Artykuł metodologiczny

Ocena wpływu chemikaliów środowiskowych na rozwój pszczół miodnych od poziomu osobnika do poziomu kolonii

DOI:

10.3791/55296

⸱

1 kwietnia 2017

 ,  , 
1Department of Biotechnology and Animal Science, National Ilan University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszym przedstawiamy metodę karmienia skażoną pestycydami żywnością zarówno pojedynczej pszczoły miodnej, jak i kolonii ula. Procedura ocenia wpływ pestycydów na poszczególne pszczoły miodne poprzez dokarmianie in vivo podstawową dietą larw, a także na naturalny stan rodziny pszczelej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecność pestycydów w środowisku pszczelarskim jest jednym z najpoważniejszych problemów wpływających na życie pszczoły miodnej. Pestycydy można przywieźć z powrotem do ula po tym, jak pszczoły żerują na kwiatach, które zostały spryskane pestycydami. Żywność skażona pestycydami może być wymieniana między pracownikami, którzy następnie odżywiają larwy, a tym samym mogą potencjalnie wpływać na rozwój pszczół miodnych. W związku z tym pozostałości pestycydów w środowisku mogą stać się przewlekłym czynnikiem uszkadzającym populacje pszczół miodnych i stopniowo prowadzić do wyginięcia kolonii. W przedstawionym protokole opisano metody żywienia pszczół miodnych i zastosowano je zarówno w odniesieniu do pojedynczej pszczoły miodnej, jak i do rodziny miodnej. W tym przypadku jako pestycyd stosuje się regulator wzrostu owadów (IGR) piryproksyfen (PPN), który jest szeroko stosowany do zwalczania szkodników i jest szkodliwy dla rozwoju larw i poczwarek pszczół miodnych. Przedstawiona procedura może być zastosowana do innych potencjalnie szkodliwych substancji chemicznych lub patogenów pszczół miodnych w celu dalszych badań.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecność pestycydów w środowisku jest jednym z najpoważniejszych problemów wpływających na życie pszczoły miodnej1,2,3. Kilka badań wykazało powszechną obecność pozostałości pestycydów w koloniach pszczół miodnych i produktach pszczelich. Na Tajwanie średnie stosowanie pestycydów wynosiło 11-12 kg/ha rocznie (od 2005 do 2013 r.). Ilość pestycydów stosowanych na Tajwanie jest wyższa niż w krajach UE i krajach Ameryki Łacińskiej4,5. Innymi słowy, środowisko pszczelarskie cierpi z powodu poważnego stresu związanego z pestycydami, zwłaszcza na Tajwanie i być może w innych krajach.

Pszczoła miodna Apis mellifera jest jednym z głównych zapylaczy w systemach rolniczych6 i produkuje również cenne produkty, takie jak miód. Jednak pszczoły miodne są narażone na działanie różnych pestycydów, które mogą zostać przyniesione z powrotem do uli po żerowaniu na kwiatach, które zostały spryskane pestycydami podczas zbierania nektaru i pyłku7,8. Mogą być również narażone na działanie pestycydów przez samych pszczelarzy, mających na celu zwalczanie problemów ze szkodnikami wewnątrz uli9,10,11. Ponieważ larwy pszczół miodnych są karmione przez pszczoły pielęgniarki w celu ich rozwoju, larwy, trutnie, a nawet królowa mogą być narażone na te skażone pestycydami nektary i pyłki12. Należy zająć się toksycznością różnych pestycydów dla pszczół miodnych13.

Podjęto wiele wysiłków, aby ocenić kwestie pozostałości pestycydów w środowisku. Yang i wsp. przetestowali wpływ neurotoksycznego insektycydu imidachloprydu na rozwój larw pszczół miodnych w ulu i stwierdzili, że subletalna dawka imidakloprydu spowodowała węchowe zachowanie asocjacyjne dorosłych pszczół14. Ponadto Urlacher i in. zbadali subletalny wpływ pestycydu fosforoorganicznego, chloropiryfosu, na wyniki uczenia się robotnic pszczół miodnych w warunkach laboratoryjnych15. W naszym poprzednim badaniu oceniliśmy wpływ regulatora wzrostu owadów (IGR), piryproksyfenu (PPN), na larwy pszczół miodnych16.

