Artykuł metodologiczny

Ostre i przewlekłe modele hiperglikemii u danio pręgowanego: metoda oceny wpływu hiperglikemii na neurogenezę i biodystrybucję cząsteczek znakowanych radioaktywnie

DOI:

10.3791/55203

⸱

26 czerwca 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1UMR 1188 Diabète athérothombose Thérapie Réunion Océan Indien (DéTROI), Saint-Denis de La Réunion, France, Université de La Réunion, INSERM, 2RIPA (Radiochimie et Imagerie du Petit Animal), Cyclotron de la Réunion Océan Indien CYROI, 3CHU de La Réunion

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca opisuje metody tworzenia modeli ostrej i przewlekłej hiperglikemii u danio pręgowanego. Celem jest zbadanie wpływu hiperglikemii na procesy fizjologiczne, takie jak neurogeneza konstytutywna i wywołana urazem. Praca podkreśla również wykorzystanie danio pręgowanego do śledzenia cząsteczek znakowanych radioaktywnie (tutaj, [18F]-FDG) za pomocą PET/CT.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hiperglikemia to poważny problem zdrowotny, który prowadzi do dysfunkcji układu krążenia i mózgu. Na przykład wiąże się to ze zwiększonymi problemami neurologicznymi po udarze mózgu i wykazano, że upośledza procesy neurogenne. Co ciekawe, dorosły danio pręgowany pojawił się ostatnio jako istotny i użyteczny model do naśladowania hiperglikemii/cukrzycy oraz do badania konstytutywnej i regeneracyjnej neurogenezy. Praca ta dostarcza metod opracowywania modeli hiperglikemii u danio pręgowanego w celu zbadania wpływu hiperglikemii na proliferację komórek mózgowych w warunkach homeostazy i naprawy mózgu. Ostrą hiperglikemię ustala się poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie D-glukozy (2,5 g/kg masy ciała) dorosłemu danio pręgowanemu. Przewlekła hiperglikemia jest wywoływana przez zanurzenie dorosłego danio pręgowanego w wodzie zawierającej D-glukozę (111 mM) na 14 dni. Pomiary poziomu glukozy we krwi są opisane dla tych różnych podejść. Przedstawiono metody badania wpływu hiperglikemii na neurogenezę konstytutywną i regeneracyjną, poprzez opis mechanicznego uszkodzenia kresomózgowia, preparację mózgu, osadzanie parafiny i cięcie za pomocą mikrotomu oraz wykonywanie procedur immunohistochemicznych. Na koniec opisano również metodę wykorzystania danio pręgowanego jako odpowiedniego modelu do badania biodystrybucji cząsteczek znakowanych radioaktywnie (tutaj[18F]-FDG) za pomocą PET/CT.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hiperglikemia jest definiowana jako nadmierny poziom glukozy we krwi. Chociaż może to odzwierciedlać sytuację ostrego stresu, hiperglikemia jest również stanem, który często prowadzi do rozpoznania cukrzycy, przewlekłego zaburzenia wydzielania insuliny i/lub oporności na insulinę. W 2016 roku liczba dorosłych żyjących z cukrzycą osiągnęła 422 miliony na całym świecie, a każdego roku 1,5 miliona ludzi umiera z powodu tej choroby, co czyni ją poważnym problemem zdrowotnym1. Rzeczywiście, niekontrolowana cukrzyca prowadzi do wielu zaburzeń fizjologicznych wpływających na układ sercowo-naczyniowy, nerki oraz obwodowy i ośrodkowy układ nerwowy.

Co ciekawe, ostra i przewlekła hiperglikemia może wpływać na funkcje poznawcze i przyczyniać się zarówno do demencji, jak i depresji2,3,4,5,6. Ponadto przyjęcie pacjentów z hiperglikemią wiąże się z gorszymi wynikami funkcjonalnymi, neurologicznymi i przeżyciem po udarze niedokrwiennym7,8,9,10,11. Wykazano również, że hiperglikemia/cukrzyca wpływa na neurogenezę dorosłych, proces prowadzący do generowania nowych neuronów, wpływając na aktywność nerwowych komórek macierzystych oraz różnicowanie neuronów, migrację i przeżycie2,12.

