Artykuł metodologiczny

Skalowanie zaprojektowanych przeszczepów naczyniowych przy użyciu prowadnic drukowanych w 3D i metody układania pierścieni

DOI:

10.3791/55322

⸱

27 marca 2017

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Wayne State University, 2Cardiovascular Research Institute, Wayne State University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Skalowalne naczynia krwionośne poprawiłyby możliwości zastosowania klinicznego. Korzystając z łatwo zwymiarowanych prowadnic drukowanych w 3D, stworzono pierścienie mięśni gładkich naczyń krwionośnych i ułożono je w formę rurkową, tworząc przeszczep naczyniowy. Przeszczepy można dobrać tak, aby spełniały zakres wymiarów ludzkich tętnic wieńcowych, po prostu zmieniając rozmiar prowadnicy wydrukowanej w 3D.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba wieńcowa pozostaje główną przyczyną zgonów, dotykając miliony Amerykanów. Ze względu na brak dostępnych autologicznych przeszczepów naczyniowych, przeszczepy inżynieryjne oferują ogromny potencjał w leczeniu pacjentów. Jednak zmodyfikowane przeszczepy naczyniowe na ogół nie są łatwe do skalowania, co wymaga produkcji niestandardowych form lub rurek polimerowych w celu dostosowania do różnych rozmiarów, co stanowi czasochłonną i kosztowną praktykę. Średnica światła tętnic ludzkich wynosi około 2,0-38 mm, a grubość ścian około 0,5-2,5 mm. Stworzyliśmy metodę, zwaną "Metodą Układania Pierścieni", w której pierścienie tkanki o pożądanym typie komórek, zademonstrowane tutaj z komórkami mięśni gładkich naczyń krwionośnych (SMC), mogą być tworzone za pomocą prowadnic środkowych słupków do kontrolowania średnicy światła i zewnętrznych powłok do dyktowania grubości ścianki naczynia. Te pierścienie tkankowe są następnie układane w stosy, aby utworzyć rurową konstrukcję, naśladującą naturalną formę naczynia krwionośnego. Długość naczynia można dostosować, po prostu układając w stos liczbę pierścieni wymaganych do uzyskania potrzebnej długości. Dzięki naszej technice tkanki o kształtach rurkowych, podobnych do naczynia krwionośnego, mogą być łatwo wytwarzane w różnych wymiarach i długościach, aby zaspokoić potrzeby kliniki i pacjenta.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W leczeniu choroby wieńcowej (CAD), naczynia krwionośne pacjenta są pobierane jako materiał do operacji wszczepienia bypassów. Często jednak chorzy pacjenci nie mają zdolnych do życia naczyń, które mogliby sobie oddać, a w przypadkach, gdy mają, miejsce dawcze powoduje znaczne dodatkowe szkody i stwarza poważne ryzyko infekcji. 1 Zmodyfikowane przeszczepy naczyniowe mogłyby zaspokoić tę potrzebę. Skalowalność ma ogromne znaczenie dla statków inżynieryjnych, aby sprostać szerokiemu zakresowi wymagań dotyczących wielkości naczyń pacjenta. Jednak obecne metody dla statków inżynieryjnych nie są łatwe do skalowania i zazwyczaj wymagają regeneracji złożonych form lub rusztowań polimerowych. Większość zmodyfikowanych przeszczepów wykorzystuje polimerowe rusztowanie rurkowe, które jest obsiane fibroblastami naczyniowymi, mięśniami gładkimi lub komórkami śródbłonka; lub zwijanie arkusza komórkowego wokół trzpienia, aby utworzyć rurkę z tkanką. Dwa zmodyfikowane przeszczepy naczyniowe w badaniach klinicznych są oparte na bezkomórkowej platformie polimerowo-ECM. 2,3,4 Wiadomo już, że przeszczepy polimerowe dostępne do stosowania w naprawie naczyń krwionośnych mają problemy z drożnością, co może stanowić poważny problem przy długotrwałym stosowaniu przeszczepu z długotrwałą obecnością polimeru. Formy rurowe zostały użyte do produkcji całkowicie komórkowych naczyń,5,6,7,8,9,10,11,12,13 które procedury wymagałyby dodatkowego projektowania i produkcji narzędzi do niestandardowych form w celu wyprodukowania naczyń w różnych rozmiarach.