W tym artykule prezentujemy metody oceny wpływu chemicznego na rozwój pszczół miodnych. Opisano metody żywienia pszczół miodnych i zastosowano je zarówno w odniesieniu do pojedynczych pszczół miodnych, jak i do kolonii. Na początku przetestowaliśmy różne stężenia skażonej pestycydami podstawowej diety larwalnej (BLD) na larwach w koloniach, aby ocenić wpływ pestycydu na poszczególne pszczoły miodne in vivo. Następnie przystąpiliśmy do symulacji naturalnych warunków pestycydu, używając skażonego pestycydami syropu w ulach. W tej metodzie PPN, który jest szeroko stosowany przeciwko szkodnikom17 i jest szkodliwy dla rozwoju larw i poczwarek pszczół miodnych16,18,19, będzie wskaźnikiem reprezentującym negatywny wpływ pestycydu na pole.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowania

  1. Przygotuj 1 l syropu cukrowego o zawartości 50%. Rozpuścić 1 kg sacharozy w 1 l ddH2O.
  2. Przygotować roztwór piryproksyfenu (PPN) w BLD. Przygotować 1,1 l z 10 000 ppm roztworu podstawowego PPN i rozcieńczyć 100 ml roztworu PPN w 1 l wysterylizowanym ddH2O. Przechowywać w temperaturze 4 °C.
  3. Rozcieńczyć roztwór podstawowy PPN do końcowych stężeń 0,1, 1, 10 i 100 mg/kg (ppm) w BLD do następnego doświadczenia.
  4. Przygotuj syrop PPN (na poziom kolonii). Rozcieńczyć zapas PPN do końcowych stężeń 10 i 100 ppm w 50% syropie cukrowym do następnego doświadczenia.
  5. Hodowla pszczół miodnych.
    Uwaga: Tutaj lokalizacją eksperymentalną jest pasieka National Ilan University (NIU) w mieście Yi-Lan na Tajwanie; (Współrzędne GPS: N24.747278, E121.746200).
    1. Co tydzień sprawdzaj kolonie pszczół miodnych (Apis mellifera L.) pod kątem ilości pokarmu i w razie potrzeby nakarm je 1 litrem syropu cukrowego o stężeniu 50% (miejsce do przechowywania miodu jest puste). Zdefiniuj zdrową rodzinę jako 9 ramek plastrów pszczoły miodnej w każdej rodzinie, z królową składającą jaja normalnie.
  6. Przygotuj 100 ml podstawowej diety dla larw (BLD). Rozpuść 6% D-glukozy, 6% fruktozy i 1% ekstraktu drożdżowego w sterylizowanej destylowanej wodzie dejonizowanej (ddH2O) i uzupełnij 50% mleczkiem pszczelim. Przechowywać w temperaturze 4 °C, ale nie dłużej niż 3 dni.
    Uwaga: Przed eksperymentem podgrzej do 35 °C i zużyj w ciągu 3 dni.

