Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pułapkowanie plazmoniczne i uwalnianie nanocząstek w środowisku monitorowania

7.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55258

⸱

4 kwietnia 2017

 , 
1Division of Scientific Instrumentation, Korea Basic Science Institute (KBSI), 2School of Mechanical Engineering, Gwangju Institute of Science and Technology (GIST)

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiono tutaj proces produkcji mikroprocesorów, który wykorzystuje plazmoniczną pęsetę. Mikroczip umożliwia obrazowanie uwięzionej cząstki w celu zmierzenia maksymalnych sił wychwytywania.

Streszczenie

Pęsety plazmoniczne wykorzystują powierzchniowe polarytony plazmonowe do ograniczania polaryzowalnych obiektów w nanoskali. Spośród różnych konstrukcji pęsety plazmonicznej tylko nieliczne mogą zaobserwować unieruchomione cząstki. Co więcej, ograniczona liczba badań eksperymentalnie zmierzyła siły wywierane na cząstki. Projekty można sklasyfikować jako wystający typ nanodysku lub typ stłumionej nanodziury. W przypadku tych ostatnich obserwacja mikroskopowa jest niezwykle trudna. W artykule przedstawiono nowy system pęsety plazmonicznej do monitorowania cząstek, zarówno w kierunkach równoległych, jak i prostopadłych do symetrycznej osi struktury plazmonicznej nanodziury. Ta cecha pozwala nam obserwować ruch każdej cząstki w pobliżu krawędzi nanodziury. Ponadto możemy ilościowo oszacować maksymalne siły pułapkowania za pomocą nowego kanału hydraulicznego.

Wprowadzenie

Możliwość manipulowania obiektami w mikroskali jest nieodzowną cechą dla wielu eksperymentów mikro/nano. Manipulacje bezpośrednim kontaktem mogą uszkodzić manipulowane obiekty. Uwolnienie wcześniej trzymanych przedmiotów jest również trudne ze względu na problemy z tarciem. Aby przezwyciężyć te problemy, należy zastosować kilka metod pośrednich wykorzystujących fluidic1, electric2, magnetic3, lub sił fotonicznych4,5,6,7,8 zostały zaproponowane. Pęsety plazmoniczne, które wykorzystują siły fotoniczne, opierają się na fizyce nadzwyczajnego wzmocnienia pola o kilka rzędów większego niż intensywność zdarzenia9. To niezwykle silne wzmocnienie pola umożliwia wychwytywanie bardzo małych nanocząstek. Na przykład wykazano, że unieruchamia i manipuluje obiektami w skali nano, takimi jak cząsteczki polistyrenu7,10,11,12,13,14, łańcuchy polimerowe15, białka16, kropki kwantowe17 i cząsteczki DNA8,18. Bez pęsety plazmonicznej trudno jest wychwycić nanocząstki, ponieważ szybko znikają, zanim zostaną skutecznie zbadane lub ponieważ są uszkodzone z powodu dużej intensywności lasera.

Wiele badań plazmonicznych wykorzystywało różne nanoskalowe struktury złota. Możemy sklasyfikować złote struktury jako wystające typy nanodysków12,13,14,15,19,20,21 lub stłumione typy nanootworów7,8,10,11,22,23. Jeśli chodzi o wygodę obrazowania, typy nanodysków są bardziej odpowiednie niż typy nanodziur, ponieważ w przypadku tych drugich złote podłoża mogą zasłaniać widok obserwacyjny. Co więcej, pułapkowanie plazmoniczne zachodzi w pobliżu struktury plazmonicznej i sprawia, że obserwacja jest jeszcze trudniejsza. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, pułapkowanie plazmoniczne na typach nanodziur zostało zweryfikowane tylko przy użyciu sygnałów rozpraszania pośredniego. Nie zgłoszono jednak żadnych udanych bezpośrednich obserwacji, takich jak obrazy mikroskopowe. Niewiele badań opisało położenie uwięzionych cząstek. Jeden z takich wyników został zaprezentowany przez Wang i wsp. Stworzyli złoty słup na złotym podłożu i obserwowali ruch cząstek za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego24. Jest to jednak skuteczne tylko w przypadku monitorowania ruchów bocznych nie w kierunku równoległym do osi belki.

