Diagnostyka różnicowa w bolesnej endoprotezoplastyce jest kluczowa dla powodzenia leczenia. Aspiracja stawu jest rutynowo wykonywana przed operacją. Opisano multipleksową reakcję łańcuchową polimerazy aspiratu stawowego i płynu sonikacyjnego, które jest wykonalnym narzędziem do szybkiego wykrywania patogenów na podstawie tych próbek.
Artykuł metodologiczny
Nowatorska diagnostyka w rewizyjnej endoprotezoplastyce: sonikacja implantu i multipleksowa reakcja łańcuchowa polimerazy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
U pacjentów ortopedycznych, infekcje związane z ciałem obcym, zwłaszcza infekcje okołoprotezowe (PJI), są wyniszczającym powikłaniem endoprotezoplastyki. Zakażenie wymaga skomplikowanego leczenia, może skutkować długotrwałą hospitalizacją i powoduje znaczne koszty. U tych pacjentów może być konieczne wielokrotne rewizje chirurgiczne, co prowadzi do utraty funkcji, a także jakości życia.
Rutynowa diagnostyka przedoperacyjna obejmuje badanie krwi na obecność białka C-reaktywnego (CRP) i innych biomarkerów, a także analizę wspólnego aspiratu pod kątem liczby komórek, różnicowania i hodowli. Standardową procedurą jest również pobieranie próbek śródoperacyjnych do badań histologicznych i mikrobiologicznych. Badanie mikrobiologiczne usuniętych implantów za pomocą sonikacji, w połączeniu z zastosowaniem technik biologii molekularnej w mikrobiologii, stanowi dwie nowatorskie techniki stosowane obecnie w celu poprawy diagnostyki różnicowej PJI.
Prezentujemy tutaj krok po kroku procedurę analizy płynu do ssania stawów i sonikacji, przy użyciu systemu reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR) opartego na kartridżu. Wyniki porównano z konwencjonalnymi kulturami i kryteriami konsensusu dla PJI. Konwencjonalne hodowle mikrobiologiczne z biopsji tkanek, aspiratu stawów i płynu sonikacyjnego wykazały czułość odpowiednio 66,7%, 66,7% i 88,9% oraz swoistość odpowiednio 82,3%, 54,6% i 61,5%. Diagnostyka PCR płynu sonikacyjnego i płynu stawowego wykazała czułość odpowiednio 50,0% i 55,6%, a obie swoistość 100,0%. Obie połączone diagnostyki PCR miały czułość 66,7% i swoistość 100,0%. Multiplex PCR stanowi zatem szybkie narzędzie diagnostyczne o umiarkowanej czułości, ale wysokiej swoistości w diagnozowaniu PJI.
Wprowadzenie
Bolesne endoprotezoplastyki są wyzwaniem diagnostycznym w chirurgii ortopedycznej. Po aseptycznym rozluźnieniu, PJI jest drugą najczęstszą przyczyną niepowodzenia implantu i stanowi druzgocące powikłanie po operacji endoprotezoplastyki. PJI jest trudny do leczenia i trudny do zdiagnozowania. Nierozpoznanie PJI prawdopodobnie spowoduje nawrót infekcji, z poważną chorobowością, utratą funkcji i utratą jakości życia. Dlatego należy wykluczyć zakażenie u wszystkich pacjentów z bolesną endoprotezoplastyką, zanim rozpocznie się podjęcie działań terapeutycznych.
Historia pacjenta, badanie kliniczne, badanie krwi pod kątem CRP i liczby białych krwinek, a także radiografia lub szintigrafia chorego stawu stanowią podstawową diagnostykę1. Rutyna przedoperacyjna powinna również obejmować aspirację stawu w sterylnych warunkach, jeśli to możliwe. Pozyskany aspirat jest bardzo cennym materiałem w dalszej diagnostyce.
Oprócz liczby komórek i różnicowania komórek w aspiracji stawowej, co jest dobrze sprawdzonym testem2, wykrywanie biomarkerów białkowych może pomóc w diagnostyce różnicowej3,4,5. Konwencjonalna hodowla mikrobiologiczna pozostaje złotym standardem w wykrywaniu patogenów. Biofilmy, wywoływane zarówno przez bakterie Gram-dodatnie, jak i Gram-ujemne, przylegające do powierzchni implantów, są głównym czynnikiem chorobotwórczym w PJI. Dlatego w 2007 roku procedura sonikacji została wdrożona w diagnostyce zakażeń związanych z ciałem obcym w chirurgii ortopedycznej, przerywając biofilmy na usuniętych implantach, aby umożliwić wykrycie patogenu. W ten sposób bakterie są przenoszone z formy spoczynkowej do formy aktywnej, co umożliwia ponowne wykrycie w hodowli. Sonikacja usuniętych implantów wykazała wyższą czułość niż hodowle z próbek tkanek (78,5% vs. 60,8%)6.
Test amplifikacji kwasów nukleinowych (NAT), taki jak PCR, ostatnio trafił do grona lekarzy i mikrobiologów do diagnozowania PJI. Szczególnie u pacjentów, którzy otrzymali antybiotykoterapię przed operacją, wykazano, że diagnostyka PCR jest korzystna w identyfikacji organizmów sprawczych7,8,9. Niedawno wprowadzono nowy system multiplex PCR, specjalnie zaprojektowany do infekcji implantów i tkanek (ITI). Ten system oparty na kartridżach oferuje różnorodne markery genomowe do identyfikacji patogenów i markerów oporności na antybiotyki. Wśród jej zakresu zastosowań znajdują się liczne wskazania (infekcje stawów protezowych, infekcje pola operacyjnego, infekcje związane z kardiologią, infekcje związane z cewnikiem, infekcje stopy cukrzycowej, głębokie infekcje skóry i tkanek, infekcje implantów i infekcje ran oparzeniowych), a do tej techniki można użyć szerokiego panelu materiału próbki (płyn sonikacyjny, płyn maziowy, wymazy, tkanki, ropa, aspirat/wysięk i biofilm)10,11,12.