2. Metoda karmienia in vivo

Uwaga: Metoda karmienia in vivo została zmodyfikowana przez Hanley et al.20

  1. Selekcja i etykietowanie larw pszczół miodnych.
    1. Wstaw odstraszacz królowej, aby podzielić 9 ramek zdrowej kolonii na 4 ramki i 5 ramek, jednocześnie ograniczając królową do sekcji 4 ramek. Pozostaw co najmniej jedną pustą ramkę w sekcji 4 ramek do składania jaj.
    2. Po złożeniu jaj przez królową przez 1 dzień należy sprawdzić ramki pod kątem wyglądu jaj i trzymać jaja w ulach przez 72 godziny (4dzień) do momentu wyklucia się 1-dniowych larw. Ręcznie wyjąć z badanego ula jedną z ramek zawierających 1-dniowe larwy robotnic (wyklute w ciągu 24 godzin) i usunąć robotnice pszczół miodnych z ramki za pomocą szczotki pszczelej.
    3. Przykryj ramę przezroczystym szkiełkiem (rozmiar = długość x szerokość x grubość = 29,7 mm x 21 mm x 0,1 mm) i przybij przezroczysty szkiełko do krawędzi ramek za pomocą pinezek (Rysunek 1A).
    4. Do każdego zabiegu losowo wybierz 50 jednodniowych larw (4dzień) i oznacz każdą komórkę czerwiu za pomocą markerów permanentnych na przezroczystym szkiełku (ryc. 1A i 1B).
      Uwaga: Zapisz informacje o każdym zabiegu na ramie i przezroczystym szkiełku, a także za pomocą markerów permanentnych, aby uniknąć pomyłek między różnymi zabiegami. Usunąć oznaczone szkiełka i zachować do karmienia i obserwacji in vivo.
  2. Karmienie in vivo.
    1. Dodać różne stężenia PPN-BLD (0,1, 1, 10 i 100 ppm) do każdej znakowanej komórki czerwiowej, pipetując w dniu 1, 2 i 3 odpowiednio 10 μl, 10 μl i 20 μl, w zależności od ilości pobranej w wieku larw. Dodaj taką samą ilość BLD (bez PPN) do grupy kontrolnej. W ten sposób całkowita dawka PPN-BLD w każdej znakowanej komórce lęgowej kumuluje się do 4, 40, 400 i 4000 pg.
      UWAGA: Rozpoznaj oznaczone komórki czerwiowe po zaznaczonych przezroczystych szkiełkach i usuń oznaczone przezroczyste szkiełka po karmieniu. Do karmienia używaj świeżego BLD, aby zapobiec czyszczeniu komórek czerwiu przez pszczoły robotnice.
    2. Zwróć ramki poddane działaniu PPN do pierwotnych kolonii w celu dalszych obserwacji.
      UWAGA: Każdy zabieg składa się z czterech powtórzeń biologicznych w czterech koloniach.
  3. Obserwacja leczonych larw w 7 dniu.
    1. Aby zaobserwować larwy poddane działaniu PPN, należy umieścić oznakowane przezroczyste szkiełka z powrotem w ramkach, aby zarejestrować śmiertelność i wskaźniki zamykania w oznakowanych komórkach lęgowych.
  4. Obserwacja leczonych poczwarek i częstości wykwitów w dniu 13.
    1. Usuń wosk pszczeli z zasklepionych komórek czerwiu.
    2. Włóż pęsetę z miękką końcówką do komórki czerwiu i bardzo lekko zaciśnij poczwarki, a następnie delikatnie wyjmij poczwarki.
    3. Przenieść poczwarki na 24-dołkowe płytki do hodowli tkankowych z podwójną warstwą tkanek laboratoryjnych pod każdym dołkiem. Rejestruj uszkodzenia i śmiertelność podczas transferu poczwarki.
    4. Przechowywać 24-dołkowe płytki do hodowli tkankowej w inkubatorze w temperaturze 34 °C i wilgotności względnej 70% do wschodu (ok. 8 dni).
    5. Obserwuj i rejestruj poczwarki i pojawiające się pszczoły miodne.
  5. statystyka
    1. Obliczyć zarejestrowane dane i przedstawić jako średnią ± S.D.
    2. Przeanalizuj dane za pomocą analizy wariancji (ANOVA) przez SAS i użyj testu najmniejszej istotnej różnicy (LSD), aby przeanalizować różnice między dwiema średnimi różnych terapii. Zdefiniuj wartość statystycznie istotną jako wartość P <0,05. Różne litery w tej samej kolumnie tabeli wykazały istotny wpływ analizy statystycznej.

