Opracowanie udoskonalonego protokołu przeztwardówkowego przeszczepu podsiatkówkowego ludzkich komórek nabłonka barwnikowego siatkówki do oczu szczurów

Summary

Wstrzyknięcie podsiatkówkowe jest szeroko stosowane w badaniach przedklinicznych terapii zastępczej komórkami macierzystymi w przypadku zwyrodnienia plamki żółtej związanego z wiekiem. W tym zwizualizowanym artykule opisujemy mniej ryzykowną, powtarzalną i precyzyjnie zmodyfikowaną technikę wstrzykiwania podsiatkówkowego za pomocą podejścia przeztwardówkowego w celu dostarczenia komórek do oczu szczura.

Abstract

Choroby zwyrodnieniowe siatkówki, takie jak zwyrodnienie plamki żółtej związane z wiekiem (AMD), są główną przyczyną nieodwracalnej utraty wzroku na całym świecie. AMD charakteryzuje się zwyrodnieniem komórek nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE), które są monowarstwą komórek funkcjonalnie wspierających i anatomicznie owijających się wokół siatkówki nerwowej. Obecne leczenie farmakologiczne nieneowaskularnego AMD (suchego AMD) jedynie spowalnia postęp choroby, ale nie może przywrócić wzroku, co wymaga badań mających na celu zidentyfikowanie nowych strategii terapeutycznych. Zastąpienie zwyrodnieniowych komórek RPE zdrowymi komórkami daje nadzieję na leczenie suchego AMD w przyszłości. Szeroko zakrojone badania przedkliniczne nad terapiami zastępczymi komórek macierzystych w AMD obejmują przeszczepienie komórek RPE pochodzących z komórek macierzystych do przestrzeni podsiatkówkowej modeli zwierzęcych, w której stosuje się technikę iniekcji podsiatkówkowej. Podejściem najczęściej stosowanym w tych przedklinicznych badaniach na zwierzętach jest droga przeztwardówkowa, która jest utrudniona ze względu na brak bezpośredniej wizualizacji końca igły i często może prowadzić do uszkodzenia siatkówki. Alternatywne podejście przez ciało szkliste pozwala na bezpośrednią obserwację położenia końca igły, ale niesie ze sobą wysokie ryzyko urazów chirurgicznych, ponieważ więcej tkanek oka jest zaburzonych. Opracowaliśmy mniej ryzykowną i powtarzalną zmodyfikowaną metodę wstrzykiwania przeztwardówkowego, która wykorzystuje określone kąty i głębokości igieł, aby skutecznie i konsekwentnie dostarczać komórki RPE do przestrzeni podsiatkówkowej szczura i uniknąć nadmiernego uszkodzenia siatkówki. Wcześniej wykazano, że komórki dostarczone w ten sposób są skuteczne u szczurów Royal College of Surgeons (RCS) przez co najmniej 2 miesiące. Technika ta może być stosowana nie tylko do przeszczepiania komórek, ale także do dostarczania małych cząsteczek lub terapii genowych.

Introduction

Ludzka siatkówka znajdująca się w tylnej części oka funkcjonuje jako lekka tkanka czuciowa i odgrywa kluczową rolę w percepcji wzroku. Dysfunkcja komórek siatkówki lub śmierć komórki powoduje zatem problemy ze wzrokiem lub trwałą ślepotę. Zaburzenia polegające na zwyrodnieniu lub dysfunkcji komórek w różnych warstwach siatkówki są znane jako choroby zwyrodnieniowe siatkówki, wśród których AMD jest najczęstszym typem i główną przyczyną nieodwracalnej ślepoty u osób starszych w krajach rozwiniętych^1,2. Proces patologiczny AMD jest związany z akumulacją "druz" między warstwą RPE a leżącą poniżej błoną Brucha, co z kolei upośledza wsparcie RPE dla fizjologii fotoreceptorów, prowadząc do zaniku siatkówki nerwowej i utraty wzroku^3,4,5. Jak dotąd nie ma lekarstwa na zaawansowaną suchą (nieneowaskularną) AMD. Pojawienie się terapii komórkami macierzystymi jako nowego paradygmatu w medycynie regeneracyjnej daje nadzieję na zastąpienie dysfunkcyjnych lub martwych komórek RPE zdrowymi komórkami pochodzącymi z komórek macierzystych. Rzeczywiście, przeprowadzono szeroko zakrojone badania przedkliniczne nad przeszczepianiem komórek macierzystych pochodzących z komórek macierzystych (np. ludzkich embrionalnych komórek macierzystych) do modeli zwierzęcych zdegenerowanych przez RPE^6,7, z których niektóre przeszły do badań klinicznych^8,9 (NCT01344993, ClinicalTrials.gov). Niedawno nasze laboratorium zidentyfikowało alternatywne źródło komórek macierzystych rezydujących w ludzkiej warstwie RPE, ludzkie komórki macierzyste RPE (hRPESCs), które są obecnie wykorzystywane w badaniach przedklinicznych nad terapią transplantacyjną komórek pochodnych RPE hRPESC (hRPESC-RPE) w AMD^10,11,12,13.

