Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Protokoły ilościowego oznaczania przenoszalnych pozostałości pestycydów w systemach trawy darniowej

6.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55182

⸱

15 marca 2017

 ,  , 
1Department of Crop and Soil Sciences, North Carolina State University

W tym artykule

Podsumowanie

Eksperymenty z pozostałościami pestycydów w systemach trawiastych są integralnymi składnikami oceny ryzyka dla ludzi. Eksperymentalne podejścia do pomiaru pozostałości zbywalnych powinny być dostosowane do interakcji człowieka będącej przedmiotem zainteresowania oraz dynamiki systemu traw darniowych. Przedstawiono trzy protokoły dotyczące pozostałości pestycydów i omówiono ich przydatność w trzech systemach traw darniowych.

Streszczenie

Korony roślin w istniejących systemach traw darniowych mogą przechwycić znaczną ilość rozpylonych pestycydów, które mogą być przenoszone różnymi drogami na ludzi. Z tego powodu do rejestracji i ponownej rejestracji przez Agencję Ochrony Środowiska Stanów Zjednoczonych (USEPA) wymagane są eksperymenty z pozostałościami pestycydów, które można przekazać. Chociaż takie eksperymenty są wymagane, wymagana jest ograniczona specyficzność w odniesieniu do podejścia eksperymentalnego. Przedstawiono podejścia eksperymentalne stosowane do oceny przenoszenia pestycydów na ludzi, w tym wycieranie rąk bawełnianymi rękawiczkami, zmodyfikowany wałek kalifornijski (przesuwanie wałka o znanej masie po tkaninie bawełnianej) i toczenie piłki nożnej (piłka owinięta paskiem sorbentu) po trzech traktowanych gatunkach traw darniowych (pełzająca trawa gięta, hybrydowa trawa bermudzka i kostrzewa wysoka utrzymywana odpowiednio na wysokości 0,4, 5 i 9 cm). Zmodyfikowany walec kalifornijski jest obecnie najszerzej stosowanym podejściem i najlepiej nadaje się do stosowania na niskich wysokościach koszenia ze względu na swoją powtarzalność i dużą powierzchnię pobierania próbek. Rolka piłki nożnej jest mniej agresywnym podejściem do transferu; Jednak naśladuje bardzo powszechne zjawisko w najpopularniejszym sporcie międzynarodowym i ma wiele implikacji dla narażenia na pestycydy niedietetyczne w wyniku kontaktu z ustami. Dodatkowo podejście to można dostosować do innych aktywności sportowych z ograniczoną modyfikacją. Wycieranie ręczne jest najlepszym podejściem do przenoszenia pestycydów na wyższych wysokościach koszenia, ponieważ podejścia oparte na rolkach mogą nakładać ostrza; Jest to jednak bardziej subiektywne ze względu na bardziej zmienne ciśnienie próbkowania. Przedstawiono użyteczność tych metod w odniesieniu do różnych gatunków traw darniowych oraz omówiono dodatkowe kwestie dotyczące prowadzenia badań nad przenoszonymi pozostałościami pestycydów w systemach traw darniowych.

Wprowadzenie

Trawy darniowe są uprawiane na ponad 16,3 miliona ha w sąsiednich Stanach Zjednoczonych (USA) — przekraczając łączny obszar nawadnianej kukurydzy zbożowej [(Zea mays L.) 2,5 miliona ha], soi [(Glycine max L.) 2,1 miliona ha] i bawełny [(Gossypium hirsutum L.) 0,9 miliona ha] — i są wykorzystywane przez społeczeństwo do użytkowania gruntów, w tym boisk sportowych, Trawniki komercyjne/mieszkalne, pola golfowe i parki1,2. Zapewniają one wiele pozytywnych cech społecznych, w tym kontrolę zapylenia, rozpraszanie ciepła, powierzchnie rekreacyjne i stabilizację gleby. Może jednak dojść do wtargnięcia szkodników, co wymaga użycia pestycydów w celu utrzymania murawy na akceptowalnym poziomie3.

Korony roślin w istniejących systemach traw darniowych przechwytują rozpylane pestycydy. Narażenie człowieka na pestycydy jest możliwe różnymi drogami, w tym przenoszeniem z roślinności poddanej działaniu środka bezpośrednio na ludzi, a także drogami pośrednimi, takimi jak przenoszenie na sprzęt do konserwacji, zwierzęta domowe i przedmioty rekreacyjne4,5. Aby rozwiać takie obawy, przed rejestracją i ponowną rejestracją pestycydów w USA należy przeprowadzić ocenę ryzyka narażenia ludzi na pestycydy, aby oszacować charakter i prawdopodobieństwo wystąpienia niekorzystnych skutków zdrowotnych po narażeniu na skażone media środowiskowe6. W ramach wytycznych dotyczących badań narażenia zawodowego i mieszkaniowego stosowanych obecnie przez USEPA, przeprowadza się testy rozpraszania pozostałości przenoszonych dolistnie (OPPTS 875.2100) w celu ilościowego określenia pozostałości pestycydów na powierzchniach poddanych działaniu środka, które mogą być przenoszone w wyniku różnych procesów na ludzką skórę/odzież lub wdychane7,8.

