Artykuł metodologiczny

Testy odruchów neurorozwojowych u nowonarodzonych szczeniąt szczurów

DOI:

10.3791/55261

⸱

24 kwietnia 2017

 ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Alberta

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Testy behawioralne są złotym standardem do określania wyników po urazie mózgu i mogą zidentyfikować obecność niepełnosprawności rozwojowej u niemowląt i dzieci. Odruchy neurorozwojowe są wczesnym wskaźnikiem tych nieprawidłowości. Opracowano i opisano tutaj szereg łatwych do wykonania testów odruchów rozwojowych u noworodków gryzoni.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Testy odruchów neurorozwojowych są powszechnie stosowane w praktyce klinicznej do oceny dojrzałości układu nerwowego. Odruchy neurorozwojowe są również określane jako odruchy pierwotne. Są one wrażliwe i spójne z późniejszymi wynikami. Nieprawidłowe odruchy są opisywane jako brak, utrzymywanie się, ponowne pojawienie się lub opóźnienie odruchów, które są wskaźnikami predykcyjnymi niemowląt, które są narażone na wysokie ryzyko zaburzeń neurorozwojowych. Zwierzęce modele niepełnosprawności neurorozwojowej, takiej jak porażenie mózgowe, często wykazują nieprawidłowe odruchy rozwojowe, co można zaobserwować u ludzkich niemowląt. Opisane techniki oceniają różnorodność odruchów neurorozwojowych u nowonarodzonych szczurów. Testy odruchów neurorozwojowych oferują badaczowi metodę testowania, która nie jest dostępna w inny sposób u tak młodych zwierząt. Przedstawiona tutaj metodologia ma na celu pomóc badaczom w badaniu kamieni milowych rozwoju u noworodków szczurów jako metody wykrywania wczesnego uszkodzenia mózgu i/lub określania skuteczności interwencji terapeutycznych. Przedstawiona tu metodologia ma na celu zapewnienie ogólnych wytycznych dla badaczy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neurorozwojowe odruchy, czyli kamienie milowe rozwoju, są jednymi z najwcześniejszych ocen stosowanych u ludzkich noworodków i niemowląt. Odruchy neurologiczne to mimowolne i powtarzalne ruchy, które wykazują odruchy pnia mózgu i rdzenia kręgowego. Dojrzewanie wyższych sieci korowych charakteryzujące się ewoluującą migracją, mielinizacją i synaptogenezą sprzyja dobrowolnej kontroli i hamowaniu kory mózgowej. Zmiany w normalnym postępie ewolucji ośrodkowego układu nerwowego mogą zakłócać rozwój mózgu, powodując nieprawidłowe okablowanie, funkcjonowanie i mielinizację kory mózgowej, powodując opóźnienia lub braki odruchów neurorozwojowych. Ludzkie niemowlęta z wysokim ryzykiem niepełnosprawności neurorozwojowej często wykazują nieprawidłowe wczesne odruchy. Nieprawidłowe odruchy mogą objawiać się opóźnieniem w nabywaniu, nieobecnością, przedłużoną obecnością lub ponownym pojawieniem się w późniejszym życiu i są predyktorem niepełnosprawności rozwojowej. 1,2 Dlatego ważne jest, aby naśladować opóźnienia odruchów w eksperymentalnych modelach niepełnosprawności neurorozwojowej.

Gryzonie są powszechnie stosowane jako modele eksperymentalne. Szczenięta szczurów są altryczne po urodzeniu, a zatem zbyt niedojrzałe, aby podejmować określone lub złożone zadania motoryczne, sensoryczne i/lub poznawczo-behawioralne. Pod tym względem ich niedojrzałość rozwojowa dotyczy zarówno ich rozwoju fizycznego, jak i narządowego. Szczury rodzą się bezwłose, z niezdolnością do termoregulacji, są ślepe i niezdolne do chodzenia. Jeśli chodzi o rozwój mózgu, znaczne dojrzewanie kory mózgowej następuje po urodzeniu. Nowonarodzone szczenięta szczurów (dzień urodzenia określany jako dzień poporodowy 1; Sugeruje się, że PD1) osiągają poziom dojrzałości mózgu, który jest podobny do wcześniaka ludzkiego w 23-28 tygodniu ciąży, podczas gdy młode PD7-10 są odpowiednikiem ludzkiego mózgu w krótkim terminie. 3,4,5,6 Korelacja ta opiera się na ogólnych analizach anatomicznych, jednak opisano również inne miary dojrzewania mózgu, takie jak mielinizacja i elektroencefalogramy zintegrowane z amplitudą. 5,7 Na przykład, preoligodendrocyty są dominującymi komórkami w rozwijającym się ludzkim mózgu płodu od 23 do 32 tygodnia życia płodowego, a ten etap dojrzewania odpowiada gryzoniu PD1-3. 5,8,9,10 Co więcej, mielinizacja rozpoczyna się w łodociach u ludzi, podczas gdy u szczeniąt szczurów pojawia się w przodomózgowiu około PD7-10; Mózg nowonarodzonego gryzonia pozostaje w dużej mierze niemielinizowany. 11,12 Tucker i in. stwierdzili, że wzór elektroencefalogramu zintegrowany amplitudowo u szczura P1 jest podobny do 23-tygodniowego płodu ludzkiego, podczas gdy młode PD7 i PD10 jest zbliżone odpowiednio do 30 - 32 tygodnia ciąży i donoszonego. 7 Z tych powodów, badanie odruchów noworodków u noworodków szczurów daje możliwość uchwycenia ontogenezy i/lub zaburzeń rozwoju mózgu.

