Artykuł metodologiczny

Łączenie polaryzacji stężenia jonów między zestawionymi membranami jonowymiennymi w celu zablokowania propagacji strefy polaryzacji

DOI:

10.3791/55313

⸱

23 lutego 2017

 ,  ,  ,  , 
1Center for BioMicrosystems, Korea Institute of Science and Technology, 2Department of Mechanical Engineering, Seoul National University, 3Department of Industrial Engineering, University of Illinois Urbana-Champaign

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano protokół dla nowatorskiej platformy polaryzacji stężenia jonów (ICP), która może zatrzymać rozprzestrzenianie się strefy ICP, niezależnie od warunków pracy. Ta unikalna zdolność platformy polega na wykorzystaniu łączącego się zubożenia i wzbogacania jonów, które są dwiema biegunowościami zjawiska ICP.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zjawisko polaryzacji stężenia jonów (ICP) jest jedną z najbardziej rozpowszechnionych metod wstępnej koncentracji próbek biologicznych o niskiej obfitości. ICP indukuje nieinwazyjny region dla naładowanych biomolekuł (tj. Strefę zubożenia jonów), a cele mogą być wstępnie skoncentrowane na tej granicy regionu. Pomimo wysokich osiągów w zakresie wstępnego zatężania ICP, trudno jest znaleźć warunki pracy nierozprzestrzeniających się stref zubożenia jonów. Aby przezwyciężyć to wąskie okno operacyjne, opracowaliśmy niedawno nową platformę do czasoprzestrzennie ustalonej koncentracji wstępnej. W przeciwieństwie do poprzednich metod, które wykorzystują tylko zubożenie jonów, ta platforma wykorzystuje również przeciwną polaryzację ICP (tj. wzbogacanie jonów), aby zatrzymać propagację strefy zubożenia jonów. Konfrontując strefę wzbogacania ze strefą zubożenia, obie strefy łączą się ze sobą i zatrzymują. W tym artykule opisujemy szczegółowy protokół eksperymentalny mający na celu zbudowanie tej czasoprzestrzennie zdefiniowanej platformy ICP i scharakteryzujemy dynamikę wstępnej koncentracji nowej platformy, porównując ją z dynamiką konwencjonalnego urządzenia. Jakościowe profile stężenia jonów i odpowiedzi w czasie bieżącym z powodzeniem uchwyciły różnicę w dynamice między połączonym ICP a autonomicznym ICP. W przeciwieństwie do konwencjonalnej, która może ustalić miejsce wstępnego stężenia na poziomie zaledwie ~5 V, nowa platforma może wytwarzać zagęszczoną korek docelowy w określonym miejscu w szerokim zakresie warunków pracy: napięcie (0,5-100 V), siła jonowa (1-100 mM) i pH (3,7-10,3).

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Polaryzacja stężenia jonów (ICP) odnosi się do zjawiska, które występuje podczas wzbogacania i wyczerpywania jonów na membranie permselektywnej, powodując dodatkowy spadek potencjału przy gradientach stężenia jonów1,2. Ten gradient stężenia jest liniowy i staje się bardziej stromy wraz z przyłożeniem wyższego napięcia (reżim omowy), aż stężenie jonów na membranie zbliży się do zera (reżim ograniczający). W tych warunkach ograniczonych dyfuzją wiadomo, że gradient (i odpowiadający mu strumień jonów) jest zmaksymalizowany/nasycony1. Poza tym konwencjonalnym rozumieniem, gdy napięcie (lub prąd) jest dalej zwiększane, obserwuje się prąd ograniczający, z płaskimi strefami zubożenia i bardzo ostrymi gradientami koncentracji na granicy strefy1,3. Płaska strefa ma bardzo niskie stężenie jonów, ale przewodnictwo powierzchniowe, przepływ elektroosmotyczny (EOF) i/lub niestabilność elektroosmotyczna sprzyjają strumieniowi jonów i indukują prąd ograniczający3,4,5. Co ciekawe, płaska strefa zubożenia służy jako bariera elektrostatyczna, która odfiltrowuje 6,7,8,9 i/lub prekoncentruje cele10,11. Ponieważ nie ma wystarczającej ilości jonów, aby przesiać ładunki powierzchniowe naładowanych cząstek (w celu spełnienia wymagań elektroneutralności), cząstki nie mogą przejść przez tę strefę zubożenia, a zatem ustawić się na jej granicy. Ten nieliniowy efekt ICP jest ogólnym zjawiskiem w różnych typach membran10,11,12,13,14 i geometries6,15,16,17,18,19,20,21; Właśnie dlatego naukowcom udało się opracować różne rodzaje filtracji6,7,8,9 i preconcentration10,11 urządzeń korzystających z nieliniowego ICP.

