Artykuł metodologiczny

Pomiar i modelowanie wysuszania kurczliwego w ludzkiej warstwie rogowej naskórka

6.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55336

⸱

1 marca 2017

 , 
1Department of Biomedical Engineering, Binghamton University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł opisuje metodę ilościowego określania dynamicznego schnięcia i właściwości mechanicznych warstwy rogowej naskórka poprzez pomiar przestrzennie rozdzielczych przemieszczeń suszenia w płaszczyźnie kolistych próbek tkanek przylegających do podłoża elastomerowego. Technika ta może być wykorzystana do pomiaru, w jaki sposób różne zabiegi chemiczne zmieniają właściwości suszenia i mechaniczne tkanek.

Streszczenie

Warstwa rogowa naskórka (SC) to najbardziej powierzchowna warstwa skóry. Jej kontakt ze środowiskiem zewnętrznym oznacza, że ta warstwa tkankowa jest poddawana zarówno działaniu środków czyszczących, jak i codziennych zmian wilgotności otoczenia; Oba te czynniki mogą zmieniać zawartość wody w tkance. Zmniejszenie zawartości wody spowodowane poważną dysfunkcją bariery lub środowiskiem o niskiej wilgotności może zmienić sztywność SC i spowodować narastanie naprężeń związanych z suszeniem. W skrajnych warunkach czynniki te mogą spowodować mechaniczne pęknięcie tkanki. Opracowaliśmy wysokoprzepustową metodę ilościowego określania dynamicznych zmian właściwości mechanicznych SC po wysuszeniu. Technika ta może być wykorzystana do ilościowego określenia zmian w zachowaniu podczas suszenia i właściwościach mechanicznych SC za pomocą kosmetycznych środków czyszczących i nawilżających. Osiąga się to poprzez pomiar dynamicznych zmian przestrzennie rozdzielczych przemieszczeń suszenia w płaszczyźnie kolistych próbek tkanek przylegających do podłoża elastomerowego. Przemieszczenia promieniowe w płaszczyźnie uzyskane podczas suszenia są uśredniane azymutalnie i dopasowywane do profilu opartego na liniowym modelu kurczliwości sprężystej. Dynamiczne zmiany naprężeń suszących i modułu sprężystości SC można następnie wyodrębnić z dopasowanych profili modelu.

Wprowadzenie

Najbardziej zewnętrzna warstwa naskórka, czyli warstwa rogowa naskórka (SC) składa się ze spójnych komórek korneocytów otoczonych bogatą w lipidy matrycą1,2. Skład i integralność strukturalna SC jest niezbędna do utrzymania prawidłowej funkcjonalności bariery3, która zapobiega inwazji mikroorganizmów i jest odporna zarówno na siły mechaniczne, jak i nadmierną utratę wody4. Zdolność produktów higieny osobistej do utrzymywania lub degradacji funkcji bariery skórnej jest bardzo interesująca dla zdrowia skóry i przemysłu kosmetycznego5. Wiadomo, że codzienne stosowanie produktów higieny osobistej zmienia właściwości mechaniczne SC6,7,8. Na przykład środki powierzchniowo czynne zawarte w kosmetycznych środkach czyszczących mogą powodować znaczny wzrost modułu sprężystości i narastanie naprężeń związanych z suszeniem w SC, zwiększając skłonność tkanki do pękania7,9. Glicerol zawarty w prawie wszystkich kosmetycznych środkach nawilżających może zmiękczać SC i zmniejszać narastanie stresów związanych z suszeniem8,10,11, zmniejszając prawdopodobieństwo pęknięcia tkanki.