Bateria odruchów opisana poniżej została zaadaptowana z badań W.M. Foxa i A. Lubicsa13,14 W.M. Fox był jednym z pierwszych badaczy ontogenezy odruchów u myszy. 13 Te odruchy obejmują, ale nie ograniczają się do chwytania i ułożenia kończyn, unikania klifów, prostowania, przyspieszonego prostowania, chodu, zaskoczenia słuchowego, postawy i otwierania oczu. Zarówno chwyt kończyn przednich, jak i tylnych (określany odpowiednio jako chwyt dłoniowy i podeszwowy u ludzi) jest ułatwiony przez odruchy rdzeniowe i hamowanie korowo-rdzeniowe z obszarów motorycznych innych niż pierwotne. 15,16 Ułożenie kończyn tylnych (odruch podeszwowy) odzwierciedla dojrzewanie drogi korowo-rdzeniowej. 16,17,18 Unikanie klifów (reakcje ochronne), prostowanie (labirynt) i przyspieszone prostowanie obejmują integrację i komunikację między bodźcami sensorycznymi a wyjściem motorycznym (takimi jak te związane z wibrysami i układem przedsionkowym). 19,20,21 Chód odzwierciedla lokomocję. 14 Słuchowe przerażenie ocenia stymulację akustyczną i połączenia synaptyczne gigantycznych neuronów w jądrze siateczkowym pontis caudalis. 21 Postawa obejmuje odpowiednie projekcje korowo-rdzeniowe/rdzeniowo-korowe, siłę mięśni i unerwienie nerwowo-mięśniowe. 22,23 Dojrzewanie receptorów kwasu gamma-aminomasłowego może korelować z otwieraniem oczu. 24 Ważne jest, aby pamiętać, że odruchy odzwierciedlają znacznie bardziej skomplikowaną sieć i tutaj jest ogólna korelacja. Co więcej, odruchy te zapewniają szybką i łatwą metodę oceny rozwoju neurologicznego w bardzo młodym wieku, gdzie bardziej złożone testy behawioralne nie są możliwe.

Celem tego artykułu jest dostarczenie ogólnych wytycznych do testowania neurorozwojowych odruchów nerwowych, które mogą być łatwo włączone do eksperymentalnych badań na noworodkach na szczurach. Opisaną metodologię przeprowadzono na nowonarodzonych młodych szczurach Long-Evans, a ilościowe określenie wyników oparto na pierwszym dniu pojawienia się. W dniu, w którym rozpoczynane są testy odruchowe, a używany sprzęt może zostać zmodyfikowany, aby lepiej pasował do innego modelu eksperymentalnego (np. dla różnych szczepów i gatunków). Ustalając normalny fizjologiczny postęp dojrzewania odruchowego w określonym modelu zwierzęcym, badacze mogą ocenić wpływ zewnętrznych stresorów, manipulacji endogennych i / lub interwencji terapeutycznych na rozwój neurologiczny w modelach noworodków szczurów. Ogólnie rzecz biorąc, wykorzystanie odruchów jako określenia dojrzałości mózgu jest korzystne w przewidywaniu okołoporodowego uszkodzenia mózgu i odzwierciedla późniejsze wyniki neurorozwojowe.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt, Nauk o Zdrowiu na Uniwersytecie Alberty zatwierdził wszystkie badania na zwierzętach.

Uwaga: Chociaż ten protokół może być dostosowany do innych gatunków i szczepów, ten protokół jest napisany dla szczurów Long-Evans. Wykazano, że szczury te mają lepsze zdolności motoryczne i ostrość wzroku w porównaniu z innymi szczepami gryzoni. 25,26 Protokół dotyczący ciąż w czasie, suplementacji diety, stanów zapalnych u matki i odruchów neurorozwojowych jest następujący.