W przeciwieństwie do ssaków, ryby teleostowe, takie jak danio pręgowany, wykazują intensywną aktywność neurogenną w całym mózgu i wykazują wyjątkową zdolność do naprawy mózgu w wieku dorosłym13,14,15,16. Warto zauważyć, że takie zdolności są możliwe dzięki trwałości nerwowych komórek macierzystych/progenitorowych, w tym promieniowego gleju i neuroblastów17,18,19. Ponadto danio pręgowany pojawił się ostatnio jako model do badania zaburzeń metabolicznych, w tym otyłości i hiperglikemii/cukrzycy20,21,22.

Chociaż danio pręgowany jest dobrze rozpoznanym modelem hiperglikemii i neurogenezy, niewiele badań badało wpływ hiperglikemii na homeostazę mózgu i funkcje poznawcze12,23. Aby określić wpływ hiperglikemii na konstytutywną i wywołaną urazem proliferację komórek mózgowych, stworzono model ostrej hiperglikemii poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie D-glukozy. Ponadto odtworzono model przewlekłej hiperglikemii poprzez zanurzenie ryb w wodzie uzupełnionej D-glukozą12. Danio pręgowany wykazuje wiele zalet w badaniach. Są tanie, łatwe w hodowli i przezroczyste na pierwszych etapach rozwoju, a ich genom został zsekwencjonowany. W kontekście tej pracy wykazują one również kilka dodatkowych zalet: (1) mają podobne procesy fizjologiczne do ludzkich, co czyni je kluczowym narzędziem w badaniach biomedycznych; (2) pozwalają na szybkie zbadanie wpływu hiperglikemii na homeostazę mózgu i neurogenezę, biorąc pod uwagę ich powszechną i silną aktywność neurogenną; oraz (3) stanowią model alternatywny, pozwalający na zmniejszenie liczby ssaków wykorzystywanych w badaniach. Wreszcie, danio pręgowany może być wykorzystany jako model do testowania biodystrybucji cząsteczek znakowanych radioaktywnie i potencjalnych środków terapeutycznych za pomocą PET/CT.

Ogólnym celem poniższej procedury jest wizualne udokumentowanie, jak ustawić modele ostrej i przewlekłej hiperglikemii u danio pręgowanego, użyć danio pręgowanego do oceny przebudowy mózgu w warunkach hiperglikemii oraz monitorować radioznakowane cząsteczki (tutaj, [18F]-FDG) za pomocą PET/CT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dorosłe rybo pręgowane (Danio rerio) typu dzikiego były utrzymywane w standardowych warunkach fotoperiodu (14/10 h jasne/ciemne) i temperaturze (28 °C). Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z francuskimi i wspólnotowymi wytycznymi dotyczącymi wykorzystywania zwierząt w badaniach naukowych (86/609/EWG i 2010/63/UE) i zostały zatwierdzone przez lokalną Komisję Etyki ds. Doświadczeń na Zwierzętach.

1. Ustalanie modelu ostrej hiperglikemii u danio pręgowanego

  1. Przygotować roztwór podstawowy trikainy (MS-222), rozpuszczając 400 mg trikainy w proszku w 97,9 ml wody i 2,1 ml 1 M buforu Tris/HCl (pH 9). Dostosować pH do 7 i podwielokrotność do przechowywania w temperaturze -20 °C.
  2. Przygotuj środek znieczulający dla dorosłego danio pręgowanego, umieszczając 5 ml tricainy (roztwór podstawowy) w 100 ml wody dla ryb (końcowe stężenie tricainy: 0,02%).
  3. Przenieś jednego danio pręgowanego (od 3 do 6 miesięcy) z akwarium do środka znieczulającego, aż przestanie się poruszać.
  4. Wyjmij rybę za pomocą przeciętej pipety i szybko osusz ją na chłonnej bibułce.
  5. Zważ rybę.
  6. Przygotować strzykawkę z D-glukozą rozpuszczoną w 1X PBS i wstrzyknąć 50 μl D-glukozy (2,5 g/kg masy ciała).
    UWAGA: Na przykład ryba o wadze 0,6 g otrzyma 50 μl 3% roztworu D-glukozy/PBS.
  7. Połóż rybę na plecach i włóż igłę strzykawki do jamy wewnątrzotrzewnowej.
  8. Powoli wstrzyknij roztwór D-glukozy/PBS, a następnie umieść rybę z powrotem w wodzie.
  9. Sprawdzaj, czy ryba całkowicie wyzdrowieje. Umieść go z powrotem w zbiorniku, aż do osiągnięcia wymaganego czasu na wykonanie pomiaru stężenia glukozy we krwi.
    UWAGA: Stężenie glukozy we krwi mierzy się 1,5 godziny po wstrzyknięciu.