Nawet przy tak wysokiej elastyczności i solidności, wyjaśnienie warunków pracy nieliniowych urządzeń ICP jest nadal praktycznym wyzwaniem. Nieliniowy reżim ICP szybko usuwa kationy przez membranę kationowymienną, co powoduje przemieszczenie anionów poruszających się w kierunku anody. W rezultacie płaska strefa zubożenia szybko się rozprzestrzenia, co przypomina propagację szoku22. Mani i in. nazwali tę dynamikę szokiem dejonizacyjnym (lub zubożeniem) shock23. Aby wstępnie skoncentrować cele w wyznaczonej pozycji wykrywania, konieczne jest zapobieżenie rozszerzaniu się strefy zubożenia jonów, na przykład poprzez zastosowanie EOF lub przepływu sterowanego ciśnieniem przeciwko rozszerzeniu strefy24. Zangle i wsp.22 wyjaśnił kryteria propagacji ICP w modelu jednowymiarowym, a to w dużym stopniu zależy od mobilności elektroforetycznej17, siła jonowa18, pH25, i tak dalej. Oznacza to, że właściwe warunki pracy zostaną zmienione zgodnie z warunkami próbki.

Tutaj prezentujemy szczegółowy projekt i protokoły eksperymentalne dla nowatorskiej platformy ICP, która wstępnie koncentruje cele w czasowo zdefiniowanej pozycji26. Rozszerzanie się strefy zubożenia jonów jest blokowane przez strefę wzbogacania jonów, pozostawiając stacjonarny korek do wstępnego zatężania w przypisanej pozycji, niezależnie od czasu pracy, przyłożonego napięcia, siły jonowej i pH. Ten szczegółowy protokół wideo ma na celu pokazanie najprostszej metody integracji membran kationowymiennych z urządzeniami mikroprzepływowymi oraz zademonstrowanie wydajności wstępnego zatężania nowej platformy ICP w porównaniu z konwencjonalną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Produkcja zintegrowanych z membraną kationowymienną układów mikroprzepływowych

