zewnątrzczaszkową część elektrody do spirali ze stali nierdzewnej przetwornika.
    UWAGA: Należy unikać, ponieważ może to spowodować znaczny hałas w systemie.
  9. Przymocuj elektrodę do pionowego ramienia urządzenia stereotaktycznego i włóż elektrodę zgodnie z wyżej wymienionymi współrzędnymi stereotaktycznymi.
  10. Zamocuj elektrody za pomocą cementu szkło-jonomerowego i poczekaj, aż cement całkowicie stwardnieje.
  11. Zamknij skórę głowy za pomocą szwów zakrywających z niewchłanialnego materiału szwowego 5-0 lub 6-0.
  12. W celu leczenia bólu pooperacyjnego karprofen (5 mg/kg mc., podskórnie, s.c.) należy podawać raz dziennie przez 4 kolejne dni po implantacji. Należy pamiętać, że karprofen należy wstrzyknąć przed pierwszym nacięciem (krok 2.2.2).
  13. Pozwól zwierzętom dojść do siebie przez 10 - 14 dni po implantacji przed rozpoczęciem nagrań i/lub eksperymentów z wstrzykiwaniem.

3. Spontaniczne zapisy oscylacji Theta i indukcji farmakologicznej

  1. Aktywuj nadajnik częstotliwości radiowej za pomocą przełącznika magnetycznego. Umieść zwierzę z jego domową klatką na płycie odbiornika. Wykonuj długoterminowe zapisy EEG hipokampa przez co najmniej 24-48 godzin
    UWAGA: Analiza charakterystyki amplitudy i częstotliwości EEG EEG w zapisach długoterminowych dostarcza szczegółowych informacji na temat okołodobowej zależności oscylacji theta i ich związku z określonymi warunkami/zadaniami behawioralnymi i poznawczymi. Zapisy EEG należy zawsze łączyć z monitoringiem wizyjnym zwierząt doświadczalnych.
  2. W celu farmakologicznej indukcji oscylacji theta należy podać pojedynczą dawkę uretanu (800 mg/kg i.p.) lub pojedynczą dawkę agonisty receptora muskarynowego, np. pilokarpiny (10 mg/kg i.p.), arekoliny (0,3 mg/kg i.p.) lub oksotremoryny (0,03 mg/kg i.p.). Wstępnie potraktuj myszy N-metyloskopolaminą (0,5 mg / kg i.p.), aby uniknąć obwodowych reakcji muskarynowych. Świeżo rozpuść wszystkie leki w 0,9% roztworze NaCl lub roztworze Ringera.
    UWAGA: Wyższe dawki agonistów receptora muskarynowego mogą powodować indukcję napadów u zwierząt doświadczalnych. Należy również wziąć pod uwagę, że podane tutaj dawki stanowią punkty orientacyjne, które wymagają wcześniejszych badań dawka-efekt w badanej linii myszy. Należy pamiętać, że uretan jest mutagenem i czynnikiem rakotwórczym, który wymaga odpowiednich środków ostrożności podczas przechowywania i obchodzenia się
    3. z nim.
  3. Wstrzyknąć atropinę (50 mg/kg, i.p.) w celu odróżnienia oscylacji theta typu I wrażliwych na atropinę od niewrażliwych na atropinę oscylacji theta typu I.
    UWAGA: Dawkowanie atropiny jest ponownie zależne od gatunku i szczepu i wymaga wcześniejszej oceny dawki-efektu. Optymalny punkt czasowy wstrzyknięcia atropiny zależy od farmakodynamiki agonistów receptora muskarynowego. W celu identyfikacji theta typu II zaleca się wstrzyknięcie atropiny 1 godzinę po podaniu uretanu.
  4. Staraj się unikać późniejszego stosowania kilku leków, ponieważ ogólnoustrojowe podawanie leków zmienia globalne wzorce transkrypcyjne i translacyjne, które wpływają na kolejne zapisy EEG. Należy pamiętać, że krótkotrwałe oscylacje theta mogą być również wywoływane przez bodźce sensoryczne, takie jak szczypanie ogona lub łapy.
  5. Wyodrębnij/wyeksportuj reprezentatywne zestawy danych EEG fazy wstępnej (linia wyjściowa) i fazy po wstrzyknięciu z całkowitego zapisu EEG w postaci plików ASCI lub TXT, biorąc pod uwagę farmakokinetykę zastosowanych leków i wymagania indywidualnego protokołu badania.