3. Toksyczność PPN na poziomie kolonii w ulu

  1. Skonfiguruj grupy pszczół miodnych.
    1. Włóż odstraszacz królowej pionowo, aby podzielić 9 ramek zdrowej kolonii na 4 ramki (część A) i 5 ramek (część B), jednocześnie ograniczając królową do sekcji 4 ramek . Pozostaw co najmniej jedną pustą ramkę w sekcji 4-ramkowej do składania jaj.
      Uwaga: Umieść kolejny ogranicznik królowej na górze części królowej, aby zapobiec przemieszczaniu się królowej między częściami.
    2. Po złożeniu jaj przez królową przez 1 dzień sprawdź ramki pod kątem wyglądu jaj. Wyjmij ręcznie odpowiednie ramki zawierające jaja z części A i usuń robotnice pszczół miodnych z ramki za pomocą szczotki pszczelej
      3. .
    3. Przykryj ramę przezroczystym szkiełkiem i przybij przezroczysty suwak do krawędzi ramy za pomocą pinezek.
    4. Losowo wybierz 100 komórek czerwiowych zawierających jaja i zaznacz każdą komórkę czerwiu za pomocą trwałego markera na przezroczystym szkiełku. Przypisz te 100 komórek czerwiowych do grupy 1. Zapisz informacje o każdym zabiegu na ramie i przezroczystym szkiełku za pomocą markera permanentnego, aby uniknąć pomyłek między różnymi zabiegami.
    5. Umieść oznaczoną ramkę w części A na 3 dni, a następnie przenieś królową do części B, aby złożyć jaja.
    6. Po upływie 1 dnia należy sprawdzić ramki części B, wybrać jedną odpowiednią ramkę i oznaczyć 100 komórek czerwiowych zawierających jaja, jak opisano w kroku 3.1.4. Przypisz te 100 komórek czerwiu do grupy 2.
    7. Umieść oznaczoną ramkę z powrotem w części B na 3 dni, a następnie przenieś królową do części A, aby złożyć jaja.
    8. Powtórz wymianę królowej między częścią A a częścią B jeszcze 6 razy i przypisz grupy odpowiednio numerycznie (rysunek 2). Powinno być w sumie 9 grup.
  2. Treat kolonia pszczół miodnych z syropem cukrowym PPN w dniu 13 (ryc. 2).
    1. Dodaj 1 l syropu cukrowego 50% PPN zawierającego 10 lub 100 ppm do plastikowego pojemnika na karmnik dla pszczół (szer. x dł. x wys. = 20 cm x 30 cm x 3,5 cm) i umieść pudełko na ramkach w koloniach doświadczalnych.
      Uwaga: Grupa 1 nie otrzymuje PPN po 13 dniach, ponieważ komórki czerwiowe zostały zapieczętowane.
    2. Nakarm grupę kontrolną 1 l syropu cukrowego 50% (bez PPN), jak opisano w kroku 2.2.
  3. Policz 1-dniowe larwy i zapisz jako wskaźnik wylęgu się 100 znakowanych komórek lęgowych dla każdej grupy w 5 dniu (ryc. 2). Z jaj pszczół miodnych wykluwają się larwy 0-dniowe zwykle po 3 dniach; Dlatego należy sprawdzić i oznaczyć 100 komórek lęgowych zawierających jaja w dniu 1 i policzyć liczbę larw w wieku 1 dnia dla każdej grupy w dniu 5, aby uzyskać procentowy wskaźnik wylęgu.
  4. Policz zakryte komórki czerwiowe i zapisz jako wskaźnik zamykania larw 100 znakowanych komórek czerwiowych dla każdej grupy w dniu 11 (ryc. 2). 6 do 7 jednodniowych komórek larwalnych zostanie pokrytych woskiem pszczelim przez robotnice pszczół miodnych w celu przepoczwarzenia larw.
  5. Obserwuj dojrzewanie poczwarek i zapisz szybkość eklozji 100 znakowanych komórek czerwiowych dla każdej grupy w dniu 17 (ryc. 2).
    1. Usuń wosk pszczeli z zasklepionych komórek czerwiu i delikatnie wyjmij poczwarki pęsetą z miękką końcówką. Przenieś poczwarki na 24-dołkowe płytki do hodowli tkankowej z podwójną warstwą tkanek laboratoryjnych pod każdym dołkiem.
    2. Przechowywać 24-dołkowe płytki do hodowli tkankowych w inkubatorze w temperaturze 34 °C i wilgotności względnej 70% do momentu pojawienia się.
    3. Obserwuj i zapisuj poczwarki i wynurzone pszczoły miodne dla każdej grupy aż do grupy 9 (49 dni doświadczalnych).
      Uwaga: Każdy zabieg składa się z czterech powtórzeń biologicznych.
  6. statystyka
    1. Oblicz zarejestrowane dane i przedstaw jako średnią ± SD.
    2. Przeanalizuj istotne różnice między parami zabiegów (np. 0 ppm/10 ppm, 10 ppm/100 ppm i 0 ppm/100 ppm) w każdej grupie, korzystając z dwustronnego testu t Studenta. Zdefiniuj jako statystycznie istotną, jeśli wartość P < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W teście polowym pszczół miodnych, królowa była ograniczona do sekcji 4-ramkowej do składania jaj. Ten krok może zwiększyć zagęszczenie czerwiu w jednym kadrze i ułatwić późniejsze obserwacje. Każdy zabieg był oznakowany, a rozwój pszczół miodnych był wyraźnie obserwowany przez przezroczysty szkiełko. Przeprowadzono dokarmianie in vivo larw pszczół miodnych w ulu w celu precyzyjnej oceny wpływu PPN na rozwój pszczół miodnych w rodzinie. Zastosowanie metody żywienia in vivo

