Artykuł metodologiczny

Multimer-PAGE: Metoda wychwytywania i rozdzielania kompleksów białkowych w próbkach biologicznych

10.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55341

⸱

5 maja 2017

 ,  ,  , 
1Physiology, Michigan State University, 2Center for Neurodegenerative Science Van Andel Institute, 3Pharmaceutical Sciences, Wayne State University

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiono metodę stabilizacji i separacji natywnych kompleksów białkowych z niemodyfikowanego lizatu tkankowego za pomocą aminowo-reaktywnego białka sieciującego sprzężonego z nowatorskim dwuwymiarowym systemem elektroforezy w żelu poliakrylamidowym (PAGE).

Streszczenie

Istnieje wiele dobrze rozwiniętych metod oczyszczania i badania pojedynczych białek i peptydów. Jednak większość funkcji komórkowych jest realizowana przez sieci oddziałujących kompleksów białkowych, które często są trudne do zbadania, ponieważ ich wiązanie jest niekowalencyjne i łatwo zaburzone przez techniki oczyszczania. W pracy opisano metodę stabilizacji i separacji natywnych kompleksów białkowych z tkanki niemodyfikowanej za pomocą dwuwymiarowej elektroforezy w żelu poliakrylamidowym. Lizat tkankowy jest ładowany na niedenaturujący się natywny dla niebieskiego żelu poliakrylamidowego, a następnie podawany jest prąd elektryczny, aż białko przeniesie się na niewielką odległość do żelu. Pasek żelu zawierający migrowane białko jest następnie wycinany i inkubowany z odczynnikiem sieciującym aminy dithiobis (propionian sukcynimidylu), który kowalencyjnie stabilizuje kompleksy białkowe. Pasek żelu zawierający usieciowane kompleksy jest następnie wlewany do żelu poliakryloamidowego z dodecylosiarczanem sodu, a kompleksy są całkowicie oddzielane. Metoda opiera się na technikach i materiałach znanych większości biologów molekularnych, co oznacza, że jest niedroga i łatwa do nauczenia. Chociaż jej zdolność do odpowiedniego oddzielania ekstremalnie dużych kompleksów jest ograniczona i nie odniosła uniwersalnego sukcesu, metoda ta była w stanie uchwycić szeroką gamę dobrze zbadanych kompleksów i prawdopodobnie ma zastosowanie w wielu systemach będących przedmiotem zainteresowania.

Wprowadzenie

Normalna funkcja komórkowa zależy od interakcji białko-białko1,2. W rezultacie, choroby ludzkie są często naznaczone zaburzeniami w składaniu i zachowaniu różnych kompleksów białkowych3. Zdolność do scharakteryzowania takich interakcji ma zatem kluczowe znaczenie. Obecne sposoby wykrywania tych interakcji wymagają oczyszczenia z białek docelowych, a następnie często ściągania ich oddziałujących partnerów. Konwencjonalne oczyszczanie odbywa się poprzez różnicowe wirowanie, wytrącanie i/lub chromatografię4. Metody te są czasochłonne, muszą być modyfikowane dla każdego białka docelowego i często skutkują niskimi plonami. Nowoczesne metody oczyszczania polegają na fuzji znaczników peptydowych z białkami docelowymi, a następnie immunoprecypitacji lub ekstrakcji na kolumnach załadowanych kulkami związanymi z cząsteczką wychwytującą5,6. Chociaż jest to rozszerzalne na wiele białek, wymaga modyfikacji sekwencji celu, co potencjalnie prowadzi do powstania konstruktów, które różnią się powinowactwem do swoich zwykłych partnerów wiążących. Delikatna natura niektórych interakcji białko-białko oznacza, że metoda ta może nie mieć zastosowania w wielu scenariuszach. Ponadto testy typu pull-down stosowane do mapowania interakcji białko-białko mogą nie uchwycić dokładnego obrazu komórkowego ze względu na ograniczone stopnie swobody i nienatywne poziomy białka przynęty.

