Poniższy protokół opisuje metodologię: pobierania próbek mikroplastiku na powierzchni morza, separacji mikroplastiku i chemicznej identyfikacji cząstek. Protokół ten jest zgodny z zaleceniami dotyczącymi monitorowania mikrodrobin plastiku opublikowanymi przez Podgrupę Techniczną ds. Odpadów Morskich ds. Dyrektywy Ramowej w sprawie Strategii Morskiej.
Artykuł metodologiczny
Protokół pobierania próbek mikrodrobin plastiku z powierzchni morza i analizy próbek
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Zanieczyszczenie mikroplastikiem w środowisku morskim to temat naukowy, któremu poświęca się coraz więcej uwagi w ciągu ostatniej dekady. Większość publikacji naukowych dotyczy zanieczyszczenia powierzchni mórz mikroplastikiem. Poniższy protokół opisuje metodykę pobierania próbek, przygotowania próbek, separacji i identyfikacji chemicznej cząstek mikroplastiku. Do pobierania próbek używano sieci manty przymocowanej do ramy »A« przymocowanej do burty statku. Cząstki mikroplastiku złapane w worek włoka oddzielono od próbek za pomocą identyfikacji wizualnej i użycia mikroskopów stereoskopowych. Cząstki analizowano pod kątem ich wielkości za pomocą programu do analizy obrazu oraz pod kątem ich struktury chemicznej za pomocą spektroskopii ATR-FTIR i mikro FTIR. Opisany protokół jest zgodny z zaleceniami dotyczącymi monitorowania mikrodrobin plastiku opublikowanymi przez Podgrupę Techniczną ds. Odpadów Morskich ds. Dyrektywy Ramowej w sprawie Strategii Morskiej (MSFD). Ten pisemny protokół z przewodnikiem wideo wesprze pracę naukowców zajmujących się monitorowaniem mikrodrobin plastiku na całym świecie.
Wprowadzenie
Zanieczyszczenie morza mikroplastikiem stanowi coraz większy problem dla współczesnego społeczeństwa, ze względu na ciągły wzrost produkcji plastiku oraz jego późniejszą utylizację i akumulację w środowisku morskim1. Nawet gdyby makrośmieci z tworzyw sztucznych nie trafiały już do mórz, zanieczyszczenie mikrodrobinami plastiku nadal rosłoby ze względu na rozdrobnienie już istniejących odpadów z tworzyw sztucznych w morzu2 . Większość badań zanieczyszczenia mikrodrobinami plastiku przeprowadzono w ekosystemach morskich i słodkowodnych i dotyczyła głównie zanieczyszczenia powierzchni morza3.
Termin mikroplastik odnosi się do cząstek plastiku mniejszych niż 5 mm w rozmiarze4. Termin ten opisuje niejednorodną mieszaninę cząstek, które mogą różnić się wielkością (od kilku mikronów do kilku milimetrów), kolorem i kształtem (od bardzo różnych kształtów fragmentów po długie włókna). Cząstki mikroplastiku mogą być pochodzenia pierwotnego lub wtórnego5. Mikroplastik pochodzenia pierwotnego jest wytwarzany jako małe cząstki wykorzystywane w przemyśle kosmetycznym (pilling, crème itp.) lub chemicznym jako prekursor innych produktów z tworzyw sztucznych (np. granulat plastiku stosowany w przemyśle tworzyw sztucznych). Mikrodrobiny plastiku pochodzenia wtórnego powstają w wyniku degradacji większych kawałków tworzyw sztucznych w środowisku w wyniku procesów fizycznych i chemicznych wywołanych przez światło, ciepło, tlen, wodę i organizmy6. W 2015 r. zdefiniowano cztery rodzaje źródeł mikroplastiku: większe odpady z tworzyw sztucznych, środki czystości, leki i tekstylia6. Zakłada się, że głównym źródłem (80 %) większych odpadów z tworzyw sztucznych są odpady lądowe7. Mikroplastik z produktów kosmetycznych, leków i tekstyliów dostaje się do ekosystemów wodnych poprzez ścieki i wody burzowe6. Cząsteczki mikroplastiku najczęściej występujące w ekosystemach wodnych to fragmenty większych odpadów z tworzyw sztucznych i włókien tekstylnych8.