Największą zaletą procedury, w porównaniu do konwencjonalnej mikrobiologii, jest szybkość: patogen sprawczy można zidentyfikować w ciągu kilku godzin. Ponadto ten system PCR wykrywa szeroki panel markerów oporności kodowanych przez geny, co pozwala na wczesne rozpoczęcie celowanej antybiotykoterapii. Z pomocą PCR chirurdzy mogą być w stanie odróżnić pacjentów zakażonych od niezakażonych na bardzo wczesnym etapie procedury diagnostycznej11. Tutaj przedstawiamy protokół wykonania tego multipleksowego PCR, szybko diagnozując PJI z aspiratu stawów i płynu sonikacyjnego.
Protokół
To badanie zostało zatwierdzone przez lokalną komisję etyki (046/09, Rev. 3). Uzyskano świadomą zgodę i oświadczenie o ochronie danych osobowych od wszystkich uwzględnionych pacjentów.
1. Wspólne dążenie
UWAGA: Zabieg powinien być wykonany na sali operacyjnej lub w sali interwencyjnej, w której panują porównywalne warunki aseptyczne. Pomoc pielęgniarki lub lekarza jest pomocna, ale nie obowiązkowa.
- Ułóż pacjenta w pozycji leżącej na łóżku do badań. Upewnij się, że interesujący Cię staw jest wolny od odzieży. Skróć gęste lub długie włosy na ciele za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia. Nie usuwaj owłosienia na ciele maszynką do golenia. Umieść fluoroskop w kierunku przednio-tylnym, jeśli staw biodrowy ma zostać nakłuty. Jeśli kolano ma zostać przebite, umieść rolkę kolana pod kolanem pacjenta tak, aby kolano spoczywało w lekko zgiętej pozycji13.
- Przygotuj stół z narzędziami z następującym sterylnym sprzętem: sterylne waciki, sterylna serweta z fenestrowaną osłoną, jednorazowy sterylny skalpel, spiczaste ostrze chirurgiczne (typ #11) i sterylna strzykawka 10 ml ze sterylną kaniulą (20 gauge, 80 mm). Alkoholowy środek do dezynfekcji skóry, probówki do pobierania krwi i kolbę do posiewu krwi należy umieścić oddzielnie.
- Ubierz się w fartuch chirurgiczny, kaptur i maskę, a następnie załóż sterylne rękawiczki.
- Dokładnie umyj skórę pacjenta w miejscu wkłucia (np. górny recessus14 dla kolana i przednio-bocznego obszaru wrotnego dla biodra) środkiem do dezynfekcji skóry.
UWAGA: Należy zwrócić uwagę na wymagany czas ekspozycji na użyty środek dezynfekujący (zwykle 90 s w kolanie, 120 s w biodrze w przypadku alkoholowych środków dezynfekujących). - Przykryj miejsce nakłucia sterylną zasłoną z fenestracją. Zidentyfikuj miejsce nakłucia.
UWAGA: W przypadku kolana właściwe miejsce znajduje się 2 cm powyżej górnego słupa rzepki i 2 cm z boku do bocznej fasety. W przypadku biodra znajdź przedni górny kręgosłup biodrowy i poruszaj doogonowo, aż znajdzie się w linii z górnym spojeniem. Upewnij się, że miejsce jest boczne w stosunku do tętnicy udowej (około 4 cm), którą zawsze można dotknąć15.- Wykonaj małe nacięcie kłute przez skórę (o szerokości i głębokości 3 - 4 mm) spiczastym ostrzem skalpela w miejscu nakłucia. Nie należy stosować środków znieczulających miejscowo, ponieważ mogą one powodować fałszywie ujemne wyniki w hodowli mikrobiologicznej ze względu na ich działanie bakteriostatyczne.
- Przymocować kaniulę do ślizgu Luer strzykawki. Przełóż kaniulę przez nacięcie kłute. W górnym wgłębieniu stawu kolanowego wyceluj pod kątem 45° grzbietowym i przyśrodkowym, w kierunku wgłębienia poniżej górnego bieguna rzepki i wbij igłę na głębokość około 5 cm. Odessać płyn stawowy, wyciągając tłok strzykawki.
- Używaj wskazówek fluoroskopowych podczas nakłuwania stawu biodrowego. Wbić igłę w miejsce wkłucia, celując przyśrodkowo pod kątem 60°. We fluoroskopie upewnij się, że końcówka igły jest skierowana w stronę szyjki protezy. Przesuń kaniulę na głębokość około 8 cm (głębiej u pacjentów z tkanką tłuszczową) podczas zasysania, aż do uzyskania płynu stawowego. Trzymaj igłę w odpowiedniej pozycji podczas zasysania, aby uniknąć zadrapań powierzchni protezy.
UWAGA: Kontakt końcówki igły z protezą zapewnia ustawienie wewnątrzstawowe. Zwykle ze stawu biodrowego można odessać nie więcej niż 5 ml płynu, staw kolanowy da więcej niż 10 ml. - Po usunięciu kaniuli należy przyłożyć sterylny opatrunek na ranę w miejsce nacięcia kłutego. Aby zapobiec tworzeniu się krwiaka, nałóż bandaż na nogę z lekkim uciskiem.
- Używaj wskazówek fluoroskopowych podczas nakłuwania stawu biodrowego. Wbić igłę w miejsce wkłucia, celując przyśrodkowo pod kątem 60°. We fluoroskopie upewnij się, że końcówka igły jest skierowana w stronę szyjki protezy. Przesuń kaniulę na głębokość około 8 cm (głębiej u pacjentów z tkanką tłuszczową) podczas zasysania, aż do uzyskania płynu stawowego. Trzymaj igłę w odpowiedniej pozycji podczas zasysania, aby uniknąć zadrapań powierzchni protezy.
- Przenieść pobrany aspirat stawu do pojemników na próbki. Zapewnij sterylne techniki pracy przez cały czas.
- W celu zaszczepienia kolby do posiewu krwi u dzieci aspirowanym płynem stawowym należy zdezynfekować membranę kolby do posiewu krwi u dzieci alkoholowym środkiem dezynfekującym. Umieścić świeżą kaniulę na strzykawce i wstrzyknąć od 1 do 3 ml zasysanego płynu stawowego do kolby do posiewu krwi. Wymieszaj przez delikatne mieszanie lub obracanie16.
- W celu przygotowania rodzimej próbki aspiratu stawu należy wyjąć kaniulę ze strzykawki. Otwórz probówkę do pobierania krwi bez dodatków i wstrzyknij 1 ml aspiratu do tej probówki. Załóż i zamocuj pokrywkę do analizy PCR.