Technika iniekcji podsiatkówkowej jest stosowana w badaniach przedklinicznych wymienionych powyżej przez wiele grup, w tym naszą grupę. Istnieją dwa ogólne podejścia do wstrzykiwania podsiatkówkowego u zwierząt: przezszkliste i przeztwardówkowe. Podejście przezszklistkowe ma tę zaletę, że chirurg jest w stanie bezpośrednio obserwować koniec igły, gdy penetruje ona przednie oko, przecina całą jamę ciała szklistego przylegającą do soczewki i przenika przez siatkówkę z tyłu do oka, aby dotrzeć do przestrzeni podsiatkówkowej^14,15,16. Wymaga jednak przerwania siatkówki w dwóch miejscach (przedniej i tylnej), niesie ze sobą ryzyko uszkodzenia soczewki i może spowodować cofanie się komórek do ciała szklistego po cofnięciu igły. W przeciwieństwie do tego, podejście przeztwardówkowe w zasadzie pozwala uniknąć zajęcia siatkówki i ciała szklistego, a przepływ zwrotny opuszcza oko. U gryzoni barwnikowych chirurg może początkowo zaobserwować penetrację twardówki, ale po przejściu do pigmentowanego naczyniówki koniec igły nie jest już widoczny. Bez bezpośredniej obserwacji uszkodzenie siatkówki jest powszechne i może prowadzić do rozwarstwienia siatkówki i dostarczenia komórek i/lub krwi do ciała szklistego. Ponadto, ponieważ powierzchnia oka jest zakrzywiona, bardzo trudno jest określić, które kąty i głębokości igły są najskuteczniejsze w przypadku wstrzyknięć przeztwardówkowych.

W tym wizualizacjonalnym artykule wprowadzamy metodę przeztwardówkowej iniekcji podsiatkówkowej opartą na wykorzystaniu oceny pooperacyjnej za pomocą optycznej koherentnej tomografii (OCT), która pozwala na szczegółowe badanie miejsca wstrzyknięcia. Nasza technika iniekcji przeztwardówkowej wykorzystuje określone lokalizacje, kąty i głębokości igieł iniekcyjnych, aby zapewnić bardzo niski uraz chirurgiczny i wysoką niezawodność. Tutaj w szczególności demonstrujemy wstrzyknięcie komórek hRPESC-RPE do przestrzeni podsiatkówkowej szczura RCS, przedklinicznego modelu ludzkiego AMD. Dzięki tej metodzie iniekcji z powodzeniem i konsekwentnie dostarczaliśmy komórki hRPESC-RPE do przestrzeni podsiatkówkowej oczu szczurów RCS z bardzo wysokim wskaźnikiem sukcesu. Wcześniej stwierdzono, że wstrzykiwanie komórek powoduje zachowanie fotoreceptorów RCS przez co najmniej 2 miesiące po wstrzyknięciu¹³. Ta procedura jest wykonywana pod mikroskopem preparacyjnym i jest łatwa do nauczenia. Do wykonania wstrzyknięcia potrzebne są dwie osoby (chirurg i asystent), a średni czas wstrzyknięcia dla każdego zwierzęcia wynosi mniej niż 5 minut. Zdefiniowane kąty i głębokości igieł iniekcyjnych umożliwiają laboratoriom, w których OCT jest niedostępny, osiągnięcie udanego wstrzyknięcia podsiatkówkowego. Pozwala na wysoce powtarzalny dostęp podsiatkówkowy i może być stosowany nie tylko do przeszczepu komórek, ale także do dostarczania leków i terapii genowych.