Metoda opisana w tym artykule jest w stanie określić ilościowo dynamiczne zachowanie podczas suszenia i właściwości mechaniczne suszenia SC w kontrolowanych środowiskach7,8. Wcześniej wykazano, że technika ta jest w stanie wyjaśnić wpływ różnych produktów kosmetycznych na zmiany w dynamicznym schnięciu i właściwościach mechanicznych tkanki SC. Osiąga się to poprzez ilościowe określenie wywołanego suszeniem skurczu ludzkiej tkanki SC przylegającej do miękkiego podłoża elastomerowego, dopasowanie przemieszczeń suszenia za pomocą prostego modelu kurczliwości, a następnie wyodrębnienie modułu sprężystości i naprężenia suszącego z dopasowanego profilu. Gdy wymagane jest badanie wielu próbek SC, metoda ta stanowi szybszą alternatywę dla tensometrii jednoosiowej, wykorzystuje znacznie mniej tkanki i zapewnia bardziej fizjologicznie istotne suszenie, zapobiegając parowaniu od spodu próbki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Uzyskano zwolnienie z wymogu zatwierdzenia (3002-13) na prowadzenie badań z wykorzystaniem zanonimizowanych próbek tkanek zgodnie z przepisami Departamentu Zdrowia i Usług Humanitarnych, 45 CFR 46.101(b)(4). Skóra o pełnej grubości została pobrana podczas zabiegu planowego. W niniejszym artykule źródłem tkanki jest pierś 66-letniej kobiety rasy białej.

1. Przygotowanie szkiełek nakrywkowych powlekanych elastomerem

  1. W szklanej fiolce o pojemności 20 mL wymieszać 0,107 g utwardzacza Sylgard 184 z 5,893 g bazy. Całkowita masa mieszaniny wynosi 6 g przy stosunku bazy do utwardzacza 55:1.
  2. Po wymieszaniu szklaną bagietką w celu zapewnienia homogeniczności, umieścić fiolkę w komorze próżniowej i odgazować, aby usunąć wszystkie pęcherzyki powietrza.
  3. Umieścić szklaną lamelkę (55 mm x 25 mm) w centrum urządzenia do powlekania wirowego (spin coater). Nanieść ~1 mL mieszaniny na środek lamelki. Należy użyć pipety 5 000 µL z odciętym końcem. Powlekać lamelkę wirowo przy 2 000 rpm przez 60 s.
    1. Powtórzyć ten proces, aby przygotować 5-6 podłoży.
  4. Utwardzać lamelki w piekarniku przez 12 h w temperaturze 60 °C.
  5. Za pomocą żyletki częściowo usunąć film elastomerowy z podłoża pomocniczego. Użyć niezmywalnego markera, aby oznaczyć górną stronę filmu elastomerowego oraz odsłonięte szkło.
  6. Zamontować próbkę w mikroskopie odwróconym i użyć akcesorium do zdalnego ustawiania ostrości, aby zapisać różnicę w wysokości z między płaszczyznami ogniskowymi obu oznaczeń. Odpowiada ona grubości podłoża elastomerowego, h.