UWAGA: Niezwłocznie wyślij próbkę do laboratorium mikrobiologicznego w celu analizy PCR. Z tej samej próbki można również skonfigurować konwencjonalne mikrobiologiczne kultury tlenowe i beztlenowe17. - Przenieś od 1 do 4 ml aspiratu stawowego do probówki do pobierania krwi zawierającej EDTA do zliczania i różnicowania komórek2. Wyślij próbkę do laboratorium biochemicznego bez żadnych opóźnień.
2. Diagnostyka PCR
- Upewnij się, że wszystkie trzy urządzenia (lizator, analizator i kokpit; patrz tabela materiałów) są prawidłowo uruchomione. Na stole roboczym należy rozłożyć wszystkie materiały potrzebne do wykonania testu (wkład do PCR, probówkę z mieszanką główną, probówkę z próbką i nasadkę z probówką na próbkę, mikropipetę 0–200 μl i sterylne końcówki do pipet).
- Rozmrozić probówkę z mieszanką główną przed rozpoczęciem procedury, ustawiając ją w temperaturze pokojowej. Wszystkie materiały eksploatacyjne (probówka do mieszania głównego, kartusz i probówka z próbką) są już wstępnie oznaczone kodem kreskowym.
- Zdjąć nakrętkę probówki na próbkę. Pobrać 180 μl pobranej próbki (albo aspirat stawowy, patrz sekcja 1; lub płyn sonikacyjny, patrz sekcja 4) za pomocą pipety i przenieść do probówki z próbką. Zamknij probówkę z nakrętką probówki zawierającej kinazę białkową K i gen kontroli wewnętrznej w celu kontroli jakości całego przepływu pracy.
- W kokpicie otwórz oprogramowanie operacyjne, dotykając przycisku "nowy test" w lewym dolnym rogu. Wprowadź dane pacjenta lub identyfikator próbki za pomocą ekranu dotykowego. Aby wybrać próbkę, najpierw wybierz "ITI-Cartridge" z listy rozwijanej, następnie "Ortopedia" jako tryb aplikacji, a na końcu wybierz "płyn maziowy" lub "płyn sonikacyjny" jako typ próbki. Naciśnij przycisk start.
- Zeskanuj kod kreskowy na spodzie probówki z próbką. Włóż probówkę z próbką do lizatora.
UWAGA: Proces lizy rozpocznie się automatycznie i potrwa około 30 minut. Odliczanie timera na ekranie lizatora wskaże, kiedy liza zostanie zakończona. - Wybierz próbkę na ekranie kokpitu, aby odblokować probówkę z próbką z lizatora. Wyjmij probówkę z próbką z lizatora i zamknij górną pokrywę lizatora. Przenieś probówkę z próbką do szczeliny probówki z próbką we wkładzie PCR. Włóż rozmrożoną probówkę mastermix do szczeliny mastermix we wkładzie PCR.
- Postępuj zgodnie z instrukcjami na monitorze w kokpicie, skanując wkład PCR za pomocą mastermix i probówki z próbką.
- Włóż wkład PCR do wskazanego gniazda wkładu analizatora. Po zakończeniu analizator zwalnia wkład.
UWAGA: Warunki PCR są wstępnie ustawione przez producenta i nie mogą być zmieniane przez użytkownika. Więcej informacji można znaleźć w przewodniku po aplikacjach producenta. Proces PCR rozpocznie się automatycznie i potrwa około 4 godzin 10 minut. - Wyjmij i wyrzuć wkład. Na ekranie dotykowym kokpitu wybierz "bieżące testy" w lewym dolnym rogu, a następnie wybierz prawidłowy identyfikator próbki, aby wyświetlić wyniki testu. Zapisz wyniki w pamięci urządzenia i wydrukuj lub wyeksportuj (za pomocą dysku USB) w celu uzyskania dalszych informacji.
UWAGA: Niezwłocznie zgłoś chirurgowi wynik PCR, w tym identyfikację patogenu i wykrycie markerów oporności. Przeanalizowano panel ze 114 docelowymi kwasami dezoksyrybonukleinowymi (DNA) patogenów bakteryjnych i grzybiczych zwykle występujących w infekcjach implantów i infekcjach tkanek miękkich, wraz z najczęstszymi markerami oporności na antybiotyki.
3. Zabieg chirurgiczny: śródoperacyjne pobieranie próbek
UWAGA: Operacja endoprotezoplastyki rewizyjnej wymaga specjalistycznego poziomu umiejętności i wiedzy; aby uzyskać pełny przegląd procedur chirurgicznych, zapoznaj się z podręcznikami chirurga18. Pełny i szczegółowy opis zabiegu chirurgicznego wykraczałby daleko poza zakres tego artykułu. W tym miejscu nacisk kładziony jest na szczegóły pobierania próbek i wstępnej analizy. W przypadku rewizyjnej endoprotezoplastyki należy powstrzymać się od podawania jednorazowej dawki antybiotyków, aby nie pogorszyć wyników próbek mikrobiologicznych uzyskanych podczas operacji. Przestrzeganie tej zasady jest zalecane, choć ta praktyka jest kontrowersyjna19,20. Jeśli to możliwe, należy korzystać z istniejącego dostępu chirurgicznego do stawu. Dodatkowe podejścia chirurgiczne zagrożą tkankom miękkim i zwiększą tworzenie się blizn.
- Wypreparuj tkankę, aż torebka stawowa będzie dobrze odsłonięta. Wykonać artrotomię z gotową strzykawką, aby można było pobrać więcej płynu stawowego do sterylnej strzykawki w celu dalszej analizy, jak podano powyżej (kroki 1.7.1-1.7.3).
UWAGA: Nie wolno stosować antyseptycznych płynów do płukania do czasu usunięcia implantu i pobrania próbek tkanek. - Usuń implanty stawów. Natychmiast po usunięciu należy przenieść części implantu do sterylnego plastikowego pojemnika z pokrywką szczelną i hermetyczną.