Protocol

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Stanowym Nowego Jorku w Albany.

1. Przygotowanie przed wstrzyknięciem

1. Przygotowanie zawiesiny komórek hRPESC-RPE
   UWAGA: Wszystkie poniższe kroki są wykonywane w sterylnym kapturze do hodowli tkanek i wymagana jest znajomość podstawowej techniki sterylnej.
   1. Wyizoluj pierwotne komórki hRPE z ludzkich oczu dawcy w wieku 50-90 lat i hoduj komórki na płytkach 24-dołkowych¹². Kriokonserwuj komórki w pasażu 1, rozmrażaj w razie potrzeby i hoduj komórki pasażowe 2 (P2) przez 4-5 tygodni (Rysunek 1A) do wstrzyknięcia.
   2. Usuń pożywkę hodowlaną¹² i delikatnie przepłucz studzienki dwukrotnie 500 μL wstępnie podgrzanej soli fizjologicznej 1X Dulbecco's Phosphate Buffered Salt bez Wapnia i Magnezu (1x DPBS-CMF), dodając 1X DPBS-CMF do studzienek za pomocą pipety 1,000 μL i usuwając ją za pomocą próżni
   .
   3. Dodaj 300 μl trypsyny/DNAzy do każdego dołka. Inkubować komórki hRPESC-RPE w trypszynie/DNAzie (4 kU DNazy na 1 ml 0,25% trypsyny-EDTA) przez 4 minuty w temperaturze 37 °C w celu dysocjacji komórek.
   4. Sprawdź komórki pod mikroskopem, aby zobaczyć, czy są zaokrąglone w górę. Kontynuuj inkubację komórek w trypszynie/DNazie przez dodatkowe 2 minuty, jeśli jeszcze nie zostały zaokrąglone.
   5. Po zaokrągleniu komórek w górę, użyj pipety o pojemności 1 000 μl, aby rozdzielić oderwane komórki z dołka i przenieść trypsynę/DNazę zawierającą oderwane komórki do stożkowej probówki o pojemności 15 ml z równą objętością wstępnie podgrzanej pożywki hodowlanej, aby dezaktywować trypsynę/DNazę.
   6. Przepłukać studzienki wstępnie podgrzanym 1X DPBS-CMF, delikatnie pipetując w górę iw dół, szczególnie wokół krawędzi studzienki; następnie dodaj te komórki do poprzedniej stożkowej probówki.
   7. Odwirować stożkową probówkę o masie 286 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C w celu osadzenia komórek.
   8. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki za pomocą 1 ml pożywki hodowlanej.
   9. Policz komórki za pomocą hemocytometru.
   10. Wirować przy 286 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C w celu osadzenia komórek.
   11. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki w sterylnym zrównoważonym roztworze soli (BSS) w stężeniu 50 000 komórek/μl (aby dostarczyć 50 000 komórek w objętości 1 μl podczas wstrzyknięcia podsiatkówkowego).
   12. Przenieść końcową zawiesinę komórek (CS) do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,7 ml i przechowywać w mieszaninie lodowatej wody do momentu użycia we wstrzyknięciu.
2. Przygotowanie iniektora komórkowego
   1. Włożyć sterylną igłę ze skosem w rozmiarze 33 do strzykawki iniekcyjnej i mocno przykręcić, aby zmontować wstrzykiwacz.
   2. Przepłucz wtryskiwacz 100% etanolem 5-6 razy.
   3. Przepłucz wtryskiwacz 70% etanolem 5-6 razy.
   4. Przepłucz wtryskiwacz BSS 5-6 razy.
   5. Oznacz igłę iniektora sterylnym czarnym markerem w odległości 600 μm od końcówki igły pod mikroskopem preparacyjnym (Rysunek 1B).
   6. Umieścić wtryskiwacz na mikromanipulatorze w celu wstrzyknięcia.