Metoda opisana tutaj obejmuje nowatorską technikę tworzenia łatwo skalowalnych przeszczepów naczyniowych przy użyciu konfigurowalnych wkładek drukowanych w 3D i tradycyjnych płytek hodowlanych. 14 Komórki są umieszczane na płytkach z wkładkami w postaci środkowego słupka i zewnętrznej powłoki. Słupek kontroluje średnicę światła i umożliwia monowarstwie komórek samoorganizację się w pierścień tkanki. Zewnętrzna powłoka kontroluje grubość pierścienia, a tym samym grubość ścianki końcowego naczynia. Gotowe pierścienie tkankowe są następnie układane w stosy, tworząc rurkowaty, naczyniowy przeszczep. Zaletą tej metody, określanej jako "metoda układania pierścieni", jest to, że każdy przylegający typ komórek może być wysiewany do zestawu płytki, a pierścienie tkankowe lub rurki o dowolnym rozmiarze potrzebnym do pożądanego zastosowania można wygenerować po prostu modyfikując wkładki prowadzące. Techniki porównawcze w inżynierii tkankowej tworzące pierścienie tkanek pozostają trudne do skalowania,15,16 wymagające regeneracji form dla każdego pożądanego rozmiaru. Dodatkowo przeszczepy naczyniowe wykonane tą metodą mogą być wykonane w ciągu 2-3 tygodni, czyli o kilka tygodni szybciej w porównaniu z innymi naczyniami inżynieryjnymi. 6 Dla kliniki, ta rozbieżność czasowa może mieć znaczący wpływ na leczenie pogarszającego się pacjenta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie hodowli komórkowej

  1. Wykorzystaj ludzkie komórki mięśni gładkich aorty zakupione komercyjnie.
  2. Utrzymuj komórki w pożywce do wzrostu komórek mięśni gładkich składającej się z 88,6% 231 pożywki, po 0,1% rekombinowanej insuliny ludzkiej (rH-insuliny), rekombinowanego ludzkiego czynnika wzrostu fibroblastów (rH-FGF), rekombinowanego ludzkiego naskórkowego czynnika wzrostu (rH-FGF) i kwasu askorbinowego; oraz po 5% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i L-glutaminy; oraz 1% antybiotyku/antybiotyku przeciwgrzybiczego.
    UWAGA: Każdy czynnik wzrostu, FBS i L-glutamina są kupowane jako zestaw do wzrostu pożywki naczyniowej.
  3. Zmieniaj pożywkę co 48 godzin, aż komórki będą zlewać się w około 90% i będą gotowe do wysiewu tkanek.
  4. Przechowuj komórki w inkubatorze pomiędzy wymianami pożywki w celu ekspansji.

2. Przygotowanie drukowanych w 3D wkładek i niestandardowych silikonowych płyt formowanych

  1. Użyj komercyjnej drukarki 3D (np. Replicator Mini) do drukowania 3D wkładek do płyt.
    1. Użyj oprogramowania do projektowania 3D typu open source, takiego jak Blender, aby stworzyć modele 3D wydrukowanych powłok zewnętrznych i słupków.
    2. Wyeksportuj plik sterownika modelu w formacie .stl, co pozwala na przenośność do oprogramowania drukarki 3D.
    3. Produkuj drukowane słupki i powłoki zewnętrzne za pomocą filamentu poli(kwasu mlekowego) (PLA) załadowanego do drukarki 3D.
    4. Po wydrukowaniu wykonaj 30-minutowe namoczenie w roztworze etanolu o sile 70%-100%, aby wysterylizować każdą wkładkę.
  2. Przygotować utwardzacz w stosunku 1:10 do bazy mieszaniny polimerów silikonowych z poli(dimetylosiloksanu) (PDMS) i pozostawić mieszaninę do odgazowania w temperaturze pokojowej przez 10 minut.
    1. Zdefiniuj używane rozmiary szalek Petriego jako małe (35 mm), pośrednie (60 mm) i duże (100 mm).
    2. Dodaj 2 ml, 4 ml i 6 ml nieutwardzonego silikonu odpowiednio do każdej małej, pośredniej i dużej płytki i utwórz cienką warstwę na całym dnie szalki Petriego.
    3. Stwórz słupki dla małej płytki, wlewając PDMS do płytki o średnicy 100 mm na wysokość 7 mm i pozostaw do utwardzenia na gorącej płycie w temperaturze 60 °C przez około 2-3 godziny. Następnie użyj dziurkacza do biopsji o średnicy 5 mm, aby wybić cylindryczne słupki. Użyj niewielkiej ilości nieutwardzonego PDMS, aby zabezpieczyć każdą butlę PDMS i do środka każdej małej płytki.
    4. W przypadku płyt pośrednich i dużych, przed całkowitym utwardzeniem PDMS na dnie płyty, umieść wydrukowane w 3D słupki o średnicy 10 mm i 20 mm centralnie w każdej pośredniej i dużej płycie, odpowiednio. W przypadku dużych płyt należy dodatkowo umieścić wydrukowaną w 3D powłokę zewnętrzną o średnicy około 66,7 mm w równej odległości od słupka.
      1. Pozostawić każde naczynie do utwardzenia na wolnym powietrzu na płycie grzejnej w temperaturze 60 °C przez około 2-3 godziny, pozostawiając 18 godzin na odgazowanie polimeru. Przymocuj wydrukowane komponenty do płyty w odpowiednim regionie i orientacji, jak pokazano na rysunku 1.
    5. Dodaj roztwór 70% etanolu z 30% wodą destylowaną przez 30 minut do wnętrza wszystkich płytek w celu sterylizacji, a następnie przykryj każdą płytkę.
    6. Ostrożnie zassać etanol z każdej płytki i pozostawić do wyschnięcia na powietrzu.
    7. Ułóż każdą płytkę w komorze bezpieczeństwa biologicznego (BSC) obok jej pokrywy, stroną zadrukowaną do góry. Wystaw talerze i pokrywki na działanie światła UV pod BSC przez 30 minut, aby zakończyć sterylizację. Technika sterylna jest wykonywana na każdym kroku po ekspozycji na promieniowanie UV.