2. Ustalanie modelu przewlekłej hiperglikemii u danio pręgowanego

  1. Przygotuj zbiornik o pojemności 2 litrów z czystą wodą dla ryb.
  2. Rozpuścić 40 g D-glukozy w 2 litrach wody dla ryb, aby uzyskać końcowe stężenie D-glukozy 111 mM.
  3. Zanurz od 5 do 7 dorosłych ryb danio pręgowanego w wodzie zawierającej D-glukozę.
  4. Wymieniaj wodę dla ryb z D-glukozą co 2 dni, aby uniknąć rozwoju bakterii lub innych mikroorganizmów.
  5. Po 14 dniach leczenia rybę należy umieścić na krótko w słodkiej wodzie, aby usunąć D-glukozę z organizmu przed wykonaniem pomiaru poziomu glukozy we krwi.

3. Pomiar poziomu glukozy we krwi u danio pręgowanego

  1. Przykryj rybę lodem w celu szybkiej eutanazji.
    UWAGA: Nie należy przedawkować tricainy, ponieważ powoduje to duże wahania poziomu glukozy we krwi. Nie zostawiaj ryb w lodzie zbyt długo, ponieważ spowoduje to krzepnięcie krwi.
  2. Przetrzyj rybę chłonną bibułą, aby usunąć całą wodę i uniknąć rozcieńczenia krwi podczas pomiaru stężenia glukozy we krwi.
  3. Usuń oko za pomocą kleszczy preparacyjnych i poczekaj, aż jama oka wypełni się krwią.
  4. Umieść pasek testowy na glukometrze i włóż pasek do jamy oka.
  5. Zmierz poziom glukozy we krwi.