W tym artykule przedstawiamy nowe procedury projektowania i produkcji mikroprocesorów fluidycznych. Za pomocą tego chipa demonstrujemy monitorowanie cząstek uwięzionych plazmonicznie, zarówno w kierunkach równoległych, jak i prostopadłych do nanostruktury plazmonicznej. Ponadto mierzymy maksymalną siłę unieruchomionej cząstki, zwiększając prędkość płynu, aby znaleźć prędkość przechylania w mikrochipie. Badanie to jest wyjątkowe, ponieważ większość badań nad pęsetami plazmonicznymi nie może ilościowo pokazać maksymalnych sił pułapkowania stosowanych w ich eksperymentalnych konfiguracjach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Uwaga: Przed użyciem zapoznaj się ze wszystkimi odpowiednimi przepisami dotyczącymi bezpieczeństwa materiałów. Kilka substancji chemicznych stosowanych w produkcji mikroczipów jest bardzo toksycznych i rakotwórczych. Podczas wykonywania procesów fotolitografii i trawienia należy stosować wszystkie odpowiednie praktyki bezpieczeństwa, w tym używać kontroli inżynieryjnych (dygestoria, płyta grzejna i nakładki) oraz środków ochrony osobistej (okulary ochronne, rękawice, fartuch laboratoryjny, długie spodnie i buty z zakrytymi palcami).

1. Produkcja mikrokanału PDMS

  1. Wytwarzanie formy mikrokanałowej w procesie fotolitografii
    1. Całkowicie usuń obce substancje z 4-calowej powierzchni wafla krzemowego za pomocą czyszczenia piranii (Rysunek 1a). Wymieszaj kwas siarkowy (H2SO4) i nadtlenek wodoru (H2O2) w stosunku 3:1, aby uzyskać roztwór piranii w naczyniu. Mieszać, stopniowo dodając niewielkie ilości mocnego kwasu (H2O2) do słabego kwasu (H2SO4); Odwrócenie tej kolejności może spowodować wybuch z powodu wysoce reaktywnego mocnego kwasu.
    2. Zanurz wafel w roztworze piranii na 10 minut. Następnie zanurz wafel w wodzie dejonizowanej (DI) na 3 minuty, aby usunąć pozostały roztwór piranii. Opłucz wafel płynącą wodą DI przez 10 s. Powtórz procedurę płukania 3 razy i osusz gazemN2, aby usunąć pozostały DI.
    3. Umieść wafel na gorącej płycie na 20 minut w temperaturze 180 °C, aby jeszcze bardziej go odwodnić.
    4. Wlej 5 ml ujemnego fotorezystu na wierzch płytki i wiruj przez 45 s z prędkością 1500 obr./min (rysunek 1b); po przędzeniu na krawędzi płytki tworzy się ścieg fotorezystu ze względu na stosunkowo wysoką lepkość fotorezystu.
    5. Zrównoważyć płytkę pokrytą fotorezystem przez planaryzację na stojaku wyrównującym przez 5 godzin.
    6. Umieść wafel pokryty fotorezystem na płycie grzejnej na 12 minut w temperaturze 65 °C, 35 minut w temperaturze 95 °C i 12 minut w temperaturze 65 °C (pieczenie na miękko).
    7. Zamocuj maskę filmową na uchwycie maski, a miękko wypaloną wafel na podłożu nakładki. Wystaw na działanie światła ultrafioletowego (UV) przez 43 s przy 650 mJ/cm2 w celu zestalenia fotorezystu.
    8. Umieść wafel na płycie grzejnej na 5 minut w temperaturze 65 °C, 15 minut w temperaturze 95 °C i 5 minut w temperaturze 65 °C (pieczenie po ekspozycji).
    9. Zanurz wafel w wywoływaczu fotorezystu na 30 minut, aby usunąć niezastygły fotorezyst.
    10. Opłucz wafel alkoholem izopropylowym (IPA) i osusz gazemN2, aby usunąć pozostały IPA.
  2. Produkcja mikrokanału PDMS
    1. Powierzchnię płytki i formy fotorezystu należy poddawać obróbce przez 1 minutę z mocą 200 W za pomocą maszyny do plazmy atmosferycznej25; przepływy gazu CH4 i He powinny wynosić odpowiednio 6 i 30 sccm. Wykonaj tę obróbkę hydrofobową, aby łatwo odłączyć mikrokanalik polidimetylosiloksanu (PDMS) od powierzchni płytki i formy fotorezystu (rysunek 1c).
    2. Przygotuj roztwór PDMS, mieszając bazę PDMS i utwardzacz w stosunku 10:1. Mieszaj mieszaninę przez 2 minuty.
    3. Umieścić wafel na szalce Petriego (150 mm x 15 mm) i dodać 100 ml roztworu PDMS. Usuń pęcherzyki, które powstały w wyniku mieszania za pomocą eksykatora.
    4. Umieścić szalkę Petriego w piekarniku na 2 godziny w temperaturze 80 °C w celu zestalenia roztworu PDMS (rysunek 1d i h).
    5. Przeciąć wzdłuż konturów mikrokanału PDMS żyletką i odłączyć go od płytki; wyprodukowany mikrokanał PDMS powinien mieć następujące wymiary: 13 mm długości, 300 μm szerokości i 150 μm wysokości (rysunki 1e, f i i).
      UWAGA: Mikronakłuwanie powoduje dwa rodzaje otworów w celu wprowadzenia światłowodowego jednomodowego (SMF) oraz rurek (wlotowego i wylotowego) w mikrokanale PDMS (rysunek 1g). SMF służy do emitowania wiązki laserowej do nanootworu wyfrezowanego na złotej płytce. Rurka służy do wprowadzania/ekstrakcji roztworu cząstek do/z mikrokanału PDMS.
    6. Przebić otwory wlotowe i wylotowe 1,5 mm na każdym końcu mikrokanału PDMS. Przebić otwór na SMF o średnicy 0,3 mm w środku mikrokanału PDMS.