3. Przygotowanie hydrożelu fibrynowego, siew komórek mięśni gładkich i pielęgnacja płytek

  1. Wymieszać roztwór żelu fibrynowego zawierający pożywkę wzrostową + 0,01% TGF-β1 w ilościach 0,5 ml, 1,1 ml i 1,81 ml odpowiednio dla małych, pośrednich i dużych rozmiarów płytek.
    1. Dodać 40 μl, 88,4 μl i 145 μl trombiny z zapasu 100 j/ml do pożywki odpowiednio na każdej małej, pośredniej i dużej płytce. Delikatnie obracaj każdą płytkę ręcznie, aby upewnić się, że trombina jest równomiernie wymieszana z podłożem.
    2. Następnie dodać 160 μl, 354 μl i 580 μl fibrynogenu z zapasu 20 mg/ml, kroplami okrężnie do mieszaniny trombiny-pożywki odpowiednio na każdą małą, pośrednią i dużą płytkę. Delikatnie zamieszaj ręcznie, aby zapewnić wymieszanie i rozprowadzenie hydrożelu w równą warstwę.
    3. Pozostaw hydrożel do utwardzenia przez 10-15 minut w temperaturze pokojowej.
  2. Trypsynizuj komórki mięśni gładkich rozprężone na płytkach do hodowli komórkowych o średnicy 150 mm i odwiruj zgodnie ze standardowymi protokołami. Otrzymany osad należy ponownie zawiesić w 3 ml pożywki różnicującej składającej się z 98% - 231 pożywki, 1% FBS i 1% antybiotyku/antybiotyku/antybiotyku.
    1. Energicznie wymieszaj komórki, miareczkując w górę i w dół za pomocą pipety o pojemności 2 ml, aby rozbić wszelkie grudki komórek. Policz komórki za pomocą hemocytometru i utwórz zawiesinę komórek 2 x 106 komórek/ml, 1,0 x 107 komórek/ml i 1,4 x 107 komórek/ml odpowiednio dla małych, pośrednich i dużych płytek.
    2. Dodać 1 ml każdej zawiesiny komórkowej do odpowiedniego stożkowego pojemnika o pojemności 50 ml oznaczonego jako mały, pośredni i duży. Ustaw w ten sposób dodatkowe 50 ml stożka dla każdego dodatkowego pożądanego pierścienia tkankowego.
    3. Dodać pożywkę różnicującą do każdego stożka, aby uzyskać końcową objętość wysiewu wynoszącą odpowiednio 2 ml, 4 ml i 5 ml dla każdego małego, pośredniego i dużego naczynia. Następnie ostrożnie odpipetować roztwór komórkowy kroplami na przygotowany hydrożel w każdej odpowiedniej płytce.
    4. Umieścić płytki w inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
  3. Zmieniaj podłoża różnicujące co 48-72 godziny dla każdej płytki. W przypadku większej płytki należy najpierw zmienić podłoże po 24 godzinach, a następnie zmieniać je co 48-24 godziny, aby skompensować gęstość wysiewu dużych komórek.
    1. Po 2-4 dniach, gdy pierścienie całkowicie skurczą się w kierunku słupka, dodaj 10 μl, 20 μl i 35 μl TGF-β1 odpowiednio do każdego małego, pośredniego i dużego pierścienia. Po wystawieniu na działanie TGF-β1 przez co najmniej 24 godziny, pierścienie są gotowe do pracy.