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metoda składania jaj z ograniczoną liczbą królowych i metoda wymiany królowej są kluczowymi krokami w tworzeniu grup pszczół miodnych do testów terenowych w ramach tego protokołu. Metoda składania jaj z ograniczoną liczbą królowych pozwala na synchronizację cyklu życiowego pszczół miodnych. W związku z tym naukowcy mogą wybrać 1-dniowe larwy w tym samym wieku do leczenia różnymi dawkami pestycydów. W przypadku metody wymiany matki królowa została wymieniona między częścią A (4 ramki) a B (5 ramek) w celu uzyskania różnyc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez Grant 105AS-13.2.3-BQ-B1 z Biura Inspekcji i Kwarantanny Zdrowia Zwierząt i Roślin, Rady Rolnictwa, Executive Yuan oraz Grant 103-2313-B-197-002-MY3 z Ministerstwa Nauki i Technologii (MOST).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Skrzynka dla pszczół miodnychSAN-YI Honey FactoryW1266Odstraszacz królowej pszczół miodnych
(między ramkami)SAN-YI Honey FactoryI1575Ograniczenie królowej 
Ogranicznik Queen (na górze)SAN-YI Honey FactoryI1566Ograniczenie Queen na górze 
Szczotka pszczelaSAN-YI Fabryka miodu, TajwanW1414delikatnie wyczyść pszczoły na ramie
Karmnik dla pszczółSAN-YI Fabryka miodu, TajwanP0219nakarm kolonię syropem cukrowym
Przezroczysta zjeżdżalniaWan-Shih-Chei, Tajwan (http://www.mbsc.com.tw/a01goods.asp?s_id=40)1139Zaznacz obszar larwalny na ramkach (Materiał: politereftalan etylenu, PET) (Rozmiar = Długość*Szerokość*Grubość = 29,7 mm * 21 mm * 0,1 mm)
24-dołkowa płytka hodowlana tissuGuangzhou Jet Bio-Filtration Co., LtdTCP011024Hodowla poczwarek z autoklawu ekstrakcyjnego
Tomin medical equipmenco., LTD.TM-321Wytwarzaj sterylizowaną destylowaną wodę dejonizowaną (ddH2O)
P20 pipetmanGilsonF123600Dodaj PPN do puli pokarmu dla larw pszczół
Inkubator Yihder Co., Sp. z o.o.LE-550RDHodowla poczwarek z ekstrakcji
KimwipesCOW LUNG INSTRUMENT CO., LTDHodowla poczwarek z
ekstrakcji Mleczko pszczeleNarodowy Uniwersytet Ilan (NIU)NIUWykonaj podstawową dietę larwalną (BLD)
-(+)-GlukozaSigmaG8270Przygotuj podstawową dietę larwalną (BLD)
D-(-)-FruktozaSigmaF0127Przygotuj podstawową dietę larwalną ( BLD)
Ekstrakt drożdżowyCONDA, pronadisa1702Zrób podstawową dietę larwalną (BLD)
SacharozaTajwan Cukier koporacjęE01071010Zrób syrop cukrowy do pokarmu dla pszczół
Piryproksyfen (11%)LIH-NUNG CHEMICAL CO. LTD.Nr rejestracyjny 1937Regulator wzrostu owadów (IGR) użyty w eksperymencie
KCS34155 D