4. Analiza proliferacji komórek mózgowych po hiperglikemii

  1. Roztwory i: wymagania i przygotowanie
    1. Przygotować 1 l 1x PBS, dodając 100 ml 10x PBS do 900 ml destylowanegoH2O(dH2O) i wymieszać.
    2. Przygotować 1x PBS z 0,2% detergentem (PBS-T; patrz tabela materiałów).
      UWAGA: Aby przygotować 1 l PBS-T, dodaj 2 ml detergentu (patrz tabela materiałów) do 1 l PBS.
    3. Przygotuj serię etanolu (100% x 2; 95%; 85%; 70%; 50% i 30%) i 0,85% NaCl.
    4. Przygotować bufor blokujący: PBS-T zawierający od 0,5% do 1% mleka w proszku.
      UWAGA: Aby przygotować 200 ml buforu blokującego, dodaj 2 g mleka w proszku do 200 ml PBST.
    5. Przygotować bufor do odzyskiwania antygenu, cytrynian sodu.
      UWAGA: Aby przygotować 1 l buforu cytrynianu sodu, dodać 2,94 g odwodnionej soli trisodowej cytrynianu sodu do 1 l dH20. Dostosuj pH do 6 przed napełnieniem do 1 l.
    6. Przygotuj 4% bufor paraformaldehydu-PBS, dodając 4 g paraformaldehydu do 100 ml 1x PBS. Podgrzać go pod wpływem mieszania w temperaturze 58-60 °C, aż do całkowitego rozpuszczenia.
  2. Przygotowanie próbki do immunohistochemii: utrwalenie i odwodnienie
    1. Po zmierzeniu poziomu glukozy we krwi oddziel głowę od tułowia, przecinając głowę za skrzelami.
      Uwaga: Alternatywnie, mózg może być bezpośrednio ekstrahowany i zamrażany do innych eksperymentów, takich jak ekstrakcja mRNA.
    2. Utrwalić głowice na noc w temperaturze 4 °C w 4% paraformaldehydzie rozpuszczonym w PBS (PFA-PBS).
    3. Następnego dnia krótko umyj głowy w PBS.
    4. Dokładnie wypreparuj mózgi za pomocą mikroskopu. Opłucz stałe głowice PBS i użyj igły, aby zabezpieczyć głowę pod mikroskopem preparacyjnym. Usuń oczy i górną część czaszki za pomocą kleszczy. Ostrożnie wyjmij mózg i umieść go w 1x PBS.
    5. Kolejno myj utrwalone mózgi 1x PBS przez 30 min, 0,85% NaCl przez 30 min, 70% EtOH/0,85% NaCl (v/v) przez 15 min, 70% EtOH przez 15 min (dwukrotnie), 85% EtOH przez 20 min, 95% EtOH przez 20 min i 100% EtOH przez 20 min (dwukrotnie). Inkubować przez noc w końcowym 100% roztworze EtOH.
      UWAGA: Odwodniony mózg może pozostawać przez kilka miesięcy w 100% EtOH w temperaturze 4 °C przed zatopieniem w parafinie.
  3. Przygotowanie próbki do immunohistochemii: przygotowanie tkanek do zatapiania w parafinie
    1. Umieść mózgi w małej szklanej zlewce.
      UWAGA: Nie używaj plastikowego pojemnika, ponieważ toluen może uszkodzić niektóre tworzywa sztuczne.
    2. Usuń etanol i zastąp go toluenem, ponieważ mózg musi zostać całkowicie odzyskany przez toluen. Wykonaj dwie 30-minutowe kąpiele toluenu.
    3. Usuń toluen i umieść mózgi w kasecie do zabudowy. Umieścić zamkniętą kasetę w zlewkach z serii stopionej parafiny w temperaturze 58-60 °C (30 minut w każdej zlewce parafinowej). Włącz kleszcze rozgrzewające. Na zakończenie kąpieli parafinowych wyjmij kasetę i wlej trochę płynnej parafiny do formy.
    4. Wlej stopioną parafinę do formy i umieść w niej mózg. Zorientuj mózg za pomocą kleszczy rozgrzewających, używając orientacji przednio-tylnej mózgu jako przewodnika. Pozwól, aby parafina stwardniała na części chłodzącej maszyny do zatapiania.
    5. Ze względów technicznych ustaw mózgi wzdłuż osi przednio-tylnej. Po rozformowaniu bloku parafinowego należy go przyciąć i zamocować na kasecie, tak aby stopiona parafina znajdowała się w odpowiedniej orientacji, aby umożliwić przekrojenie poprzeczne.