2. Proces trawienia złotej płyty

  1. Przygotuj dostępną w handlu złotą płytkę o wymiarach 25 x 6,25mm2 (Rysunek 2a).
  2. Usuń wszelkie obce substancje ze złotej płytki, postępując zgodnie z następującymi procedurami czyszczenia. Wyczyść w następującej kolejności, zanurzając w acetonie, metanolu i wodzie DI na 5 minut każdy.
  3. Opłucz złotą płytkę 3 razy wodą DI przez 10 s i osusz płytkę gazemN2, aby usunąć pozostałą wodę DI.
  4. Umieść złoty talerz na gorącej płycie na 20 minut w temperaturze 180 °C, aby całkowicie usunąć pozostałą wilgoć.
  5. Wlej 0,5 ml heksametylodylazanu (HMDS) na złotą płytkę i wiruj przez 40 s z prędkością 3,000 obr./min.
  6. Wlej 0,5 ml dodatniego fotorezystu na wierzch powlekanego wirowo gogli HMDS i wiruj przez 40 s przy 3,000 obr./min (rysunek 2b).
  7. Umieść pokrytą fotorezystem złotą płytkę na płycie grzejnej na 90 s w temperaturze 110 °C (miękkie pieczenie).
  8. Przymocuj maskę filmową do szklanej płytki i umieść miękko wypaloną złotą płytkę na podłożu stage. Wystaw na działanie światła UV przez 4,5 s przy 64 mJ/cm2 w celu rozpuszczenia fotorezystu.
  9. Zanurz złotą płytkę w wywoływaczu fotorezystu na 1 minutę, aby usunąć rozpuszczony fotorezystor (rysunek 2c). Opłucz złotą płytkę wodą DI i osusz gazemN2.
  10. Zanurz złotą płytkę w wytrawiaczu Au na 45 s z szybkością trawienia 28 A/s, aby usunąć odsłonięte Au (Rysunek 2d). Opłucz złotą płytkę wodą DI i osusz gazemN2.
  11. Zanurz złotą płytkę w wytrawiaczu Ti na 5 s z szybkością trawienia 25 A/s, aby usunąć odsłonięte Ti (Rysunek 2e). Opłucz złotą płytkę wodą DI i osusz gazemN2.
  12. Usuń pozostały fotorezystor ze złotej płytki, zanurzając go w acetonie, metanolu i wodzie demineralizowanej na 3 minuty (rysunek 2f); zanurz płytkę w pisemnej kolejności.
  13. Opłucz złotą płytkę 3 razy wodą DI przez 10 s. Osusz gazemN2, aby usunąć wodę DI.
  14. Umieść złotą płytkę na płycie grzejnej na 3 minuty w temperaturze 120 °C, aby całkowicie usunąć wilgoć; wyprodukowany blok złota powinien mieć wymiary 400 x 150μm2 (Rysunek 2h).
  15. Zmiel nanodziurę o długości 400 nm za pomocą skupionej wiązki jonów (FIB) w środku bloku złota, który został wytworzony po wytrawieniu (rysunki 2g i i). Utwórz wzór okręgu o długości fali 370 nm, aby skupić się na złotym bloku o napięciu przyspieszającym jony 30 kV przy 28 pA przez 3 s.