UWAGA: Szczegółowe instrukcje dotyczące usuwania implantów można znaleźć w literaturze podręcznika (Kolano, np.: Wirtz i wsp., Rozdział 16.421; Hip, np.: Claes et al., Rozdział 14.5.122). Mogą być konieczne specjalne przyrządy, zgodnie z instrukcjami producenta. Technika usuwania implantów różni się znacznie w zależności od typu implantu i metody mocowania. Zestaw dłut i wierteł, młotek ślizgowy oraz uniwersalny zestaw do usuwania gwoździ śródszpikowych są pomocne w usuwaniu zintegrowanych implantów kostnych23,24. - Użyj sterylnej ostrej kirety, kleszczyków i rongeur, aby usunąć tkankę błony z powierzchni styku kość-implant. Przenieść reprezentatywną próbkę tkanki do sterylnego plastikowego pojemnika z zakręcaną pokrywką, jako próbki do badań mikrobiologicznych i histologicznych.
UWAGA: Do oczyszczenia kanału szpikowego ze wszystkich tkanek miękkich można użyć rozwiertaka. Weź również próbki tkanki maziowej i torebki stawowej do badania i przechowuj je w sterylnych pojemnikach. W sumie muszą zostać zebrane co najmniej cztery okazy. - Natychmiast wyślij wszystkie próbki i wysadzone części do laboratorium mikrobiologicznego.
UWAGA: Następnie można podać antybiotyki. Wybór odpowiednich antybiotyków jest niezbędny i musi być indywidualną decyzją25,26. Koncepcje terapeutyczne muszą być wcześniej ustalone przez interdyscyplinarny panel chirurgów i mikrobiologów. - Zakończ oczyszczanie poprzedniego miejsca implantacji, usuwając wszelkie tkanki, które wykazują oznaki zanieczyszczeń (takich jak zużycie polietylenu, cząstki metalu lub cementu) lub infekcji i martwicy (tkanki ropne, naczyniowe, pokryte fibryną, błoniaste lub "szlamowe"). Usuń wszelkie martwe lub kostne kości. Usuń wszystkie ciała obce, takie jak, druty, szyjki zębowe, resztki cementu kostnego lub niewchłanialne szwy (patrz Claes et al., Rozdział 14.5.322).
- Przepłukać miejsce operacyjne za pomocą wybranego środka do dezynfekcji ran za pomocą strzykawki o pojemności 50 ml. Nawadniać dużą ilością (co najmniej 3 l) roztworu dzwonka za pomocą pulsacyjnego systemu płukania. Do ustabilizowania joint27 może być konieczne zastosowanie podkładki dystansowej.
- Zamknąć ranę za pomocą powlekanych przeciwbakteryjnie wchłanialnych głębokich szwów do torebki lub powięzi (plecione szwy poliglaktynowe, powlekane triklozanem, USP 2) i tkanki podskórnej (plecione szwy poliglaktynowe, powlekane triklozanem, USP 0). Zamknij skórę za pomocą nieresorpcyjnych szwów przerywanych (monofiliowy polipropylen, USP 0 lub USP 2-0).
4. Sonikacja
UWAGA: Bądź ostrożny, aby pracować ściśle aseptycznie. Do dalszego przetwarzania eksplantowanego materiału należy użyć stanowiska bezpieczeństwa biologicznego klasy II z laminarnym przepływem powietrza.
- Otwórz plastikowy pojemnik z eksplantowaną protezą z sali operacyjnej (patrz krok 3.2) pod stołem roboczym z laminarnym przepływem powietrza i dodaj sterylny 0,9% roztwór chlorku sodu, aż eksplantowane ciało obce zostanie pokryte co najmniej w 80% (ok. 500-800 ml).
- Zamknij plastikowy pojemnik. Dokładnie wstrząśnij lub zamieszaj plastikowy pojemnik za pomocą mieszalnika wirowego o dużej intensywności przez 30 sekund. Przenieść plastikowy pojemnik do kąpieli sonikacyjnej. Sprawdź poziom płynów w kąpieli sonikacyjnej.
UWAGA: Poziom płynu w kąpieli sonicyjnej musi być taki sam jak wewnątrz plastikowego pojemnika. Upewnij się, że plastikowy pojemnik nie może zostać zalany i w razie potrzeby dodaj lub usuń płyn z kąpieli sonizacyjnej. - Sonikować próbkę przez 5 minut z częstotliwością 40 ± 2 kHz i gęstością mocy 0,22 ± 0,04 W/cm2. Dokładnie wstrząsnąć lub wirować próbkę przez 30 s.
UWAGA: Czas sonikacji od 1 do 5 minut jest najlepszy do rozpuszczania biofilmów, bez żadnego wpływu na żywotność bakterii28. - Wewnątrz ławki z przepływem laminarnym zbierz 50 ml płynu sonikacyjnego i przenieś go do sterylnej, szczelnie zamkniętej probówki.
- Aby uzyskać skoncentrowany płyn sonikacyjny, należy odwirować probówkę przez 10 minut przy 4 200 x g. Pozostawiając pozostałą objętość 10 ml, odrzucić pozostały supernatant za pomocą pipety. Zawiesić osad przez pipetowanie i wirowanie.
- Zaszczepić odpowiednie podłoża hodowlane (np. agar z krwią, agar czekoladowy, agar Sabouraud, agar Schaedlera, agar Kanamycyna-wankomycyna lub bulion tioglikolanowy) 0,5 ml stężonego płynu sonikacyjnego każdy. Zaszczepić kolbę do posiewu krwi u dzieci 2 ml roztworu krwi, jak opisano powyżej (patrz krok 1.7.1). Przenieść 1 ml stężonego płynu sonikacyjnego do probówki do pobierania krwi bez dodatków do analizy PCR.
- Przenieść zaszczepioną pożywkę hodowlaną do inkubatora (35 °C, 5% CO2 ). Inkubuj kultury przez 14 dni i codziennie sprawdzaj wzrost.
- Po 14 dniach wyrzuć kultury bez wzrostu i zgłoś jako negatywne. W przypadku wykrycia wzrostu należy przeprowadzić identyfikację patogenu przy użyciu standardowych technik identyfikacji i testów wrażliwości. Niezwłocznie zgłoś wynik chirurgowi.
UWAGA: W tym przypadku identyfikację patogenów przeprowadzono za pomocą spektroskopii MALDI-TOF (Matrix-assisted LASER desorbtion/jonizization - time of flight). Test wrażliwości na środki przeciwdrobnoustrojowe przeprowadzono za pomocą półautomatycznego analizatora29,30,31.