2. Wstrzyknięcie podsiatkówkowe

1. Pole operacyjne i przygotowanie zwierząt
   1. Zważ 4-5 tygodniowego szczura RCS (60-100 g) i znieczul go za pomocą systemu dostarczania oparów izofluranu.
      nuta: Aby wywołać znieczulenie, należy utrzymać szybkość przepływu izofluranu na poziomie 5%. Potwierdź głębokość znieczulenia, naciskając łapy, a następnie zmniejsz natężenie przepływu do 2-3% w celu utrzymania znieczulenia podczas operacji.
   2. Umieść sterylną zasłonę chirurgiczną z poduszką grzewczą pod spodem na stoliku mikroskopu preparacyjnego, aby ustawić sterylne pole operacyjne.
   3. Przenieś szczura na obszar operacyjny i umieść szczura w stożku nosowym połączonym z systemem izofluranu w celu utrzymania znieczulenia.
   4. Przykryj ciało szczura gazą. Uszczypnij palec u nogi szczura, aby potwierdzić pełne znieczulenie.
2. Iniekcja przeztwardówkowa podsiatkówkowa pod mikroskopem
   1. Nałóż kroplę lubrykantu do oczu na nieoperowane oko szczura.
   2. Ułóż szczura na prawym boku z lewym okiem skierowanym w stronę sufitu do wstrzyknięcia, głową skierowaną w stronę prawej ręki chirurga i plecami w kierunku chirurga.
   3. Przytnij wszelkie wąsy zakrywające oko małymi nożyczkami.
   4. Wlej niewielką ilość płynu do płukania oczu od skroniowej strony lewego oka i zbierz nadmiar po stronie nosa za pomocą bawełnianego aplikatora, aby przepłukać oko.
   5. Rozszerz źrenicę 1% tropikamidem i 2,5% fenylefryną (świeżo wyprodukowaną z 10% fenylefryny przez rozcieńczenie jej w sterylnym 0,9% soli fizjologicznej w dniu zabiegu) do badania OCT po wstrzyknięciu, nakładając po jednej kropli każdego z nich.
   6. Delikatnie pociągnij skórę otaczającą oko 4-6 razy, aby otworzyć powiekę tak, aby oko było lekko podparte, co ułatwiło dostęp do obszarów znajdujących się za rąbkiem.
   7. Nałóż kroplę płynu do płukania oczu i utrzymuj oko wilgotne.
   8. Delikatnie rozetrzeć CS (przygotowany w kroku 1.1.12) i naładować wtryskiwacz 1,2 μl CS. Dodatkowe 0,2 μl służy do kompensacji przepływu zwrotnego we wtryskiwaniu.
      nuta: Na podstawie naszych pomiarów około 5 000-8 000 komórek jest traconych w przepływie zwrotnym przy wstrzyknięciu 50 000 komórek/μl, co odpowiada około 10-16% utraty komórek, a dodatkowe 0,2 μl CS zostało wstrzyknięte, aby skompensować tę utratę komórek.
   9. Umieść wtryskiwacz wypełniony CS na mikromanipulatorze (lub poproś asystenta, aby trzymał go) pionowo, ponieważ komórki RPE mają tendencję do łatwego zapadania się w zawiesinie.
   10. Nanieś kroplę 0,5% proparakainy (miejscowy środek znieczulający) na oko i usuń nadmiar za pomocą bawełnianego aplikatora.
       nuta: Ten krok powinien stłumić odruch rogówkowy i zapobiec mruganiu oka podczas kolejnych kroków.
   11. Użyj kleszczy, aby chwycić spojówkę z tyłu rąbka, obróć oko nosowo i podnieś spojówkę, aby zrobić "namiot".
   12. Użyj nożyczek, aby odciąć górną część "namiotu", aby zrobić mały otwór w spojówce i odsłonić leżącą pod spodem twardówkę.
