Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Aktywacja autofagii przez ćwiczenia aerobowe u myszy

12.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55099

⸱

3 lutego 2017

 , 
1Department of Cell and Molecular Biology, Northwestern University

W tym artykule

Podsumowanie

Aktywacja autofagii jest korzystna w zapobieganiu wielu chorobom. Jednym z fizjologicznych podejść do indukcji autofagii in vivo są ćwiczenia fizyczne. Tutaj pokazujemy, jak aktywować autofagię poprzez ćwiczenia aerobowe i mierzyć poziom autofagii u myszy.

Streszczenie

Autofagia to lizosomalny szlak degradacji niezbędny dla homeostazy, funkcji i różnicowania komórek. W warunkach stresowych autofagia jest indukowana i celuje w różne ładunki, takie jak cytozol luzem, uszkodzone organelle i nieprawidłowo sfałdowane białka, w celu degradacji w lizosomach. Powstałe cząsteczki składników odżywczych są zawracane z powrotem do cytozolu w celu syntezy nowych białek i produkcji ATP. Regulacja w górę autofagii ma korzystny wpływ na patogenezę wielu chorób, a także opisano farmakologiczne i fizjologiczne strategie aktywacji autofagii. Ćwiczenia aerobowe zostały niedawno zidentyfikowane jako skuteczny induktor autofagii w wielu narządach u myszy, w tym w mięśniach, wątrobie, sercu i mózgu. Tutaj pokazujemy procedury indukcji autofagii in vivo poprzez wymuszone ćwiczenia na bieżni lub dobrowolne bieganie na kółkach. Demonstrujemy również mikroskopowe i biochemiczne metody ilościowej analizy poziomów autofagii w tkankach myszy, przy użyciu białek markerowych LC3 i p62, które są transportowane i degradowane w lizosomach wraz z autofagosomami.

Wprowadzenie

Autofagia to ewolucyjnie zachowana ścieżka degradacji, która jest indukowana w odpowiedzi na różne warunki stresu, takie jak głód i niedotlenienie1,2. Podczas autofagii pęcherzyki z podwójną błoną, zwane autofagosomami, zawierają niepotrzebne lub uszkodzone składniki subkomórkowe i transportują je do lizosomów w celu degradacji3. Podstawowa autofagia jest niezbędna dla funkcji komórkowych i rozwoju organizmu, a upośledzona podstawowa autofagia jest związana z wieloma zaburzeniami, w tym neurodegeneracją, nowotworzeniem i cukrzycą typu 24,5,6.

Najbardziej znanym fizjologicznym induktorem autofagii jest głód. Ma jednak dwa zasadnicze ograniczenia. Po pierwsze, głód zajmuje dużo czasu, aby skutecznie wywołać autofagię u zwierząt, np. 48 godzin ograniczenia pokarmu u myszy w większości narządów. Po drugie, głód ledwo indukuje autofagię mózgu, ze względu na stosunkowo stabilne zaopatrzenie w składniki odżywcze w mózgu. W rzeczywistości trudno jest również wykryć indukcję autofagii przez induktory małocząsteczkowe, ponieważ wiele leków nie może przejść przez barierę krew-mózg. Tak więc, aby lepiej przeanalizować funkcję aktywacji autofagii w patogenezie choroby, niedawno odkryliśmy, że ćwiczenia są silniejszą fizjologiczną metodą indukowania autofagii w krótkim czasie7,8,9. W porównaniu z głodem, autofagia jest skutecznie indukowana przez bieganie na bieżni tak szybko, jak 30 minut. Tak więc ćwiczenia są wygodnym i silnym fizjologicznym podejściem do badania mechanizmu autofagii w pośredniczeniu w korzyściach zdrowotnych i zapobieganiu chorobom.