4. Walidacja umieszczenia elektrody EEG

  1. Eutanazja zwierząt poprzez umieszczenie ich w komorze inkubacyjnej i wprowadzenie 100% dwutlenku węgla. Stosować szybkość napełniania 10-30% objętości komory na minutę dwutlenkiem węgla dodanym do powietrza znajdującego się w komorze inkubacyjnej; Spowoduje to szybką utratę przytomności przy minimalnym stresie dla zwierząt.
  2. Wyjmij mysz z komory, gdy dojdzie do zatrzymania oddechu, a wyblakły kolor oczu utrzymuje się przez 2-3 minuty.
  3. Wytnij elektrody ze stali nierdzewnej i usuń nadajnik częstotliwości radiowej. Odetnij głowę myszy za pomocą nożyczek lub gilotyny i usuń mózg z neurokranium poprzez delikatną manipulację nożyczkami chirurgicznymi i kleszczami.
  4. Utrwal mózgi w 4% paraformaldehydzie w roztworze soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) (pH 7,4) przez noc. W celu krioprotekcji przenieś mózgi do 30% glukozy i przechowuj je w temperaturze 4 °C do czasu dalszego przetwarzania.
    UWAGA: Paraformaldehyd jest uważany za niebezpieczny przez normę OSHA dotyczącą informowania o zagrożeniach z 2012 r. (29 CFR 1910.1200). Podejmij niezbędne środki ostrożności: używaj środków ochrony osobistej, zapewnij odpowiednią wentylację i unikaj tworzenia się pyłu. Ponadto należy usunąć źródła zapłonu i podjąć środki ostrożności przeciwko wyładowaniom elektrostatycznym. Paraformaldehyd nie powinien być uwalniany do środowiska.
  5. Zamontuj wyekstrahowany mózg na uchwycie tkanki kriostatu za pomocą kleju i pokrój mózg na plastry koronalne o wielkości 40 - 75 μm. Zamontuj plastry na szkiełkach podstawowych i zabarwić je kolorem Nissl blue przy użyciu standardowej procedury histologicznej; Ta procedura spowoduje wizualizację kanału rozgałęzienia, który odzwierciedla poprzednie położenie elektrody. Należy pamiętać, że możliwe jest również wycinanie wycinków koronalnych z rodzimego mózgu za pomocą wibrokrajalnicy
  6. Włącz tylko te zwierzęta, które spełniają prawidłowe kryteria umieszczenia elektrody EEG; w przypadku obszaru CA1 końcówka głębokiej elektrody powinna być zlokalizowana wewnątrz warstwy piramidalnej CA1.

5. Akwizycja danych

  1. Rejestruj EEG CA1 w hipokampie z odpowiednią częstotliwością próbkowania, bez a priori odcięcia filtra.
    UWAGA: Częstotliwość próbkowania, która jest specyficzna dla nadajnika, określa górną granicę częstotliwości analizy EEG.
  2. Przetwarzaj zarejestrowane dane za pomocą oprogramowania analitycznego. Programowanie analiz czasowo-częstotliwościowych i obliczeń z niestandardowymi procedurami w celu odpowiedniej kontroli metod analizy (Rysunek 5)20.
  3. Nagrane EEG należy pociąć na odcinki o długości 1 h każda. Używaj szybkich procesorów komputerowych, ponieważ czas obliczeń jest długi. Dodatkowo skorzystaj z oprogramowania, które może zrównoleglić przetwarzanie na wielu jądrach20.