    6. Włóż blok parafiny do ramienia mikrotomu. Ciąć odcinki o grubości 50 μm, aż zostanie osiągnięty poziom próbki mózgu. Przyciąć blok parafinowy, aby uzyskać trapez i dostosować grubość przekroju do 7 μm. Zbierz wstążki parafinowe za pomocą pędzli i umieść je na czarnym papierze. Kroić je delikatnie co 3 do 4 sekcji.
    7. Połóż szkiełko na płycie grzewczej i zalej ją wodą dH2O.
    8. Delikatnie umieść przecięte wstążki na wodzie. Usuń wodę za pomocą chłonnej bibuły, gdy wstążki parafinowe są wystarczająco rozłożone/rozłożone. Usuń ostatnie krople mechanicznie. Usuń wodę ze szkiełek i pozostaw je do wyschnięcia przez co najmniej 3 godziny na płycie grzewczej w temperaturze około 30-40 °C.
  4. Procedura immunohistochemiczna
    1. Usuń wosk parafinowy, umieszczając jego sekcje w trzech pojemnikach z ksylenem na 7 minut każdy.
    2. Ponownie uwodnić sekcje, umieszczając szkiełka w dwóch pojemnikach po 100% EtOH na 2 minuty każdy, a następnie kąpiele 95% EtOH, 85% EtOH, 70% EtOH i 30% EtOH przez 30 s każdy. Na koniec umieść szkiełka na krótko w dH2O i dwa razy w PBS na 5 minut każde.
    3. Pobrać antygen poprzez inkubację skrawków buforu cytrynianowego w kuchence mikrofalowej (2 minuty przy 500 W), aż bufor zacznie wrzeć. Pozwól szkiełkom zregenerować się w temperaturze pokojowej przez 15 minut.
    4. Umyć trzy razy w PBST po 5 minut każda i zablokować sekcje na 45 minut w PBST zawierającym 1% mleka. Inkubować przez noc z pierwszorzędowymi przeciwciałami (np. antygenem jądrowym proliferujących komórek (PCNA) do barwienia komórek proliferacyjnych; 1/100) rozcieńczonymi w buforze blokującym (tj. PBST, 1% mleka).
    5. Przemyć trzy razy w PBST po 5 minut każda i inkubować skrawki przez 90 minut z odpowiednimi przeciwciałami drugorzędowymi (np. kozim przeciwciałami anty-mysim Alexa Fluor 488; 1/200) rozcieńczonymi w buforze blokującym i DAPI (1/500).
    6. Umyj trzy razy w PBST po 5 minut każda i zamontuj szkiełka z fluorescencyjnym medium montażowym (patrz tabela materiałów).
    7. Przeanalizuj barwienie za pomocą mikroskopu epifluorescencyjnego i/lub konfokalnego.
    8. Określ ilościowo proliferację komórek mózgowych w co najmniej trzech kolejnych sekcjach mózgu w obszarze zainteresowania u co najmniej trzech różnych zwierząt.
      UWAGA: Alternatywnie, osadzenie mózgu można wykonać w agarozie, aby przejść do sekcji wibratomu i immunohistochemii swobodnej jazdy, jak opisano wcześniej24.
  5. Badanie wpływu hiperglikemii na mechanizmy naprawy mózgu
    UWAGA: Alternatywnie, badanie naprawy mózgu w przypadku ostrej i przewlekłej hiperglikemii można przeprowadzić po urazie raną kłutą kresomózgowia, jak opisano wcześniej24,25,26. Krótko:
    1. Znieczulić dorosłego danio pręgowanego tricainą.
    2. Umieść rybę pod mikroskopem preparacyjnym ze światłem.
    3. Trzymaj rybę jedną ręką.
    4. Drugą ręką włóż strzykawkę 30 G pionowo przez czaszkę do przyśrodkowej części prawej półkuli kresomózgowia.
    5. Umieść rybę z powrotem w świeżej wodzie dla ryb, wodzie uzupełnionej D-glukozą (111 mM) lub w wodzie kontrolnej dla ryb. Pozwól rybie przeżyć przez 7 dni po urazie.
      UWAGA: Zapoznaj się z krokiem 4, aby zapoznać się z pozostałą częścią procedury.