1. Zwierzęta doświadczalne

  1. Kiedy szczury przybywają do pomieszczenia dla zwierząt, powstrzymaj się od jakiejkolwiek interakcji przez dzień lub dwa, aby umożliwić im zaaklimatyzowanie się w nowym środowisku. Po aklimatyzacji należy zajmować się szczurami codziennie przez około pięć dni lub gdy szczury nie wykazują już oznak stresu. Stres wywołany przez człowieka może zmienić wyniki badań i prowadzić do utraty ciąży.
  2. Gdy szczury poczują się komfortowo, rozpoczyna się rozmnażanie. Umieść dwie samice i jednego samca szczura w piętrowej klatce hodowlanej (h = 38 cm, 1 800 cm2 powierzchni podłogi) na noc (15:00 - 8:00). Klatki te zapobiegają stresowi i przeludnieniu. Rano, za pomocą pipety transferowej, przepłucz pochwę samic szczurów około 0,25 ml soli fizjologicznej. Przenieść roztwór do probówki mikrowirówkowej.
  3. Umieść dwie samice i samca z powrotem w odpowiednich konwencjonalnych klatkach.
  4. Obejrzeć roztwór zebrany w sekcji 1.2 pod mikroskopem świetlnym (100X), aby określić, na jakim etapie cyklu rujowego występuje szczur i czy obecne są plemniki. Jeśli są plemniki, zapisz datę jako dzień embrionalny (E1) (ryc. 1). Jeśli kobieta jest w ciąży, powinna umieścić ją w jej własnej klatce na E14.
    UWAGA: Komórki w rozmazie z pochwy są przezroczyste, dlatego należy używać ustawienia przy słabym oświetleniu. Upewnij się, że skraplacz jest ustawiony na najniższe ustawienie. Dostosuj regulator jasności, aby przyciemnić światło. Jeśli dostępne jest pokrętło jasności, ustaw je na 1.

2. Suplementacja diety

UWAGA: Ten protokół ma na celu ocenę efektów terapeutycznych spożycia kiełków brokułów w ostatnim tygodniu ciąży. Uprawiaj kiełki według Wu i wsp. 27.

  1. Namocz nasiona kiełków brokułów przez 2 - 3 godziny. Rozłóż nasiona na blacie siewkowym i ustaw na ciepłej powierzchni do kiełkowania.
  2. Podlewaj nasiona dwa razy dziennie, raz rano (8 - 9 rano) i raz po południu (15 - 4 wieczorem).
  3. Piątego dnia umieść kiełki przy oknie na cały dzień (kiełki powinny mieć po dwa liście i w ciągu dnia staną się zielone).
  4. Pod koniec dnia zbierz kiełki, delikatnie wyciągając kiełki brokułów z przesianego pudełka i połóż na płaskiej powierzchni do wyschnięcia.
  5. Gdy kiełki całkowicie wyschną, odważ 200 mg i umieść w szczelnie zamkniętej plastikowej torbie.
  6. Począwszy od E14, karm każdą ciężarną szczurkę 200 mg suszonych kiełków brokułów dziennie do PD21 (dzień, w którym młode są odsadzone).

3. Stan zapalny

  1. Aby wywołać stan zapalny i odtworzyć uszkodzenie istoty białej u potomstwa, należy wstrzykiwać ciężarnym szczurom lipopolisacharyd (LPS) co 12 godzin na E19 i E20. W dniu wstrzyknięcia należy przynieść klatkę z pomieszczenia do laboratorium. Pozwól ciężarnej szczurce zaaklimatyzować się i uspokoić przez co najmniej 1 godzinę. Jeśli szczur wykazuje kliniczne objawy trwałego uszkodzenia układu lub nerek, zostanie natychmiast poddany eutanazji i usunięty z badania.
  2. Zważ ciężarną matkę.
  3. Rozpuścić 200 μg/kg LPS (serotyp 0127:B8) w 100 μl soli fizjologicznej. Odessać roztwór do strzykawki o pojemności 1 ml wyposażonej w igłę 30 G 1/2.
    1. Do każdego wstrzyknięcia należy użyć nowej igły. Pozwól roztworowi rozgrzać się przez kilka minut, aby zminimalizować dyskomfort.
  4. Nagraj czas i wstrzyknij ciężarnej komorze dootrzewnowo. Naprzemiennie wstrzykiwać po obu stronach, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie.
    UWAGA: Machholz i wsp. opisują prawidłowe procedury krępowania i wstrzykiwania. 28