Mikroplastik ma kilka negatywnych skutków dla środowiska. Ich niewielki rozmiar pozwala im dostać się do sieci pokarmowej poprzez spożycie przez organizmy morskie9, 10. Połknięte cząstki mogą powodować uszkodzenia fizyczne lub blokować układ trawienny zwierząt11. Cząstki mogą być również nośnikami trwałych zanieczyszczeń organicznych (TZO). Ich hydrofobowa powierzchnia i korzystny stosunek dużej powierzchni do małej objętości umożliwia TZO adsorpcję na mikroplastikach12. W środowisku lub układzie pokarmowym zwierząt, które je spożywają, TZO i inne dodatki do tworzyw sztucznych mogą być wypłukiwane z cząstek mikroplastiku13.
Poprzednie badania wykazały wszechobecną obecność mikroplastiku w środowisku morskim3, od słupa wody do osadów dennych. Zagrożenie zanieczyszczeniem mikrodrobinami plastiku zostało już zidentyfikowane w dyrektywie ramowej w sprawie strategii morskiej w UE, w związku z czym zalecono obowiązkowe monitorowanie mikrodrobin plastiku14 . W związku z tym unijna podgrupa techniczna ds. odpadów morskich (TSG-ML) przygotowała zalecenia dotyczące monitorowania mikrodrobin plastiku w morzach europejskich15 . W związku z tym wytyczne wideo dotyczące pobierania próbek mikrodrobin plastiku mają duże znaczenie, ponieważ wspierają monitorowanie porównawcze i spójny proces zarządzania na całym świecie.
Ten protokół został opracowany w ramach projektu DeFishGear dla pierwszego monitorowania zanieczyszczenia mikroplastikiem w Morzu Adriatyckim. Uwzględniono zalecenia zawarte w dokumencie "Guidance on Monitoring of Marine Litter in European Seas" TSG-ML15. Protokół ten opisuje metodologię pobierania próbek mikrodrobin plastiku z powierzchni morza, oddzielania mikrodrobin plastiku od próbek oraz analizy chemicznej cząstek mikrodrobin plastiku w celu potwierdzenia, że cząstki pochodzą z tworzywa sztucznego i zidentyfikowania rodzaju tworzywa sztucznego. Pobieranie próbek odbywało się przy użyciu sieci manta, która jest najbardziej odpowiednim sprzętem do pobierania próbek w spokojnych wodach16. Separację mikroplastiku od próbek przeprowadzono za pomocą identyfikacji wizualnej za pomocą stereomikroskopu. Wyizolowane cząstki zostały później zidentyfikowane chemicznie za pomocą spektroskopii w podczerwieni z transformacją Fouriera (FTIR) i spektroskopii mikro FTIR.
Protokół
1. Pobieranie próbek mikroplastiku na powierzchni morza
- Rozłóż sieć manta z boku statku za pomocą bomu spinakera lub »ramy w kształcie litery A« za pomocą lin i karabinków.
- Rozłóż sieć manta poza strefą kilwatera (w odległości ok. 3 - 4 m od łodzi), aby zapobiec gromadzeniu się wody pod wpływem turbulencji w strefie kilwateru.
- Zapisz początkowe współrzędne GPS i czas początkowy w arkuszu danych.
- Zacznij poruszać się w jednym kierunku prostym z prędkością ok. 2 - 3 węzłów przez 30 min i rozpocznij pomiar czasu.
- Po 30 minutach zatrzymaj łódź i zapisz końcowe współrzędne GPS, długość trasy (najbardziej poprawnym sposobem jest obliczenie długości na podstawie współrzędnych GPS) oraz średnią prędkość łodzi do dostarczonego arkusza danych i wyjmij manty z wody.
- Dokładnie opłucz sieć manta od zewnątrz siatki wodą morską za pomocą pompy głębinowej lub wodą ze zbiornika wodnego łodzi. Opłukać w kierunku od pyska manty do worka włoka, aby wszystkie cząstki przyległe do sieci znalazły się w worku włoka.
Uwaga: Nigdy nie należy przepłukiwać próbki przez otwór w siatce, aby zapobiec zanieczyszczeniu. - Bezpiecznie usunąć worek włoka i przesiać próbkę w worku włoka przez sito o rozmiarze oczek 300 μm lub mniejszym.