  1. Przygotowanie wzorców krzemowych
    1. Zaprojektuj dwa rodzaje wzorców krzemowych: jeden do modelowania żywicy kationitowej, a drugi do budowy mikrokanału z polidimetylosiloksanem (PDMS).
      UWAGA: Geometria detalu zostanie opisana w krokach 1.3.1 i 1.4.1.
    2. Wytwórz wzorce krzemowe za pomocą konwencjonalnej fotolitografii lub głębokiego reaktywnego trawienia jonowego27.
    3. Sylanizować mikrowzorzyste wzorce krzemu za pomocą trichlorosilanu (~30 μL) w słoiku próżniowym przez 30 min.
      ostrożność: Trichlorosilan jest cieczą piroforyczną, która jest łatwopalna i ma ostrą toksyczność (wdychanie, spożycie doustne).
  2. Przygotowanie form PDMS
    1. Wymieszaj bazę z elastomeru silikonowego z utwardzaczem w stosunku 10:1 i umieść kubek z tym nieutwardzonym PDMS (30-40 ml do replikacji mikrostruktur na 4-calowej płytce krzemowej) w słoiku próżniowym na 30 minut, aby usunąć pęcherzyki.
      UWAGA: Baza silikonowa zawiera oligomery siloksanów zakończone grupami winylowymi oraz katalizator na bazie platyny. Utwardzacz zawiera sieciujące oligomery, które mają trzy wiązania krzemowo-wodorkowe28.
    2. Wlej nieutwardzony PDMS na silikonowe mastery, usuń pęcherzyki za pomocą dmuchawy i utwardź PDMS w temperaturze 80 °C przez 2 godziny w piecu konwekcyjnym.
    3. Odłącz utwardzony PDMS od wzorców krzemowych i odpowiednio uformuj PDMS nożem (kształty kwadratowe, jak pokazano na rysunku 2a-b, iv).
  3. Modelowanie błon kationitowych
    1. Wytnij połowę formy PDMS prostopadle do dwóch równoległych mikrokanałów i przebij otwory na końcach kanałów PDMS za pomocą dziurkacza do biopsji 2,0 mm.
      UWAGA: Forma PDMS do modelowania membrany kationoselektywnej ma dwa równoległe mikrokanały (szerokość: 100 μm; wysokość: 50 μm; odległość międzykanałowa: 100 μm; Rysunek 1a). Oryginalny kształt formy można sobie wyobrazić, odbijając lustrzanie pokrojoną formę wzdłuż linii cięcia. Mikrokanaliki w kształcie litery L są zalecane do wykrawania dwóch otworów bez zachodzenia na siebie.
    2. Wyczyść szklane szkiełko i formę PDMS za pomocą taśmy i dmuchawy, a następnie umieść formę na szkiełku szkiełkowym, aby utworzyć odwracalne mocowanie między nimi.
    3. Zgodnie z techniką modelowania mikroprzepływów29, uwolnij ~10 μl żywicy kationowymiennej na otwartym końcu kanału, który został pokrojony w kroku 1.3.1 (Rysunek 1b). Umieścić główkę strzykawki na wybitych otworach i pociągnąć tłok (czarne strzałki na rysunku 1b); Delikatne podciśnienie pociągnie żywicę kationowymienną, a żywica wypełni dwa kanały.
      UWAGA: Zaleca się, aby wysokość mikrokanalika była większa niż 15 μm, ponieważ wysoka lepkość żywicy wymaga wysokiego ciśnienia do wypełnienia kanałów. Z drugiej strony lepiej, aby wysokość nie przekraczała 100 μm, ponieważ wzorzysta membrana jonoselektywna stanie się grubsza niż 1 μm; taka gruba membrana może tworzyć szczelinę między membraną a kanałem PDMS13.
    4. Odłącz formę PDMS bez dotykania wzorzystej żywicy i umieść szkiełko na grzejniku w temperaturze 95 °C na 5 minut, aby odparować rozpuszczalnik z żywicy.
      UWAGA: Grubość wzorzystej membrany jest zwykle mniejsza niż < 1 μm. Formę delikatnie odłącza się, zawiasając formę na otwartej stronie (przerywana linia i strzałka na rysunku 1b). Najlepiej odczepić formę w czasie krótszym niż 1 minuta po napełnieniu żywicą. Jeśli forma zostanie oderwana kilka minut później, można uzyskać grubsze membrany, ale miałyby one wklęsły kształt ze względu na efekt kapilarny.
    5. Odklej niepotrzebną część wzorzystej membrany żyletką, tworząc dwa oddzielone wzory linii (Rysunek 1c).
      UWAGA: Zastosowany tutaj materiał kationowymienny ma grupy perfluorowane, co oznacza, że wzór nie jest silnie związany ze szkłem. Dlatego prosta metoda listew może z łatwością usunąć niepotrzebną część membrany.
  4. Integracja mikrokanalika i podłoża z wzorem membranowym
    1. Przebij dwa otwory na końcach mikrokanalików i kolejne dwa otwory, w których będą znajdować się wzory membrany po połączeniu kanału PDMS z podłożem z wzorem membrany wyprodukowanym w kroku 1.3.
      Uwaga: Mikrokanał PDMS ma jeden kanał (szerokość: 50-100 μm; wysokość: 10 μm), ale jest połączony z końcami sąsiedniego kanału (rysunek 1d).
    2. Przymocuj mikrokanał PDMS do podłoża z membraną bezpośrednio po obróbce plazmą tlenową przez 40 s przy 100 W i 50 mTorr.
      UWAGA: Umieść wzorzystą membranę prostopadle na środku mikrokanału.