4. Testy odruchów rozwojowych

  1. W PD1 (dzień urodzenia) usuń młode z matki i zapisz masę urodzeniową. Umieść szczenięta z powrotem w odpowiednich klatkach i przenieś je do obiektu dla zwierząt do PD3. Zapewnia to matczyną więź między matką a młodym.
    1. Nagraj test odruchowy, aby uzyskać wiarygodną ocenę. Dostosuj kamerę wideo tak, aby miała maksymalny czas otwarcia migawki do analizy klatka po klatce (1/1 000 s). Ustaw kamerę wideo tak, aby znajdowała się bezpośrednio nad lub obok szczeniaka szczura i wszystkich materiałów użytych do każdego odruchu. Na przykład, aby umieścić tylne kończyny, umieść kamerę obok szczeniaka szczura, aby upewnić się, że uchwycenie podnoszenia i umieszczania tylnej kończyny zostanie uchwycone.
    2. Aby przyspieszyć prostowanie, umieść kamerę nad szczeniakiem szczura i lądowiskiem, aby zarejestrować zdolność szczeniaka do unoszenia się w powietrzu.
  2. Rejestruj wagi codziennie do końca eksperymentu. Na PD3 rozpocznij testy odruchów neurorozwojowych (ryc. 4). Przed badaniem należy przenieść klatki do cichego pomieszczenia na co najmniej 1 godzinę, aby umożliwić aklimatyzację do środowiska.
  3. Wykonuj testy odruchów neurorozwojowych o stałej porze każdego dnia, ponieważ szczury prowadzą nocny tryb życia. Na przykład testuj codziennie od 9 do 12. Trzymaj szczenięta bezpośrednio pod lampą grzewczą lub na poduszce grzewczej przez cały czas, aby utrzymać stabilną temperaturę ciała 36,5 °C; Młode szczurów w tym wieku łatwo tracą ciepło. Zmierz za pomocą sondy temperatury w odbycie. Jeśli zostanie to zrobione skutecznie, temperatura ciała szczeniąt nie zmienia się, ponieważ nie są one usuwane z matki i ściółki wystarczająco długo. UWAGA: Monitoruj temperaturę lampy grzewczej, aby upewnić się, że nie przekracza 37 °C.
    1. Zapisuj wynik każdego odruchu każdego dnia, aż do zaobserwowania pozytywnej reakcji. Pozytywna reakcja odruchowa występuje, gdy szczenię jest w stanie wykonać zadanie przez dwa kolejne dni. Do określenia ilościowego wykorzystuje się datę pierwszego wystąpienia pozytywnej odpowiedzi. Po uzyskaniu pozytywnej odpowiedzi nie są wymagane żadne dalsze badania. Stąd data końcowa dla każdego odruchu jest zmienna.
  4. Chwytanie kończyn przednich
    1. Zaczynając od PD3, przeprowadź test odruchu chwytania kończyn przednich. Przyłóż pręt do dłoni każdej przedniej łapy i ręcznie lekko dociśnij. Lekki nacisk powinien nieznacznie przesunąć przednią łapę, aby zapewnić kontakt i szczenięta mogą poczuć pręt. Chwytanie pojawi się jako zgięcie wszystkich palców wokół pręta. Pomyślne nabycie tego odruchu następuje, gdy obie przednie łapy chwytają pręt przez dwa dni z rzędu.
    2. Punktacja chwytu kończyny przedniej:
      0 dla braku chwytania
      1 do udanego chwytania jedną przednią łapą (lewą lub prawą przednią łapę można określić tutaj)
      2 do udanego chwytania obiema przednimi łapami
  5. Chwytanie kończyn tylnych
    1. Zaczynając od PD3, przeprowadź test odruchu chwytania kończyn tylnych. Przyłóż pręt do podeszwy każdej tylnej łapy i ręcznie lekko dociśnij. Lekki nacisk powinien nieznacznie przesunąć tylną łapę, aby zapewnić kontakt i szczenięta mogą poczuć pręt. Udane uchwycenie pręta objawia się zgięciem palców wokół pręta. Pomyślne nabycie tego odruchu następuje, gdy obie tylne łapy chwytają pręt przez dwa dni z rzędu.
    2. Oceń chwyt kończyny tylnej:
      0 dla braku chwytania
      1 dla udanego chwytania przez jedną tylną łapę (lewą lub prawą tylną łapę można określić tutaj)
      2 do udanego chwytania obiema tylnymi łapami
  6. Prostowanie
    1. Zaczynając od PD3, rozpocznij test odruchu prostującego. Mocno trzymaj szczeniaka w pozycji leżącej, ze wszystkimi czterema łapami w pozycji pionowej. Puść szczeniaka i natychmiast uruchom stoper. Wyprostowanie osiąga się, gdy szczenię jest w stanie przewrócić się / przewrócić na wszystkie cztery łapy, a każda łapa jest prostopadła do ciała. Daj każdemu szczeniakowi maksymalnie 15 sekund na osiągnięcie tego celu.