3. Montaż mikroprocesora

  1. Potraktuj dwie powierzchnie mikrokanału PDMS i złotej płytki przez 1 minutę plazmąO2, aby połączyć je razem z systemem plazmowym o mocy 80 W i ciśnieniu 825 mTorr25.
    UWAGA: Szczególnie trudno jest je precyzyjnie zamocować, ponieważ złoty blok i mikrokanał PDMS znajdują się na poziomie mikrometru. Dlatego użyj alignera z kamerą i stolikiem ręcznym.
  2. Zamocuj szklaną płytkę, która służy do mocowania maski filmowej, do uchwytu maski nakładki (Rysunek 3a).
  3. Podłącz mikrokanał PDMS poddanego plazmie O2 do płytki szklanej; ponieważ PDMS jest hydrofilowy, łatwo przyczepi się do płytki szklanej bez żadnego roztworu adhezyjnego. Zamocuj złotą płytkę na stopniu podłoża nakładki (Rysunek 3a).
  4. Zlokalizuj środki otworu SMF i złotego bloku, które są wyrównane na tej samej osi, za pomocą kamery na wyrównywaczu. Podnieś stolik ręczny, aby połączyć dwie części (rysunki 3b i c).

4. Poprawa chropowatości powierzchni bocznej mikroczipa dzięki powłoce PDMS

UWAGA: Złota płytka o stałych wymiarach 400 x 150μm2 jest stosunkowo trudniejsza do wycięcia niż materiał PDMS. Dlatego, aby odłączyć mikrokanał PDMS od płytki, używa się żyletki do wycięcia większego kawałka niż złota płytka. Po połączeniu dwóch części, nadmiar części PDMS w stosunku do złotej płytki musi zostać przecięty tak, aby wnętrze kanału można było obserwować z boku za pomocą mikroskopu (rysunek 4a). Jednak powierzchnia cięcia, która jest używana jako okno, ma wysoką chropowatość powierzchni i w konsekwencji wytwarza mętne obrazy cząstek przepływających w kanale (rysunek 4b). Powlekanie roztworem PDMS jest wykonywane ponownie, aby rozwiązać ten problem.