Poprzednie próby badawcze porównały kilka metod przenoszenia pozostałości pestycydów dolistnie, w tym wałek kalifornijski (przesuwanie rolki o znanej masie po bawełnianej tkaninie), sanki ciągnące (ciągnięcie stałego przedmiotu o znanej masie z przymocowanym do niego kawałkiem materiału), wałek z pianki poliuretanowej (przesuwanie rolki o znanej masie pokrytej pianką poliuretanową) i shuffling (mocowanie bawełnianej gazy do butów), które są przeprowadzane na znanym obszarze trawy darniowej poddanej działaniu pestycydów9,10,11,12. Spośród wyżej wymienionych metod, kalifornijskie podejścia oparte na rolkach zapewniają najbardziej powtarzalne podejście do ilościowego oznaczania pozostałości pestycydów przenoszonych przez liście; Jednak porównywalnie bardziej agresywne podejścia, takie jak tasowanie butów, mogą przenosić więcej pozostałości pestycydów, co jest również przydatne w ocenach ryzyka. Metody ręcznego wycierania zapewniają stosunkowo zwiększoną zdolność kontaktu z unikalnymi powierzchniami roślinności trawy darniowej poddanej obróbce. Metoda ta dostarcza bardziej odpowiednich danych dotyczących spożycia pestycydów niezwiązanych z dietą, ponieważ kontakt ręka-usta jest powszechnym procesem związanym z tą drogą narażenia.

Dynamika koron drzew trawy darniowej różni się znacznie między gatunkami i miejscami użytkowania. Gatunki zwykle różnią się pod względem pokroju i pory wzrostu, a także tekstury i gęstości ostrzy, co wpływa na przechwytywanie oprysków pestycydami i procesy fizjologiczne3,13. Dane wejściowe zarządzania mogą się znacznie różnić w zależności od lokacji użycia i w obrębie lokacji użycia w zależności od oczekiwań specyficznych dla lokacji. Na przykład trawa bermudzka (Cynodon spp.) jest wykorzystywana w dostosowanym klimacie jako pole golfowe, na którym zwykle nawadnia się i kosi >5 razy w tygodniu (zebrane ścinki) na wysokości od 0,3 do 0,4 cm, a także jako nienawadnianą roślinę okrywową, którą można kosić <1 razy w tygodniu (zwracane ścinki) na wysokości od 1,5 do 6,3 cm. Wcześniejsze badania wykazały, że przenoszone dolistne pozostałości pestycydów mogą się różnić w zależności od gatunku w obrębie miejsca użytkowania i mają na nie wpływ praktyki nawadniania i koszenia14,15. Ostatecznie, zmienność między systemami traw darniowych hamuje wdrożenie uniwersalnej metody ilościowego określania przepuszczalnych pozostałości pestycydów dolistnych. W związku z tym wybór metod w celu optymalizacji oceny ryzyka dla ludzi powinien obejmować kryteria specyficzne dla pestycydów, procesów, miejsc i gatunków. Celem pracy było scharakteryzowanie różnych metod stosowanych do ilościowego oznaczania przepuszczalnych pozostałości pestycydów w listach oraz wskazanie warunków, które powinny być brane pod uwagę przy wyborze metody do danego eksperymentu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Identyfikacja i wyznaczenie poletek doświadczalnych

  1. Wybierz obszary badawcze reprezentatywne dla wybranego systemu trawy z darniny. W szczególności należy uwzględnić odpowiednie gatunki traw i rodzaj gleby, a także praktyki pielęgnacyjne, w tym nawożenie, nawadnianie i wysokość koszenia.
  2. Przeprowadź wstępne analizy pozostałości w liściach i matrycach glebowych, aby upewnić się, że badane pestycydy nie są wykrywalne.
  3. Wyznacz działki o wymiarach odpowiednich dla miejsca badań i metod pobierania próbek, uwzględniając alejki o szerokości 0,5-1,0 m na obrzeżach działek, aby umożliwić przemieszczanie się personelu.
    UWAGA: Wymiary działek mogą się różnić w zależności od warunków lokalnych, ale powinny wynosić minimum 3,3 m2. Pozwoli to na wyznaczenie ścieżki lotu piłki o wymiarach 3,7 m x 0,5 m, a także równoważnego sąsiedniego obszaru do ruchu pieszego i pobierania próbek roślinności.