Istnieje kilka markerów białkowych do wykrywania aktywności autofagii, w tym LC3 i p62. LC3 (białko związane z mikrotubulami 1A / 1B-łańcuch lekki 3) jest białkiem cytozolowym (forma LC3-I), które jest sprzężone z PE (fosfatydyloetanoloaminą) po indukcji autofagii. LC3 lipidowany PE (forma LC3-II) jest rekrutowany na błony autofagosomalne i może być używany do wizualizacji autofagosomów po znakowaniu GFP. Jego translokacja z cytozolu do punktowych struktur autofagosomów pod mikroskopem wskazuje na indukcję autofagii. P62 jest receptorem ładunkowym dla substratów autofagii (takich jak białka ubikwitynacji) i jest również wbudowywany w autofagosomy. Ponieważ białko jest degradowane w lizosomach wraz z autofagosomami, jego poziomy można wykorzystać do pomiaru strumienia autofagii. Tutaj pokazujemy, jak wykorzystać te markery do ilościowego określenia autofagii w różnych tkankach myszy indukowanej ćwiczeniami aerobowymi, w tym ćwiczeniami wymuszonymi (bieżnia) i ćwiczeniami dobrowolnymi (koła do biegania). Te same procedury można również zastosować do pomiaru autofagii in vivo po leczeniu innymi induktorami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie zabiegi z udziałem zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi zatwierdzonymi przez Northwestern University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. Modele myszy

  1. Użyj 8-12 tygodniowych myszy w treningu fizycznym. Aby wykryć autofagię indukowaną wysiłkiem fizycznym in vivo, użyj myszy transgenicznych GFP-LC3 (tło C57BL / 6) do badań obrazowych i myszy C57BL / 6 do analiz biochemicznych.

2. Autofagia wywołana wysiłkiem fizycznym

  1. Ustawienie bieżni - ćwiczenia wymuszone
    1. Zaaklimatyzuj się i trenuj myszy na otwartej bieżni pod kątem 10° pod górę przez 2 dni. W dniu 1 ćwicz myszy przez 5 minut z prędkością 8 m/min, a w dniu 2 ćwicz myszy przez 5 minut z prędkością 8 m/min, a następnie kolejne 5 minut z prędkością 10 m/min10. Zachęcaj myszy do biegania, delikatnie szturchając je ręką.
    2. W 3 dniu pozwól myszom przejść pojedynczy atak biegania przez 90 minut na bieżni pod kątem 10°, zaczynając od prędkości 10 m/min. Po 40 minutach zwiększaj prędkość bieżni w tempie 1 m/min co 10 minut, w sumie 30 minut, a następnie zwiększaj prędkość w tempie 1 m/min co 5 minut, aż osiągnie 17 m/min, co daje łącznie 90 min czasu ćwiczeń i 1 070 metrów dystansu biegu.
    3. Ustaw bodziec elektryczny w niskim zakresie intensywności (1.2 Hz) i zachęcaj myszy do biegania, aby uniknąć powtarzających się wstrząsów stopą.
    4. W celu pobrania tkanek należy poddać myszy eutanazji poprzez inhalację izofluranu, a następnie zwichnięcie szyjki macicy bezpośrednio po wysiłku. Można również zastosować inne zatwierdzone metody eutanazji, takie jak wstrzyknięcie CO2 lub I.P. innych środków znieczulających. Wydaje się, że metody eutanazji nie mają wpływu na poziom autofagii.
  2. Ustawienie kółka biegowego - ćwiczenia dobrowolne
    1. Umieść koło do biegania myszy (o średnicy 11,4 cm) w klatce z pojedynczą myszą.
    2. Sprawdź wydolność biegową za pomocą licznika kilometrów roweru. Ustaw parametr koła [odległość (w mm) na pełny obrót koła] na 358 (11.4*π). Zmierz dystans biegu po 24 godzinach.
    3. Pozwól myszy działać dobrowolnie przez 2 tygodnie z kółkiem do biegania. W celu pobrania tkanek poświęć mysz rano po okresie biegu.