Idealnie, kompleksy białkowe mogłyby być wykrywane w ich rodzimych stanach, bez potrzeby oczyszczania czy ściągania. Niebieska natywna elektroforeza w żelu poliakrylamidowym (BN-PAGE) została opracowana jako mniej denaturująca alternatywa dla elektroforezy w żelu poliakrylamidowym z dodecylosiarczanem sodu (SDS-PAGE) i pozwala na oddzielenie niektórych białek i kompleksów od próbek biologicznych7. Jednak białka w BN-PAGE rozdzielają się na podstawie dużej liczby zmiennych, w tym rozmiaru, ładunku, trójwymiarowej struktury i asocjacji z innymi cząsteczkami. Interakcje tych czynników często skutkują koseparacją białek, tworzeniem agregatów i słabą rozdzielczością pasm białkowych. Dwuwymiarowa elektroforeza w natywnym żelu poliakrylamidowym rozwiązuje niektóre, ale nie wszystkie, z tych problemów8.

Aby obejść komplikacje związane z natywną separacją, niektórzy autorzy używają odczynników sieciujących aminy, takich jak dithiobis(propionian sukcynimidylu) (DSP), do wychwytywania kompleksów białkowych w lizatach tkankowych4. Te poddane działaniu substancji lizaty mogą być następnie denaturowane i rozdzielane za pomocą SDS-PAGE, przy jednoczesnym zachowaniu natywnej wielkości i składu kompleksów białkowych. Ponieważ jednak odczynniki sieciujące reagują w zależności od bliskości jednej cząsteczki do drugiej, a białka w lizatach tkankowych mają wiele stopni swobody i mogą oddziaływać stochastycznie, sieciowanie w tle niespecyficznym może być wysokie, szczególnie w skoncentrowanych próbkach. Może to prowadzić do trudnych do interpretacji wyników.

Tutaj demonstrujemy użycie hybrydowej metody BN-PAGE/SDS-PAGE, określanej jako elektroforeza w żelu multimerowo-poliakrylamidowym (multimer-PAGE), do rozdzielania i wykrywania zespołów białkowych w złożonych mieszaninach. Początkowo lizat komórkowy jest zawieszony w żelu poliakrylamidowym za pośrednictwem BN-PAGE. Żel zawierający lizat jest następnie poddawany reakcji z odczynnikiem sieciującym DSP. Pseudo-unieruchomione i lekko oddzielone na żelu białka są znacznie mniej podatne na niespecyficzne reakcje, co oznacza, że reaktywność sieciowania tła jest zmniejszona. Po usieciowaniu opaski żelowe są wycinane i oddzielane za pomocą SDS-PAGE. Otrzymany żel może być następnie analizowany za pomocą dowolnych środków zwykle związanych z elektroforezą w żelu poliakrylamidowym. Metoda ta pozwala na separację i detekcję natywnych kompleksów białkowych w niemodyfikowanym lizacie tkankowym, bez konieczności dodatkowego oczyszczania lub ściągania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie tkanek

  1. Przygotować 10 ml 4x BN-PAGE bufor do próbek (200 mM Bis(2-hydroksyetylo)amino-tris(hydroksymetylo)metanu (Bis-Tris), 200 mM NaCl, 40% w/v glicerolu, 0,004% Pąs, pH 7,2).
    UWAGA: Ten roztwór podstawowy może być przygotowany wcześniej i przechowywany w temperaturze 4 °C.
  2. Rozcieńczyć 250 μl 4x buforu próbki w 750 μL dH2O zawierającym 1x komercyjny koktajl inhibitorów proteazy. Wiruj i schładzaj na lodzie.
  3. Homogenizować 20 mg tkanki docelowej w 1 ml 1x lodowato zimny bufor do próbek BN-PAGE za pomocą 30 pociągnięć czystego homogenizatora z dounce.
    UWAGA: W tym eksperymencie demonstracyjnym tkanką docelową jest cała tkanka mózgowa szczura. Po homogenizacji próbki można poddać działaniu łagodnego detergentu, takiego jak 2% digitonina, w celu rozpuszczenia i umożliwienia elektroforezy białek błonowych.
  4. Przenieś homogenat do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml i odwiruj przy 14 000 x g przez 30 minut, aby uzyskać nierozpuszczalną zawartość komórkową. Po odwirowaniu zdekantować supernatant do czystej probówki na lodzie.
  5. Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta, aby zmierzyć stężenie białka sklarowanego nad osadem za pomocą kwasu bicinchoninowego (BCA) lub podobnego testu ilościowego białka.
  6. Jeśli próbka homogenatu zawiera detergent, dodać 5% Coomassie Blue G-250 do roztworu wodnego wystarczającą do doprowadzenia roztworu homogenatu do 0,25% Coomassie.