- Worek włoka należy dokładnie opłukać z zewnątrz i przelać resztę próbki przez sito. Powtarzaj ten krok, aż w worku włoka nie będzie już żadnych cząstek.
- Skoncentruj cały materiał na sicie w jednej części sita.
- Za pomocą lejka przepłukać sitko do szklanego słoika lub plastikowej butelki z użyciem 70% etanolu.
- Zamknij butelkę, wytrzyj ją ręcznikami papierowymi i oznacz pokrywkę oraz zewnętrzną stronę słoika nazwą próbki i datą wodoodpornym markerem (należy również umieścić w słoiku drugą etykietę napisaną ołówkiem na papierze velum, aby uniknąć ewentualnej utraty nazwy próbki z powodu wymazanej etykiety na słoiku). Przenieś oznakowaną plastikową butelkę do lodówki.
Uwaga do ogólnych warunków pobierania próbek: Prędkość wiatru nie powinna przekraczać 2 stopni w skali Beauforta, ponieważ fale są zbyt wysokie, a sieć nie jest stabilna na powierzchni morza. Ważne jest, aby podczas trałowania utrzymywać stały kurs liniowy ze stałą prędkością. Podczas pobierania próbek należy zanurzyć połowę otworu sieci manty. Czas pobierania próbek powinien wynosić 30 minut (w przypadkach, gdy występuje duża ilość materiału naturalnego, np. zakwit planktonu, czas pobierania próbek może być krótszy). Unikaj używania plastikowych narzędzi i pojemników. Należy unikać odzieży syntetycznej (np. polaru), lin i kontaktu siatki manty z naczyniem, aby zapobiec zanieczyszczeniu próbki. Bądź bardzo ostrożny, aby nie uszkodzić sieci manta ani kadłuba łodzi podczas rozkładania i chwytania sieci.
2. Oddzielanie mikroplastiku od próbek z powierzchni morza
- Jeśli próbka nie zawiera żadnych elementów większych niż 25 mm i wydaje się być czysta, przejdź bezpośrednio do kroku 3.
- Przelać próbkę przez sito (≤ oczko o rozmiarze oczek 300 μm) i usunąć z próbki wszystkie naturalne lub sztuczne śmieci o wielkości >5 mm (śmieci makro i mezzo), używając identyfikacji wizualnej i pęsety. Uważaj, aby dokładnie spłukać każdy usunięty przedmiot wodą destylowaną, aby usunąć przyklejone do niego mikroplastiki. Wszystkie naturalne i sztuczne śmieci przechowuj w oddzielnych pojemnikach. Wysuszyć wszystkie naturalne i sztuczne śmieci w eksykatorze (lub na świeżym powietrzu, ale w zamkniętym naczyniu) i zważyć je. Zidentyfikuj wszystkie śmieci >25 mm (makrośmieci) zgodnie z Głównym Wykazem Kategorii Przedmiotów Nieczystości16.
- Po usunięciu wszystkich większych przedmiotów skoncentruj wszystkie pozostałe kawałki w jednej części sita za pomocą butelek ze spryskiwaczem lub wody z kranu. Wlać próbkę do szklanego pojemnika, używając minimalnej ilości 70 % etanolu za pomocą lejka.
Uwaga: Na tym etapie użycie 70 % etanolu ma zasadnicze znaczenie dla zachowania próbki. Również na etapie oględzin próbki etanol pomaga odbarwić organizmy, dzięki czemu kolorowe tworzywa sztuczne stają się łatwiejsze do znalezienia. - Pobrać niewielką ilość próbki (podpróbki) i wlać ją do szklanej płytki Petriego. Przeanalizuj próbkę za pomocą mikroskopu stereoskopowego (zoom 20 - 80x) i poszukaj cząstek mikroplastiku.
- Każda cząstka mikroplastiku powinna zostać zaklasyfikowana do jednej z kategorii wymienionych w tabeli 1 i umieszczona na szalce Petriego lub innych szklanych fiolkach, oznaczonych nazwą kategorii. Szalka Petriego musi być zawsze zamknięta.