    2. Punktacja korekty:
      0 dla leżenia na plecach (lub 15 s dla maksymalnego przydzielonego czasu)
      1 za leżenie na boku (tutaj można określić lewą lub prawą stronę) lub zdolność szczeniaka do prawej, ale w niewłaściwej pozycji (lub 15 s dla maksymalnego przydzielonego czasu)
      2 dla udanego wyprostowania i odpowiedniej postawy
  7. Ułożenie kończyn tylnych
    1. Zaczynając od PD4, rozpocznij test odruchu umieszczania kończyn tylnych. Trzymaj szczeniaka pionowo w powietrzu, za tułów. Delikatnie pogłaszcz grzbiet tylnej łapy powierzchnią (taką jak krawędź stołu). Prawidłowy odruch umieszczania ma miejsce, gdy szczenię szczura wycofuje stymulowaną tylną kończynę, a następnie kładzie tylną kończynę na tej powierzchni.
    2. Oceń odruch umieszczania kończyn tylnych:
      0 za brak sukcesów
      1 do umieszczenia jednej tylnej łapy (lewa lub prawa tylna łapa może być określona tutaj)
      2 dla udanego ułożenia kończyn tylnych dla obu tylnych łap
  8. Unikanie klifów
    1. Zaczynając od PD4, rozpocznij testy unikania klifów. Umieść szczenię szczura na krawędzi płaskiej powierzchni, tak aby przednie łapy i pysk szczeniaka znajdowały się poza krawędzią. Prawidłowym wynikiem jest reakcja ochronna, w której szczenię szczura odwraca się od krawędzi klifu. Pod klifem umieszcza się rękę eksperymentatora lub piankowe lądowanie, aby złapać szczenię z upadku.   
    2. Oceń unikanie klifu:
      0 dla braku ruchu lub upadku z krawędzi
      1 dla prób oddalenia się od klifu, ale ze zwisającymi kończynami
      2 za udane oddalenie się od klifu
  9. chód
    1. Rozpocznij ocenę chodu na PD6. Umieść szczenięta w środku koła o średnicy 15 cm i pozwól szczeniakowi na wykonanie zadania w ciągu 30 sekund. 14 Udany chód jest wykonywany, gdy szczeniak szczura jest w stanie przesunąć obie przednie łapy poza krąg w czasie krótszym niż 30 sekund.
    2. Oceń chód jako czas w sekundach, w którym szczeniak szczura wychodzi poza okrąg. Zapisz czas, w którym szczeniak porusza obiema przednimi łapami poza krąg. Nagraj 30 s, jeśli szczeniak nie jest w stanie wykonać zadania w określonym czasie
  10. Słuchowe przerażenie
    1. Rozpocznij analizę zaskoczenia słuchowego na PD10. Przekaż głośny dźwięk (dzwonek) bezpośrednio nad szczeniakiem, aby ocenić, czy występuje reakcja zaskoczenia. Pozytywną reakcję zaskoczenia obserwuje się, gdy szczeniak wykazuje ruch "szarpania", z dala od dźwięku.
    2. Oceń przerażenie słuchowe:
      (lub Brak) dla braku reakcji na zaskoczenie
      (lub tak) w przypadku pozytywnej reakcji na zaskoczenie
  11. postura
    1. Rozpocznij analizę postawy na PD12. Umieść szczenięta na antypoślizgowej, otwartej powierzchni i obserwuj postawę, jaką ma szczeniak podczas ruchu. Niedojrzała postawa przejawia się w przeciąganiu brzucha podczas ruchu i prostopadłym skierowaniu zarówno przednich, jak i tylnych łap względem ciała. Dojrzałą postawę uzyskuje się, gdy szczenię może podnieść brzuch z powierzchni, a zarówno przednie, jak i tylne łapy są skierowane prosto lub równolegle do ciała podczas ruchu.
    2. Oceń postawę:
      0 dla braku ruchu
      1 dla niedojrzałej postawy podczas ruchu
      2 dla dojrzałej postawy podczas ruchu
  12. Otwarcie oczu
    1. Rozpocznij otwierającą oczy analizę na PD12. Zapisz dzień, w którym obie powieki są otwarte:
      0 dla braku widocznych oczu
      1 na jedno widoczne oko (tutaj można określić lewą lub prawą stronę)
      2 dla dwojga widocznych oczu
  13. Przyspieszone prostowanie
    1. Począwszy od PD14, rozpocznij przyspieszone testy prostowania. Umieść szczeniaka w pozycji leżącej 30.48 centymetra nad piankowym lądowaniem. Upuść szczeniaka i obserwuj jego zdolność do wyprostowania się. Prostowanie odnosi się do sytuacji, w której szczeniak jest w stanie przewrócić się do pozycji leżącej i wylądować na łapach.
    2. Punktacja przyspieszonego prostowania:
      0 za upadek na plecy
      1 za upadek na bok (tutaj można określić lewą lub prawą stronę)
      2 do lądowania na łapach