2. Przygotowanie warstwy rogowej naskórka

  1. Używając łaźni wodnej lub grzejącego mieszadła magnetycznego, należy podgrzać zlewkę wypełnioną do połowy wodą dejonizowaną (DW) do 60 °C. Wewnątrz komory bezpiecznej biologicznie należy zanurzyć ludzką skórę o pełnej grubości w wodzie na 4 min.
  2. Próbkę skóry należy niezwłocznie przenieść do zlewki zawierającej DW schłodzoną do <10 °C na 4 min. Wypełnienie zlewki do połowy minimalizuje rozbryzgi materiału biologicznie niebezpiecznego.
  3. Należy wyjąć skórę ze zlewki, umieścić ją w szalce Petriego i delikatnie odizolować naskórek za pomocą zakrzywionej pęsety do tkanek.
  4. Odizolowany naskórek należy położyć stroną podstawną do dołu w szalce Petriego wyłożonej gazą. Należy upewnić się, że warstwa podstawna w pełni styka się z gazą.
    1. Gazę należy namoczyć w 0,25% (mas/obj) roztworze trypsyny z trzustki świni typu IX-S rozpuszczonej w 0,1 M fosforanie soli fizjologicznej (PBS) przez 6-8 h w temperaturze pokojowej. Do pojemnika należy dodać tylko tyle trypsyny, aby zwilżyć gazę.
  5. Należy podnieść gazę pęsetą do tkanek i unosić ją na powierzchni wody w pojemniku częściowo wypełnionym DW. Delikatnie należy odciągnąć warstwę rogową (SC), aby oddzielić ją od gazy.
  6. Warstwę rogową należy przemyć 3-4 razy w DW, aby usunąć pozostałości tkanki naskórka, które nadal przylegają do SC.
  7. Odizolowaną SC należy unosić w roztworze 0,4% inhibitora trypsyny z Glycine max (soi) w DW. W celu wymieszania tkanki należy użyć wytrząsarki do płytek przez 10 min.
  8. SC należy unosić w szalce Petriego częściowo wypełnionej DW. W celu wymieszania tkanki należy użyć wytrząsarki do płytek przez 10 min.
  9. Odizolowany płat SC należy suszyć na ultra-drobnej siatce plastikowej przez 48 h w temperaturze pokojowej (25 °C, 40% wilgotności względnej (R.H.)).
  10. Należy oddzielić SC od siatki i wyciąć pojedyncze okrągłe próbki o promieniu R=3 mm za pomocą okrągłego wycinaka. Środek zewnętrznej powierzchni należy oznaczyć małą spiralą za pomocą niezmywalnego markera. Stanowi to wizualny znacznik pozwalający rozpoznać górną stronę SC.
    UWAGA: Niezmywalny znacznik należy nanieść w centrum próbki, gdzie odkształcenia wynikające z suszenia będą najmniejsze. Zminimalizuje to wpływ markera na rejestrowane profile przemieszczeń podczas suszenia.

3. Przygotowanie i nanoszenie próbki

  1. Wstrząsać próbkami SC przez 30 min w 15 mL DW zawierających 90 µL fluorescencyjnych kulek markerowych (505/515 nm, średnica 1 µm, modyfikowane karboksylowo). Powoduje to osadzanie się kulek na powierzchni SC
    UWAGA: Choć osadzanie dużej liczby kulek na SC może nieznacznie spowolnić schnięcie w porównaniu z próbkami bez kulek12, zminimalizuje to rozdzielczość przestrzenną pól odkształceń w płaszczyźnie, które można będzie uzyskać w późniejszym etapie. Wybór dodawanej objętości kulek powinien zatem być dokonany ad hoc.
  2. Wyjąć próbki SC i umieścić je w płytce Petriego częściowo wypełnionej DW.
  3. Zanurzyć podłoże w DW pod niewielkim kątem 15-30°.
  4. Przymocować krawędź pływającej próbki SC w linii styku między podłożem a powierzchnią wody. Pionowe wyciąganie podłoża z wody spowoduje gładkie zalaminowanie próbki SC do podłoża, bez zmarszczek i uwięzionych pęcherzyków powietrza.
  5. Powtórzyć krok 3.4, aby umieścić do 6 próbek SC na każdym podłożu. Pozostawić przerwę co najmniej 2-3 mm między próbkami i unikać laminowania próbek blisko krawędzi podłoża. Zapobiega to wpływowi schnięcia jednej próbki na przemieszczenia podczas schnięcia innej.
  6. Suszyć zamontowane próbki SC w warunkach laboratoryjnych przez 60 min. Pozwala to na odparowanie resztkowej wody między SC a podłożem i zapewnia pełną adhezję tkanki.
    UWAGA: Na tym etapie próbki SC można poddać działaniu preparatów chemicznych lub kosmetycznych7,8, umieszczając podłoża odwrócone do góry dnem w odpowiednim roztworze przez wymagany czas. Powtórzyć krok 3.6 po wykonaniu etapu traktowania. Po wyschnięciu można zweryfikować niepełną adhezję próbek SC do podłoża za pomocą mikroskopii w świetle przechodzącym. Pęcherzyki uwięzione pod próbką SC lub odwarstwione krawędzie utworzą wyraźne kontrasty w próbce o dobrze zdefiniowanych krawędziach.
  7. Utworzyć komorę wilgotności, umieszczając płytkę Petriego częściowo wypełnioną wodą w szczelnym pojemniku.
  8. Umieścić podłoża w komorze na 24 h, aby ustabilizowały się przy wilgotności względnej 99%. Nie wkładać podłoży do płytki Petriego.