4. Montaż konstrukcji naczyniowej i konserwacja

  1. Przed wykonaniem ostatecznej konstrukcji naczyniowej tworzony jest specjalistyczny pojemnik do przechowywania gotowego naczynia.
    1. W przypadku małego naczynia utwórz wysoką płytę do układania pierścieni, odcinając 2-calowy odcinek od góry stożkowej rurki z poliwęglanu o pojemności 50 ml, a następnie PDMS przyklej przyciętą krawędź do płytki o średnicy 35 mm. Użyj stożkowej pokrywki jako pokrywki talerza.
    2. W przypadku płyt do układania pierścieni o wysokości pośredniej i dużego naczynia należy przyciąć rurkę poliwęglanową o średnicy 1.75 cala na odcinki 2.5 cala wzdłuż, aby służyły jako wysokie ścianki płyty. W przypadku wysokich dna płyt pokrój arkusz poliwęglanu o grubości 0.125 cala na okrągłe kawałki o średnicy 2 cali. Za pomocą akrylowego cementu rozpuszczalnikowego przymocuj odcinek rurki poliwęglanowej do okrągłego wyciętego elementu. Użyj pokrywki z szalki Petriego o średnicy 60 mm jako pokrywki do wysokiego talerza.
    3. Słupki do druku 3D o średnicy 5, 10 i 20 mm i długości 50 mm.
    4. Dodaj 10 ml nieutwardzonego silikonu do każdego pojemnika. Przed całkowitym utwardzeniem PDMS należy umieścić centralnie każdy słupek utworzony w kroku 4.1.3 w każdym małym, pośrednim i dużym pojemniku.
    5. Pozostawić do utwardzenia na gorącej płycie ustawionej na 60 °C przez 2-3 godziny.
    6. Sterylizuj roztworem 70% etanolu z 30% wodą destylowaną przez 30 minut.
    7. Ostrożnie zassać etanol z każdego pojemnika, a następnie pozostawić do wyschnięcia na powietrzu w BSC. Następnie ułóż pojemniki w okapie tak, aby każdy talerz znajdował się obok pokrywy, stroną do góry. Wystaw pojemniki na działanie światła UV pod BSC przez dodatkowe 30 minut w celu dalszej sterylizacji. Stosuj sterylną technikę na każdym kroku po ekspozycji na promieniowanie UV.
  2. Za pomocą bardzo cienkich kleszczy ostrożnie wyjmij każdy ciasno zwinięty pierścień hydrożelowy mięśni gładkich z jego słupka i przenieś do odpowiedniego większego pojemnika z wysokimi słupkami.
    1. Użyj kleszczy w każdej ręce i podnieś jedną stronę pierścienia ze słupka, a następnie drugą. Zachowaj ostrożność, aby chronić i utrzymywać światło.
    2. Wykonaj przenoszenie tą oburęczną metodą, wsuwając najpierw jedną, a następnie drugą stronę pierścienia na wysoki słupek. Delikatnymi, stopniowymi ruchami i pracując obwodowo, powoli dociśnij pierścień w dół na wysoki słupek. Następnie układaj pierścienie tkankowe, aż do uzyskania pożądanej długości naczynia, przy czym każdy pierścień dodaje około 1-2 mm długości do gotowej konstrukcji.
  3. Po umieszczeniu stosu pierścieni na wysokich słupkach wydrukowanych w 3D, obróć płytę tak, aby słupek był równoległy do powierzchni roboczej.
    1. Za pomocą mikropipety delikatnie dodać 40, 80 i 160 μl trombiny o stężeniu 100 U/ml na zewnętrzną powierzchnię każdego małego, pośredniego i dużego naczynia. Podczas dodawania trombiny powoli obracaj płytkę, aby zapewnić równomierne pokrycie wszystkich powierzchni konstrukcji. Będzie to podstawa dla kleju fibrynowego używanego do zabezpieczania konstrukcji stosu pierścieniowego w pierwszych dniach po budowie.
    2. Następnie dodaj 40, 80 i 160 μl fibrynogenu o stężeniu 20 mg/ml odpowiednio do każdego małego, pośredniego i dużego konstruktu, używając mikropipety, szybko obracając konstrukt. Trombina i fibrynogen po zmieszaniu szybko łączą się w twardy żel. Ze względu na krótki czas utwardzania, fibrynogen należy nakładać tak szybko i równomiernie, jak to możliwe.