3. Ocena strumienia autofagii

  1. Aby zmierzyć strumień autofagiczny w warunkach spoczynku i wysiłku, potraktuj myszy chlorochiną inhibitorem autofagii przez trzy dni i porównaj je z myszami leczonymi PBS.
    1. Rozpuścić chlorochinę w PBS (5 mg/ml) i wstrzyknąć chlorochinę myszom dootrzewnowo w dawce 50 mg/kg/dobę przez trzy kolejne dni. Złóż w ofierze myszy i zbierz tkanki 3 godziny po ostatnim wstrzyknięciu.
    2. W przypadku myszy ćwiczących należy je wstępnie podawać chlorochiną przez dwa kolejne dni w dawce 50 mg/kg/dobę. Trzeciego dnia wstrzyknij myszom takie samo stężenie chlorochiny, a po 90 minutach pozwól im biegać na bieżni przez kolejne 90 minut.
    3. Poddaj myszy eutanazji przez inhalację izofluranu, a następnie zwichnięcie szyjki macicy. Zebrać tkanki natychmiast po biegu, tak aby całkowity czas inkubacji chlorochiny był taki sam jak u myszy kontrolnych (w stanie spoczynku) (3 godziny).
      UWAGA: Alternatywnie, użyj pojedynczego wstrzyknięcia chlorochiny, aby określić strumień autofagii w tkankach myszy.

4. Pobieranie i utrwalanie tkanek

  1. Przed pobraniem tkanek należy przygotować sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) i świeży 4% paraformaldehyd (PFA, uwaga: wymagane środki ochrony osobistej) w PBS o końcowym pH 7,4. Oba roztwory należy przechowywać w temperaturze 4 °C.
  2. Napełnij strzykawkę o pojemności 30 ml 15 - 20 ml 4% PFA (dla myszy GFP-LC3). Połączyć strzykawkę z igłą do cewnika 20 G.
  3. Po ćwiczeniach należy poddać myszy eutanazji poprzez inhalację izofluranu, a następnie zwichnięcie szyjki macicy.
  4. Połóż zwierzę na czystej powierzchni roboczej na jego grzbiecie. Wytnij i otwórz jamę klatki piersiowej, przecinając przeponę, aby odsłonić serce.
  5. Wykonaj małe nacięcie na wątrobie, aby krew mogła wypłynąć, i wstrzyknij powoli łącznie 15 ml 4% PFA do prawej komory serca przez cewnik, aż płuca i wątroba staną się całkowicie blade. Mysz należy wykonać bezpośrednio po sesji ćwiczeń, używając pompki strzykawkowej o stałym natężeniu przepływu 90 ml/h.
  6. Po perfuzji wyjmij igłę i zbierz interesujące Cię tkanki (np. brain11 i mięśnie szkieletowe). W przypadku mięśni szkieletowych należy rozciąć obszerny boczny. Krótko pociągnij skórę nogi do tyłu, aby odsłonić mięśnie, zlokalizuj mięsień czworogłowy uda12 i wypreparuj obszerny boczny mięsień, który jest zewnętrznym mięśniem przyczepionym do górnej części kości udowej.
  7. W celu dalszego utrwalenia i odwodnienia umieść tkanki myszy GFP-LC3 w 4% PFA na 24 godziny w 4 °C, a następnie przenieś je do 15% sacharozy-PBS w 4 °C przez noc lub do momentu, gdy tkanki się uspokoją, a następnie do 30% sacharozy-PBS w 4 °C przez noc lub do dłuższego przechowywania. Próbki należy przechowywać w ciemności tak długo, jak to możliwe, ponieważ mogą być wrażliwe na silne światło.
  8. W celu analizy western blot należy zamrozić tkanki myszy C57BL/6 bezpośrednio w ciekłym azocie i przechowywać je w temperaturze -80 °C.