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ruffi nengo, S. R., et al. Integrated pest management to control Varroa destructor and its implications to Apis mellifera colonies. Zootecnia Trop. 32 (2), 149-168 (2014).
  2. Mullin, C. A., et al. High levels of miticides and agrochemicals in North American apiaries, implications for honey bee health. PLoS One. 5, e9754(2010).
  3. Lu, C. A., Chang, C. H., Tao, L., Chen, M. Distributions of neonicotinoid insecticides in the Commonwealth of Massachusetts, a temporal and spatial variation analysis for pollen and honey samples. Environ. Chem. 13, 4-11 (2016).
  4. Tsai, W. T. Analysis of coupling the pesticide use reduction with environmental policy for agricultural sustainability in Taiwan. Environ. & Pollut. 2, 59-65 (2013).
  5. Weng, Z. H. Pesticide market status and development trend (in Chinese). PRIDE. , https://pride.stpi.narl.org.tw/ (2016).
  6. Kevan, P. G. Pollinators as bioindicators of the state of the environment, species, activity and diversity. Agric. Ecosys. Environ. 74 (1-3), 373-393 (1999).
  7. Kevan, P. G. Forest application of the insecticide fenitrothion and its effect on wild bee pollinators (Hymenoptera: Apoidea) of lowbush blueberries (Vaccinium SPP.) in Southern New Brunswick, Canada. Biol. Conserv. 7, 301-309 (1975).
  8. Crane, E., Walker, P. The impact of pest management on bees and pollination. , IBRA. Cardiff, UK. (1983).
  9. Haouar, M., Decormis, L., Rey, J. Fluvalinate applied to flowering apple trees-contamination of honey-gathering bees and hive products. Agronomie. 10 (2), 133-137 (1990).
  10. Chauzat, M. P., et al. A survey of pesticide residues in pollen loads collected by honey bees in France. J. Econ. Entomol. 99 (2), 253-262 (2006).
  11. Bonzini, S., Tremolada, P., Bernardinelli, I., Colombo, M., Vighi, M. Predicting pesticide fate in the hive (part 1), experimentally determined τ-fluvalinate residues in bees, honey and wax. Apidologie. 42 (3), 378(2011).
  12. Sanchez-Bayo, F., Goka, K. Pesticide residues and bees-a risk assessment. PLoS One. 9 (4), e94482(2014).
  13. Johnson, R. M., Ellis, M. D., Mullin, C. A., Frazier, M. Pesticides and honey bee toxicity-USA. Apidologie. 41, 312-331 (2010).
  14. Yang, E. C., Chang, H. C., Wu, W. Y., Chen, Y. W. Impaired olfactory associative behavior of honeybee workers due to contamination of imidacloprid in the larval stage. PLoS One. 7, e49472(2012).
  15. Urlacher, E., et al. Measurements of chlorpyrifos levels in forager bees and comparison with levels that disrupt honey bee odor-mediated learning under laboratory conditions. J. Chem. Ecol. 42 (2), 127-138 (2016).
  16. Chen, Y. W., Wu, P. S., Yang, E. C., Nai, Y. S., Huang, Z. Y. The impact of pyriproxyfen on the development of honey bee (Apis mellifera L.) colony in field. J. Asia Pac. Entomol. 19 (3), 589-594 (2016).