5. Obrazowanie biodystrybucji cząsteczek znakowanych radioaktywnie przez PET/CT u danio pręgowanego: fluorodeoksyglukoza ([18F]-FDG) do analizy metabolizmu glukozy

  1. Przygotować strzykawkę o pojemności 50 μl zawierającą 20 MBq roztworu soli fizjologicznej [18F]-FDG.
  2. Umieścić strzykawkę za osłoną chroniącą przed promieniowaniem.
  3. Znieczulij dorosłego danio pręgowanego tricainą.
  4. Umieść rybę za ekranem chroniącym przed promieniowaniem.
  5. Wstrzyknąć [18F]-FDG do jamy dootrzewnowej. Przetrzeć miejsce wstrzyknięcia małym kawałkiem bibuły, aby zapobiec wykryciu resztek [18F]-FDG, które mogłyby wyciekać z brzucha ryby.
  6. Użyć kalibratora izotopów promieniotwórczych, aby zmierzyć pozostałą aktywność zawartą w strzykawce i tkance, aby obliczyć dokładną dawkę, którą wstrzyknięto.
  7. Rybę układamy na nowym, małym kawałku chłonnej chusteczki nasączonej tricainą i delikatnie zawiń. Umieść rybę z tkanką chłonną na łóżku kamery PET/CT.
  8. Włóż łóżko do systemu obrazowania PET/CT i rozpocznij akwizycję.
  9. Przystąp do przeprowadzenia akwizycji PET/CT.
  10. Pod koniec zabiegu umieść rybę z powrotem w niewielkiej ilości świeżej wody dla ryb.
    UWAGA: Alternatywnie, po wstrzyknięciu [18F]-FDG, ryby można ponownie umieścić w niewielkiej ilości słodkiej wody na 10 minut do 1 godziny, aby ułatwić dyfuzję [18F]-FDG przed ponownym znieczuleniem ryb do obrazowania PET/CT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korzystając z procedur opisanych w tym artykule, dootrzewnowe wstrzyknięcie D-glukozy (2,5 g/kg masy ciała) zostało przeprowadzone na dorosłej danio pręgowanej i doprowadziło do znacznego wzrostu poziomu glukozy we krwi 1,5 godziny po wstrzyknięciu (Rysunek 1A). 24 godziny po wstrzyknięciu, poziom glukozy we krwi był podobny między rybami z D-glukozą i PBS12. W przypadku przewlekłego leczenia, danio pręgowane zanurzono w wodzie z D-glukozą (111 ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W pracy opisano różne metody ustalania ostrych i przewlekłych modeli hiperglikemii u danio pręgowanego. Głównymi zaletami tych procedur są: (1) pozwalają one na zmniejszenie liczby ssaków wykorzystywanych do badań, (2) są proste w konfiguracji i szybkie w wdrożeniu, oraz (3) są ekonomiczne. Dlatego takie modele pozwalają na badanie wpływu hiperglikemii na dużą liczbę zwierząt w celu zbadania jej wpływu na różne procesy fizjologiczne, w tym miażdżycę, dysfunkcje układu krążenia, retinopatie, nieszczelność bariery krew-móz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie ujawniono żadnych potencjalnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bardzo dziękujemy Direction des Usages du Numérique (DUN) z Uniwersytetu La Réunion za montaż filmu (w szczególności Jean-François Février, Eric Esnault i Sylvain Ducasse), Lynda-Rose Mottagan za podkład głosowy, Mary Osborne-Pellegrin za korektę lektora oraz platformie CYROI. Prace te były wspierane przez granty Uniwersytetu La Réunion (Bonus Qualité Recherche, Dispositifs incitatifs), Conseil Régional de La Réunion, Unii Europejskiej (CPER/FEDER) i stowarzyszenia Philancia. ACD jest stypendystą Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche, La Réunion University (Contrat Doctoral).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1 ml strzykawka Luer-LokBD, USA309628
4',6'-diamidino-2-fenyloindol (DAPI)Sigma-Aldrich, NiemcyD8417
ml pojemnik bijou gładkie laboratoriumHotscher, Francja080171
D-glukozaSigma-Aldrich, Niemcy67021
Aparat cyfrowyNauki przyrodnicze, JaponiaHamamatsu ORCA-ER
Jednorazowe formy bazowe Simport, KanadaM475-2
Osioł anty-królik Alexa fluor 488Life Technologies, USAA21206
Centrum zatapianiaThermo Scientific, USAShandon Histocentre 3
Mikroskop fluorescencyjnyNikon, JaponiaEclipse 80i
(18F-FDG)Cyklotron, Francja
Pasek testowy glukometruLifeScan, FrancjaOne-Touch 143 Ultra
Goat anty-mysz Alexa fluor 594Life Technologies, USAA11005
In-Vivo System obrazowaniaTriFoil, Kanada TrimodalnośćTriumph 
MicrotomeThermo Scientific, Stany ZjednoczoneMicrom HM 355 S
Mysz monoklonalna anty-PCNADAKO, USAklon PC10
Paraformaldehyd (PFA)Sigma-Aldrich, NiemcyP6148-500G
Poliklonalny królik anty-GFAPDAKO, USA
Ławka do suszenia szkiełekElektrotermiczna, USAMH6616
Chlorek soduSigma-Aldrich, NiemcyS9888
Sól trisodowa cytrynianu sodu odwadnia Prolabo, Francja27833.294
Sterylna igłaBD Microlance 330 G 1/2 ; 0,3 mm i razy; 13 mm
Kleszcze studenckie Dumont #5Narzędzia do nauki o nauce91150-20
Nożyczki chirurgiczne dla studentówFine Science Tools91400-14
Złote slajdy Superfros PlusThermo Scientific, Stany ZjednoczoneFT4981GLPLUS
Mikroskop chirurgicznyLeica, FrancjaM320-F12
Kasety do zatapiania tkanekSimport, KanadaM490-10
Podłoże do zatapiania tkanekLeicaBiosystems, Stany Zjednoczone39602004
ToluenSigma-Aldrich, Niemcy244511
Tricaine MS-222Sigma-Aldrich, NiemcyA5040
Triton X100Sigma-Aldrich, NiemcyX100-500 mL
Vectashield medium Vector Laboratories, USAH-1000
XyleneSigma-Aldrich, Niemcy534056
Fish StrainAB
silny>solny bufor fosforanowy (10X PBS) pH 7,4 (na 1 litr)Aby przygotować 10X PBS, dodaj następujące sole i uzupełnij do 1 litra wodą
destylowanąChlorek potasu (MM: 74,55 g/mol): 2,00 g>Sigma-Aldrich, Niemcy746436
Fosforan potasu jednozasadowy (MM: 136,09 g/mol): 2,40gSigma-Aldrich, Niemcy>795488
Chlorek sodu (MM : 58,44 g/mol): 80,00 g  Sigma-Aldrich, NiemcyS9888
Fosforan sodu dwuzasadowy (MM: 141,96 g): 14,40 gSigma-Aldrich, Niemcy795410
7 Fluorodeoksyglukoza Z033429 <