5. Analiza obrazowa GFP-LC3 Puncta

  1. Proces tkankowy
    1. Tkanki (wcześniej utrwalone w PFA i przechowywane w 30% sacharozy) należy poddać wstępnej obróbce w pożywce do zatapiania, takiej jak "związek o optymalnej temperaturze cięcia" (OCT) przez kilka minut na oznakowanej małej szalce Petriego.
    2. Przenieść tkankę do oznakowanego kriomoldu zawierającego wystarczającą ilość świeżego OCT do pokrycia tkanki. Zorientuj powierzchnię przekroju w kierunku dna kriomoldu (przekrój poprzeczny dla mięśnia obszernego bocznego i przekrój strzałkowy dla półmózgowia). Unikaj tworzenia się pęcherzyków.
    3. Zamroź próbki, umieszczając kriomold na kilka minut w przykrytej chłodziarce piankowej wypełnionej suchym lodem, aż OCT zmieni kolor na biały. Zawiń poszczególne próbki w oznaczone folie, zamknij je w plastikowej torbie i przechowuj w temperaturze -80 °C przez noc lub dłużej.
    4. Za pomocą kriostatu przyciąć skrawki próbki o grubości 10 μm i zamontować je na szkiełkach. Przechowuj szkiełka w temperaturze -20 °C i zawsze trzymaj je z dala od światła, gdy tylko jest to możliwe.
  2. Przygotowanie preparatów
    1. Wyjmij szkiełka z zamrażarki i rozmroź je w temperaturze pokojowej. Przykryj przekrój tkanki kroplą pożywki montażowej z DAPI. Umieść szkiełko nakrywkowe o odpowiednim rozmiarze na wierzchu i unikaj tworzenia się pęcherzyków.
    2. Użyj lakieru do paznokci, aby uszczelnić krawędzie szkiełka nakrywkowego, pozostaw lakier do paznokci do wyschnięcia w ciemności w temperaturze pokojowej, a następnie przechowuj szkiełka w światłoszczelnym pojemniku w temperaturze 4 °C lub przystąp do obrazowania GFP-LC3 puncta.
  3. Kwantyfikacja GFP - LC3 puncta za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej
    1. Wykonaj mikroskopię epifluorescencyjną, wykonując zdjęcia w tym samym stanie (ekspozycja i ustawienia) dla wszystkich próbek. W przypadku GFP należy zastosować długość fali emisji 525 nm; dla DAPI użyj 490 nm. Uzyskaj co najmniej dziesięć obrazów na próbkę za pomocą obiektywu 60X dla obszernego bocznego i obszaru kory czołowej mózgu.
    2. Określ ilościowo liczbę punktów GFP-LC3 w obszarze tkanki 2,500μm2 na każdym obrazie do analizy statystycznej, zaślepionej dla grup eksperymentalnych. Oblicz średnią liczbę z 10 obrazów każdej próbki, korzystając z funkcji automatycznego pomiaru "Liczba obiektów". Ustawienia mięśnia obszernego bocznego to: próg L = 10, H = 200; 2X gładkie; 1X czyste, a ustawienia dla kory czołowej mózgu to: próg L = 11, H = 200; 2X gładkie; 1X czyste.

6. Analiza Western Blot na markerach autofagii

  1. Proces tkankowy
    1. Przygotować bufor do lizy: 50 mM Tris-HCl; 150 mM NaCl; 1 mM EDTA; 1% Triton X-100; inhibitor proteazy i inhibitor fosfatazy (świeżo dodany).
    2. Usuń tkankę myszy C57BL/6 z przechowywania w temperaturze -80 °C. Pokrój tkankę mięśniową na małe kawałki żyletką przed następnym procesem. Do próbki dodać 800 μl (dla półmózgowia) lub 500 μl (dla obszernego bocznego) buforu do lizy na zimno. Homogenizować próbkę w temperaturze 4 °C za pomocą homogenizatora o średniej prędkości.
    3. Homogenizowaną mieszaninę należy w pełni poddawać lizie przez kolejne 30 minut do 1 godziny w temperaturze 4 °C z rotacją.
    4. Odwirować homogenat w temperaturze 12 000 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C, wyrzucić osad i zebrać supernatant do nowej probówki.
  2. Analiza autofagii
    1. Określ stężenie białek w lizatach tkankowych za pomocą zestawu do oznaczania białek BCA zgodnie ze specyfikacją producenta. Znormalizować każdą próbkę do tego samego stężenia.
    2. Połączyć próbkę z 2x buforem próbki Laemmli w stosunku 1:1, gotować w temperaturze 95 °C przez 5 - 10 minut i kontynuować analizę western blot na markerach autofagii13,14, takich jak p62 (przeciwciało anty-p62, rozcieńczenie 1:500) i LC3 (przeciwciało anty-LC3, rozcieńczenie 1:500). Próbki należy zagotować natychmiast po dodaniu buforu do próbek, ponieważ dłuższa inkubacja na lodzie może spowodować powstanie wielu zdegradowanych pasm LC3.
    3. Określ ilościowo prążki p62 i LC3 za pomocą analizy densytometrycznej przy użyciu ImageJ i znormalizuj wartość do odpowiedniego pasma aktyny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejszy protokół opisuje dwie różne metody indukowania autofagii w tkankach mysich za pomocą ćwiczeń aerobowych: łącznie 90 min wymuszonego wysiłku na wielotorowej bieżni poprzedzonego dwudniową aklimatyzacją lub dwa tygodnie dobrowolnego wysiłku na kołowrotku użytkowanego przez myszy przetrzymywane pojedynczo. W każdym z protokołów ćwiczeń przepływ autofagii można zmierzyć za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej oraz analizy western blot w różnych narządach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Autofagia to proces kataboliczny, który dostarcza energii i zmniejsza cytotoksyczność poprzez lizosomalną degradację składników cytoplazmy lub uszkodzonych organelli. Badanie autofagii jest ważne, aby zrozumieć regulację homeostazy komórkowej i mechanizmy reakcji na stres. W dziedzinie badań pojawiają się nowe modele i metodologie15, aby zbadać, w jaki sposób upośledzona autofagia przyczynia się do wielu procesów patologicznych 16,17.