Wyniki
Obecność PJI, zgodnie z definicją przyjętą na spotkaniu konsensusowym Musculoskeletal Infection Society (MSIS), uznawano za potwierdzoną w przypadku wystąpienia jednego kryterium głównego lub co najmniej trzech z pięciu kryteriów pomocniczych. Kryteria główne obejmują obecność przetoki lub wykrycie patogenu w dwóch oddzielnych próbkach mikrobiologicznych. Kryteria pomocnicze obejmują dodatni wynik liczenia komórek ( >3,000 leukocytów/µL) lub dodatnią różniczkowanie komórek ( >85% granulocytów neutrofilnych) w aspiracie stawowym, podwyższone stężenie CRP i odczyn CRP w próbkach krwi, dodatni wynik badania histologicznego próbek tkanek lub wykrycie patogenu w tylko jednej próbce mikrobiologicznej19. Czułość i swoistość obliczono dla testu amplifikacji kwasów nukleinowych (NAT) w porównaniu ze złotym standardem MSIS. Szczegółowe dane dotyczące pacjentów, w tym wykryte patogeny, przedstawiono w Tabeli 1.
Nasze wyniki wykazały umiarkowaną czułość diagnostyki PCR płynu z sonikacji oraz aspiratu stawowego (50,0% i 55,6%), ale bardzo wysoką swoistość na poziomie 100%11. W każdym przypadku, gdy diagnostyka PCR (łącznie n = 62 testy) wykazała wynik dodatni w aspiracie stawowym (n = 31) lub w płynie z sonikacji (n = 31), ten sam patogen został później wykryty w jednej z konwencjonalnych kultur mikrobiologicznych. Badanie PCR różnych próbek w przypadkach braku infekcji nie wykazało wyników fałszywie dodatnich (patrz Rysunek 1).
Diagnostyka PCR nie wykryła niektórych patogenów, których obecność potwierdzono za pomocą konwencjonalnych metod hodowli mikrobiologicznych. Metoda PCR nie wykryła 6 z 16 (37,0%) rzeczywistych patogenów w próbkach płynu po sonikacji oraz 5 z 13 (38,0%) patogenów z hodowli płynu stawowego. Diagnostyka PCR najczęściej nie wykrywała gronkowców koagulazy-ujemnych (8 z 11). Połączona diagnostyka PCR obu materiałów (aspiratu stawowego i płynu po sonikacji, tzw. „pooled PCR”) prawidłowo zidentyfikowała 12 z 18 przypadków zakażeń (czułość 66,7%, 95% CI: 41,0% do 86,7%, patrz Tabela 2).
Rysunek 1: Podsumowanie wyników NAT. Wykres przedstawia zbiorcze wyniki uzyskane z próbek pacjentów. Po prawej stronie znajduje się grupa pacjentów spełniających kryteria PJI, po lewej stronie grupa, która ich nie spełniała. Słupki reprezentują metody amplifikacji kwasów nukleinowych. Wyniki fałszywie dodatnie i fałszywie ujemne zaznaczono na czerwono jako procent całości. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.
| Staw | Przyczyna rewizji | Czy spełnia kryteria MSIS? | Poprzednia terapia antybiotykowa? | Sonikacja hodowli w cieczy | Posiew aspiratu stawowego | sonikacja hodowli NAT | aspirat stawowy NAT |
| Biodro | aseptyczne obluzowanie | Nie | Nie | ||||
| Kolano | aseptyczne obluzowanie | Nie | Nie | Staphylococcus epidermidis | |||
| Kolano | aseptyczne obluzowanie | Nie | Nie | Dermabacter człowieka | |||
| Kolano | aseptyczne obluzowanie | Nie | Nie | ||||
| Kolano | aseptyczne obluzowanie | Nie | Nie | Leifsonia wodny | |||
| Biodro | aseptyczne poluzowanie | Nie | Nie | ||||
| Kolano | aseptyczne obluzowanie | Nie | Nie | ||||
| Kolano | niestabilność | Nie | Nie | ||||
| Biodro | przewlekłe zwichnięcie | Nie | Nie | Staphylococcus haemolyticus | |||
| Kolano | aseptyczne obluzowanie | Nie | Nie | ||||
| Biodro | aseptyczne poluzowanie | Nie | Nie | ||||
| Biodro | aseptyczne poluzowanie | Nie | Nie | Staphylococcus epidermidis | |||
| Kolano | niestabilność | Nie | Nie | ||||
| Kolano | ostra infekcja | Tak | Tak | *Pseudomonas aeruginosa* | *Pseudomonas aeruginosa* | *Pseudomonas* aeruginosa | |
| Kolano | ostra infekcja | Tak | Nie | Escherichia coli | Escherichia coli | Escherichia coli | |
| Biodro | przewlekła infekcja | Tak | Nie | Corynebacterium spp. | Staphylococcus epidermidis | ||
| Kolano | infekcja ostra | Tak | Nie | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Gronkowiec aureus |
| Kolano | przewlekła infekcja | Tak | Nie | Streptococcus agalacticae | Streptococcus agalacticae | Streptococcus agalacticae | Streptococcus agalacticae |
| Biodro | przewlekła infekcja | Tak | Tak | Staphylococcus aureus | |||
| Kolano | przewlekła infekcja | Tak | Nie | Staphylococcus epidermidis | |||
| Kolano | przewlekła infekcja | Tak | Tak | Staphylococcus epidermidis | Staphylococcus epidermidis | ||
| Biodro | przewlekła infekcja | Tak | Nie | Staphylococcus epidermidis | Staphylococcus epidermidis | ||
| Kolano | przewlekła infekcja | Tak | Nie | Staphylococcus epidermidis | koagulazo-ujemne Gronkowce | koagulazo-ujemne Gronkowce | |
| Biodro | przewlekła infekcja | Tak | Nie | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | ||
| Kolano | ostra infekcja | Tak | Nie | Staphylococcus epidermidis | Staphylococcus epidermidis | koagulazo-ujemne Grudkowce | koagulazo-ujemne Gronkowce |
| Biodro | ostra infekcja | Tak | Nie | Staphylococcus epidermidis | koagulaza-ujemne Gronkowce | ||
| Biodro | przewlekła infekcja | Tak | Nie | Staphylococcus epidermidis | Staphylococcus epidermidis | ||
| Biodro | ostra infekcja | Tak | Nie | Staphylococcus epidermidis | koagulazo-ujemne Gronkowce | ||
| Kolano | przewlekła infekcja | Tak | Nie | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Gronkowiec aureus | |
| Biodro | przewlekła infekcja | Tak | Nie | Enterococcus faecialis | Enterococcus faecalis | Enterococcus spp. | Enterococcus spp. |
| Kolano | przewlekła infekcja | Tak | Tak | Enterococcus faecalis | Enterococcus faecalis | Enterococcus spp. | Enterococcus spp. |
Tabela 1: Dane pacjentów i wykryte patogeny. Wyniki w formie tabelarycznej dotyczące danych pacjentów, w tym przyczyny operacji rewizyjnej, zgodności z kryteriami MSIS oraz patogenów wykrytych w konwencjonalnej mikrobiologii i analizie NAAT.