Uwaga: Dostępne są różne rodzaje kwantyfikacji odruchów w zależności od pytania badaczy. Kwantyfikacja odruchów może być przeprowadzona jako wstępna obserwacja odruchu, pierwszy dzień pojawienia się odruchu aż do zaniku odruchu, czas potrzebny do pomyślnego wykonania zadania, szybkość wykonania i/lub poprawa wydajności w czasie. 13, 14, 29,30,31 W obecnym badaniu jako wynik wykorzystano pierwszy dzień pojawienia się. W przypadku korzystania z modeli wieloródkowych młode z tego samego miotu zazwyczaj zachowują się podobnie ze względu na ich skład genetyczny, środowisko w macicy i po porodzie oraz dostępność składników odżywczych. 32 Dlatego pojedynczy szczeniak nie może być uznany za n = 1 ze względu na stronniczość miotu. Młode badane w miocie można uśrednić tak, aby każdy miot reprezentował n = 1. 32, 33 Alternatywnie, kilka szczeniąt w tym samym miocie może być analizowanych za pomocą modelu efektów mieszanych, który uwzględnia młode w tym samym miocie. 32, 33

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Harmonogram tego eksperymentalnego projektu jest przedstawiony na rysunku 2. 30 Metody i wyniki zostały już wcześniej opublikowane. 30 Celem badania było sprawdzenie, czy suplementacja diety kiełkami brokułów w okresie ciąży i przed odsadzeniem chroni potomstwo przed opóźnieniem neurorozwojowym wywołanym ekspozycją in utero na LPS. Ciężarnym szczurom w czasie podawano dootrzewnowe wstrzyknięc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie odruchów neurorozwojowych jest miarą predykcyjną nieprawidłowego rozwoju i dojrzewania kory mózgowej, co może mieć znaczenie w okolicznościach, w których jawna neuropatologia nie jest oczywista. Podczas testów neurorozwojowych bardzo ważne jest, aby upewnić się, że szczenięta są badane codziennie o tej samej porze. Szczury prowadzą nocny tryb życia i dlatego ich rytm dobowy może zmieniać wydajność, jeśli testy są wykonywane o różnych porach dnia. 34 Badania powinny być wykonywane w cichym ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować naszym agencjom finansującym, do których należą NeuroDevNet (Narodowe Centra Doskonałości), Fundacja ALVA, Instytut Badań nad Zdrowiem Kobiet i Dzieci oraz Uniwersytet Alberty.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Breeding
Pipety transferoweFisherbrand12-711-9AMSłuży do płukania pochwy.
Sterylny SolineHospira7983254Roztwór używany do zbierania komórek podczas płukania pochwy.
400 i mikro; L Probówki do mikrowirówekFisherbrand05-408-120Służy do przechowywania roztworu soli fizjologicznej.
Mikroskop świetlnyLeicaLeica ATC 2000Do obserwacji roztworu soli. Może to być dowolny mikroskop świetlny używany w laboratorium.
SzkiełkaFisherbrand12-552-5Roztwór soli umieszcza się na szkiełku. Mogą to być dowolne preparaty używane w laboratorium.
Szkiełka nakrywkoweFisherbrand12-545-FDo szkiełek nakrywkowych. Można używać dowolnych szkiełek nakrywkowych używanych w laboratorium.
Dietetyczne  Suplementacja
Nasiona kiełków brokułów Nasionabrokułów są zamawiane i uprawiane w laboratorium.
Pudełko na kiełkowanie nasion na blacie Nasionakiełkujące mummaPudełko służy do kiełkowania i uprawy nasion przed zbiorami.
ZlewkaZlewka służy do namaczania nasion. Można użyć zlewki o dowolnym rozmiarze, która będzie pasować.
Zapalenie matki
Lipoplizacharyd (LPS)SigmaL3129Endotoksyna stosowana do naśladowania stanu zapalnego matki.
1 ml StrzykawkaBD Strzykawka309659Służy do wstrzykiwania ciężarnej szczurzy.
Gauge (30 G x 1/2)Igła BD PrecisionGlide305106Użyj najmniejszej igły, aby uniknąć bólu i dyskomfortu.
Sterylna sól fizjologiczna (0,9% chlorek sodu, USP)Sól fizjologiczna Hospirasłuży do rozpuszczania LPS.
Weights
ScaleDenver Instrumentdo rejestrowania wag. Może to być dowolna skala z 2 miejscami po przecinku używana w laboratorium.
Odruchy neurorozwojowe
Cienki prętMoże to być spinacz do papieru lub wykałaczka. Służy do chwytania kończyn przednich i tylnych.
Okrągła bibuła filtracyjnaWhatman1001 150o średnicy 15 cm służąca do analizy chodu.
TimerFisher Scientific06-662-51Do pomiaru czasu przeznaczonego na prostowanie i chód.
powierzchniaMoże być krawędzią stołu. Służy to do umieszczania kończyn tylnych i unikania klifów.
LądowanieDla gdy szczenięta wykonują przyspieszone prostowanie.
MagnetowidSonyVCT-D580RMDo nagrywania wszystkich testowanych refleksów. Musi być w stanie nagrywać z prędkością 1/1,000 fps
BellFor słuchowe przestraszenie. 
Lampa grzewcza lub podkładkaAby utrzymać temperaturę ciała szczeniąt poddanych badaniu.
kiełków 250 ml w pianie