4. Kontrola środowiskowa mikroskopu

  1. Osiągnij kontrolę nad warunkami środowiskowymi za pomocą systemu kontroli wilgotności połączonego z komorą perfuzyjną do montażu na mikroskopie. Szczegóły systemu kontroli wilgotności znajdują się w pracy German et al. (2013)7 oraz Liu i German (2015)8.
  2. Zamocuj podłoże na mikroskopie, umieść komorę perfuzyjną nad podłożem i uszczelnij krawędzie komory perfuzyjnej do elastomeru, używając smaru próżniowego.
  3. Po zamontowaniu, przed rozpoczęciem eksperymentu, wyrównaj wilgotność powietrza wewnętrznego do 99% R.H. Zapobiega to odparowywaniu wody przed rozpoczęciem eksperymentu. Gdy rozpocznie się obrazowanie w sekcjach 5 lub 7, zmniejsz wilgotność powietrza wewnętrznego do pożądanej wartości.
    UWAGA: W niniejszym artykule próbki SC są suszone do 25% R.H.

5. Obrazowanie przemieszczeń w płaszczyźnie suszenia

  1. Nabyć obrazy próbek SC, korzystając z mikroskopu odwróconego z obiektywem 1X. Wzbudzić fluorescencję kulek fluorescencyjnych za pomocą silnika świetlnego z filtrem FITC (pasmo przepustowe emisji 503-530 nm). Wiele próbek można obrazować sekwencyjnie w trakcie procesu suszenia, wykorzystując zautomatyzowany stolik x-y.
  2. Rejestrować obrazy w świetle fluorescencyjnym i przechodzącym za pomocą cyfrowej kamery CCD w rozdzielczości 1 392 x 1 040 pikseli. Pole widzenia każdego obrazu wynosi 8,98 x 6,71 mm, co pozwala na uchwycenie pełnej próbki SC na pojedynczym obrazie. Wykonywać zdjęcia z częstotliwością co 10 min przez 16 h.

6. Przygotowanie podłoża do pomiaru grubości

  1. W dygestorium chemicznym umieścić 1 mL silanu (3-aminopropylotrietoksysilan; ≥98%) w małym plastikowym nakrętkowym pojemniku. Umieścić podłoża elastomerowe z sekcji 1 oraz pojemnik z silanem w szczelnie zamkniętym naczyniu na 5 h. Należy dopilnować, aby podłoża nie miały bezpośredniego kontaktu z silanem.
  2. Do probówki o pojemności 1,5 mL dodać 5 mg EDC (chlorowodorek N-(3-dimetylaminopropyl)-N-etylokarbodiimidu; ≥99%). Do EDC dodać 500 µL DW. Roztwór mieszać przez 10 s za pomocą mieszadła wibracyjnego.
  3. Do 20 mL DW dodać 0,076 g tetraboranu sodu i 0,1 g kwasu borowego. Mieszać za pomocą mieszadła magnetycznego w temperaturze 70 °C przez 1 h. Dodawać kwas borowy, aż pH osiągnie wartość 7,4.
  4. Do probówki wirówkowej o pojemności 50 mL dodać 20 mL buforu boranowego. Do buforu boranowego dodać 60 µL kuleczek o średnicy 1 µm (535/575 nm, modyfikowane karboksylowo). Na koniec do probówki dodać 200 µL roztworu EDC. Wstrząsnąć probówką, aby wymieszać zawiesinę kuleczek, a następnie przelać ją do szalki Petriego o średnicy 10 cm.
  5. Wyjąć silanizowane podłoża z naczynia i umieścić je stroną elastomerową w dół w zawiesinie kuleczek. Czynność tę należy wykonywać powoli, aby zapobiec uwięzieniu pęcherzyków powietrza. W każdej szalce Petriego zmieszczą się dwa podłoża.
  6. Pozostawić podłoża w zawiesinie kuleczek na 45 min.
  7. Za pomocą pęsety wyjąć podłoża z zawiesiny kuleczek, a następnie wypłukać w DW, aby usunąć niezwiązane kuleczki.
  8. Wysuszyć podłoża na powietrzu. Przedmuchiwanie powierzchni filmu elastomerowego sprężonym powietrzem ogranicza powstawanie plam z wody.
  9. Zamknąć podłoża w nieprzezroczystym pudełku, aby zapobiec fotoblaknięciu kuleczek do czasu nanoszenia próbek SC.