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. W. Diabetes. , Available from: http://www.who.int/diabetes/en (2016).
  2. Ho, N., Sommers, M. S., Lucki, I. Effects of diabetes on hippocampal neurogenesis: links to cognition and depression. Neurosci Biobehav Rev. 37 (8), 1346-1362 (2013).
  3. Cukierman, T., Gerstein, H. C., Williamson, J. D. Cognitive decline and dementia in diabetes--systematic overview of prospective observational studies. Diabetologia. 48 (12), 2460-2469 (2005).
  4. Gaudieri, P. A., Chen, R., Greer, T. F., Holmes, C. S. Cognitive function in children with type 1 diabetes: a meta-analysis. Diabetes Care. 31 (9), 1892-1897 (2008).
  5. Brismar, T., et al. Predictors of cognitive impairment in type 1 diabetes. Psychoneuroendocrinology. 32 (8-10), 1041-1051 (2007).
  6. Ojo, O., Brooke, J. Evaluating the Association between Diabetes, Cognitive Decline and Dementia. Int J Environ Res Public Health. 12 (7), 8281-8294 (2015).
  7. Capes, S. E., Hunt, D., Malmberg, K., Pathak, P., Gerstein, H. C. Stress hyperglycemia and prognosis of stroke in nondiabetic and diabetic patients: a systematic overview. Stroke. 32 (10), 2426-2432 (2001).
  8. Stead, L. G., et al. Hyperglycemia as an independent predictor of worse outcome in non-diabetic patients presenting with acute ischemic stroke. Neurocrit Care. 10 (2), 181-186 (2009).
  9. Kagansky, N., Levy, S., Knobler, H. The role of hyperglycemia in acute stroke. Arch Neurol. 58 (8), 1209-1212 (2001).
  10. Gilmore, R. M., Stead, L. G. The role of hyperglycemia in acute ischemic stroke. Neurocrit Care. 5 (2), 153-158 (2006).
  11. Desilles, J. P., et al. Diabetes mellitus, admission glucose, and outcomes after stroke thrombolysis: a registry and systematic review. Stroke. 44 (7), 1915-1923 (2013).
  12. Dorsemans, A. C., et al. Impaired constitutive and regenerative neurogenesis in adult hyperglycemic zebrafish. J Comp Neurol. , (2016).
  13. Schmidt, R., Strähle, U., Scholpp, S. Neurogenesis in zebrafish - from embryo to adult. Neural Dev. 8, 3(2013).
  14. Kizil, C., Kaslin, J., Kroehne, V., Brand, M. Adult neurogenesis and brain regeneration in zebrafish. Dev Neurobiol. 72 (3), 429-461 (2012).
  15. Grandel, H., Brand, M. Comparative aspects of adult neural stem cell activity in vertebrates. Dev Genes Evol. 223 (1-2), 131-147 (2013).
  16. Lindsey, B. W., Tropepe, V. A comparative framework for understanding the biological principles of adult neurogenesis. Prog Neurobiol. 80 (6), 281-307 (2006).
  17. März, M., et al. Heterogeneity in progenitor cell subtypes in the ventricular zone of the zebrafish adult telencephalon. Glia. 58 (7), 870-888 (2010).
  18. Chapouton, P., Jagasia, R., Bally-Cuif, L. Adult neurogenesis in non-mammalian vertebrates. Bioessays. 29 (8), 745-757 (2007).
  19. Lindsey, B. W., Darabie, A., Tropepe, V. The cellular composition of neurogenic periventricular zones in the adult zebrafish forebrain. J Comp Neurol. 520 (10), 2275-2316 (2012).
  20. Sarras, M. P., Intine, R. V. Use of Zebrafish as a Disease Model Provides a Unique Window For Understanding the Molecular Basis of Diabetic Metabolic Memory. Zebrafish. , 2611-2619 (2012).