2. Wstępna koncentracja ICP

  1. Przygotowanie do eksperymentu
    1. Przygotuj różne roztwory testowe, w tym 1-100 mM KCl, 1 mM NaCl (pH ~7), mieszaninę 1 mM NaCl i 0,2 mM HCl (pH ~3,7), mieszaninę 1 mM NaCl i 0,2 mM NaOH (pH ~10,3) oraz 1x sól fizjologiczną buforowaną fosforanem.
    2. Dodać ujemnie naładowany barwnik fluorescencyjny (~1,55 μM) do roztworów testowych.
      UWAGA: Stężenie dodanego barwnika powinno być znacznie niższe niż stężenia jonów soli (< 10 μM), aby naładowane barwniki nie przyczyniały się do prądu elektrycznego30,31.
    3. Załaduj roztwór próbki do jednego zbiornika kanału i zastosuj podciśnienie do drugiego zbiornika, aby napełnić kanał roztworem. Połącz oba zbiorniki hydrodynamicznie, uwalniając dużą kroplę, aby wyeliminować gradient ciśnienia wzdłuż kanału (rysunek 2a).
    4. Napełnić dwa zbiorniki, które są połączone ze wzorcami wymiany kationowej, roztworami buforowymi (1 M KCl lub 1 M NaCl) za pomocą strzykawki lub pipety w celu skompensowania efektu ICP w zbiornikach.
    5. Umieść przewody w zbiornikach, w poprzek dwóch membran ze wzorem (anoda po lewej stronie i katoda po prawej) i połącz je ze źródłową jednostką miary (rysunek 2a).
  2. Wizualizacja zjawiska ICP i wstępnego stężenia ICP
    1. Załaduj urządzenie ICP do odwróconego mikroskopu epifluorescencyjnego. Zastosuj napięcie (0,5100 V) i zmierz odpowiedź prądową za pomocą jednostki miary źródła.
    2. Rejestruj obrazy fluorescencyjne za pomocą kamery ze sprzężonym ładunkiem i analizuj intensywność fluorescencji za pomocą oprogramowania do obrazowania32.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schematyczne etapy produkcji mikroprzepływowego prekoncentratora zintegrowanego z membraną są pokazane na rysunku 1. Szczegółowy opis wykonania znajduje się w Protokole. Projekty i obrazy urządzeń zdefiniowanego czasoprzestrzennie prekoncentratora26 są skontrastowane z tymi z konwencjonalnego prekoncentratora11 (Rysunek 2). Zjawisko ICP w czasoprzestrzennie zdefiniowanym prekoncentratorze badano pod kątem od...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisaliśmy protokół wytwarzania i działanie czasoprzestrzennie zdefiniowanego prekoncentratora w zakresie przyłożonego napięcia (0,5-100 V), siły jonowej (1-100 mM) i pH (3,7-10,3), osiągając 10 000-krotne stężenie wstępne barwników i białka w ciągu 10 minut. Podobnie jak w przypadku poprzednich urządzeń ICP, wydajność wstępnego zatężania staje się lepsza przy wyższym napięciu i niższej sile jonowej. Jednym dodatkowym parametrem, który możemy tutaj wziąć pod uwagę, jest odległość między dwiema membranami kationowymiennym...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez wewnętrzny fundusz Koreańskiego Instytutu Nauki i Technologii (2E26180) oraz przez program Next Generation Biomedical Device Platform, finansowany przez National Research Foundation of Korea (NRF-2015M3A9E202888).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sylgard 184 Zestaw elastomerów silikonowychDow Corning
TrichlorosilanSigma Aldrich175552Wysoce toksyczna
żywica perfluorowana Nafion, 20% wag%Sigma Aldrich527122
Chlorek soduSigma Aldrich71394
Chlorek potasuSigma Aldrich60121
Alexa Fluor 488 kwas karboksylowy, ester sukcynimidylowyInvitrogenA20000
Albumina sprzężona z izotiocyjanianemSigma AldrichA9771
Bufor fosforanowy sól fizjologiczna, 1xWengeneLB004-02
Tween 20Sigma AldrichP1379
Mikroskop epifluorescencyjnyOlympusIX-71
Sprzężony z ładunkiem urządzenie kameraHamamtsu Co.ImageEM X2
Źródłowa jednostka pomiarowaKeithley Instruments2635A
Covance-MPFemto Science