Uwaga: Podczas oddzielania mikrodrobin plastiku od próbki należy zachować ostrożność i wybierać do analizy raczej więcej niż mniej cząstek. Rzeczywista struktura chemiczna cząstek zostanie jeszcze określona później. Pamiętaj, aby analizować większe obiekty ze wszystkich stron, ponieważ mikroplastik może utknąć, a tym samym ukryć się pod większymi przedmiotami. Pomocne może być również przesunięcie już analizowanych obiektów na jedną stronę szalki Petriego. - Umieść szalkę Petriego pod mikroskopem ze sprzętem pomiarowym (linijka oczna skalibrowana przez szkiełko mikrometryczne lub oprogramowanie do analizy obrazu) i zmierz rozmiar każdej cząstki (zmierz najdłuższą przekątną), z wyjątkiem włókien, i zanotuj jej kolor. Każda podpróbka powinna być sprawdzona przez inną osobę. Należy zachować ostrożność, aby wypłukać szklany pojemnik zawierający próbkę, tak aby wszystkie cząstki przylegające do szklanych ścianek zostały wypłukane na płytkę Petriego.
- Cząstki mikrodrobin plastiku z każdej kategorii należy zważyć oddzielnie za pomocą wagi analitycznej. Cząstki mikroplastiku należy wysuszyć przed ważeniem. Zamkniętą szalkę Petriego można umieścić w eksykatorze lub próbki można pozostawić do wyschnięcia w zamkniętym naczyniu do czasu, aż cząstki staną się suche (masa zamkniętej płytki Petriego z cząstkami jest stała).
- Zidentyfikuj mikrośmieci. Analizując próbkę w poszukiwaniu mikroplastiku, należy wziąć pod uwagę, że niektóre cząstki będą łatwo widoczne (kolor, kształt, rozmiar), podczas gdy inne mogą być trudniejsze do znalezienia. Poniżej znajduje się kilka cech, które identyfikują cząsteczki mikroplastiku w próbce: Na przykład brak struktury komórkowej, nierówne, ostre, krzywe krawędzie, jednolita grubość, charakterystyczne kolory (niebieski, zielony, żółty itp.).
3. Identyfikacja chemiczna mikroplastiku
- Spektroskopia ATR-FTIR
- Przed analizą należy oczyścić system detekcji alkoholem i niestrzępiącą się szmatką.
- Nagraj widmo tła. Umieścić próbkę w uchwycie na próbkę i zebrać widma. Zidentyfikuj uzyskane widma ATR-FTIR za pomocą automatycznego porównania uzyskanego widma z widmami w bazie danych.
- Spektroskopia mikro ATR-FTIR
- Przed analizą należy oczyścić system detekcji alkoholem i niestrzępiącą się szmatką.
- Umieść próbkę na szklanym filtrze. Uwaga: Można stosować inne filtry, ale ich polimerowy charakter może zakłócać charakterystykę.
- Umieść filtr z próbką na stole do automatycznego skanowania i użyj joysticka, aby zlokalizować próbkę.
- Zapisać obraz optyczny i zaznaczyć obszar (np. 20 na 20 μm), w którym próbka zostanie scharakteryzowana.
- Nagraj widmo tła.
- Umieścić próbkę w uchwycie na próbkę i zebrać widma w określonym miejscu.
- Zidentyfikuj uzyskane widma mikro ATR-FTIR za pomocą automatycznego porównania uzyskanego widma z widmami w bazie danych.
Wyniki
Pierwszym wynikiem opisanego protokołu są cząsteczki mikroplastiku podzielone na sześć kategorii w zależności od ich cech wizualnych (Tabela 1). Pierwszą kategorią, zazwyczaj najliczniejszą, są fragmenty (Rysunek 1). Są one sztywne, grube, o ostrych, poskręcanych krawędziach i nieregularnym kształcie. Mogą występować w różnych kolorach. Drugą kategorią są folie (Rysunek 2). One również mają nieregularne kształty, ale w porównaniu z fragmentami są cienkie, elastyczne i zazwyczaj przezroczyste. Trzecią kategorią są granulaty (Rysunek 3), pochodzące zazwyczaj z przemysłu tworzyw sztucznych. Mają one nieregularne, okrągłe kształty i zazwyczaj większe rozmiary, około 5 mm średnicy. Zazwyczaj są płaskie z jednej strony i mogą mieć różne kolory. Czwartą kategorią są mikrogranulki (Rysunek 4). W porównaniu z granulatami mają one regularny okrągły kształt i zazwyczaj mniejszy rozmiar, około 1 mm średnicy. Występują w naturalnych kolorach (białym, beżowym, brązowym). Piątą kategorią są włókna (Rysunek 5). Obok fragmentów są one najliczniejszym typem cząsteczek mikroplastiku. Mogą być krótkie lub długie, o różnej grubości i kolorach. Ostatnią kategorią są pianki (Rysunek 6). Najczęściej pochodzą one z dużych cząsteczek styropianu. Mają miękką, nieregularną strukturę i kolor od białego do żółtego.