...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Dziękujemy Northwestern University Mouse Histology and Phenotyping Laboratory za techniczne wsparcie i pomoc, oraz Noboru Mizushima (University of Tokyo) za dostarczenie transgenicznych myszy GFP-LC3. A. R. i C. H. byli wspierani przez fundusze startowe z Northwestern University i grant z National Institutes of Health (DK094980).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
BieżniaColumbus Instruments150-RM Exer 3/6
Kółko do bieganiamyszy Super Pet100079365 średnica 11,4 cm
Dzwonek licznika kilometrówDASHBOARD 100
Pompka strzykawkowaKD ScientificKDS100
Mikroskop fluorescencyjnyNikonModel: mikroskop odwrócony ECLIPSE
HomogenizatorCryostatLeica CM 1850UV
IKA003737001 / Model: T10 Basic S1
ChlorochinaCAYMAN CHEMICAL COMPANY14194
ParafolmaldehyeSIGMA-ALDRICHP6148Wymagane środki ochrony osobistej. Ten produkt może uwalniać formaldehyd, substancję chemiczną, o której wiadomo, że powoduje raka.
Podłoże montażoweVector LaboratoriesH-1200
p62BD Biosciences610833
LC3przeciwciało Novus BiologicalsNB100-2220
2x Laemmli SampleBuffer Bio-Rad Laboratories161-0737
ImageJNIH
Przeciwciało