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Probstein, R. F. Physicochemical Hydrodynamics: An Introduction. , Wiley-Interscience. New York. (2003).
  2. Strathmann, H. Ion-Exchange Membrane Separation Processes. , Elsevier. Amsterdam. (2004).
  3. Dydek, E. V., et al. Overlimiting Current in a Microchannel. Phys. Rev. Lett. 107 (11), 118301(2011).
  4. Kwak, R., Pham, V. S., Lim, K. M., Han, J. Y. Shear flow of an electrically charged fluid by ion concentration polarization: scaling laws for electroconvective vortices. Phys. Rev. Lett. 110 (11), 114501(2013).
  5. Rubinstein, I., Zaltzman, B. Electro-osmotically induced convection at a permselective membrane. Phys. Rev. E. 62 (2), 2238-2251 (2000).
  6. Kwak, R., Kim, S., Han, J. Continuous-flow biomolecule and cell concentrator by ion concentration polarization. Anal. Chem. 83 (19), 7348-7355 (2011).
  7. Jeon, H., Lee, H., Kang, K. H., Lim, G. Ion concentration polarization-based continuous separation device using electrical repulsion in the depletion region. Sci.Rep. 3, 3483(2013).
  8. Kim, S. J., Ko, S. H., Kang, K. H., Han, J. Direct seawater desalination by ion concentration polarization. Nat. Nanotechnol. 5 (4), 297-301 (2010).
  9. MacDonald, B. D., Gong, M. M., Zhang, P., Sinton, D. Out-of-plane ion concentration polarizationfor scalable water desalination. Lab Chip. 14 (4), 681-685 (2014).
  10. Schoch, R. B., Han, J. Y., Renaud, P. Transport phenomena in nanofluidics. Rev.Mod. Phys. 80 (3), 839-883 (2008).
  11. Kim, S. J., Song, Y. A., Han, J. Nanofluidic concentration devices for biomolecules utilizing ion concentration polarization: theory, fabrication, and applications. Chem. Soc. Rev. 39 (3), 912-922 (2010).
  12. Mai, J. Y., Miller, H., Hatch, A. V. Spatiotemporal mapping of concentration polarization Induced pH changes at nanoconstrictions. ACS Nano. 6 (11), 10206-10215 (2012).
  13. Kim, B., et al. Tunable ionic transport for a triangular nanochannel in a polymeric nanofludic system. ACS Nano. 7 (1), 740-747 (2013).
  14. Mangano Syed, A., Mao, L., Han J, P., Song, Y. -A. Creating sub-50 nm nanofluidic junctions in a PDMS microchip via self-assembly process of colloidal silica beads for electrokinetic concentration of biomolecules. Lab Chip. 14, 4455-4460 (2014).
  15. Wang, Y. C., Stevens, A. L., Han, J. Y. Million-fold preconcentration of proteins and peptides by nanofluidic filter. Anal. Chem. 77 (14), 4293-4299 (2005).
  16. Lee, J. H., Cosgrove, B. D., Lauffenburger, D. A., Han, J. Microfludic concentration-enhanced cellular kinase activity assay. J. Am. Chem. Soc. 131 (30), 10340-10341 (2009).
  17. Cheow, L. F., Han, J. Y. Continuous signal enhancement for sensitive aptamer affinity probe electrophoresis assay using electrokinetic concentration. Anal. Chem. 83 (18), 7086-7093 (2011).
  18. Ko, S. H., et al. Nanofluidic preconcentration device in a straight microchannel using ion concentration polarization. Lab Chip. 12 (21), 4472-4482 (2012).
  19. Gong, M. M., Nosrati, R., Gabriel, M. C. S., Zini, M., Sinton, D. Direct DNA analysis with paper-based ion concentration polarization. J. Am. Chem. Soc. 137 (43), 13913-13919 (2015).
  20. Hong, S., Kwak, R., Kim, W. Paper-based flow fractionation system applicable to preconcentration and field-flow separation. Anal. Chem. 88 (3), 1682-1687 (2016).