Głównym wynikiem pobierania próbek mikroplastiku oraz analizy próbek jest liczba cząsteczek mikroplastiku na próbkę. Dane te mogą być następnie znormalizowane na km2. Wzór stosowany do normalizacji to:
liczba cząsteczek mikroplastiku na próbkę / obszar próbkowania,
gdzie powierzchnia próbkowania jest obliczana poprzez pomnożenie dystansu próbkowania przez szerokość otworu sieci manta (Tabele 2, 3; Rysunek 7). Ponadto cząstki można analizować za pomocą oprogramowania do analizy obrazu. Wyniki obejmują maksymalną długość i powierzchnię każdej cząstki (Tabela 4). Rysunek 8a przedstawia cząstki przed analizą obrazu, a Rysunek 8b po analizie obrazu, gdzie każda cząstka została zmierzona i ponumerowana. Na koniec zaleca się przeprowadzenie analizy chemicznej całkowitej lub najwyższej możliwej liczby cząstek w każdej próbce. Wykorzystując spektroskopię w podczerwieni z transformacją Fouriera, pozyskuje się widmo wybranej cząstki, jak pokazano na Rysunku 9. Widmo to jest następnie porównywane z widmami z biblioteki oprogramowania (Rysunek 10). Wynik końcowy wskaże, czy dana cząstka jest plastikiem, oraz określi rodzaj tworzywa na podstawie struktury chemicznej.
| 1 | Fragmenty |
| 2 | Filmy |
| 3 | Osady |
| 4 | Granule |
| 5 | Filamenty |
| 6 | Piany |
Tabela 1: Kategorie cząsteczek mikroplastiku.
Rysunek 1: Przykład cząstek z kategorii: Fragmenty. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 2: Przykład cząstek z kategorii: Filmy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.
Rycina 3: Przykład cząstek z kategorii: granulki. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rysunek 4: Przykład cząsteczek z kategorii: Granule. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 5: Przykład cząstek z kategorii: Filamenty. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 6: Przykład cząstek z kategorii: Piany. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury, kliknij tutaj.
| Odległość próbkowania [km] | 2 |
| Szerokość Manta [km] | 0.0006 |
| Obszar próbkowania [km²]2] | 0.0012 |
Tabela 2: Przykład danych z badania, wykorzystanych do obliczenia liczby cząsteczek mikroplastiku na km2.
| Nie | Liczba/km2 | |
| fragmenty | 301 | 250833 |
| filmy | 45 | 37500 |
| osady | 15 | 12500 |
| granulek | 8 | 6667 |
| pianki | 33 | 27500 |
| filamenty | 223 | 185833 |
Tabela 3: Przykład wyników ankiety, w której dane podzielone na 6 grup zostały policzone i znormalizowane na km2 (No – liczba cząstek).
Rysunek 7: Przykład reprezentatywnych wyników po wizualnej kategoryzacji cząstek (No – liczba cząstek). Prosimy o kliknięcie tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
| Region indeksowy | Powierzchnia [mm²] | Maksymalna długość [mm] |
| 1 | 8.010 | 5.506 |
| 2 | 10.517 | 5.628 |
| 3 | 12.185 | 5.429 |
| 4 | 3.367 | 3.367 |
| 5 | 2.475 | 2.155 |
| 6 | 1.809 | 2.943 |
| 7 | 6.604 | 5.238 |
| 8 | 5.779 | 4.037 |
| 9 | 4.472 | 3.791 |
| 10 | 16.907 | 5.355 |
| 11 | 7.246 | 3.733 |
| 12 | 7.867 | 4.622 |
| 13 | 6.411 | 5.056 |
| 14 | 3.281 | 3.070 |
| 15 | 12.937 | 5.554 |
| 16 | 6.709 | 3.716 |
Tabela 4: Przykład wyników analizy obrazu, w której zmierzono pole powierzchni [mm2] i maksymalną długość [mm] każdej cząstki.