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Farber, J. M., Shapiro, B. K., Palmer, F. B., Capute, A. J. The diagnostic value of the neurodevelopmental examination. Clin Pediatr (Phila. 24 (7), 367-372 (1985).
  2. Zafeiriou, D. I. Primitive reflexes and postural reactions in the neurodevelopmental examination). Pediatr. Neurol. 31 (1), 1-8 (2004).
  3. Clancy, B., Finlay, B. L., Darlington, R. B., Anand, K. J. S. Extrapolating brain development from experimental species to humans. Neurotoxicology. 28 (5), 931-937 (2007).
  4. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Hum. Dev. 3 (1), 79-83 (1979).
  5. Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog. Neurobiol. , (2013).
  6. Dobbing, J., Sands, J. Quantitative growth and development of human brain. Arch. Dis. Child. 48 (10), 757-767 (1973).
  7. Tucker, A. M., Aquilina, K., Chakkarapani, E., Hobbs, C. E., Thoresen, M. Development of amplitude-integrated electroencephalography and interburst interval in the rat. Pediatr. Res. 65 (1), 62-66 (2009).
  8. Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with. Dev. Neurosci. 33 (3-4), 251-260 (2011).
  9. Back, S. A., Riddle, A., McClure, M. M. Maturation-dependent vulnerability of perinatal white matter in premature birth. Stroke. 38, 724-730 (2007).
  10. Back, S. A., et al. Late oligodendrocyte progenitors coincide with the developmental window of vulnerability for human perinatal white matter injury. J. Neurosci. 21 (4), 1302-1312 (2001).
  11. Downes, N., Mullins, P. The development of myelin in the brain of the juvenile rat. Toxicol. Pathol. 42 (5), 913-922 (2014).
  12. Jakovcevski, I., Filipovic, R., Mo, Z., Rakic, S., Zecevic, N. Oligodendrocyte development and the onset of myelination in the human fetal brain. Front. Neuroanat. 3 (5), (2009).
  13. Fox, W. M. Reflex-ontogeny and behavioural development of the mouse. Anim. Behav. 13 (2), 234-241 (1965).
  14. Lubics, A., et al. Neurological reflexes and early motor behavior in rats subjected to neonatal hypoxic-ischemic injury. Behav. Brain Res. 157 (1), 157-165 (2005).
  15. Futagi, Y., Toribe, Y., Suzuki, Y. The grasp reflex and moro reflex in infants: hierarchy of primitive reflex responses. Int. J. Pediatr. , 191562(2012).
  16. Hashimoto, R., Tanaka, Y. Contribution of the supplementary motor area and anterior cingulate gyrus to pathological grasping phenomena. Eur. Neurol. 40 (3), 151-158 (1998).
  17. Isaza Jaramillo, S. P., et al. Accuracy of the Babinski sign in the identification of pyramidal tract dysfunction. J. Neurol. Sci. 343 (1-2), 66-68 (2014).
  18. Donatelle, J. M. Growth of the corticospinal tract and the development of placing reactions in the postnatal rat. J. Comp. Neurol. 175 (2), 207-231 (1977).
  19. Palanza, P., Parmigiani, S., vom Saal, F. S. Effects of Prenatal Exposure to Low Doses of Diethylstilbestrol, o,p'DDT and Methoxychlor on Postnatal Growth and Neurobehavioral Development in Male and Female Mice. Horm. Behav. 40 (2), 252-265 (2001).
  20. Pantaleoni, G. C., et al. Effects of maternal exposure to polychlorobiphenyls (PCBs) on F1 generation behavior in the rat. Fundam. Appl. Toxicol. 11 (3), 440-449 (1988).
  21. Yeomans, J. S., Frankland, P. W. The acoustic startle reflex: neurons and connections. Brain Res. Rev. 21 (3), 301-314 (1995).
  22. Vinay, L., Brocard, F., Clarac, F. Differential maturation of motoneurons innervating ankle flexor and extensor muscles in the neonatal rat. Eur. J. Neurosci. 12 (12), 4562-4566 (2000).
  23. Geisler, H. C., Westerga, J., Gramsbergen, A. Development of posture in the rat. Acta Neurobiol. Exp.(Wars. 53 (4), 517-523 (1993).
  24. Heinen, K., et al. Gabaa receptor maturation in relation to eye opening in the rat visual cortex). Neuroscience. 124 (1), 161-171 (2004).