2. Inicjacja badania

  1. Na 24 h przed rozpoczęciem ściąć trawę do wysokości charakterystycznej dla danego gatunku/systemu i zebrać pokosy. Usunąć wszystkie pozostałe zanieczyszczenia za pomocą dmuchawy i nawodnić do nasycenia gleby.
    UWAGA: Nawadnianie w tym czasie powinno zapewnić optymalną wilgotność (t.j. pojemność polową) w momencie aplikacji pestycydów.
  2. Wybrać dawkę aplikacji pestycydów zgodnie z obecnie zarejestrowanymi maksymalnymi dopuszczalnymi limitami określonymi na etykiecie dla danego stanowiska. Dawka aplikacji jest specyficzna dla produktu, określana przez USEPA i zgodnie z prawem podana na etykietach wszystkich opakowań pestycydów.
    1. Wybrać aktualną minimalną objętość nośnika do oprysku określoną na etykiecie, aby zmaksymalizować retencję oprysku na liściach.
  3. W momencie rozpoczęcia próby zastosować zabiegi opryskiem pestycydowym na działkach, gdy warunki klimatyczne sprzyjają retencji na traktowanej roślinności.
    UWAGA: Osoby aplikujące oraz osoby nieaplikujące przebywające w pobliżu obszaru badawczego podczas okresu zabiegu muszą nosić odpowiednie środki ochrony indywidualnej. Personel nieaplikujący powinien zawsze znajdować się z nawietrznej strony miejsca aplikacji oprysku. Warunki klimatyczne sprzyjające retencji na traktowanej roślinności obejmują wilgotność korony (sucha podczas aplikacji), prędkość wiatru (<11 km/h) oraz prognozowane opady.
    1. Przykrywać działki podczas nawadniania/opadów co najmniej przez cztery etapy pobierania próbek.
      UWAGA: Działki są przykrywane, aby zapobiec wymywaniu pestycydów z traktowanej roślinności do filcu trawowego i/lub na powierzchnię gleby, co utrudniłoby ich usunięcie i prowadziłoby do niedoszacowania ryzyka ekspozycji. Osłony mogą różnić się materiałem i konstrukcją, ale powinny być wykonane z materiału nieporowatego, aby utrzymać działki w suchości, i zaprojektowane tak, aby nie stykały się z traktowaną roślinnością (np. nie kłaść plandek bezpośrednio na działkach), co mogłoby zakłócić późniejsze pobieranie próbek transferu pestycydów.
  4. Przez cały okres próby gromadzić godzinowe dane klimatyczne, w tym temperaturę powietrza, punkt rosy, wilgotność względną, godzinę wschodu słońca, kierunek i prędkość wiatru, aby ułatwić interpretację danych.

3. Próbki kontroli jakości

  1. Pobrać jedną próbkę (50 do 100 mL) z każdego pojemnika z pestycydem użytego w badaniu, aby upewnić się, że dawki produktu pestycydowego są prawidłowe. Zapisać nazwę produktu oraz numer partii każdego pojemnika.
  2. Pobrać próbkę każdej mieszaniny z baku opryskiwacza poprzez zbieranie cieczy z każdej dyszy, tworząc jedną próbkę zbiorczą (50 do 100 mL) na bak, w celu zweryfikowania poprawności procedur mieszania roztworu do oprysku.
  3. Przygotować kontrole aplikacji oprysku zgodnie z opisem Welsh et al.12, aby zapewnić naniesienie odpowiedniej ilości pestycydu na pole próbne.
  4. Przygotować próbki wzbogacone w polu oraz próbki ślepe zgodnie z opisem Welsh et al.12 podczas każdego etapu pobierania próbek, aby określić ilość rozpadu w trakcie procesów pobierania i przechowywania próbek oraz zidentyfikować potencjalne źródła zanieczyszczeń.
    UWAGA: Stężenia próbek wzbogaconych oraz rozpuszczalniki mogą się różnić w zależności od specyfiki związku i zastosowanej metody analitycznej.

4. Uwagi dotyczące pobierania próbek

  1. Pobierz próbki natychmiast po aplikacji, a następnie ponownie, gdy pestycyd wyschnie na powierzchni liści. W zależności od warunków środowiskowych dzieje się to zazwyczaj od 1 do 3 h po aplikacji.
  2. W dniach następujących po dniu aplikacji pobieraj próbki o wschodzie słońca lub tuż po nim, kiedy zazwyczaj występuje maksymalna wilgotność korony trawy turfowej14.
    1. Określ terminy pobierania próbek po dniu aplikacji w oparciu o konkretne właściwości fizykochemiczne pestycydów, tak aby odstępy między pobraniami zmniejszały się wraz ze spadkiem trwałości pestycydu. Zaplanuj terminy poboru próbek w taki sposób, aby do końca eksperymentu wystąpiły co najmniej dwa kolejne wyniki poniżej granicy wykrywalności.
      UWAGA: Przykład z poprzednich badań ilościowych przenośnej soli 2,4-dimetyloaminowej (2,4-D; okres półtrwania w polu = 6,2 d): 1) 0 d po traktowaniu (DAT) — 0 h po opryskiwaniu; 2) 0 DAT — 1 h po opryskiwaniu; 3) 1 DAT; 4) 2 DAT; 5) 3 DAT; 6) 6 DAT; 7) 12 DAT; 8) 24 DAT14.