  21. Han, S. I., Hwang, K. S., Kwak, R., Lee, J. H. Microfluidic paper-based biomolecule preconcentrator based on ion concentration polarization. Lab Chip. 16, 2219-2227 (2016).
  22. Zangle, T. A., Mani, A., Santiago, J. G. Theory and experiments of concentration polarization and ion focusing at microchannel and nanochannel interfaces. Chem. Soc. Rev. 39 (3), 1014-1035 (2010).
  23. Mani, A., Bazant, M. Z. Deionization shocks in microstructures. Phys. Rev. E. 84, 061504(2011).
  24. Slouka, Z., Senapati, S., Chang, H. C. Microfluidic systems with ion-selective membranes. Annu. Rev.Anal. Chem. 7, 317-335 (2014).
  25. Kirby, B. J., Hasselbrink, E. F. Zeta potential of microfluidic substrates: 1. Theory, experimental techniques, and effects on separations. Electrophoresis. 25 (2), 187-202 (2004).
  26. Kwak, R., Kang, J. Y., Kim, T. S. Spatiotemporally defining biomolecule preconcentration by merging ion concentration polarization. Anal. Chem. 88 (1), 988-996 (2016).
  27. Duffy, D. C., McDonald, J. C., Schueller, O. J. A., Whitesides, G. M. Rapid prototyping of microfluidic systems in poly(dimethylsiloxane). Anal. Chem. 70 (23), 4974-4984 (1998).
  28. Campbell, D. J., et al. Replication and compression of surface structures with polydimethylsiloxane elastomer. J. Chem. Educ. 76 (4), 537-541 (1999).
  29. Lee, J. H., Song, Y. A., Han, J. Y. Multiplexed proteomic sample preconcentration device using surface-patterned ion-selective membrane. Lab Chip. 8 (4), 596-601 (2008).
  30. Kwak, R., Guan, G., Peng, W. K., Han, J. Microscale electrodialysis: concentration profiling and vortex visualization. Desalination. 308, 138-146 (2013).
  31. Chambers, R. D., Santiago, J. G. Imaging and quantification of isotachophoresis zones using nonfocusing fluorescent tracers. Anal. Chem. 81, 3022-3028 (2009).
  32. Rasband, W. S. ImageJ. U.S. National Institutes of Health. , Bethesda, Maryland, USA. Available from: http://imagej.nih.gov/ij (2016).
  33. Minerick, A. R., Ostafin, A. E., Chang, H. C. Electrokinetic transport of red blood cells in microcapillaries. Electrophoresis. 23 (14), 2165-2173 (2002).
  34. Phan, D. -T., Shaegh, S. A. M., Yang, C., Nguyen, N. -T. Sample concentration in a microfluidic paper-based analytical device using ion concentration polarization. Sens. Actuators B. 222, 735-740 (2016).
  35. Rubinstein, S. M. Direct observation of a nonequilibrium electro-osmotic instability. Phys. Rev. Lett. 101, 236101(2008).
  36. Ouyang, W., et al. Microfluidic platform for assessment of therapeutic proteins using molecular charge modulation enhanced electrokinetic concentration assays. Anal. Chem. 88, 9669-9677 (2016).
  37. Cheow, L. F., Sarkar, A., Kolitz, S., Lauffenburger, D., Han, J. Detecting kinase activities from single cell lysate using concentration-enhanced mobility shift assay. Anal. Chem. 86, 7455-7462 (2014).
  38. Chen, C. -H., et al. Enhancing protease activity assay in droplet-based microfluidics using a biomolecule concentrator. J. Am. Chem. Soc. 133, 10368-10371 (2011).
  39. Kwak, R., Pham, V. S., Kim, B., Lan, C., Han, J. Enhanced salt removal by unipolar ion conduction in ion concentration polarization desalination. Sci. Rep. 6, 25349(2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mikroprzep ywowa prekondensacjaspatiotemporalna platforma ICPobrazowanie fluorescencyjneodpowied pr dowo czasowamikrokana z PDMSmembrany selektywne wzgl dem kation wprzy o enie napi ciasi a jonowa

Powiązane artykuły