  1. Przygotuj roztwór PDMS, mieszając bazę PDMS i utwardzacz w stosunku 10:1 i mieszaj przez 2 minuty.
  2. Wlać 2 ml roztworu PDMS na szalkę Petriego i wykonywać wirowanie przez 30 s przy 1 000 obr./min (Rysunek 4c).
  3. Umieść powierzchnię mikroczipa, która ma być zlokalizowana na mikroskopie, na szalce Petriego (Rysunek 4d). Umieścić szalkę Petriego w piekarniku na 1 godzinę w temperaturze 80 °C w celu zestalenia roztworu PDMS.
  4. Przeciąć granicę mikroczipa i PDMS za pomocą żyletki, a następnie odłączyć ją od szalki Petriego (ryc. 4e, f).

5. Laserowe złącze do wkładania SMF do mikroprocesora

UWAGA: Do plazmonicznego systemu pęsety używany jest laser światłowodowy o długości fali 1,064 nm. SMF jest używany, ponieważ średnica padającego lasera (5 mm) jest zbyt duża, aby emitować wiązkę laserową na nanootwór wyfrezowany na bloku złota (400 x 150μm2) w mikrochipie. Średnica płaszcza SMF wynosi 125 μm. W związku z tym należy połączyć laser padający i SMF.

  1. Podłącz soczewkę obiektywu 40X do mocowania obiektywu mikroskopu na złączu SMF. Zamocuj SMF na światłowodzie clamp łącznika SMF. Ustaw padającą wiązkę laserową tak, aby wypełnić tylny otwór soczewki obiektywu.
  2. Skoncentruj wiązkę laserową na rdzeniu SMF, regulując trzyosiowy stolik ręczny wyposażony w łącznik SMF.
  3. Włóż przeciwległy koniec SMF do otworu na SMF w mikrochipie. Zmierz moc lasera przed włożeniem do krawędzi światłowodowego, ponieważ stałego światłowodowego na mikroczipie nie można odłączyć.
  4. Uszczelnij otwór SMF za pomocą kleju epoksydowego, aby zablokować wyciek przepływającego roztworu cząstek ze szczeliny między otworem SMF (300 μm) a okładziną SMF (125 μm); koniec włożonego światłowodowego nie powinien wchodzić do mikrokanału, aby uniknąć przepływu płynu. Ręcznie wyrównaj światłowodowy za pomocą wizualnej informacji zwrotnej, tak aby był prostopadły do złotego bloku, w którym znajduje się nanodziura.