   13. Za pomocą kleszczy chwyć krawędź pozostałego brzegu spojówki obok rąbka i obróć oko nosowo tak, aby oś źrenicy znajdowała się pod kątem około 30 stopni w stosunku do blatu stołu (Rysunek 1C). Ciągłe chwytanie brzegu spojówki jest konieczne, aby zapewnić przeciwwagę podczas wbijania igły i utrzymać oko pod optymalnym kątem.
   14. Aby wykonać otwór pilotowy do wstrzykiwania komórek, umieść koniec sterylnej, skośnej igły insuliny o rozmiarze 31 w odległości 1,200-1,500 μm za rąbkiem z otworem końcówki skierowanym do góry.
   15. Dostosuj kąt igły insuliny tak, aby znajdował się 10-15 stopni powyżej twardówki (styczny do wyimaginowanej płaszczyzny w zamierzonym miejscu wstrzyknięcia). Powoli penetrować kompleks twardówkowo-naczyniówkowy do głębokości igły około 500 μm. U pigmentowanego szczura koniec igły "zniknie" pod pigmentowanym naczyniówką. W przypadku zastosowanej tutaj marki igły insulinowej odległość od końcówki igły do skosu wynosi 500 μm.
   16. Ostrożnie wyjąć igłę z insuliny (może być widoczny bardzo mały wysięk krwi).
   17. Jeśli zauważysz nadmierne krwawienie, w razie potrzeby można zastosować włócznię do oczu, aby oczyścić otwór. Ciągłe krwawienie po zastosowaniu włóczni wskazuje, że naczynie mogło zostać uszkodzone.
   18. Wprowadzić igłę wtryskiwacza załadowaną komórkami RPE do otworu prowadzącego, otworem skierowanym w dół i pod kątem około 10-15 stopni w stosunku do lokalnej powierzchni twardówki.
   19. Delikatnie włóż igłę wtryskiwacza do otworu prowadzącego na głębokość około 500 μm, aby uzyskać dostęp do przestrzeni podsiatkówkowej. Powinien być margines około 100 μm między krawędzią czarnego śladu pisaka a punktem, w którym igła jest pokryta pigmentowanym naczyniówką (Rysunek 1C i 1D).
   20. Poproś asystenta, aby delikatnie wcisnął tłok strzykawki z wstrzykiwaczem w celu wstrzyknięcia odpowiedniej objętości komórek (około 1,2 μl). Bądź gotów do zapewnienia pewnej siły przeciwnej, gdy asystent naciska na tłok.
       nuta: Wcześniejsza próbna praktyka z asystentem może zapewnić zarówno chirurgowi, jak i asystentce niezbędne doświadczenie na tym etapie.
   21. Skupiając się wizualnie na krawędzi śladu pióra, przytrzymaj wtryskiwacz w miejscu przez 25-30 s, a następnie powoli wycofaj wtryskiwacz. Często obserwuje się niewielki przepływ zwrotny.
       nuta: Jeśli nie obserwuje się przepływu wstecznego, mogło dojść do wstrzyknięcia do ciała szklistego. Jeśli zauważysz przepływ wsteczny przez uszczelkę lub komórki wypełniające się pod twardówką, wstrzyknięcie było zbyt płytkie.
   22. Przepłukać wypływ komórek z miejsca wstrzyknięcia sterylnym płynem do płukania oczu 3 razy i zebrać nadmiar bawełnianym aplikatorem.
   23. Nałóż kroplę lubrykantu do oczu na operowane oko i przenieś szczura do stacji OCT w celu zbadania lokalizacji przeszczepionych komórek i wielkości pęcherzyka podsiatkówkowego.