| Kryteria | Sonicacja PCR | Aspirat do PCR | PCR z prób połączonych |
| wartość p | 0.0036 | 0.0013 | 0.0001 |
| Czułość | 50.0% | 55.6% | 66.7% |
| Swoistość | 100.0% | 100.0% | 100.0% |
| Wartość predykcyjna dodatnia | 100.0% | 100.0% | 100.0% |
| Wartość predykcyjna ujemna | 59.1% | 61.9% | 68.4% |
Tabela 2: Wyniki metod mikrobiologicznych. Tabela z wynikami oceny diagnostyki PCR płynu z sonikacji, aspiratu stawowego oraz połączonego PCR. N = 31 próbek dla aspiratu i sonikacji, odpowiednio, n = 62 dla danych z połączonego PCR.
Dyskusja
Zakażenie ciałem obcym jest pojawiającym się problemem w chirurgii ortopedycznej i urazowej z kosztownym leczeniem, długą hospitalizacją i niewydolnością funkcjonalną dotkniętych chorobą stawów. Diagnostyka różnicowa jest wyzwaniem. Wielu badaczy i klinicystów zwraca uwagę na ten temat, dążąc do znalezienia bardziej precyzyjnych i wiarygodnych metod diagnozowania infekcji związanych z ciałami obcymi. Do tej pory wiele różnych narzędzi diagnostycznych jest ocenianych i wdrażanych w ścieżce diagnostycznej32.
Procedura sonikacji jest nieocenioną metodą, wykazującą lepszą czułość niż konwencjonalne hodowle z próbek tkanek6. W naszym badaniu wykazaliśmy, że posiewy płynów sonifikacyjnych mają czułość 88,9% przy swoistości 61,5%. Konwencjonalne hodowle z próbek tkanek i aspiratów stawów miały czułość 66,7% ze swoistością odpowiednio 82,3% i 84,6%. Inni badacze wykazują podobne wyniki dla tych konwencjonalnych procedur mikrobiologicznych 6,33,34,35. Często krytykuje się, że procedura sonikacji jest podatna na zanieczyszczenie, dlatego należy zachować szczególną ostrożność podczas obchodzenia się z próbkami.
Możliwość wykrycia DNA patogenu sprawczego w próbkach tkanek lub płynach jest intrygująca. NAT to szybka procedura, która może dostarczyć wyniki w ciągu kilku godzin, w porównaniu z czasochłonnymi metodami hodowli mikrobiologicznej. Bez wątpienia NAT ma dobrą czułość w wykrywaniu patogenów, ale wiąże się z ryzykiem wykrycia zanieczyszczeń, a zatem brakuje mu swoistości36. Ogromne korzyści płynące z tej techniki PCR w diagnozowaniu PJI zostały udokumentowane zwłaszcza u pacjentów, którzy otrzymywali antybiotykoterapię tuż przed zabiegiem chirurgicznym lub przez dłuższy okres 7,8. Badania sugerują, że NAT płynu sonikacyjnego może dodatkowo zwiększyć czułość i swoistość37. Niestety, technika ta nie jest rutynowo dostępna w laboratoriach ze względu na czasochłonny przebieg pracy.
Ogólnie rzecz biorąc, technika PCR ma pewne ograniczenia: NAT wykrywa DNA bez rozróżnienia między bakteriami żywymi i nieżywotnymi, co utrudnia interpretację wyników. PCR o szerokim zakresie wykryje tylko rybosomalny kwas rybonukleinowy 16S (16S rRNA), nie różnicując patogenów37. Bardziej szczegółowe systemy nie wykrywają rutynowo kodowanych genów markerów oporności na antybiotyki. Celowana antybiotykoterapia może być zatem ograniczona bez dalszych badań wrażliwości.
System zastosowany w tym badaniu przezwycięża niektóre z tych ograniczeń, różnicując określone bakterie i identyfikując markery oporności kodowane przez geny. Ogólnie rzecz biorąc, testy NAT można uznać za szybkie i użyteczne uzupełnienie w celu potwierdzenia PJI 7,8,9,38.
Konieczne jest planowanie z wyprzedzeniem w aspiracji stawów i podczas operacji: pojemniki na próbki muszą być sterylne i gotowe, a także musi być dostępny szybki transport próbki. Chirurdzy powinni poinformować swoich mikrobiologów o planowanych zabiegach i o tym, jakiego materiału próbki mogą się spodziewać. Podczas wykonywania aspiracji stawu należy zapewnić ściśle sterylne warunki, aby zapobiec jatrogennemu zakażeniu stawu. U pacjentów z tkanką tłuszczową nakłucie stawu może być trudne, a pomocne mogą być wskazówki fluoroskopowe. Operacja rewizyjnej endoprotezoplastyki wymaga bardzo wysokiego poziomu wiedzy specjalistycznej i powinna być wykonywana wyłącznie przez wykwalifikowanego chirurga. Eksplantowany materiał nie powinien być przechowywany na sali operacyjnej dłużej niż to konieczne, ale powinien zostać wysłany do mikrobiologa tak szybko, jak to możliwe. Bardzo krytyczną częścią tego protokołu jest potencjalne ryzyko zanieczyszczenia. Nie tylko podczas pobierania próbek, ale także podczas obchodzenia się z nimi w laboratorium mikrobiologicznym, cały zaangażowany personel (chirurg ortopeda, pielęgniarki, technicy, mikrobiolodzy) musi pracować szybko i dokładnie oraz być odpowiednio przeszkolony w zakresie procedur.