5. Pobieranie próbek osadów przenośnych

UWAGA: Przez cały czas trwania procedur pobierania próbek należy stosować rękawiczki nitrylowe, które powinny być wymieniane tak często, jak to konieczne, aby zapobiec zanieczyszczeniu.

Test wzoru przyczepności rękawicy, pomiar masy powierzchni trawy, eksperyment z tarciem, analiza fizyczna.
Rycina 1: Kwantyfikacja nacisku podczas przecierania dłonią. Metoda stosowana do kwantyfikacji nacisku podczas przecierania dłonią z przodu (A) i z tyłu (B). Aby to zrobić, należy rozpylić roztwór zielonego barwnika spożywczego (woda + 10% v/v barwnika spożywczego + 1% v/v niejonowego surfaktantu) na nieporowatą powierzchnię (np. szklaną lub metalową tacę), a następnie docisnąć dłoń w sposób przewidziany dla pobierania próbek usuwanych pestycydów. Powierzchnię kontaktu należy skwantyfikować za pomocą cyfrowej analizy obrazu, zgodnie z opisem Campillo et al.17, aby określić proporcję zielonych pikseli na obrazie o znanej powierzchni. Należy pobrać rdzeń darni z planowanego obszaru badań, gdy gleba znajduje się w pojemności polowej, i przymocować go do cyfrowej wagi. Należy skwantyfikować masę siły nacisku podczas przecierania dłonią. Nacisk podczas przecierania dłonią nie powinien przekraczać 2 kPa. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Przecieranie dłoni
    UWAGA: Wymagana jedna osoba.
    1. Zkalibruj nacisk podczas wycierania ręcznego do wartości 2 kPa.
      1. Oblicz siłę wycierania, mocując rdzeń darni pobrany przy polowej pojemności wodnej gleby do wagi cyfrowej i dociskając go tak, aby uzyskać wartość od 150 do 200 g (wyzeruj wagę przed dociskaniem).
      2. Określ powierzchnię dłoni i grzbietu dłoni wykorzystywaną do pobierania próbek trawy. Używaj głównie palców do kontaktu z poszczególnymi źdźbłami trawy, ograniczając ich kładzenie się.
        1. Przygotować wodny roztwór zawierający 10% v/v zielonego barwnika spożywczego i 1% v/v surfaktanta niejonowego, a następnie nanieść go metodą natryskową na powierzchnię nieporowatą w celu utworzenia cienkiej warstwy.
          UWAGA: Niejonowy surfaktant jest stosowany w celu zwiększenia pokrycia nieporowatej powierzchni przez roztwór poprzez obniżenie napięcia powierzchniowego.
        2. Zakładając bawełnianą rękawiczkę, dociśnij dłoń do nieporowatej powierzchni (Rycina 1).
        3. Zdejmij rękawiczkę i określ powierzchnię dłoni mającą kontakt z nieporowatą powierzchnią, wykonując zdjęcie cyfrowe każdej rękawiczki nad obszarem o znanej powierzchni, a następnie użyj programu ImageJ.16 aby wyselekcjonować zielone piksele w sposób analogiczny do metody Campillo i wsp.17Pozwoli to uzyskać procent całkowitego obrazu w postaci zielonych pikseli, co służy do obliczenia powierzchni.
      3. Połącz masę siły wycierania z powierzchnią wycierania, aby obliczyć nacisk dłoni.
    2. Skalibrować prędkość przecierania ręcznego do 1,2 km/h, wyznaczając na podłożu odległość 0,3 m. Dostosować prędkość ruchu ręki tak, aby pokonanie tego dystansu trwało 1 s.
    3. Wyznacz obszar pobierania próbek (420 cm2) poprzez odwrócenie okrągłego wiadra (średnica 23 cm) dnem do góry, tak aby otwarta krawędź była skierowana w dół. Należy lekko nacisnąć środek wiadra, a drugą ręką nanieść farbę (używając farby do znakowania murawy) wokół zewnętrznej krawędzi wiadra.
    4. Zakładając bawełnianą rękawiczkę na rękawiczkę nitrylową na dominującej dłoni, przecieraj obszar pobierania próbek przez 30 s. Przeplataj ruchy wewnętrzną i zewnętrzną stroną dłoni, zmieniając kierunki prostopadle (Rysunek 2).
      1. Powtórz krok 5.1.4, używając nowej bawełnianej rękawiczki.
        UWAGA: Liczba rękawiczek wymaganych dla każdej próbki może się różnić w zależności od badanego pestycydy, systemu trawy z darni oraz obszaru pobierania próbek. Należy to ustalić przed rozpoczęciem eksperymentu w drodze wstępnych działań, polegających na zebraniu od czterech do sześciu rękawiczek z obszaru pobierania próbek bezpośrednio po aplikacji, a także następnego ranka, gdy obecna jest wilgoć w koronie roślin, aby określić liczbę rękawiczek niezbędną do przeniesienia maksymalnej ilości pozostałości pestycydów.
    5. Po pobraniu próbek rękawice należy tymczasowo przechowywać w słoiku szklanym na lodzie lub w suchym lodzie w terenie, a następnie przenieść do zamrażarki w ciągu 3 h od zakończenia pobierania próbek.