Rysunek 8: Przykład obrazu pozyskanego a) przed i b) po analizie obrazu cząstek z wykorzystaniem oprogramowania do analizy obrazu. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 9: Przykład widma zmierzonego dla wybranej cząstki z zaznaczonymi pikami i odpowiadającymi im długościami fal [cm-1]. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 10: Przykład porównania widm uzyskanych z wybranej cząstki z najlepiej dopasowanym widmem z biblioteki widm ATR-FTIR. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.
Dyskusja
Pobieranie próbek mikrodrobin plastiku z powierzchni morza za pomocą sieci manta jest szeroko stosowaną metodą pobierania próbek mikrodrobin plastiku z powierzchni morza, ale do tej pory nie było ujednoliconej metodyki. Przez siatkę manta można przefiltrować dużą ilość wody, dzięki czemu możliwość wychwycenia odpowiedniej liczby mikroplastików jest wysoka, a wyniki są postrzegane jako wiarygodne. Porównywalność wyników między różnymi próbkami jest zapewniona przez normalizację. W naszym przypadku stężenia odniesiono do obszaru, z którego pobrano próbki, mnożąc odległość włoka przez poziomą szerokość otworu sieci. Inną opcją jest użycie przepływomierza, zamocowanego przy otworze siatki. Użycie przepływomierza jest możliwe, ponieważ siatka manta z bocznymi skrzydłami jest bardzo stabilna na powierzchni morza, dlatego skakanie na fale jest minimalne. Przepływomierz rejestruje objętość przefiltrowanej wody i umożliwia w ten sposób normalizację wyników na objętość pobranej wody16.
Najczęściej używane siatki manty mają oczka o rozmiarze około 300 μm i długości 3 - 4,5 m. Wymiary te zostały zoptymalizowane, aby uniknąć zatykania się siatki i umożliwić pobieranie próbek jak największej objętości wody. Prędkość trałowania powinna wynosić od 2 do 3 węzłów, ale zależy to od wysokości fal, prędkości wiatru i prądów morskich. Bardzo ważne jest, aby sieć manta była pod nadzorem przez cały czas pobierania próbek, a jeśli zacznie skakać, prędkość trałowania musi zostać zmniejszona. Zaleca się, aby czas trałowania wynosił około 30 minut, ale zależy to od stężeń w sestonach. Może się zdarzyć, że seston czasami zapycha siatkę manty. W takim przypadku trałowanie musi zostać natychmiast przerwane, w przeciwnym razie cząsteczki mikroplastiku mogą zostać utracone, a sieć może zostać uszkodzona. Siatka manta jest najczęściej mocowana od strony statku. Jest to również najbardziej odpowiednia opcja, podczas gdy siatka manty z pewnością znajduje się poza strefą budzenia. W niektórych pomiarach sieć manta była mocowana od rufy statku17, 18, ale w tym przypadku trzeba mieć pewność, że sieć znajduje się poza strefą kilwateru. Odległość, na której włok jest przeznaczony do pobierania próbek, powinna być ustalana indywidualnie, ponieważ strefa turbulencji spowodowanych przez statek różni się w zależności od wielkości statku i prędkości łodzi19, 20.
Oddzielanie cząstek mikroplastiku od próbek pobranych z powierzchni morza najczęściej odbywa się za pomocą samej identyfikacji wizualnej21. Cząstki większe niż 1 mm można łatwo zidentyfikować gołym okiem, podczas gdy cząstki mniejsze niż 1 mm wymagają użycia mikroskopu stereoskopowego. Aby zmniejszyć możliwość pomylenia cząstek innych niż plastikowe z plastikowymi, zaleca się stosowanie światła polaryzacyjnego w mikroskopach stereoskopowych. Prawdopodobieństwo błędnej identyfikacji cząstek tworzywa sztucznego wzrasta w przypadku mniejszych cząstek. Tak więc cząstki o wielkości >0,5 mm mogą być zidentyfikowane tylko wizualnie21 za pomocą mikroskopu stereoskopowego. W przypadku cząstek mniejszych niż 0,5 mm wymagana jest dodatkowa, dokładniejsza metoda, np. spektroskopia mikroATR-FTIR21.