  4. Dodać 20 ml pożywki różnicującej do każdego pojemnika zawierającego konstrukt. Umieścić naczynia w inkubatorze o temperaturze 37 °C do czasu, gdy będą potrzebne. Zmieniaj nośniki co 3-5 dni.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj pokazano produkcję 3 różnych rozmiarów przeszczepów naczyniowych (Rysunek 1), co pokazuje, że metoda Ring Stacking (RSM) jest skalowalna. Aby udowodnić stosowalność, wybrane 3 różne rozmiary naczyń odpowiadają rzeczywistemu rozmiarowi ludzkiego naczynia dla lewej przedniej tętnicy zstępującej przedniej (mała; średnica światła = 4 mm)17, aorty zstępującej (pośredniej; średnicy światła = 10 mm) i aorty wstępującej (dużej; średnicy światła = 20 ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metoda układania pierścieni ma wiele zalet w porównaniu z obecnymi technikami konstruowania tkanek naczyniowych. RSM można dostosować do tworzenia ludzkich naczyń o dowolnej wielkości, po prostu dostosowując wymiary słupka i zewnętrznej powłoki. Nasza metoda pozwala na opracowanie bezpolimerowych naczyń inżynieryjnych składających się wyłącznie z komórek ludzkich i szybko degradującego się materiału podporowego znajdującego się w naturalnym procesie gojenia się ran w organizmie. Wiadomo, że przeszczepy polimerowe powoduj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować naszym kolegom z laboratorium Lam, Ammarowi Chishti i Bijalowi Patelowi, za ich życzliwą pomoc przy niektórych badaniach histologicznych i hodowli komórkowych. Finansowanie zostało zapewnione przez Wayne State University Nanomedicine Fellowship (CBP), Start-Up Funds oraz Cardiovascular Research Institute Seed Grant (MTL).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ludzkie komórki mięśni gładkich aorty ATCCPCS-100-012komórki mięśni gładkich naczyń krwionośnych
Medium 231Gibco (Life Technologies M-231-500podłoże specyficzne dla komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych
Zestaw do wzrostu komórek mięśni gładkich ludzkiej aorty Czynniki wzrostu ATCCPSC-100-042do utrzymania żywotności komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych
Replicator Mini drukarka 3D MakerBot Drukarka 3DN/A
Atrament 3D z poli(kwasu mlekowego) (PLA)MakerBot Nie dotyczyfilamentu do drukarki 3D
Poli(dimetylosiloksan) (PDMS)Ellworth Adhesives 3097358-1004polimer do klejenia części płyt
FibrinogenHyclone Labratories, Inc.SH30256.01składnik żelu fibrynowego
Trombina Sigma Life SciencesF3879-5Gskładnik żelu fibrynowego
Tranformingowy czynnik wzrostu-Beta 1 Czynnik wzrostu PeproTech100-21do stymulacji produkcji kolagenu
Hemocytometr Hausser Scientific Co.3200do zliczania komórek
Rurki poliwęglanowe Tworzywa sztuczne w USA PCTUB1.750X1.625materiał do wyrobu wysokich, pierścieniowych płyt do układania w stosy
Płyta poliwęglanowa Home Depot409497materiał do produkcji wysokich, pierścieniowych płyt do układania w stosy
Klej polimerowy rozpuszczalnik SCIGRIP10799materiał do wykonywania wysokich, pierścieniowych płyt do układania w stosy
Instron 5940InstronN/Amaszyna do prób rozciągania
U-StretchCell ScaleN/AMaszyna do prób rozciągania
Aktyna mięśni gładkich MA5-11547Przeciwciało Thermo Fisher
TropomiozynaMA5-11783Przeciwciało Thermo Fisher