Przewodnik po użytkowaniu rękawiczek z kierunkami kompasowymi dla zamachów golfowych z przodu i z tyłu dłoni na powierzchni trawiastej.
Rycina 2: Kierunki przecierania dłonią. Progresja ma na celu zapewnienie kontaktu maksymalnej, niepowtarzającej się powierzchni traktowanej roślinności z rękawiczką. W przypadku pobierania próbek z obszaru <415 cm2 wymagane są dwie rękawiczki, aby uniknąć przeciążenia bawełny; należy jednak potwierdzić to w warunkach specyficznych dla danego pestycydy i miejsca przed rozpoczęciem eksperymentu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

  1. Zmodyfikowany wałek kalifornijski
    UWAGA: Wymagane są trzy osoby. Specyfikacje budowy aparatury znajdują się u Fullera et al.9
    1. Należy użyć wałka (wałek: 14,5 kg, średnica 10 cm, długość 61 cm, pokryty 1,2 cm pianki poliuretanowej; uchwyt: długość 1,2 m) oraz ramy (szerokość 62 cm, długość 91 cm), do której przymocowany jest arkusz bawełny (>200 gęstość splotu; szerokość 70 cm, długość 99 cm).
    2. Osoby B i C przymocowują arkusz bawełny do ramy za pomocą zacisków, a następnie mocują go do obszaru próbkowania za pomocą metalowych gwoździ.
      UWAGA: Arkusze bawełny należy dociąć przed rozpoczęciem pobierania próbek, aby skrócić czas trwania danej kolekcji.
    3. Osoba A i B owijają wałek folią plastikową (6 mm), aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu próbek.
    4. Bez wywierania nacisku, osoba A przesuwa wałek po bawełnianej tkaninie pięć razy (jedno przejście w przód i w tył liczy się jako jeden raz). Prędkość toczenia powinna wynosić 1,6 ± 0,2 km/h.
    5. Osoba C podnosi ramę z ziemi i przenosi ją do pobliskiego stołu do próbkowania.
    6. Podczas gdy osoba C trzyma ramę, osoba A dokonuje inspekcji wizualnej tkaniny i usuwa pęczki trawy oraz zanieczyszczenia glebowe za pomocą pęsety.
    7. Osoba A zdejmuje bawełnianą tkaninę, a następnie wraz z osobą B składa ją tak, aby strona stykająca się z trawą była skierowana do wewnątrz, i umieszcza w szklanym słoiku na próbki.
      1. Słoik szklany należy tymczasowo przechowywać w chłodziarce w lodzie lub suchym lodzie w terenie, a następnie przenieść do zamrażarki w ciągu 3 h od zakończenia pobierania próbek.
    8. Po pobraniu próbek należy usunąć folię plastikową z wałka, oczyścić ramę, stół do próbkowania oraz pęsetę roztworem amoniaku i wody w stosunku 1:1, opłukać wodą i osuszyć przed powtórzeniem procesu.