7. Obrazowanie grubości SC

  1. Nanieś próbki SC na podłoże zgodnie z sekcją 3. Należy jednak przeprowadzić krok 3.1 bez dodawania kulek fluorescencyjnych do DW. Dodatkowo, przed ukończeniem kroku 3.6, nanieś za pomocą pipety kroplę 5 µL nierozcieńczonego roztworu markerowych kulek fluorescencyjnych (505/515 nm, średnica 0,1 µm) na powierzchnię każdej naniesionej próbki SC.
  2. Wykonaj pomiary grubości SC przy użyciu mikroskopu z obiektywem 40X. Mierz grubość próbek SC w czasie, korzystając z akcesorium do zdalnego ostrzenia, aby zarejestrować różnicę w wysokości z między dwiema płaszczyznami ogniskowymi warstw kulek znajdujących się na styku SC-podłoże oraz na górnej powierzchni SC.
  3. Zmierz grubość w 3 obszarach każdej próbki SC w ciągu 3-godzinnego okresu suszenia. W tym przedziale czasowym grubość próbek SC osiąga wartość stanu stacjonarnego8.

8. Kwantyfikacja i modelowanie deformacji tkanek

  1. Zastosuj cyfrową analizę prędkości obrazu cząstek (PIV)13, aby uzyskać rozdzielcze przestrzennie przesunięcia podczas wysychania w płaszczyźnie z obrazów fluorescencyjnych dla każdego zapisanego kroku czasowego.
  2. Użyj programu MATLAB, aby wyznaczyć uśrednione azymutalnie profile przemieszczeń radialnych i azymutalnych z pola przemieszczeń dla każdej radialnie symetrycznej próbki SC.
    UWAGA: Przykładowy zestaw danych (nazwany „d.mat”) oraz kod MATLAB (nazwany „PIV-processing.m”), który wykonuje zarówno ten krok, jak i krok 8.3, zostały dostarczone w informacjach uzupełniających.
  3. Dopasuj profile przemieszczeń radialnych do modelu7,8,14,15,16 opisującego wysychającą SC jako kurczący się liniowo sprężysty okrągły dysk o zmiennej w czasie grubości hSC, promieniu R i module sprężystości ESC, przyklejony do odkształcalnego sprężystego podłoża o module sprężystości E. Przyjmij, że SC ma dobrze zdefiniowany i stały współczynnik Poissona νSC = 0,47,8. Wyznacz najlepsze dopasowania, stosując metodę najmniejszych kwadratów.
    UWAGA: Model użyty do dopasowania opisuje przemieszczenia radialne za pomocą zmodyfikowanych funkcji Bessela:
    figure-protocol-1             (1)
    gdzie figure-protocol-2, figure-protocol-3 oraz figure-protocol-4
    Termin figure-protocol-5 odpowiada głębokości penetracji podanej wzorem
    figure-protocol-6.
    figure-protocol-7 oznacza parametr sztywności podłoża; jest on poprawny, gdy rozmiary próbek są znacznie większe niż grubość podłoża. Tutaj parametry figure-protocol-8 i figure-protocol-9 oznaczają odpowiednio grubość podłoża i współczynnik Poissona. Współczynnik Poissona podłoża z elastomeru silikonowego17 wynosi ν = 0,5.
  4. Wyznacz parametry modelu α i β dla każdego kroku czasowego z dopasowania metodą najmniejszych kwadratów równania (1) do profilu przemieszczeń radialnych.
    1. Wykorzystaj parametr dopasowania β, aby wyznaczyć moduł sprężystości SC, ESC, używając wyrażenia
      figure-protocol-10
    2. Wykorzystaj parametr dopasowania α, aby wyznaczyć zmienne w czasie kontrakcyjne naprężenie podczas wysychania, PSC, używając wyrażenia
      figure-protocol-11