Bibliografia

  1. Mizushima, N., Yamamoto, A., Matsui, M., Yoshimori, T., Ohsumi, Y. In vivo analysis of autophagy in response to nutrient starvation using transgenic mice expressing a fluorescent autophagosome marker. Mol Biol Cell. 15, 1101-1111 (2004).
  2. Tracy, K., et al. BNIP3 is an RB/E2F target gene required for hypoxia-induced autophagy. Molecular and cellular biology. 27, 6229-6242 (2007).
  3. Mizushima, N., Komatsu, M. Autophagy: renovation of cells and tissues. Cell. 147, 728-741 (2011).
  4. Nikoletopoulou, V., Papandreou, M. E., Tavernarakis, N. Autophagy in the physiology and pathology of the central nervous system. Cell Death Differ. 22, 398-407 (2015).
  5. Rocchi, A., He, C. Emerging roles of autophagy in metabolism and metabolic disorders. Frontiers in biology. 10, 154-164 (2015).
  6. Mathew, R., Karantza-Wadsworth, V., White, E. Role of autophagy in cancer. Nature reviews. Cancer. 7, 961-967 (2007).
  7. He, C., et al. Exercise-induced BCL2-regulated autophagy is required for muscle glucose homeostasis. Nature. 481, 511-515 (2012).
  8. He, C., Sumpter, R. J., Levine, B. Exercise induces autophagy in peripheral tissues and in the brain. Autophagy. 8, 4(2012).
  9. Kuramoto, K., et al. Autophagy activation by novel inducers prevents BECN2-mediated drug tolerance to cannabinoids. Autophagy. 12, 1460-1471 (2016).
  10. Dougherty, J. P., Springer, D. A., Gershengorn, M. C. The Treadmill Fatigue Test: A Simple, High-throughput Assay of Fatigue-like Behavior for the Mouse. JoVE. , (2016).
  11. Navone, S. E., et al. Isolation and expansion of human and mouse brain microvascular endothelial cells. Nature protocols. 8, 1680-1693 (2013).
  12. Liu, L., Cheung, T. H., Charville, G. W., Rando, T. A. Isolation of skeletal muscle stem cells by fluorescence-activated cell sorting. Nature protocols. 10, 1612-1624 (2015).
  13. Eslami, A., Lujan, J. Western blotting: sample preparation to detection. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2010).
  14. Bjørkøy, G., et al. Chapter 12 Monitoring Autophagic Degradation of p62/SQSTM1. Methods Enzymol. 452, 181-197 (2009).
  15. Klionsky, D. J., et al. Guidelines for the use and interpretation of assays for monitoring autophagy (3rd edition). Autophagy. 12, 1-222 (2016).
  16. Levine, B., Kroemer, G. Autophagy in the Pathogenesis of Disease. Cell. 132, 27-42 (2008).
  17. Mizushima, N., Levine, B., Cuervo, A. M., Klionsky, D. J. Autophagy fights disease through cellular self-digestion. Nature. 451, 1069-1075 (2008).
  18. Fang, Y., et al. Duration of rapamycin treatment has differential effects on metabolism in mice. Cell Metab. 17, 456-462 (2013).
  19. Thomson, A. W., Turnquist, H. R., Raimondi, G. Immunoregulatory functions of mTOR inhibition. Nature reviews. Immunology. 9, 324-337 (2009).
  20. Miller, R. A., et al. Rapamycin-mediated lifespan increase in mice is dose and sex dependent and metabolically distinct from dietary restriction. Aging Cell. 13, 10(2014).
  21. Grumati, P., et al. Physical exercise stimulates autophagy in normal skeletal muscles but is detrimental for collagen VI-deficient muscles. Autophagy. 7, 1415-1423 (2011).
  22. Lira, V. A., et al. Autophagy is required for exercise training-induced skeletal muscle adaptation and improvement of physical performance. FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 27, 4184-4193 (2013).
  23. Lo Verso, F., Carnio, S., Vainshtein, A., Sandri, M. Autophagy is not required to sustain exercise and PRKAA1/AMPK activity but is important to prevent mitochondrial damage during physical activity. Autophagy. 10, 1883-1894 (2014).
  24. Kregel, K. C., et al. Resource book for the design of animal exercise protocols. American Physiological Society. , 152(2006).
  25. Lightfoot, J. T., Turner, M. J., Debated, K. S., Kleeberg, S. R. Interstrain variation in murine aerobic capacity. Med Sci Sports Exerc. 33, 5(2001).
  26. Rezende, E. L., Chappell, M. A., Gomes, F. R., Malisch, J. L., Garland, T. Maximal metabolic rates during voluntary exercise, forced exercise, and cold exposure in house mice selectively bred for high wheel-running. The Journal of experimental biology. 208, 2447-2458 (2005).
  27. Kayatekin, B. M., Gonenc, S., Acikgoz, O., Uysal, N., Dayi, A. Effects of sprint exercise on oxidative stress in skeletal muscle and liver. European journal of applied physiology. 87, 141-144 (2002).
  28. Kawanaka, K., Tabata, I., Tanaka, A., Higuchi, M. Effects of high-intensity intermittent swimming on glucose transport in rat epitrochlearis muscle. J Appl Physiol. 84, 4(1998).
  29. Fernando, P., Bonen, A., Hoffman-Goetz, L. Predicting submaximal oxygen consumption during treadmill running in mice. Can J Physiol Pharmacol. 71, 4(1993).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Aktywacja autofagiibie nia dla myszydobrowolne bieganie w ko owrotkureporter GFP LC3traktowanie chlorochinanaliza Western blotkonwersja LC3 IIdegradacja p62utrwalanie tkanek
Aktywacja autofagii przez ćwiczenia aerobowe u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.