Schemat wyrzutni piłek do piłki nożnej z opisanymi elementami z PVC; montaż domowego zestawu eksperymentalnego.
Rycina 3: Rolka do piłek do piłki nożnej. Z wyjątkiem połączenia A do B, wszystkie złącza są sklejone klejem do PVC. Długość części C może się różnić w zależności od dostawcy ze względu na zmienne wymiary części B i D. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Toczenie piłki nożnej
    UWAGA: Wymaga jednej osoby.
    1. Użyć ramy do toczenia piłki nożnej wykonanej z rur z polichlorku winylu (PVC) (klasa 40; 5 cm średnicy wewnętrznej).
      1. Przymocować uchwyt (długość 122 cm; Rycina 3A) do trójnika wsuwanego (Rycina 3B). Jest to jedyne połączenie niezabezpieczone klejem do PVC, aby ułatwić przechowywanie.
      2. Położyć wałek na płaskiej powierzchni (ułatwia to wyrównanie) i przymocować obie strony trójnika do nasuwnych kolanek 90° (Rycina 3D) z odcinkami rur o długości 7 cm (Rycina 3C).
      3. Wsunąć odcinki rur o długości 24 cm (Rycina 3E) do otwartych końców kolanek.
      4. Wywiercić otwory pod śruby zamkowe (średnica 0,6 cm i długość 7,5 cm; Rycina 3F) przez koniec rury prostopadle do uchwytu i równolegle do płaskiej powierzchni.
        1. Ustawić odległość między śrubami zamkowymi na około 18,4 cm (może się ona różnić w zależności od marki/jakości używanych piłek nożnych).
        2. Wygładzić/oszlifować ostre końce śrub zamkowych za pomocą pilnika ręcznego/szlifierki, aby piłki nie zostały przebite podczas toczenia (Rycina 3G).
    2. Obniżyć ciśnienie powietrza w piłce nożnej do 24 kPa. Chociaż spowoduje to niedopompowanie piłki, gdy jest ona wolna od wałka z PVC, ciśnienie wzrośnie do około 42 kPa, gdy objętość piłki zostanie zmniejszona po zamocowaniu do wałka.
    3. Zamontować piłkę nożną na wałku, dotykając końców piłki (maksymalna średnica) śrubami zamkowymi.
      UWAGA: Aby skrócić całkowity czas pobierania próbek i ograniczyć ryzyko kontaminacji, należy używać jednej piłki nożnej na próbkę w danym czasie poboru.
      1. Zakręcić piłkę ręcznie, aby upewnić się, że toczenie jest symetryczne.
      2. Lekko nacisnąć górną część zamontowanej piłki, aby upewnić się, że jest ona odpowiednio zabezpieczona.
    4. Owinąć dwukrotnie pasek sorbentu (szerokość 5 cm i długość 132 cm) wokół obwodu piłki w linii z uchwytem wałka z PVC, co zapewnia stały kontakt paska sorbentu z trawą podczas toczenia (Rycina 3H).
      1. Przymocować pasek sorbentu do piłki za pomocą pasków taśmy klejącej (2,5 cm na 2,5 cm).
        UWAGA: Paski sorbentu należy pociąć przed rozpoczęciem pobierania próbek, aby skrócić czas trwania operacji.
    5. Toczyć piłkę ze stałą prędkością (1,6 ± 0,2 km/h) na dystansie 3,7 m po unikalnym obszarze traw z traktowanym obszarem. W zależności od wymiarów działki, dystans ten może wymagać wykonania kilku przejazdów obok siebie. Należy przy tym zachować ostrożność, aby nie dotknąć roślinności, która nie została jeszcze pobrana do próbek.
      UWAGA: Dystans toczenia piłki wynoszący 3,7 m może wymagać korekty w zależności od badanego pestycydów i systemu traw. Należy to ustalić przed rozpoczęciem eksperymentu poprzez wstępne pobranie próbek z różnych dystansów bezpośrednio po aplikacji, a także następnego ranka, gdy obecna jest wilgoć w okrywie roślinnej, aby zidentyfikować optymalną odległość pozwalającą na przeniesienie maksymalnej ilości pozostałości pestycydów.
    6. Po zdjęciu piłki z trawnika, zdjąć pasek sorbentu i złożyć go tak, aby strona stykająca się z trawą była skierowana do wewnątrz, a następnie umieścić w szklanym słoiku.
      1. Przechowywać szklany słoik tymczasowo w chłodziarce z lodem lub suchym lodem w terenie, a następnie przenieść do zamrażarki w ciągu 3 h od zakończenia pobierania próbek.

6. Pobieranie próbek roślinności traw turfowych

  1. Wyjmij tłok z wnętrza wycinaka do pobierania próbek, aby zapobiec kontaktowi sprzętu z poddanym działaniu preparatu ulistnieniem (Rysunek 4A).