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Luciani, G. B., et al. Operative risk and outcome of surgery in adults with congenital valve disease. ASAIO J. 54 (5), 458-462 (2008).
  2. Lawson, J. H., et al. Bioengineered human acellular vessels for dialysis access in patients with end-stage renal disease: two phase 2 single-arm trials. Lancet. 14 (387), 2026-2034 (2016).
  3. McAllister, T. N., et al. Effectiveness of haemodialysis access with an autologous tissue-engineered vascular graft: a multicentre cohort study. Lancet. 373 (9673), 1440-1446 (2009).
  4. Wystrychowski, W., et al. First human use of an allogeneic tissue-engineered vascular graft for hemodialysis access. J Vasc Surg. 60 (5), 1353-1357 (2014).
  5. Konig, G., et al. Mechanical properties of completely autologous human tissue engineered blood vessels compared to human saphenous vein and mammary artery. Biomaterials. 30 (8), 1542-1550 (2009).
  6. Gui, L., et al. Construction of tissue-engineered small-diameter vascular grafts in fibrin scaffolds in 30 days. Tissue Eng Part A. 20 (9-10), 1499-1507 (2014).
  7. Sundaram, S., Echter, A., Sivarapatna, A., Qiu, C., Niklason, L. Small-diameter vascular graft engineered using human embryonic stem cell-derived mesenchymal cells. Tissue Eng Part A. 20 (3-4), 740-750 (2014).
  8. Quint, C., Arief, M., Muto, A., Dardik, A., Niklason, L. E. Allogeneic human tissue-engineered blood vessel. J Vasc Surg. 55 (3), 790-798 (2012).
  9. Quint, C., et al. Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit. Proc Natl Acad Sci U S A. 31 (108), 9214-9219 (2011).
  10. Dahl, S. L., et al. Readily available tissue-engineered vascular grafts. Sci Transl Med. 2 (68), (2011).
  11. Syedain, Z. H., Meier, L. A., Lahti, M. T., Johnson, S. L., Tranquillo, R. T. Implantation of completely biological engineered grafts following decellularization into the sheep femoral artery. Tissue Eng Part A. 20 (11-12), 1726-1734 (2014).
  12. Syedain, Z. H., Meier, L. A., Bjork, J. W., Lee, A., Tranquillo, R. T. Implantable arterial grafts from human fibroblasts and fibrin using a multi-graft pulsed flow-stretch bioreactor with noninvasive strength monitoring. Biomaterials. 32 (3), 714-722 (2011).
  13. Meier, L. A., et al. Blood outgrowth endothelial cells alter remodeling of completely biological engineered grafts implanted into the sheep femoral artery. J Cardiovasc Transl Res. 7 (2), 242-249 (2014).
  14. Pinnock, C. B., Meier, E. M., Joshi, N. N., Wu, B., Lam, M. T. Customizable engineered blood vessels using 3D printed inserts. Methods. S1046-2023 (15), 30184-30185 (2015).
  15. Blakely, A. M., Manning, K. L., Tripathi, A., Morgan, J. R. Bio-Pick, Place,and Perfuse: A New Instrument for Three-Dimensional Tissue Engineering. Tissue Eng Part C Methods. 21 (7), 737-746 (2015).
  16. Gwyther, T. A., et al. Engineered vascular tissue fabricated from aggregated smooth muscle cells. Cells Tissues Organs. 194 (1), 13-24 (2011).
  17. Fearon, W. F., et al. Changes in coronary arterial dimensions early after cardiac transplantation. Transplantation. 27 (6), 700-705 (2007).
  18. Erbel, R., Eggebrecht, H. Aortic dimensions and the risk of dissection. Heart. 92 (1), 137-142 (2006).
  19. Ha, D. M., et al. Transforming growth factor-beta 1 produced by vascular smooth muscle cells predicts fibrosis in the gastrocnemius of patients with peripheral artery disease. J Transl Med. 14, 39(2016).
  20. Skalli, O., et al. Alpha-smooth muscle actin, a differentiation marker of smooth muscle cells, is present in microfilamentous bundles of pericytes. J Histochem Cytochem. 37 (3), 315-321 (1989).
  21. von der Ecken, J., et al. Structure of the F-actin-tropomyosin complex. Nature. 519 (7541), 114-117 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przewodniki drukowane w 3Dkom rki mi ni g adkich naczyformowanie pier cieni tkankowychin ynieria graft w naczyniowychtworzenie s upk w PDMSprzygotowanie hydro elu fibrynowegotechnika wysiewania kom rekkontrola d ugo ci naczyniaanaliza histologiczna

Powiązane artykuły