  21. Oka, T., et al. Diet-induced obesity in zebrafish shares common pathophysiological pathways with mammalian obesity. BMC Physiol. 10, 21(2010).
  22. Capiotti, K. M., et al. Persistent impaired glucose metabolism in a zebrafish hyperglycemia model. Comp Biochem Physiol B Biochem Mol Biol. 171, 58-65 (2014).
  23. Capiotti, K. M., et al. Hyperglycemia induces memory impairment linked to increased acetylcholinesterase activity in zebrafish (Danio rerio). Behav Brain Res. 274, 319-325 (2014).
  24. Schmidt, R., Beil, T., Strähle, U., Rastegar, S. Stab wound injury of the zebrafish adult telencephalon: a method to investigate vertebrate brain neurogenesis and regeneration. J Vis Exp. (90), e51753(2014).
  25. Diotel, N., et al. Effects of estradiol in adult neurogenesis and brain repair in zebrafish. Horm Behav. 63 (2), 193-207 (2013).
  26. Rodriguez Viales, R., et al. The helix-loop-helix protein id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon. Stem Cells. 33 (3), 892-903 (2015).
  27. Kaslin, J., Ganz, J., Brand, M. Proliferation, neurogenesis and regeneration in the non-mammalian vertebrate brain. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 363 (1489), 101-122 (2008).
  28. Kroehne, V., Freudenreich, D., Hans, S., Kaslin, J., Brand, M. Regeneration of the adult zebrafish brain from neurogenic radial glia-type progenitors. Development. 138 (22), 4831-4841 (2011).
  29. Alunni, A., Bally-Cuif, L. A comparative view of regenerative neurogenesis in vertebrates. Development. 143 (5), 741-753 (2016).
  30. März, M., Schmidt, R., Rastegar, S., Strähle, U. Regenerative response following stab injury in the adult zebrafish telencephalon. Dev Dyn. 240 (9), 2221-2231 (2011).
  31. Wullimann, M., Rupp, B., Reichert, H. Neuroanatomy of the zebrafish brain: A topological atlas. , Birhaüser Verlag. Basel, Switzerland. 1-144 (1996).
  32. Pellegrini, E., et al. Identification of aromatase-positive radial glial cells as progenitor cells in the ventricular layer of the forebrain in zebrafish. J Comp Neurol. 501 (1), 150-167 (2007).
  33. Zupanc, G. K., Hinsch, K., Gage, F. H. Proliferation, migration, neuronal differentiation, and long-term survival of new cells in the adult zebrafish brain. J Comp Neurol. 488 (3), 290-319 (2005).
  34. Sarras, M. P., Intine, R. V. Use of Zebrafish as a Disease Model Provides a Unique Window For Understanding the Molecular Basis of Diabetic Metabolic Memory. iConcept Press. , 2611-2619 (2013).
  35. Connaughton, V. P., Baker, C., Fonde, L., Gerardi, E., Slack, C. Alternate Immersion in an External Glucose Solution Differentially Affects Blood Sugar Values in Older Versus Younger Zebrafish Adults. Zebrafish. , (2016).
  36. Prasad, S., Sajja, R. K., Naik, P., Cucullo, L. Diabetes Mellitus and Blood-Brain Barrier Dysfunction: An Overview. J Pharmacovigil. 2 (2), 125(2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hiperglikemia u danio pr gowanegoocena neurogenezymodel ostrej hiperglikemiimodel przewlek ej hiperglikemiiproliferacja kom rek m zgowychbiodystrybucja cz steczek znakowanych radioaktywnieobrazowanie PET CTprocedura immunohistochemicznauszkodzenie telencefalonusekcjonowanie w blokach parafinowych

Powiązane artykuły