6. Analiza danych EEG

  1. Analizuj segmenty danych za pomocą złożonej falki Morleta, aby obliczyć zarówno częstotliwość, jak i amplitudę oscylacji.
    UWAGA: Ta falka (np. Ψ(x)=(πb)(−1/2) exp(2iπcx) exp(−x2/b), gdzie b jest parametrem szerokości pasma, c częstotliwością środkową, a i jednostką urojoną) była często stosowana w literaturze do badania danych EEG, ponieważ gwarantuje optymalną rozdzielczość zarówno pod względem częstotliwości, jak i czasu23, 24.
  2. Użyj parametru szerokości pasma i ustawienia częstotliwości środkowej, które szczególnie waży rozdzielczość częstotliwości, aby rozróżnić różnice częstotliwości na poziomie 0.1 Hz, jednocześnie nie zaniedbując wystarczającej rozdzielczości czasowej.
    UWAGA: Procesy neuronalne w paśmie gamma są krótkotrwałe25, co może być również prawdą w przypadku rytmów theta. W związku z tym podejście analityczne musi uwzględniać odpowiednią rozdzielczość czasową.
  3. Analizuj dane EEG w zakresie częstotliwości 0,2 - 12 Hz, z rozmiarem kroku 0,1 Hz, uwzględniając w ten sposób typowe zakresy częstotliwości delta, theta i alfa.
  4. Skonfiguruj zautomatyzowane, złożone narzędzie analityczne do opracowania architektury częstotliwości theta, które może zastąpić standardową wizualną kontrolę oscylacji theta; procedura ta nazywa się metodą wykrywania theta (TDM).
  5. Oblicz iloraz maksymalnej amplitudy w zakresie częstotliwości theta (3,5-8,5 Hz) i maksymalnej amplitudy w górnym zakresie częstotliwości delta (2-3,4 Hz) dla okien czasowych 2,5 s każde.
    UWAGA: Wartość tego ilorazu służy jako miara do określenia, czy wystąpiła oscylacja theta. Definicja zakresu częstotliwości theta może się różnić w zależności od stanu funkcjonalnego i obwodów/układów neuroanatomicznych, które mają być analizowane.
  6. Sklasyfikuj segment jako "epokę oscylacyjną theta", jeśli obliczony współczynnik w tym segmencie jest wyższy niż 1,5,
    UWAGA: Gwarantuje to, że maksymalna amplituda theta jest co najmniej o 50% wyższa niż amplituda w górnym paśmie delta podczas powiązanego 2,5-sekundowego segmentu EEG. Należy pamiętać, że stosunek ten może wymagać dostosowania w zależności od użytej linii i/lub gatunku. Interwał 2,5 s reprezentuje minimalny czas trwania oscylacji theta, zapobiega fałszywie dodatnim wykryciom niektórych hałaśliwych epok i mieści się w zakresie definicji innych publikacji19,26. Górny zakres częstotliwości delta służy jako pasmo częstotliwości kontrolnej, ponieważ fizjologicznie istotna aktywność delta pojawia się w epokach innych niż theta, na przykład podczas snu wolnofalowego, który jest silnie tłumiony podczas aktywności theta.
  7. Powtórz tę procedurę dla każdego odcinka trwającego 1 godzinę, dlatego każdy odcinek składa się z 1440 odcinków EEG o długości 2,5 s każdy.
  8. Statystycznie oceń dane zidentyfikowanych epok oscylacji theta.
  9. Oblicz statystyki całkowitego czasu trwania wykrytych epok theta; odrębnych lub predefiniowanych grup; cykli, takich jak światło/ciemność; i innych parametrów.
    UWAGA: Statystyki mogą obejmować test t, ANOVA lub MANOVA, w zależności od zmiennej, liczby grup, warunków itp.
  10. Oblicz statystykę amplitudy wykrytych epok theta, ale tylko w zakresie częstotliwości theta (3,5 - 8,5 Hz).
  11. Oceń statystyki częstotliwości wykrytych epok theta, ale tylko w zakresie częstotliwości theta (3,5 - 8,5 Hz).