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rycina 1(a) przedstawia reprezentatywny obraz fluorescencyjny próbki SC pokrytej fluorescencyjnymi kuleczkami (sekcja 3). Odpowiedni obraz próbki w świetle przechodzącym pokazano na Rycini 1(b), na który nałożono wykres wektorowy (quiver plot) przestrzennie rozdzielonych przemieszczeń podczas suszenia, które powstały po 16 h suszenia przy 25% R.H. Ze względu na symetrię kołową próbek, przemieszczenia te można uśrednić azymutalnie. Rycina 1(c)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym artykule opisujemy technikę, którą można wykorzystać do pomiaru dynamicznego suszenia i właściwości mechanicznych ludzkiego SC. Wcześniejsze badania wykazały, że technika ta może być stosowana do ilościowego określania wpływu warunków środowiskowych i produktów chemicznych powszechnie stosowanych w kosmetycznych środkach czyszczących i nawilżających na dynamiczne wysychanie SC 7,8. W protokole składa się kilka kluczowych kroków. Po pierwsze, SC pęcznieje zw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Baza z elastomeru silikonowegoDow-Corning1064291
Elastomer silikonowy UtwardzaczDow-Corning1015311
FluoSpheres Karboksylan 0,1 &mikro; M Żółty Zielony Fluorescencyjny 505/515 Thermo FisherF8803
FluoSpheres Karboksylan 1 i mikro; M Żółty Zielony Fluorescencyjny 505/515 Thermo FisherF8823
FluoSpheres Karboksylan 1 i mikro; M Nil czerwony fluorescencyjny 535/575 Thermo FisherF8819
Trypsyna z trzustki świniSigma-AldrichT6567
Inhibitor trypsyny typu II-sSigma-AldrichT9128
(3-aminopropylo)trietoksysilanSigma-Aldrich440140
Tetraboran soduSigma-Aldrich221732
Kwas borowySigma-AldrichB0294
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiSigma-AldrichP7059
N-(3-dimetyloaminopropylo)-N-etylokarbodimidSigma-AldrichE7750
Mieszalnik VortexerVWR58816-123
Dziurkacz o średnicy 6 mmSigma-AldrichZ708860
SOLA 6-LCR-SB Silnik oświetleniowy LummencorNo.3526
Cfi Plan Achro Uw 1X ObiektywNikon Plan UWMRL00012
CFI Plan Fluor 40X Olej Obiektyw 1.3 na - 0.20  mm wdNikon Plan FluorMRH01401
Nikon Eclipse Ti-U odwrócony mikroskop Aparat NikonMEA53200
Clara-EAndorDR-328G-C02-SIL
Nasadka do zdalnego ustawiania ostrości E-RFA Ergo DesignNikon99888
Ti-S-E Zmotoryzowany stolikNikonMEC56110