Podczas procesu oddzielania mikroplastiku od próbki możliwość zanieczyszczenia próbki włóknami unoszącymi się w powietrzu jest bardzo duża. Z tego powodu zdecydowanie zaleca się kontrolne szalki Petriego pozostawione otwarte na stole roboczym do identyfikacji potencjalnych zanieczyszczeń unoszących się w powietrzu. Mianowicie, jakość danych silnie zależy od: 1) precyzji osoby pracującej z próbką, 2) jakości i powiększenia stereomikroskopu oraz 3) ilości materii organicznej w próbce16. Po identyfikacji wizualnej zdecydowanie zaleca się analizę posortowanych cząstek za pomocą jednej z dostępnych technik identyfikacji chemicznej materiału8.
Istnieje kilka metod identyfikacji polimerów, wśród których najczęściej stosuje się spektroskopię FTIR i spektroskopię Ramana22. FTIR i spektroskopia Ramana są technikami uzupełniającymi, a ich dokładność jest podobna. W naszym protokole przedstawiono spektroskopię FTIR i mikro FTIR z "osłabionym całkowitym współczynnikiem odbicia" (ATR). Są proste w użyciu i umożliwiają szybkie i dokładne wyniki. Polimery z tworzyw sztucznych posiadają wysoce specyficzne widma podczerwieni (IR) z wyraźnymi wzorami pasmowymi, co sprawia, że spektroskopia w podczerwieni jest optymalną techniką identyfikacji mikroplastików21. Energia promieniowania IR wzbudza określone drgania molekularne podczas interakcji z próbką, co umożliwia pomiar charakterystycznych widm IR22. Spektroskopia FTIR może również dostarczyć dodatkowych informacji o cząstkach, takich jak intensywność utleniania23 i poziom degradacji24. Podczas gdy ATR-FTIR nadaje się do identyfikacji chemicznej większych cząstek (>0,5 mm), spektroskopia mikroATR-FTIR może dostarczyć informacji o strukturze chemicznej cząstek <0,5 mm, ponieważ łączy w sobie funkcję mikroskopu i spektrometru podczerwieni.
Przed zastosowaniem spektroskopii FTIR i mikro FTIR cząstki mikroplastiku muszą być wcześniej wysuszone, ponieważ woda silnie pochłania promieniowanie podczerwone22 i oczyszczone, w przypadku gdy są pokryte biofilmami i/lub innymi organicznymi i nieorganicznymi przylegaczami, które mogą wpływać na widma IR. Najbardziej nieinwazyjnym sposobem oczyszczania próbek jest mieszanie i spłukiwanie świeżą wodą25. Jeśli to nie wystarczy, zaleca się użycie 30% nadtlenku wodoru. Wszystkie inne metody mogą mieć negatywny wpływ na cząsteczki mikroplastiku (np. czyszczenie ultradźwiękowe może dodatkowo rozbijać cząstki, silne roztwory kwaśne lub zasadowe mogą uszkodzić kilka polimerów z tworzywa sztucznego itp.) i dlatego ich stosowanie nie jest zalecane. Bardziej obiecujące jest zastosowanie sekwencyjnego trawienia enzymatycznego jako etapu oczyszczania przyjaznego dla tworzyw sztucznych. Oczyszczanie przy użyciu różnych enzymów technicznych (np. lipazy, amylazy, proteinazy, chitynazy, celulazy, proteinazy-K) zostało z powodzeniem zastosowane do redukcji biologicznej matrycy planktonu, a tym samym okazało się cenną techniką minimalizacji artefaktów matrycy podczas pomiarów spektroskopii FTIR22.
Separacja mikroplastiku poprzez identyfikację wizualną i identyfikację chemiczną wybranych cząstek to niezwykle czasochłonne procesy. Praca ta musi być wykonana przez dokładną i cierpliwą osobę, która ma doświadczenie z mikroskopami stereoskopowymi, nie tylko w rozpoznawaniu cząstek plastiku, ale także w rozpoznawaniu materii biologicznej. Nawet doświadczona osoba nie jest w stanie jednoznacznie odróżnić wszystkich potencjalnych cząstek mikroplastiku od fragmentów chityny lub okrzemek22. W związku z tym poziom błędu sortowania wizualnego waha się od 20 %26 do 70 %21 i wzrasta wraz ze zmniejszaniem się wielkości cząstek.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Opracowanie tego protokołu zostało zainicjowane przez Program Współpracy Transgranicznej IPA Adriatyk 2007-2013, w ramach projektu DeFishGear (1°str/00010).