3. Leczenie po wstrzyknięciu

1. Leczenie przeciwzapalne i przeciwbólowe
   1. Buprenorfinę należy wstrzykiwać podskórnie w stężeniu 0,1 mg/kg masy ciała w roztworze soli fizjologicznej w celu zmniejszenia bólu.
   2. Wstrzyknąć deksametazon w dawce 1,6 mg/kg masy ciała w soli fizjologicznej we wstrzyknięciu dootrzewnowym (I.P.) w celu kontroli stanu zapalnego.
2. Odzyskiwanie zwierząt
   1. Umieść szczura z powrotem w klatce regeneracyjnej pod lampą grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała.
   2. Obserwuj operowane oko pod kątem oznak krwotoku.
   3. Obserwuj szczura, aby upewnić się, że wychodzi z narkozy.
   4. Zwróć odzyskane zwierzę do nowej klatki i oznacz klatkę kartą chirurgiczną oraz codziennie monitoruj pod kątem jakichkolwiek oznak niepokoju, krwotoku ocznego lub zmętnienia rogówki. W razie wątpliwości należy natychmiast powiadomić lekarza weterynarii.

Results

Korzystając z techniki opisanej w tym artykule, konsekwentnie dostarczaliśmy komórki hRPESC-RPE do przestrzeni podsiatkówkowej szczurów RCS, precyzyjnie kontrolując położenie, kąt i głębokość wbijania igły iniektora w tkankę (Rysunek 1B-D). Bezpośrednio po przeszczepieniu wykonano badanie OCT w celu obserwacji miejsca wstrzyknięcia i pęcherzyka podsiatkówkowego utworzonego przez przeszczepione komórki. Pooperacyjna ocena OCT służy jako narzędzie przesiewo...

Discussion

Technika iniekcji podsiatkówkowej przedstawiona w tym artykule polega na ścieżce przeztwardówkowej, w której igła iniektora przenika do zewnętrznych warstw (kompleks twardówka-naczyniówka-RPE) ściany oka bez uszkadzania siatkówki nerwowej lub naruszania jamy ciała szklistego. Alternatywne podejście przezszklistkowe wiąże się z potencjalnym ryzykiem uszkodzenia soczewki prowadzącego do zaćmy, ponieważ soczewka gryzoni zajmuje większość jamy ciała szklistego. W porównaniu z tą metodą, nasza technika jest mniej ryzykowna i ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
0,25% Trypsyna-EDTA (1x)	Life Technologies	25200-072
DNAzy I	Sigma	DN-25
1xDulbecco' s Sól fizjologiczna buforowana fosforanami bez wapnia i Magnez (1xDPBS-CMF)	Corning Cellgro	431219
Sterylny zrównoważony roztwór soli (BSS)	Alcon	00065079550
Sterylny płyn do płukania oczu	Moore Medical	75519
Sterylny 0,9% roztwór soli	fizjologicznej Hospira	488810
Chlorowodorek proparakainy Roztwór okulistyczny (0,5%)	Akorn	17478026312
Tropicamidowy roztwór okulistyczny, USP (1%)	Bausch & Lomb	24208058559
Phenylepherine Roztwór oftalmiczny, USP (10%) zapas	Bausch & Lomb	42702010305	Jest używany do produkcji 2,5% Phenylepherine
Buprenex	Patterson	433502
Dexamethasone	APP Pharmaceuticals	63323051610
100% etanolu	Thermo Scientific 615090040
70% etanolu	Ricca Chemical Company	2546.70-5
Sterylny żel do oczu GenTeal Lubricant	Novartis	78042947
Sterylne krople do oczu Systane Ultra Lubricant	Alcon	00065143105
ogniwa hRPESC-RPE	Niedostępne w sprzedaży		Proszę zapoznać się z "Odniesieniem #12" w celu izolacji i konserwacji komórek.
Płytki 24-dołkowe	Corning	3526
Probówki stożkowe (15 ml)	Sarstedt	62554002
Nasadka do mikrowirówki z o-ringiem	LPS z	L233126
probówkami do mikrowirówek bez nakrętki (1,7 ml)	LPS z	L233041
Wirówka	Eppendorf	5804R
Sterylna chusteczka nasączona alkoholem	McKesson	58-204
Sterylne aplikatory z końcówką bawełnianą	McKesson	24-106-2S
Sterylne włócznie Weck-Cel	Beaver-Visitec International
Sterylne obłożenia chirurgiczne	McKesson	25-515
Gaza	McKesson	16-4242
Strzykawka Nanofil (10 ul)	World Precision Instruments	Nanofil
Igła skośna Nanofil o rozmiarze 33 Świat	Precision Instruments	NF33BV-2
Igły do strzykawek insulinowych o rozmiarze 31	Becton Dickinson	328418
Kleszcze zębate dla szczurów	Świat Instrumenty precyzyjne	555041FT
Vannas Micro Nożyczki sprężynowe do preparowania	Roboz	RS-5602
Pompa T do wody obiegowej	Stryker	TP700
	Kent Scientific	TPZ-814
System znieczulenia zwierząt	World Precision Instruments	EZ-7000
Balance	Ohaus	PA1502
Mikroskop stereoskopowy	Zeiss	Stemi 2000
Mikroskop Seria	Schott	ACE
System obrazowania okulistycznego Bioptigen Envisu Spectral Domain	Bioptigen	R2210
Sterylny marker	Viscot Industries	1416S-100
Miniaturowa skala	pomiarowa Ted Pella Inc	13623
Lampa punktowa do ogrzewania na podczerwień	EXO-TERRA	PT2144	Służy jako lampa grzewcza dla zwierząt podczas fazy rekonwalescencji pooperacyjnej