Narzędzie do pobierania rdzeni darni, schemat z uchwytem i metalowym cylindrem; przygotowanie do analizy gleby.
Rysunek 4: Pobieranie rdzeni darni. Wykrawacz do dołków z pól golfowych to wytrzymałe i stosunkowo tanie urządzenie do pobierania próbek darni/gleby. Przed użyciem do pobierania próbek pozostałości pestycydów w celu ich przeniesienia, należy usunąć wewnętrzny tłok służący do wysuwania rdzeni, aby uniknąć niezamierzonego kontaktu z roślinnością, co mogłoby zmniejszyć stężenia pozostałości pestycydów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Pobierz rdzeń darni o reprezentatywnej jakości.
    1. Użyj wycinaka do dołków, aby obrysować rdzeń, a następnie przetnij go do głębokości gleby 5-7,5 cm, aby ułatwić jego usunięcie.
    2. Przetnij glebę nożem (długość ostrza: 10 do 15 cm) pod kątem ukośnym na zewnątrz krawędzi rdzenia, aby wyjąć go z ziemi. Zwróć szczególną uwagę, aby dłoń i nóż nie miały kontaktu z potraktowaną nadziemną częścią roślinności.
    3. Wyrównaj dolną powierzchnię gleby nożyczkami, tak aby rdzeń stabilnie osiadł w pojemniku na próbkę. Głębokość gleby powinna zapewnić wystarczająco dużo miejsca, aby roślinność darni nie stykała się z pokrywą pojemnika.
      UWAGA: Jeśli pogoda na to pozwala, krok z użyciem wycinaka do dołków (punkt 6.2.1 w protokole) wykonuje się zazwyczaj po południu, gdy ulistnienie jest suche, przed pobraniem próbek następnego ranka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opierając się na wcześniejszych badaniach porównujących transferowalne metody oznaczania pozostałości pestycydów w obrębie jednego systemu trawnika oraz systemy trawników w obrębie jednej transferowalnej metody oznaczania pozostałości pestycydów, przeprowadzono badanie polowe (rozpoczęte 24 maja 2016 r. w Raleigh, Karolina Północna, USA) w celu porównania metod w różnych systemach trawników. W skrócie, ilościowo oznaczono transfer 2,4-D, szerkokrotniego herbicydu powszechnie stosowanego w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Agencje regulacyjne nie zidentyfikowały konkretnej metody ilościowego określania przenoszalnych pozostałości pestycydów z trawy darniowej. Badania te wspierają wykorzystanie różnych metod opartych na kryteriach specyficznych dla danego miejsca i procesu narażenia, ponieważ wszystkie one mają przydatność do oceny ryzyka dla ludzi. Jednak wszystkie mają ograniczenia, o których badacze powinni wiedzieć przed ich użyciem. Wreszcie, gatunek trawy darniowej nie jest parametrem wyboru miejsca obecnie podawanym w protokołach dot...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych ujawnień do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Khaliedowi Ahmedowi, Laney McKnight i Drew Pinnixowi za pomoc terenową i laboratoryjną, a także personelowi pomocniczemu Lake Wheeler Turfgrass Field Laboratory, w tym Dustinowi Corbettowi i Marty'emu Parishowi, za utrzymanie obszarów badawczych. Prace te były częściowo wspierane przez North Carolina State University Center for Turfgrass Environmental Research and Education.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
General>------
Rękawice nitryloweDowolne
Farba do murawyDowolnaNA
Odzież ochronna na stopyDowolnaNA
Whatman 3 MM Chr Bibuła chromatograficznaFisher Scientific05-716-3E
NazwaFirmaNumer katalogowy
Ball roll------
Rura PVC (5 cm średnica wewnętrzna)Home Depot531137
Piła do metalu do cięcia PCVDowolnaKolano NA
90° (średnica wewnętrzna 5 cm)Home DepotRCE-2000-S
Łącznik trójnikowy (średnica wewnętrzna 5 cm)Home DepotPVC024001600HD
klej PVCDowolnaśruba
(średnica 0,6 cm na 7 cm długość)Piłka nożna Home Depot801366
rozmiar 4DowolnaNA
ManometrDowolnaNA
Ręczna pompa powietrzaDowolnaNA
Nożyczki do tkaninDowolnaNA
Scott Rags-In-A-BoxTaśma klejąca UlineS-12809
Dowolnazamykana
8 uncjiDowolnaNA
silny>NazwaFirmaNumer katalogowy
Chusteczka do rąk------
100% bawełniane rękawice inspekcyjne o dużej gramaturzeUlineS-19284
Aparat cyfrowyDowolneNA
ImageJNational Institutes of Healthhttps://imagej.nih.gov/ij/
Cyfrowa waga o wadze do 400 gDowolny
Dowolnaplastikowa
(średnica 23 cm)Home Depot209313
16 uncji zamykany szklany słoikDowolnaNA
silny>Nazwa<silny>FirmaNumer katalogowy
Zmodyfikowany wałek kalifornijski>------Metalowy
przewód (średnica 1,25 cm i długość 1,8 m)Home Depot101543
rura PVC (średnica wewnętrzna 10 cm)Home Depot531103
Piasek + pręt, aby doprowadzić wałek do 14,5 kgDowolnaNA
Home Depot33403D
Arkusz pianki poliuretanowej (o grubości 1,25 cm) do pokrycia rury PVCDowolnaplastik
6 mmDowolna
(107 cm długości na 76 cm szerokości i 0,6 cm grubości)DowolneNA
zaciski przeguboweDowolnaNA
Metalowe gwoździe (o długości od 10 do 15 cm) do mocowania ramy do podłożaDowolnaNA
Prześcieradła 100% bawełny (>200 nici)Dowolna
Dowolny
32 uncjeDowolnaNA
silna>NazwaCompany<strong>Numer katalogowy
kolekcja rdzeni roślinności trawy darniowej------
Nóż do kubków na polu golfowym z dźwigniąAide Product Company1001-1
NóżDowolnaNA
Fiskars Nożyczki do ziółHome Depot96086966J
Plastikowy pojemnik na zatyczkę do murawyDowolnyNA
chłodnice NA Sprzęt do pomiaru terenu Dowolna NA do drewna NA szklana łódź NA < oprogramowanie stoper NA wiaderko NA < wtyczka PVC malarski NA płyta z pleksi NA Dowolne pęseta NA zamykany szklany słoik NA < Par