2. BN-PAGE

  1. Rozcieńczyć 25 ml 20x niebieski natywny (BN) bufor do elektroforezy (1,0 M Bis-Tris, 1,0 M tricine, pH 6,8) w 475 ml dH2O zawierającym 0,002% Coomassie Blue, aby uzyskać 500 ml 1x działającego buforu.
    1. Jeśli próbki zawierają detergent, zamiast tego przygotuj 250 ml 1x buforu biegowego zawierającego 0,02% Coomassie i kolejne 250 ml nie zawierającego żadnego.
  2. Schłodzić bufor(-y) do temperatury 4 °C.
  3. Wyczyść i zmontuj kasetę do nalewania żelu poliakryloamidowego zgodnie z instrukcjami producenta.
  4. Wlać żel poliakrylamidowy BN (3% warstwy układającej T, warstwa rozdzielcza 6% T) zgodnie ze standardową recepturą7, i umieścić grzebień studzienki.
  5. Po polimeryzacji żeli przepłukać kasetędH2Oi zmontować aparat do elektroforezy zgodnie z instrukcjami producenta.
  6. Wyjmij grzebień studzienki i napełnij studzienki buforem roboczym 1x BN-PAGE. Unikaj napełniania całej komory wewnętrznej buforem do czasu załadowania próbek.
    1. Jeśli próbki zawierają detergent, napełnij studzienki buforem zawierającym 0,02% Coomassie Blue.
      UWAGA: Wykonaj kroki 2.7-2.9 w temperaturze 4 °C.
  7. Za pomocą końcówek do ładowania żelem odpipetować objętość homogenatu zawierającego 20 μg białka do żądanych studzienek. Odpipetować równoważną objętość 1x bufor próbki BN-PAGE do wszystkich nieużywanych studzienek.
    UWAGA: Użyj stężenia białka określonego na podstawie testu BCA, aby obliczyć odpowiednią objętość homogenatu do dodania do studzienek.
  8. Po załadowaniu próbek napełnij komorę wewnętrzną buforem roboczym 1x BN-PAGE. Upewnij się, że żel jest całkowicie zanurzony w buforze. Następnie należy napełnić komorę zewnętrzną buforem roboczym 1x do poziomu wskazanego przez producenta.
    1. Jeśli próbki zawierają detergent, napełnij komorę wewnętrzną 1x buforem zawierającym 0,02% Coomassie Blue, a komorę zewnętrzną 1x bezbarwnym buforem do biegania.
  9. Podłącz elektrody do zasilania i elektroforezuj białka w żelu pod napięciem 150 V, aż pasmo barwnika przejdzie ~2 cm do warstwy rozdzielczej. Zatrzymaj i odłącz zasilanie.

3. Sieciowanie krzyżowe

UWAGA: Wykonaj kroki 3.1-3.6 w temperaturze 4 °C.

  1. Zdemontuj aparat do elektroforezy i oddziel tafle szkła kasety żelowej. Usuń i wyrzuć warstwę układania.
  2. Ostrożnie przetnij żel tuż pod dolną krawędzią frontu barwnika. Uważaj, aby to cięcie było tak gładkie i proste, jak to tylko możliwe, a następnie wyrzuć niewykorzystany kawałek żelu. Spowoduje to pozostawienie poziomego paska żelu poliakrylowomidowego o szerokości ~2 cm, który będzie zawierał całe białko w jednorodnej próbce.
  3. Odetnij wszelkie niewykorzystane części wzdłuż krawędzi paska żelu.
  4. Ostrożnie umieść pasek w 10 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) w małym pojemniku i delikatnie mieszaj przez nutację przez 30 minut, aby zrównoważyć.
  5. Po zrównoważeniu wyrzuć i zastąp PBS innymi 10 ml. Odpipetować 500 μl 25 mM DSP rozpuszczonego w dimetylosulfotlenku do PBS i kontynuować mieszanie jak powyżej (krok 3.4) przez 30 minut.
  6. Odlej roztwór DSP. Dodać 10 ml 0,375 M chlorowodorku tris(hydroksymetylo)aminometanu (Tris-HCl) o pH 8,8, zawierającego 2% dodecylosiarczanu sodu (SDS) w celu wygaszenia nieprzereagowanego DSP. Kontynuuj nutację przez 15 minut.