6. Plazmoniczne uwięzienie pojedynczej cząstki polistyrenu fluorescencyjnego w mikrochipie

  1. Podłączyć strzykawkę, która jest wypełniona roztworem cząstek, do mikropompy strzykawki. Umieść szkło nakrywkowe na stoliku na próbki mikroskopu fluorescencyjnego. Podłącz rurki do otworów wlotowych/wylotowych mikrochipa. Umieść powierzchnię mikroczipa pokrytą PDMS na wierzchu szkła nakrywkowego.
  2. Ustaw mikroczip prostopadle do soczewki obiektywu 60X zanurzonego w wodzie, obserwując wnętrze kanału za pomocą kamery zainstalowanej na mikroskopie fluorescencyjnym. Użyj przezroczystej taśmy, aby zamocować mikroczip na miejscu. Połączyć rurkę wlotową mikroczipa z igłą strzykawki.
  3. Włóż roztwór cząstek do mikroprocesora, sterując mikropompą z prędkością 20 μm/s. W tym momencie upewnij się, że cząstka fluorescencyjna może być dobrze obserwowana w kanale, gdy świetlówka jest włączona.
  4. Poczekaj, aż roztwór cząstek wydostanie się z wylotu mikrochipa. Ustaw prędkość na 3,4 μm/s.
  5. Obróć urządzenie źródłowe lasera tak, aby emitowało laser do nanodziury; cząstka fluorescencyjna zostanie uwięziona na krawędzi nanodziury.
  6. Zwiększaj prędkość płynu w krokach co 0,4 μm/s, sterując mikropompą, aż uwięziona cząstka ucieknie. Zmierz prędkość płynu, gdy uwięzione cząstki uciekają. Uzyskaj maksymalną siłę wychwytywania dla każdej intensywności lasera, korzystając z tej zmierzonej prędkości płynu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Proces wykonania mikrokanału z PDMS oraz złotej płytki z nanootworami przedstawiono na rysunkach 1 i 2. Sposób połączenia obu części oraz gotowy mikrochip pokazano na rysunku 3. PDMS został przecięty, aby odsłonić wnętrze kanału od strony mikrochipu. Jednak ze względu na chropowatość powierzchni płaszczyzny cięcia, obserwacja cząstek przepływających w kanale była utrudniona. Aby rozwiązać ten problem, zastosowano metodę powlekania PDMS, c...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Kabel SMF został włożony do otworu na kabel SMF w mikrochipie, jak pokazano na prostokątnej kropce na rysunku 6a. Ponieważ otwór na kabel SMF jest większy niż średnica kabla, do uszczelnienia szczeliny użyto kleju epoksydowego, aby zablokować wyciek przepływającego roztworu cząstek. Przed nałożeniem kleju epoksydowego złoty blok i krawędź kabla należy wyrównać współosiowo ręcznie za pomocą mikroskopu. Chociaż idealnie jest, aby włożona krawędź kabla i nanootwór były wyrównane współosiowo, niewielka niews...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez program badawczo-rozwojowy ICT MSIP/IITP (R0190-15-2040, Opracowanie systemu zarządzania konfiguracją treści i symulatora do druku 3D przy użyciu inteligentnych materiałów).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Fotorezystor negatywny MicroChemSU-8 2075
DeveloperMicroChemSU-8 Developer
Pozytywny fotorezystor Merck Sp. z o.o.AZ GXR-601
AZ Photoresist Deweloperzy MerckLtd.AZ 300 MIF
HMDSMerck Sp. z o.o.AZ Adhesion Promoter
AlignerMidas SystemMDA 400M
Maszyna do plazmy atmosferycznej Proces atmosferyczny
Plasma Co.		IDP-1000
Polidimetylosiloksan (PDMS)Dow CorningSylgard 184 A/B
Szkiełka testowe pokryte złotemEMF Co.TA124(Ti/Au)
Au wytrawiacz Transene Inc.Wytrawiacz TFA
Ti Transene Inc.Soczewka obiektywowa TFT
40X Edmund Optics40X DIN
60X zanurzenie w wodzie soczewka obiektywowa
 		OlympusLUMPLFLN 60XW
Laser światłowodowy padający na światłowód Łącznik IPG PhotonicYLR 10
SMFThorlabsMBT612D/M
Mikropompa strzykawkowaHarvardPC2 70-4501
Mikroskop fluorescencyjny OlympusIX-51
Femto Science IncCUTE-MPR
System plazmowy