  25. Whishaw, I. Q., Gorny, B., Foroud, A., Kleim, J. A. Long-Evans and Sprague-Dawley rats have similar skilled reaching success and limb representations in motor cortex but different movements: some cautionary insights into the selection of rat strains for neurobiological motor research. Behav. Brain Res. 145 (1-2), 221-232 (2003).
  26. Prusky, G. T., Harker, K. T., Douglas, R. M., Whishaw, I. Q. Variation in visual acuity within pigmented, and between pigmented and albino rat strains. Behav. Brain Res. 136 (2), 339-348 (2002).
  27. Wu, L., et al. Dietary approach to attenuate oxidative stress, hypertension, and inflammation in the cardiovascular system. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101 (18), 7094-7099 (2004).
  28. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual restraint and common compound administration routes in mice and. J. Vis. Exp. (67), (2012).
  29. Rousset, C. I., et al. Maternal exposure to lipopolysaccharide leads to transient motor dysfunction in neonatal rats. Dev. Neurosci. 35 (2-3), 172-181 (2013).
  30. Nguyen, A. T., Bahry, A. M. A., Shen, K. Q., Armstrong, E. A., Yager, J. Y. Consumption of broccoli sprouts during late gestation and lactation confers protection against developmental delay induced by maternal inflammation. Behav. Brain Res. 307, 239-249 (2016).
  31. Black, A. M., Armstrong, E. A., Scott, O., Juurlink, B. J., Yager, J. Y. Broccoli sprout supplementation during pregnancy prevents brain injury in the newborn rat following placental insufficiency. Behav. Brain Res. 291, 289-298 (2015).
  32. Wainwright, P. E. Issues of design and analysis relating to the use of multiparous species in developmental nutritional studies. J. Nutr. 128 (3), 661-663 (1998).
  33. Lazic, S. E., Essioux, L. Improving basic and translational science by accounting for litter-to-litter variation in animal models. BMC Neurosci. 14, 14-37 (2013).
  34. Sergio, D. P., Sanchez, S., Ruben, V. R., Ana, B. R., Barriga, C. Changes in behaviour and in the circadian rhythms of melatonin and corticosterone in rats subjected to a forced-swimming test. J Appl Biomed. 1 (47), (2005).
  35. Castelhano-Carlos, M., Baumans, V. The impact of light, noise, cage cleaning and in-house transport on welfare and stress of laboratory rats. Lab. Anim. 43 (4), 311-327 (2009).
  36. Zimmerberg, B., Ballard, G. A., Riley, E. P. The development of thermoregulation after prenatal exposure to alcohol in rats. Psychopharmacology (Berl. 91 (4), 479-484 (1987).
  37. Fan, L. W., et al. Hypoxia-ischemia induced neurological dysfunction and brain injury in the neonatal rat). Behav. Brain Res. 165 (1), 80-90 (2005).
  38. Smart, J. L., Dobbing, J. Vulnerability of developing brain. VI. Relative effects of foetal and early postnatal undernutrition on reflex ontogeny and development of behaviour in the rat. Brain Res. 33 (2), 303-314 (1971).
  39. Fox, M. W. Neuro-Behavioral ontogeny: A synthesis of ethological and neurophysiological concepts. Brain Res. 2 (1), 3-20 (1966).
  40. Piper, M. C., Mazer, B., Silver, K. M., Ramsay, M. Resolution of neurological symptoms in high-risk infants during the first two years of life. Dev. Med. Child Neurol. 30 (1), 26-35 (1988).
  41. Shiotsuki, H., et al. A rotarod test for evaluation of motor skill learning. J. Neurosci. Methods. 189 (2), 180-185 (2010).
  42. Vorhees, C. V., Williams, M. T. Morris water maze: procedures for assessing spatial and related forms of learning and memory. Nat. Protoc. 1 (2), 848-858 (2006).
  43. Walf, A. A., Frye, C. A. The use of the elevated plus maze as an assay of anxiety-related behavior in rodents. Nat. Protoc. 2 (2), 322-328 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Odruch chwytania ko czyn przednichodruch chwytania ko czyn tylnychtest odruchu prostowaniaodruch stawiania ko czyn tylnychtest unikania kraw dzianaliza chodus uchowa reakcja przestrachuprzyspieszony test prostowania

Powiązane artykuły