4. STRONA SDS

  1. Podczas hartowania paska żelu przygotuj roztwory żelu SDS-PAGE zgodnie ze standardowymi metodami9. Nie dodawać odczynników do polimeryzacji.
  2. Po schłodzeniu przywróć pasek żelu ΒΝ do temperatury pokojowej i wlej pasek do nowej kasety żelowej.
    1. Aby to zrobić, ostrożnie podnieś żel i umieść go na czystej płytce dystansowej kasety żelowej.
    2. Ustaw pasek tak, aby dolna część przodu barwnika znajdowała się jak najbliżej górnej części nowej kasety (tj. strona, która przesunęła się najdalej podczas BN-PAGE, powinna znajdować się najbliżej górnej części nowej kasety; pasek żelu powinien zostać odwrócony z poprzedniej orientacji). Zobacz rysunek 3.
    3. Umieść pasek w taki sposób, aby jego górna krawędź leżała równo z miejscem, w którym będzie znajdować się górna krawędź płytki osłonowej (tj. będzie znajdować się na górze nowego żelu). Upewnij się, że przód barwnika jest równoległy do poziomych krawędzi szklanej płytki.
    4. Dociśnij jedną stronę wyciętego paska do jednej ze ścianek dystansowych, pozostawiając miejsce po drugiej stronie na wylanie żelu i załadowanie wzorca białkowego lub drabiny.
    5. Jeśli dolna krawędź paska żelowego zawiera jakiekolwiek postrzępione lub nierówne obszary, ostrożnie je odetnij. Jeśli są obecne, będą zatrzymywać pęcherzyki podczas nalewania żelu.
    6. Po prawidłowym umieszczeniu paska żelowego połóż płytkę osłonową na płycie dystansowej. Delikatnie dociśnij, aby wypchnąć uwięzione pęcherzyki powietrza.
    7. Kontynuuj montaż urządzenia do nalewania żelu zgodnie z instrukcjami producenta.
  3. Dodać odczynniki polimeryzacyjne do rozdzielczego buforu żelowego i wlać go do przygotowanej kasety żelowej za pomocą pipety serologicznej. Napełnij kasetę z żelem do ~2 cm poniżej wyciętego paska żelu BN-PAGE, aby pozostawić miejsce na warstwę do układania.
  4. Dodaj 100 μl butanolu na wierzch wlanego żelu i odczekaj 30 minut na polimeryzację warstwy rozdzielczej. Odlej butanol.
  5. Dodać odczynniki polimeryzacyjne do roztworu żelu do układania. Za pomocą pipety serologicznej wlej warstwę stosu, aby wypełnić całą pozostałą pustą przestrzeń w kasecie z żelem.
    1. Przechyl kasetę z żelem podczas wylewania warstwy układania w stos, tak aby wypełniła przestrzeń pod paskiem żelu, a pęcherzyki powietrza nie zostały uwięzione.
    2. Gdy bufor żelu do układania w stos wypełni pustą przestrzeń pod paskiem żelu, stopniowo przywróć kasetę z żelem do poziomej podstawy.
    3. Kontynuuj wypełnianie pustej przestrzeni obok wyciętego paska żelu buforem żelu do układania w stos, aż prawie się przeleje.
  6. Pozostawić warstwę układającą do polimeryzacji przez 30 min.
    UWAGA: Wykonaj 10x bufor do pracy SDS-PAGE (250 mM tris(hydroksymetylo)aminometan (tris), 1,9 M glicyny, 1% SDS) podczas polimeryzacji żelu. Można to również zrobić wcześniej i przechowywać w temperaturze pokojowej.
  7. Rozcieńczyć 50 ml buforu do biegania 10X SDS-PAGE w 450 ml dH2O, aby uzyskać 1x bufor roboczy.
  8. Po polimeryzacji warstwy układającej należy wyjąć kasetę z żelem z aparatu do nalewania, spłukaćdH2Oi zmontować aparat do elektroforezy zgodnie z instrukcjami producenta.
  9. Napełnij całkowicie komorę wewnętrzną buforem biegowym 1x SDS-PAGE, a następnie napełnij komorę zewnętrzną do poziomu wskazanego przez producenta.
  10. Załaduj przestrzeń obok wyciętego paska żelu drabinką o masie cząsteczkowej lub odpowiednim wzorcem białka.
  11. Podłącz elektrody do zasilacza i poddaj próbki elektroforezie pod napięciem 120 V. Gdy barwnik Coomassie spłynie z żelu, zatrzymaj się i odłącz zasilanie.