Bibliografia

  1. Census of Agriculture: United States Summary and State Data [Internet]. , United States Department of Agriculture. Washington, DC, USA. Available from: http://www.agcensus.usda.gov/Publications/2007/Full_Report/usv1.pdf (2009).
  2. Milesi, C. Mapping and modeling the biogeochemical cycling of turf grasses in the United States. Environ. Manag. 36, 426-438 (2005).
  3. Turgeon, A. J. Turfgrass management. , 8th ed, Pearson Education, Inc. Upper Saddle River, NJ, USA. (2008).
  4. Cisar, J. L., Synder, R. H., Sartain, J. B., Borgert, C. J. Dislodgeable residues of chloropyrifos and isazofos and implications for golfer exposure. Int. Turf. Soc. 9, 12-18 (2001).
  5. Morgan, M. K. Adult and children's exposure to 2,4-D from multiple sources and pathways. J. Expos. Sci. Environ. Epidemiol. 18 (5), 486-494 (2008).
  6. Overview of Risk assessment in the Pesticide Program [Internet]. , United States Environmental Protection Agency. Washington, DC, USA. Available from: https://www.regulations.gov/document?D=EPA-HQ-OPPT-2009-0157-0003 (2016).
  7. OCSPP Harmonized Test Guidelines - Master List [Internet]. , United States Environmental Protection Agency. Washington, DC. USA. Available from: https://www.epa.gov/sites/production/files/2015-11/documents/ocspp-testguidelines_masterlist-2015-11-19.pdf (2015).
  8. Occupational and Residential Exposure Test Guidelines - OPPTS 875.1100 Dermal Exposure - Outdoor. , United States Environmental Protection Agency. Washington, DC, USA. Available from: https://www.epa.gov/pesticide-science-and-assessing-pesticide-risks/overview-risk-assessment-pesticide-program (1996).
  9. Fuller, R. Modified California roller for measuring transferable residues on treated turfgrass. Bull. Environ. Contam. Toxicol. 67 (6), 787-794 (2001).
  10. Klonne, D. Comparative study of five transferable turf residue methods. Bull. Environ. Contam. Toxicol. 67 (6), 771-779 (2001).
  11. Rosenheck, L. Determination of a standardized sampling technique for pesticide transferable turf residues. Bull. Environ. Contam. Toxicol. 67 (6), 780-786 (2001).
  12. Welsh, A. Transferable turf residue following imidacloprid application. , Department of Pesticide Regulation - California Environmental Protection Agency. Sacramento, California, USA. Available from: http://www.cdpr.ca.gov/docs/whs/pdf/hs1860.pdf (2005).
  13. Kim, D. S., Marshall, E. J. P., Brain, P., Caseley, J. C. Effects of crop canopy structure on herbicide deposition and performance. Weed Res. 51 (3), 310-320 (2011).
  14. Jeffries, M. D. Factors influencing dislodgeable 2,4-D plant residues from hybrid bermudagrass (Cynodon dactylon L. x C. transvaalensis.) athletic fields. PLoS One. 11 (2), 1-16 (2016).
  15. Sears, M. K., Bowhey, C., Braun, H., Stephenson, G. R. Dislodgeable residues and persistence of diazinon, chloropyrifos and isofenphos following their application to turfgrass. Pestic. Sci. 20 (3), 223-232 (1987).
  16. Rasband, W. S. ImageJ. , U.S. National Institutes of Health. Bethesda, Maryland, USA. Available from: http://imagej.nih.gov/ij (2007).
  17. Campillo, C., Prieto, M. H., Daza, C., Mońino, M. J., García, M. I. Using digital images to characterize canopy coverage and light interception in a processing tomato crop. HortSci. 43 (6), 1780-1786 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Metoda wycierania d onizmodyfikowany wa ek kalifornijskimetoda toczenia pi ki no nejkwantyfikacja przeniesienia pestycyd wpor wnanie gatunk w traw turfowychocena nara enia na pestycydytestowanie zgodno ci z przepisamipobieranie pr b z poletek do wiadczalnych
Protokoły ilościowego oznaczania przenoszalnych pozostałości pestycydów w systemach trawy darniowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.