Sonikacja i NAT są cennymi narzędziami w diagnozowaniu infekcji związanych z implantami. Niemniej jednak wyniki należy zawsze dokładnie kwestionować. Zalecamy przedyskutowanie wyników przy okrągłym stole z chirurgami ortopedami, mikrobiologami i specjalistami chorób zakaźnych oraz patologami w celu uzgodnienia zindywidualizowanej strategii terapeutycznej.
Wdrożenie tej techniki w ścieżce diagnostycznej PJI może mieć kilka zalet. Jest to szybka diagnostyka, której wynik jest możliwy w ciągu kilku godzin. Ze względu na analizę kilku markerów oporności kodowanych genami, celowana antybiotykoterapia może mieć miejsce na bardzo wczesnym etapie przebiegu klinicznego. Efektem ubocznym jest to, że antybiotyki o szerokim zakresie mogą być zachowane we wskazaniach, w których są naprawdę potrzebne. Inne rodzaje próbek (np. próbki tkanek, wymazy, krwiaki itp.) mogą być również badane zgodnie z naszym protokołem. Ponieważ kartusz PCR jest systemem zamkniętym, rozwiązywanie problemów nie jest konieczne ani możliwe po stronie użytkownika. Wszelkie dostosowania protokołu muszą zostać wdrożone przez producenta. Zmiany zarówno w oprogramowaniu, jak i sprzęcie (kartridżu) są stale wprowadzane przez producenta w celu ulepszenia systemu, jednak żadne szczegóły nie są podawane do wiadomości publicznej na temat dokładnych zmian w nowszych wersjach.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy chcieliby podziękować firmie Curetis GmbH za wsparcie tego badania.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| sterylny pojemnik plastikowy | Zablokuj & Zamek, Dystrybutor ISI GmbH, Solingen, Niemcy | EAN 8803733184403 | Pojemnik transportowy na implanty |
| Bactosonic 14.2 | Bactosonic, Bandelin, Berlin, Niemcy | 3290 | "Maszyna do sonikacji" |
| 50ml probówki Falcon | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | 352070 | Wirowanie |
| PEDS średnie kolby do posiewów krwi | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | 442194 | pożywka |
| hodowlana Columbia z 5% krwią owczą | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | 254071 | pożywka |
| hodowlana Mac Conkey agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | 254078 | hodowla pożywki |
| czekoladowej | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | 254089 | pożywka |
| hodowlana sabourauda | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | 254096 | pożywka hodowlana |
| bulionu tioglikolanowego | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | 221788 | pożywka |
| hodowlana Schaedler agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | 254084 | pożywka |
| hodowlana kanamycyna/wankomycyna agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | 254077 | pożywka |
| hodowlana Bactec FX system hodowli krwi | Becton & Dickinson, Heidelberg, Niemcy | Pożywka | hodowlana 441386/441385 |
| Analizator Unyvero A50 | Curetis, Holzgerlingen, Niemcy | Maszyna do PCR | 60001 |
| Unyvero L4 Lysator | Curetis, Holzgerlingen, Niemcy | Maszyna do PCR | 60002 |
| Unyvero C8 Cockpit | Curetis, Holzgerlingen, Niemcy | 60003 | Maszyna do PCR |
| Unyvero M1 Masterix Tube | Curetis, Holzgerlingen, Niemcy | 10002 | materiały eksploatacyjne PCR |
| Unyvero i60 ITI Cartridge | Curetis, Holzgerlingen, Niemcy | 10040 | materiałów eksploatacyjnych PCR |
| Unyvero Sample Tube Cap | Curetis, Holzgerlingen, Niemcy | 10004 | materiały eksploatacyjne PCR |
| Unyvero Sample Tube | Curetis, Holzgerlingen, Niemcy | 10003 | materiały eksploatacyjne PCR |
| S-Monovette 2.7ml | Sarstedt AG, Nü mbrecht, Niemcy | 05.1729.001 | Pojemnik transportowy (aspirat) |
| skalpel typ 11 | pfm medical, Kolonia, Niemcy | 200130011 | skalpel do nacięcia kłutego |
| PP Pojemnik 70mL 55x45mm | Sarstedt AG, Nü mbrecht, Niemcy | 759,922,721 | Pojemnik transportowy (próbka tkanki) |
| Vicryl Plus | Johnson& Johnson Medical GmbH, Ethicon Niemcy, Norderstedt, Niemcy | VCP247H | materiał do szwów chirurgicznych |
| Prolene 0 | Johnson& Johnson Medical GmbH, Ethicon Niemcy, Norderstedt, Niemcy | EH7920H | materiał do szwów chirurgicznych |
| Prolene 2/0 | Johnson& Johnson Medical GmbH, Ethicon Niemcy, Norderstedt, Niemcy | EH7697H | materiał do szwów chirurgicznych |
| Kodan Tinktur forte farblos | Schü lke & Mayr GmbH, Norderstedt, Niemcy | 104005 | alkoholowy środek do dezynfekcji skóry |
Bibliografia
- Wimmer, M. D., et al. Evaluation of an interdisciplinary therapy algorithm in patients with prosthetic joint infections. Int Orthop. 37 (11), 2271-2278 (2013).
- Trampuz, A., et al. Synovial fluid leukocyte count and differential for the diagnosis of prosthetic knee infection. Am J Med. 117 (8), 556-562 (2004).
- Randau, T. M., et al. Interleukin-6 in serum and in synovial fluid enhances the differentiation between periprosthetic joint infection and aseptic loosening. PLoS One. 9 (2), e89045(2014).
- Deirmengian, C. A., Wongworawat, M. D. Editor's spotlight/take 5: diagnosing periprosthetic joint infection: has the era of the biomarker arrived. Clin Orthop Relat Res. 472 (111), 3250-3253 (2014).
- Gollwitzer, H., et al. Antimicrobial peptides and proinflammatory cytokines in periprosthetic joint infection. J Bone Joint Surg Am. 95 (7), 644-651 (2013).