  12. Przeanalizuj żel przy użyciu standardowych metod elektroblottingu i wykrywania białek za pomocą wiązania przeciwciał10.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tym eksperymencie demonstracyjnym przeprowadzono analizę multimer-PAGE lizatu całego mózgu szczura. Rozdzielone białka przeniesiono na membrany z polifluorku winylidenu (PVDF), a następnie poddano analizie z użyciem przeciwciał przeciwko białkom znanym z tworzenia kompleksów. Rycina 1 przedstawia walidację protokołu na dwa sposoby. Po pierwsze, wykazano, że białka powiązane sieciująco można rozdzielić poprzez dodanie czynnika redukującego, co oznacza, że obserwowane gat...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Interakcje białko-białko są ważne dla każdego zadania wykonywanego przez żywe organizmy. Z tego powodu są one przedmiotem intensywnych analiz i badań. Multimer-PAGE to nowatorska metoda wychwytywania, rozdzielania i analizowania szerokiej gamy kompleksów białkowych. Wcześniej wykazaliśmy jego przydatność do badania oligimeryzacji białka związanego z chorobą α-synukleiny11. Jest jednak rozszerzalny na wiele kompleksów białkowych, jak pokazano na rysunku 2. W porównaniu z innymi met...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Obsługiwane przez NIH/NIDA DA034783. Dziękujemy Bryanowi A. Killingerowi za pomoc techniczną przy tworzeniu multimer-PAGE.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chemicals
ε-Kwas aminokapronowySigmaA2504
AkrylamidAcros Organics164855000Toksyczny.
Akrylamid/bisakryloamid 37,5:1 (40% T roztwór podstawowy)BioRad161-0148Toksyczny.
Nadsiarczan amonuSigmaA3678
Anty królik IgG-HRP z kozySanta Cruz Biotechnologysc-2004
Zestaw do oznaczania kwasu bicunchoninowegoThermofisher23225
Bis-trisSigmaB9754
Albumina surowicy bydlęcejSigmaA9647
ButanolFisher ScientificA399-1
Zestaw podłoża chemiluminescencyjnegoThermoFisher24078
Coomassie blue G-250Sigma-AldrichB0770
DigitoninaSigmaD141Toxic.
DimetylosulfotlenekFisher ScientificD128-1
Dithiobis (sukcynimidylopropionian)Thermo Scientific22585
Suche mleko beztłuszczoweLabScientificM0841
GlicerolSigmaG9012
GlicynaFisher ScientificBP381-5
Koktajl inhibitorówproteazy haltThermofisher78430
Kwas solnyFisher ScientificA144SI-212Do miareczkowania. Kaustyczny.
MetanolFisher ScientificA412-4Do aktywacji membrany PVDF. Toksyczny.
Monoklonalna anty &alfa;-synukleina IgG z królikaSanta Cruz Biotechnologysc-7011-R
N,N,N',N'-tetrametyloetylenodiaminaSigmaT9281
N,N'-metylenobisakryloamidAcros Organics16479Toksyczny.
NP40Boston BioproductsP-872
Polysorbate 20 (tween-20)Fisher ScientificBP337-500
Membrany transferowe z polifluorku winylidenuThermo Scientific88518
Ponceau SSigmaP3504
Chlorek potasuFisher ScientificP217-3
Fosforan potasu monobasicSigmaP9791
Koktajl inhibitorów proteazyThermo Scientific88265
Roztwór SDS (10% w/v)BioRad161-0416
Chlorek soduFisher ScientificBP358-212
Dodecylosiarczan soduSigmaL37771
Fosforan sodu jednozasadowyFisher ScientificBP329-1
TricineSigmaT0377
Tris baseFisher ScientificBP152-500
Tris-HCl (0,5 M bufor, pH 6,8)BioRad161-0799
Tris-HCl (1,5 M bufor, pH 8,8)BioRad161-0798
NazwaFirma Numer katalogowyKomentarze
Instruments
GE Imagequant LAS 4000GE Healthcare28-9558-10
Oprogramowanie ImageJNIH
Synergy H1 czytnik mikropłytekBioTek
Gel Former + StojakBiorad
Wirówka Microfuge 22R BeckmanCoulter
2 ml homogenizator
Mieszalnik wirowyFisher Scientific
Ultradźwiękowy homogenizator tkanekFisher ScientificFB120220
z beczki