    UWAGA: Częstotliwość theta epoki theta jest definiowana jako częstotliwość należąca do maksymalnej amplitudy theta epoki theta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aktywność Theta może być rejestrowana w szerokim zakresie regionów ośrodkowego układu nerwowego (OUN). W tym miejscu przedstawiamy analizę oscylacji theta z mysiego hipokampa. Takie oscylacje mogą wystąpić podczas różnych stanów behawioralnych i poznawczych. Zdecydowanie zaleca się analizę oscylacji theta zarówno w warunkach spontanicznych długoterminowych, krótkoterminowych związanych z zadaniem, jak i farmakologicznie.
Rycina 1 ilustruje reprezentatywny zapis CA1 w ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aktywność theta ma kluczowe znaczenie w neurofizjologii układowej. Można go zaobserwować w różnych obszarach mózgu, szczególnie w hipokampie, gdzie jest związany z określonymi stanami behawioralnymi i poznawczymi. Ponadto theta hipokampa może być farmakologicznie różnicowana na theta typu II wrażliwą na atropinę i niewrażliwą na atropinę typu I theta. Uważa się, że typ I jest związany z lokomocją, taką jak chodzenie lub bieganie 27,28,29,30,31, podczas...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować dr Christinie Ginkel (Niemieckie Centrum Chorób Neurodegeneracyjnych, DZNE) i dr Robertowi Starkowi (DZNE) za ich pomoc w hodowli zwierząt i opiece zdrowotnej. Prace te były wspierane finansowo przez Federalny Instytut Leków i Wyrobów Medycznych (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM) w Bonn, Niemcy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Karprofen (Rimadyl VET - Injektionslö sung)PfizerPZN 011020820820ml
dwuokularowy mikroskop chirurgiczny z powiększeniemZeiss Stemi 20000000001003877, 435540000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Dexpanthenol (Bepanthen Wund- und Heilsalbe)BayerPZN: 1578818
serwety (sterylne)HartmannPZN 0366787
70% etanolCarl Roth9065.5
0,3% / 3% roztwór nadtlenku wodoruSigma9532130% roztwór podstawowy
rękawice (sterylne)Unigloves1570
dentystyczny cement szklarsko-jonomerowyKentDental /NORDENTA957 321
termiczny sterylizator narzędzi chirurgicznychFST18000-50
szybkoobrotowa wiertarka dentystycznaAdeorSI-1708
Wziewny system narkotyczny (izofluran)Harvard Apparatus GmbH34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
IsofluraneBaxter 250 mlPZN 6497131
KetaminaPfizerPZN 07506004
Mleczanowy roztwór Ringera (sterylny)BraunL7502
Nissl roztwór barwiącyArmin BaackBAA31712159
pady (sterylne)ReWa Krankenhausbedarf2003/01
Elektrody stalowe i wolframowe pokryte parylenemFHC Inc., USAUEWLGESEANND
rama stereotaktycznaNeurostar51730Mzamówiona w Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
taśmy (sterylne)BSN medical GmbH & Co. KG626225
TA10ETA-F20DSI270-0042-001XNadajnik częstotliwości radiowej 3,9 g, 1,9 cc, zakres napięcia wejściowego ± 2,5 mV, szerokość pasma kanału (B) 1 - 200 Hz, nominalna częstotliwość próbkowania (f) 1,000 Hz (f = 5B) zakres temperatur pracy 34 - 41 ° C gwarantowana żywotność baterii 4 miesiące
TL11M2-F20EETDSI270-0124-001XNadajnik częstotliwości radiowej 3,9 g, 1,9 cc, zakres napięcia wejściowego ± 1,25 mV, szerokość pasma kanału (B) 1 - 50 Hz, nominalna częstotliwość próbkowania (f) 250 Hz (f = 5B) zakres temperatury pracy 34 - 41 ° C Gwarantowana żywotność baterii 1,5 miesiąca
Wibrokrajalnica 5000 MZMikroskopia elektronowa Sciences5000-005
Ksylazyna (Rompun)BayerPZN: 1320422
MatlabMathworks Inc.oprogramowanie do programowania, obliczeń i wizualizacji
Oprogramowanie do analizy statystycznejSPSSIBM