- Trampuz, A., et al. Sonication of removed hip and knee prostheses for diagnosis of infection. N Engl J Med. 357 (7), 654-663 (2007).
- Achermann, Y., Vogt, M., Leunig, M., Wust, J., Trampuz, A. Improved diagnosis of periprosthetic joint infection by multiplex PCR of sonication fluid from removed implants. J Clin Microbiol. 48 (40), 1208-1214 (2010).
- Portillo, M. E., et al. Multiplex PCR of sonication fluid accurately differentiates between prosthetic joint infection and aseptic failure. J Infect. 65 (6), 541-548 (2012).
- Qu, X., et al. PCR-based diagnosis of prosthetic joint infection. J Clin Microbiol. 51 (8), 2742-2746 (2013).
- Borde, J. P., et al. Diagnosis of prosthetic joint infections using UMD-Universal Kit and the automated multiplex-PCR Unyvero i60 ITI((R)) cartridge system: a pilot study. Infection. 43 (5), 551-560 (2015).
- Hischebeth, G. T., et al. Unyvero i60 implant and tissue infection (ITI) multiplex PCR system in diagnosing periprosthetic joint infection. J Microbiol Methods. 121, 27-32 (2016).
- Prieto-Borja, L., et al. Evaluation of a commercial multiplex PCR (Unyvero i60(R)) designed for the diagnosis of bone and joint infections using prosthetic-joint sonication. Enferm Infecc Microbiol Clin. , (2016).
- Bernau, A., Heeg, P. Intraarticular punctures and injections: indications--prevention of infection--technique--complications. Orthopade. 32 (6), 548-569 (2003).
- Courtney, P., Doherty, M. Joint aspiration and injection and synovial fluid analysis. Best Pract Res Clin Rheumatol. 27 (2), 137-169 (2013).
- Arnold, S., Meurer, A. Intra-articular punctures and injections. Orthopade. 42 (12), 1075-1086 (2013).
- Geller, J. A., et al. Prospective Comparison of Blood Culture Bottles and Conventional Swabs for Microbial Identification of Suspected Periprosthetic Joint Infection. J Arthroplasty. 31 (8), 1779-1783 (2016).
- Cross, M. C., et al. Utility of percutaneous joint aspiration and synovial biopsy in identifying culture-positive infected hip arthroplasty. Skeletal Radiol. 43 (2), 165-168 (2014).
- Berry, D. J. Revision total hip and knee arthroplasty. , Wolters Kluwer Health/Lippincott Williams & Wilkins. (2012).
- Parvizi, J., Gehrke, T. International Consensus Group on Periprosthetic Joint, I. Definition of periprosthetic joint infection. J Arthroplasty. 29 (7), 1331(2014).
- Ghanem, E., et al. Perioperative antibiotics should not be withheld in proven cases of periprosthetic infection. Clin Orthop Relat Res. 461, 44-47 (2007).
- Wirtz, D. C. AE-Manual der Endoprothetik - Knie. , Springer. (2011).
- Claes, L. K., Peter,, Perka,, Carsten,, Rudert,, Maximilian, AE-Manual der Endoprothetik - Hüfte und Hüftrevision. , Springer. (2012).
- Herrmann, P., Thoele, P., Heppert, V. Infected knee prostheses. Part 2: chronic late infections. Oper Orthop Traumatol. 25 (3), 242-250 (2013).
- Zweymuller, K. A., Steindl, M., Melmer, T. Anterior windowing of the femur diaphysis for cement removal in revision surgery. Clin Orthop Relat Res. 441, 227-236 (2005).
- Osmon, D. R. Microbiology and Antimicrobial Challenges of Prosthetic Joint Infection. J Am Acad Orthop Surg. 25, Suppl 1 17-19 (2017).
- Renner, L., Perka, C., Trampuz, A., Renz, N. Treatment of periprosthetic infections. Chirurg. 87 (10), 831-838 (2016).
- Kuzyk, P. R., et al. Two-stage revision arthroplasty for management of chronic periprosthetic hip and knee infection: techniques, controversies, and outcomes. J Am Acad Orthop Surg. 22 (3), 153-164 (2014).
- Kobayashi, N., Bauer, T. W., Tuohy, M. J., Fujishiro, T., Procop, G. W. Brief ultrasonication improves detection of biofilm-formative bacteria around a metal implant. Clin Orthop Relat Res. 457, 210-213 (2007).
- Dubois, D., et al. Performances of the Vitek MS matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry system for rapid identification of bacteria in routine clinical microbiology. J Clin Microbiol. 50 (8), 2568-2576 (2012).
- Cherkaoui, A., et al. Comparison of two matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry methods with conventional phenotypic identification for routine identification of bacteria to the species level. J Clin Microbiol. 48 (4), 1169-1175 (2010).
- Barenfanger, J., Drake, C., Kacich, G. Clinical and financial benefits of rapid bacterial identification and antimicrobial susceptibility testing. J Clin Microbiol. 37 (5), 1415-1418 (1999).
- Tande, A. J., Patel, R. Prosthetic joint infection. Clin Microbiol Rev. 27 (2), 302-345 (2014).
- Portillo, M. E., et al. Advantages of sonication fluid culture for the diagnosis of prosthetic joint infection. J Infect. 69 (1), 35-41 (2014).
- Scorzolini, L., et al. Sonication technique improves microbiological diagnosis in patients treated with antibiotics before surgery for prosthetic joint infections. New Microbiol. 37, 321-328 (2014).
- Zhai, Z., et al. Meta-analysis of sonication fluid samples from prosthetic components for diagnosis of infection after total joint arthroplasty. J Clin Microbiol. 52 (5), 1730-1736 (2014).
- Panousis, K., et al. Poor predictive value of broad-range PCR for the detection of arthroplasty infection in 92 cases. Acta Orthop. 76 (3), 341-346 (2005).
- Rak, M., KavcIc, M., Trebse, R., Co, R. A. Detection of bacteria with molecular methods in prosthetic joint infection: sonication fluid better than periprosthetic tissue. Acta Orthop. 87 (4), 339-345 (2016).
- Li, Z., Yu, A. Diagnostic value of a PCR-based technique for prosthetic joint infection. J Clin Microbiol. 52 (6), 2281-2282 (2014).
Przedruki i uprawnienia
Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE
Poproś o pozwolenie