Bibliografia

  1. Van Hal, D., Jeremiasse, E., Junginger, H. E., Spies, F., Bouwstra, J. Structure of fully hydrated human stratum corneum: a freeze-fracture electron microscopy study. J. Invest. Dermatol. 106 (1), 89-95 (1996).
  2. Norlén, L., Al-Amoudi, A. Stratum corneum keratin structure, function, and formation: the cubic rod-packing and membrane templating model. J. Invest. Dermatol. 123 (4), 715-732 (2004).
  3. Liu, X., Cleary, J., German, G. K. The global mechanical properties and multi-scale failure mechanics of heterogeneous human stratum corneum. Acta Biomater. , (2016).
  4. Geerligs, M. Skin layer mechanics. , Technische Universiteit Eindhoven. (2010).
  5. Farage, M. S., Miller, K. W., Maibach, H. I. Textbook of Aging Skin. , (2010).
  6. Levi, K., Kwan, A., Rhines, A. S., Gorcea, M., Moore, D. J., Dauskardt, R. H. Emollient molecule effects on the drying stresses in human stratum corneum. Br. J. Dermatol. 163 (4), 695-703 (2010).
  7. German, G. K., Pashkovski, E., Dufresne, E. R. Surfactant treatments influence drying mechanics in human stratum corneum. J. Biomech. 46 (13), 2145-2151 (2013).
  8. Liu, X., German, G. K. The effects of barrier disruption and moisturization on the dynamic drying mechanics of human stratum corneum. J. Mech. Behav. Biomed. Mater. 49 (13), 80-89 (2015).
  9. Levi, K., Weber, R. J., Do, J. Q., Dauskardt, R. H. Drying stress and damage processes in human stratum corneum. Int. J. Cosmet. Sci. 32 (4), 276-293 (2010).
  10. Levi, K., et al. Effect of glycerin on drying stresses in human stratum corneum. J. Dermatol. Sci. 61, 129-131 (2011).
  11. Fluhr, J. W., Darlenski, R., Surber, C. Glycerol and the skin: holistic approach to its origin and functions. Br. J. Dermatol. 159 (1), 23-34 (2008).
  12. German, G. K., et al. Heterogeneous drying stresses in stratum corneum. Biophys. J. 102 (11), 2424-2432 (2012).
  13. Willert, C. E., Gharib, M. Digital particle image velocimetry. Exp. Fluids. 10 (4), 181-193 (1991).
  14. Mertz, A. F., et al. Scaling of traction forces with the size of cohesive cell colonies. Phys. Rev. Lett. 108 (19), 1-5 (2012).
  15. Banerjee, S., Marchetti, M. C. Substrate rigidity deforms and polarizes active gels. Euro Phys. Lett. 96 (2), 28003(2011).
  16. Edwards, C. M., Schwarz, U. S. Force localization in contracting cell layers. Phys. Rev. Lett. 107 (12), 128101(2011).
  17. Cesa, C., et al. Micropatterned silicone elastomer substrates for high resolution analysis of cellular force patterns. Rev. Sci. Instrum. 78 (3), 34301(2007).
  18. Wu, K. S., Van Osdol, W. W., Dauskardt, R. H. Mechanical And Microstructural Properties Of Stratum Corneum. Mater. Res. Soc. 724, 27-33 (2002).
  19. Yuan, Y., Verma, R. Measuring microelastic properties of stratum corneum. Colloids Surf. B. 48 (1), 6-12 (2006).
  20. Christensen, M. S., Hargens, C. W., Nacht, S., Gans, E. H. Viscoelastic properties of intact human skin: instrumentation, hydration effects, and the contribution of the stratum corneum. J Invest. Dermatol. 69 (3), (1977).
  21. Pailler-Mattei, C., Bec, S., Zahouani, H. In vivo measurements of the elastic mechanical properties of human skin by indentation tests. Med. Eng.Phys. 30 (5), 599-606 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

W a ciwo ci mechanicznenapr enia podczas suszeniamodu spr ysto cikuleczki fluorescencyjnepod o e elastomeroweu rednianie azymutalneliniowy model spr ysto cikomora perfuzyjna

Powiązane artykuły