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vanderwolf, C. H. Hippocampal electrical activity and voluntary movement in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 407-418 (1969).
  2. Kahana, M. J., Seelig, D., Madsen, J. R. Theta returns. Curr Opin Neurobiol. 11, 739-744 (2001).
  3. Varga, V., et al. The presence of pacemaker HCN channels identifies theta rhythmic GABAergic neurons in the medial septum. J Physiol. 586, 3893-3915 (2008).
  4. Takano, Y., Hanada, Y. The driving system for hippocampal theta in the brainstem: an examination by single neuron recording in urethane-anesthetized rats. Neurosci Lett. 455, 65-69 (2009).
  5. Goutagny, R., Manseau, F., Jackson, J., Danik, M., Williams, S. In vitro activation of the medial septum-diagonal band complex generates atropine-sensitive and atropine-resistant hippocampal theta rhythm: an investigation using a complete septohippocampal preparation. Hippocampus. 18, 531-535 (2008).
  6. Manseau, F., Goutagny, R., Danik, M., Williams, S. The hippocamposeptal pathway generates rhythmic firing of GABAergic neurons in the medial septum and diagonal bands: an investigation using a complete septohippocampal preparation in vitro. J Neurosci. 28, 4096-4107 (2008).
  7. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29, 8094-8102 (2009).
  8. Siwek, M. E., et al. Altered theta oscillations and aberrant cortical excitatory activity in the 5XFAD model of Alzheimer's disease. Neural Plast. 2015, 781731(2015).
  9. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33, 325-340 (2002).
  10. Buzsaki, G., et al. Hippocampal network patterns of activity in the mouse. Neuroscience. 116, 201-211 (2003).
  11. Buzsaki, G., Moser, E. I. Memory navigation and theta rhythm in the hippocampal-entorhinal system. Nat Neurosci. 16, 130-138 (2013).
  12. Shin, J. Theta rhythm heterogeneity in humans. Clin Neurophysiol. 121, 456-457 (2010).
  13. Shin, J., et al. Phospholipase C beta 4 in the medial septum controls cholinergic theta oscillations and anxiety behaviors. J Neurosci. 29, 15375-15385 (2009).
  14. Shin, J., Kim, D., Bianchi, R., Wong, R. K., Shin, H. S. Genetic dissection of theta rhythm heterogeneity in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 102, 18165-18170 (2005).
  15. Brown, D. A., Adams, P. R. Muscarinic suppression of a novel voltage-sensitive K+ current in a vertebrate neurone. Nature. 283, 673-676 (1980).
  16. Senkov, O., Mironov, A., Dityatev, A. A novel versatile hybrid infusion-multielectrode recording (HIME) system for acute drug delivery and multisite acquisition of neuronal activity in freely moving mice. Front Neurosci. 9, 425(2015).
  17. Lundt, A., et al. EEG Radiotelemetry in Small Laboratory Rodents: A Powerful State-of-the Art Approach in Neuropsychiatric, Neurodegenerative, and Epilepsy Research. Neural Plast. 2016, 8213878(2016).
  18. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG radiotelemetry: epidural and deep intracerebral stereotaxic EEG electrode placement. J Vis Exp. (112), (2016).
  19. Csicsvari, J., Hirase, H., Czurko, A., Buzsaki, G. Reliability and state dependence of pyramidal cell-interneuron synapses in the hippocampus: an ensemble approach in the behaving rat. Neuron. 21, 179-189 (1998).
  20. Muller, R., et al. Atropine-sensitive hippocampal theta oscillations are mediated by Cav2.3 R-type Ca2+ channels. Neuroscience. 205, 125-139 (2012).
  21. Klausberger, T., et al. Brain-state- and cell-type-specific firing of hippocampal interneurons in vivo. Nature. 421, 844-848 (2003).
  22. Caplan, J. B., Madsen, J. R., Raghavachari, S., Kahana, M. J. Distinct patterns of brain oscillations underlie two basic parameters of human maze learning. J Neurophysiol. 86, 368-380 (2001).
  23. Montgomery, S. M., Buzsaki, G. Gamma oscillations dynamically couple hippocampal CA3 and CA1 regions during memory task performance. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 14495-14500 (2007).
  24. Kronland-Martinet, R., Morlet, J., Grossman, A. Analysis of sound patterns through wavelet transform. Int J Pattern Recognit Artif Intell. 1, 29(1987).
  25. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  26. Goutagny, R., Jackson, J., Williams, S. Self-generated theta oscillations in the hippocampus. Nat Neurosci. 12, 1491-1493 (2009).
  27. Bland, B. H. The physiology and pharmacology of hippocampal formation theta rhythms. Prog Neurobiol. 26, 1-54 (1986).
  28. Leung, L. S. Generation of theta and gamma rhythms in the hippocampus. Neurosci Biobehav Rev. 22, 275-290 (1998).
  29. Shin, J., Talnov, A. A single trial analysis of hippocampal theta frequency during nonsteady wheel running in rats. Brain Res. 897, 217-221 (2001).
  30. Shin, J. A unifying theory on the relationship between spike trains, EEG, and ERP based on the noise shaping/predictive neural coding hypothesis. Biosystems. 67, 245-257 (2002).
  31. Kramis, R., Vanderwolf, C. H., Bland, B. H. Two types of hippocampal rhythmical slow activity in both the rabbit and the rat: relations to behavior and effects of atropine, diethyl ether, urethane, and pentobarbital. Exp Neurol. 49, 58-85 (1975).
  32. Lu, B. L., Shin, J., Ichikawa, M. Massively parallel classification of single-trial EEG signals using a min-max modular neural network. IEEE Trans Biomed Eng. 51, 551-558 (2004).
  33. Robinson, T. E., Kramis, R. C., Vanderwolf, C. H. Two types of cerebral activation during active sleep: relations to behavior. Brain Res. 124, 544-549 (1977).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analiza EEGEEG hipokampaanaliza czasowo cz stotliwo ciowafunkcja falkowaimplantacja elektrod EEGindukcja farmakologicznaradiotelemetria EEGdetekcja fal theta

Powiązane artykuły