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| W protokole tym nie użyto specjalnego sprzętu ani odczynników. |
Bibliografia
- Law, K. L., et al. Plastic accumulation in the North Atlantic subtropical gyre. Science. 329 (5996), 1185-1188 (2010).
- Thompson, R. C. Microplastics in the marine environment: Sources, consequences and solutions. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 185-200 (2015).
- Lusher, A. Microplastics in the marine environment: distribution, interactions and effects. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 245-307 (2015).
- Arthur, C., Baker, J., Bamford, H. Proceedings of the International Research Workshop on the Occurrence, Effects, and Fate of Microplastic Marine Debris, September 9-11. , NOAA. NOAA Technical Memorandum NOS-OR&R30 (2008).
- Andrady, A. L. Microplastics in the marine environment. Marine pollution bulletin. 62 (8), 1596-1605 (2011).
- Browne, M. A. Sources and pathways of microplastics to habitats. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 229-244 (2015).
- Marine litter: an analytical overview. UNEP's REGIONAL SEAS PROGRAMME. , UNEP. (2005).
- van der Wal, M., et al. SFRA0025: Identification and Assessment of Riverine Input of (Marine) Litter, Final Report for the European Commission DG Environment under Framework Contract No ENV.D.2/FRA/2012/0025. , European Commission DG Environment. (2015).
- Setälä, O., Fleming-Lehtinen, V., Lehtiniemi, M. Ingestion and transfer of microplastics in the planktonic food web. Environmental pollution. 185, 77-83 (2014).
- Farrell, P., Nelson, K. Trophic level transfer of microplastic: Mytilus edulis. (L.) to Carcinus maenas (L). Environmental Pollution. 177, 1-3 (2013).
- Wright, S. L., Thompson, R. C., Galloway, T. S. The physical impacts of microplastics on marine organisms: a review. Environmental Pollution. 178, 483-492 (2013).
- Bakir, A., Rowland, S. J., Thompson, R. C. Transport of persistent organic pollutants by microplastics in estuarine conditions. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 140, 14-21 (2014).
- Cole, M., Lindeque, P., Halsband, C., Galloway, T. S. Microplastics as contaminants in the marine environment: a review. Marine pollution bulletin. 62 (12), 2588-2597 (2011).
- Zarfl, C., et al. Microplastics in oceans. Marine Pollution Bulletin. 62, 1589-1591 (2011).
- Hanke, G., et al. MSFD GES technical subgroup on marine litter. Guidance on monitoring of marine litter in European Seas. , Joint Research Centre-Institute for Environmente and Sustainability. Publications Office of the European Union. Luxembourg. (2013).
- Löder, M. G. J., Gerdts, G. Methodology used for the detection and indentification of microplastics - A critical appraisal. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 201-227 (2015).
- Kang, J. H., Kwon, O. Y., Lee, K. W., Song, Y. K., Shim, W. J. Marine neustonic microplastics around the southeastern coast of Korea. Marine pollution bulletin. 96 (1), 304-312 (2015).
- Lusher, A. L., Tirelli, V., O'Connor, I., Officer, R. Microplastics in Arctic polar waters: the first reported values of particles in surface and sub-surface samples. Scientific reports. 5, (2015).
- Shu, J. -J. Transient Marangoni waves due to impulsive motion of a submerged body. International Applied Mechanics. 40 (6), 709-714 (2004).
- Rabaud, M., Moisy, F. Ship wakes: Kelvin or Mach angle. Physical Review Letters. 110 (21), 214503(2013).
- Hidalgo-Ruz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: a review of the methods used for identification and quantification. Environmental science & technology. 46 (6), 3060-3075 (2012).
- Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environmental Chemistry. 12 (5), 563-581 (2009).
- Ioakeimidis, C., et al. The degradation potential of PET bottles in the marine environment: An ATR-FTIR based approach. Scientific reports. 6, 23501(2016).
- McDermid, K. J., McMullen, T. L. Quantitative analysis of small-plastic debris on beaches in the Hawaiian archipelago. Marine pollution bulletin. 48 (7), 790-794 (2004).
- Eriksen, M., et al. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Marine pollution bulletin. 77 (1-2), 177-182 (2013).
Przedruki i uprawnienia