Bibliografia

  1. Crane, N. B., Onen, O., Carballo, J., Ni, Q., Guldiken, R. Fluidic assembly at the microscale: progress and prospects. Microfluid. Nanofluid. 14 (3), 383-419 (2013).
  2. Yao, B., Luo, G. A., Feng, X., Wang, W., Chen, L. X., Wang, Y. M. A microfluidic device based on gravity and electric force driving for flow cytometry and fluorescence activated cell sorting. Lab Chip. 4 (6), 603-607 (2004).
  3. Zhang, K., et al. On-chip manipulation of continuous picoliter-volume superparamagnetic droplets using a magnetic force. Lab Chip. 9 (20), 2992-2999 (2009).
  4. Park, I. Y., Sung, S. Y., Lee, J. H., Lee, Y. G. Manufacturing micro-scale structures by an optical tweezers system controlled by five finger tips. J. Micromech. Microeng. 17, N82-N89 (2007).
  5. Kim, J. D., Hwang, S. U., Lee, Y. G. Traceable assembly of microparts using optical tweezers. J. Micromech. Microeng. 22, 105003(2012).
  6. Kim, J. D., Lee, Y. G. Construction and actuation of a microscopic gear assembly formed using optical tweezers. J. Micromech. Microeng. 23, 065010(2013).
  7. Kim, J. D., Choi, J. H., Lee, Y. G. A measurement of the maximal forces in plasmonic tweezers. Nanotechnology. 26 (42), 425203(2015).
  8. Kim, J. D., Lee, Y. G. Trapping of a single DNA molecule using nanoplasmonic structures for biosensor applications. Biomed. Opt. Express. 5 (8), 2471-2480 (2014).
  9. Quidant, R. Plasmonic tweezers - the strength of surface plasmons. MRS Bull. 37 (8), 739-744 (2012).
  10. Juan, M. L., Gordon, R., Pang, Y., Eftekhari, F., Quidant, R. Self-induced back-action optical trapping of dielectric nanoparticles. Nat. Phys. 5, 915-919 (2009).
  11. Pang, Y., Gordon, R. Optical trapping of 12 nm dielectric spheres using double-nanoholes in a gold film. Nano Lett. 11 (9), 3763-3767 (2011).
  12. Tanaka, Y., Kaneda, S., Sasaki, K. Nanostructured potential of optical trapping using a plasmonic nanoblock pair. Nano Lett. 13 (5), 2146-2150 (2013).
  13. Kang, J. H., et al. Low-power nano-optical vortex trapping via plasmonic diabolo nanoantennas. Nat. Commun. 2, 582(2011).
  14. Roxworthy, B. J., et al. Application of plasmonic bowtie nanoantenna arrays for optical trapping, stacking, and sorting. Nano Lett. 12 (2), 796-801 (2012).
  15. Shoji, T., Tsuboi, Y. Plasmonic optical tweezers toward molecular manipulation: tailoring plasmonic nanostructure, light source, and resonant trapping. J. Phys. Chem. Lett. 5 (17), 2957-2967 (2014).
  16. Pang, Y., Gordon, R. Optical trapping of a single protein. Nano Lett. 12 (1), 402-406 (2012).
  17. Tsuboi, Y., et al. Optical trapping of quantum dots based on gap-mode-excitation of localized surface plasmon. J. Phys. Chem. Lett. 1, 2327-2333 (2010).
  18. Shoji, T., et al. Permanent fixing or reversible trapping and release of DNA micropatterns on a gold nanostructure using continuous-wave or femtosecond-pulsed near-infrared laser light. J. Am. Chem. Soc. 135 (17), 6643-6648 (2013).
  19. Grigrenko, A. N., Roberts, N. W., Dickson, M. R., Zhang, Y. Nanometric optical tweezers based on nanostructured substrates. Nat. Photonics. 2, 365-370 (2008).
  20. Righini, M., et al. Nano-optical trapping of rayleigh particles and escherichia coli bacteria with resonant optical antennas. Nano Lett. 9 (10), 3387-3391 (2009).
  21. Chen, K. Y., Lee, A. T., Hung, C. C., Huang, J. S., Yang, Y. T. Transport and trapping in two-dimensional nanoscale plasmonic optical lattice. Nano Lett. 13 (9), 4118-4122 (2013).
  22. Berthelot, J., et al. Three-dimensional manipulation with scanning near-field optical nanotweezers. Nat. Nanotechnol. 9 (4), 295-299 (2014).
  23. Chen, C., et al. Enhanced optical trapping and arrangement of nano-objects in a plasmonic nanocavity. Nano Lett. 12 (1), 125-132 (2011).
  24. Wang, K., Schonbrun, E., Steinvurzel, P., Crozier, K. B. Trapping and rotating nanoparticles using a plasmonic nano-tweezer with an integrated heat sink. Nat. Commun. 2, 469(2011).
  25. Byun, D., Cho, S. J., Kim, S. Fabrication of a flexible penetrating microelectrode array for use on curved surfaces of neural tissues. J. Micromech. Microeng. 23, 125010(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Pęsety plazmonicznepułapkowanie nanocząstekplazmoniczny nanootwórkanał fluidycznymonitorowanie cząstekpułapkowanie laserowepomiar siłymikrokanał PDMSwytwarzanie płytki złotejcząstki fluorescencyjne
Pułapkowanie plazmoniczne i uwalnianie nanocząstek w środowisku monitorowania
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.