Bibliografia

  1. Alberts, B. The cell as a collection of protein machines: preparing the next generation of molecular biologists. Cell. 92 (3), 291-294 (1998).
  2. Pawson, T., Nash, P. Protein-protein interactions define specificity in signal transduction. Genes Dev. 14 (9), 1027-1047 (2000).
  3. Rual, J. F., et al. Towards a proteome-scale map of the human protein-protein interaction network. Nature. 437 (7062), 1173-1178 (2005).
  4. Phizicky, E. M., Fields, S. Protein-protein interactions: methods for detection and analysis. Microbiol Rev. 59 (1), 94-123 (1995).
  5. Ho, Y., et al. Systematic identification of protein complexes in Saccharomyces cerevisiae by mass spectrometry. Nature. 415 (6868), 180-183 (2002).
  6. Krogan, N. J., et al. Global landscape of protein complexes in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Nature. 440 (7084), 637-643 (2006).
  7. Wittig, I., Braun, H. P., Schagger, H. Blue native PAGE. Nat Protoc. 1 (1), 418-428 (2006).
  8. Schagger, H., Cramer, W. A., von Jagow, G. Analysis of molecular masses and oligomeric states of protein complexes by blue native electrophoresis and isolation of membrane protein complexes by two-dimensional native electrophoresis. Anal Biochem. 217 (2), 220-230 (1994).
  9. Laemmli, U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227 (5259), 680-685 (1970).
  10. Beisiegel, U. Protein Blotting. Electrophoresis. 7 (1), 1-18 (1986).
  11. Killinger, B. A., Moszczynska, A. Characterization of alpha-Synuclein Multimer Stoichiometry in Complex Biological Samples by Electrophoresis. Anal Chem. 88 (7), 4071-4084 (2016).
  12. Newman, A. J., Selkoe, D., Dettmer, U. A new method for quantitative immunoblotting of endogenous alpha-synuclein. PLoS One. 8 (11), e81314(2013).
  13. Wong, S. S. Chemistry of protein conjugation and cross-linking. , CRC Press. Boca Raton. (1991).
  14. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera. Biochim Biophys Acta. 1666 (1-2), 105-117 (2004).
  15. Tanford, C., Reynolds, J. A. Characterization of membrane proteins in detergent solutions. Biochim Biophys Acta. 457 (2), 133-170 (1976).
  16. Peters, K., Richards, F. M. Chemical cross-linking: reagents and problems in studies of membrane structure. Annu Rev Biochem. 46, 523-551 (1977).
  17. Lomant, A. J., Fairbanks, G. Chemical probes of extended biological structures: synthesis and properties of the cleavable protein cross-linking reagent [35S]dithiobis(succinimidyl propionate). J Mol Biol. 104 (1), 243-261 (1976).
  18. Sun, F., et al. Crystal structure of mitochondrial respiratory membrane protein complex II. Cell. 121 (7), 1043-1057 (2005).
  19. Wittig, I., Schagger, H. Native electrophoretic techniques to identify protein-protein interactions. Proteomics. 9 (23), 5214-5223 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analiza kompleks w bia kowychnatywna elektroforeza w elu Native PAGEsieciowanie w elurozdzia SDS PAGEel Blue Nativeponowne odlewanie elusieciuj cy czynnik DSPprzygotowanie lizatu tkankowegodetekcja metod immunoblottingudrabinka mas cz steczkowych

Powiązane artykuły