  17. Dennehy, T. J., DrGain, B. A., Harpold, V. S., Brink, S. A., Nichols, R. L. Whitefly Resistance to Insecticides in Arizona: 2002 and 2003 Results. , San Antonio, TX, USA. http://ag.arizona.edu/crop/cotton/insects/wf/whiteflyresistance0204.pdf 1926-1938 (2004).
  18. Yang, E. C., Wu, P. S., Chang, H. C., Chen, Y. W. Effect of sub-lethal dosages of insecticides on honey bee behavior and physiology. Proceedings of international seminar on enhancement of functional biodiversity relevant to sustainable food production, ASPAC, Tsukuba, Japan, , http://www.niaes.affrc.go.jp/sinfo/sympo/h22/1109/paper_06.pdf (2010).
  19. Fourrier, J., et al. Larval exposure to the juvenile hormone analog pyriproxyfen disrupts acceptance of and social behavior performance in adult honey bees. PLoS One. 10, e0132985(2015).
  20. Hanley, A. V., Huang, Z. Y., Pett, W. L. Effects of dietary transgenic Bt corn pollen on larvae of Apis mellifera and Galleria mellonella. J. Apicult.Res. 42 (4), 77-81 (2003).
  21. Kaftanoglu, O., Linksvayer, T. A., Page, R. E. Rearing honey bees, apis mellifera, in vitro 1, effects of sugar concentrations on survival and development. J. Insect Sci. 11 (96), 1-10 (2011).
  22. Vandenberg, J. D., Shimanuki, H. Technique for rearing worker honey bees in the laboratory. J. Apicult. Res. 26 (2), 90-97 (1987).
  23. Peng, Y. S. C., Mussen, E., Fong, A., Montague, M. A., Tyler, T. Effects of chlortetracycline on honey bee worker larvae reared in vitro. J. Invertebr.Pathol. 60 (2), 127-133 (1992).
  24. Bitondi, M. M., Mora, I. M., Simoes, Z. L., Figueiredo, V. L. The Apis mellifera pupal melanization program is affected by treatment with a juvenile hormone analogue. J. Insect Physiol. 44 (5-6), 499-507 (1998).
  25. Zufelato, M. S., Bitondi, M. M., Simoes, Z. L., Hartfelder, K. The juvenile hormone analog pyriproxyfen affects ecdysteroid-dependent cuticle melanization and shifts the pupal ecdysteroid peak in the honey bee (Apis mellifera). Arthropod Struct. Dev. 29 (2), 111-119 (2000).
  26. Santos, A. E., Bitondi, M. M., Simoes, Z. L. Hormone-dependent protein patterns in integument and cuticular pigmentation in Apis mellifera during pharate adult development. J. Insect Physiol. 47 (11), 1275-1282 (2001).
  27. Brouwers, E. V. M. Glucose/Fructose ratio in the food of honeybee larvae during caste differentiation. J. Apicult.Res. 23 (2), 94-101 (1984).
  28. Howe, S. R., Dimick, P. S., Benton, A. W. Composition of freshly harvested and commercial royal jelly. J. Apicult. Res. 24 (1), 52-61 (1985).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ekspozycja na pestycydytraktowanie pyriproxyfenemmetoda karmienia koloniianaliza stadi w larwalnychtechnika post powania z poczwarkamipomiar wska nika wykluciatraktowanie kom rek czerwiatestowanie substancji chemicznych w rodowiskuocena kolonii pszcz miodnych

Powiązane artykuły