Artykuł metodologiczny

Dojrzewanie kardiomiocytów pochodzących z ludzkich komórek macierzystych w bioprzewodach za pomocą stymulacji elektrycznej

DOI:

10.3791/55373

⸱

6 maja 2017

 , 
1Toronto General Research Institute, University Health Network, 2Institute of Biomaterials and Biomedical Engineering, University of Toronto, 3Heart & Stroke/Richard Lewar Centre of Excellence, University of Toronto, 4Laboratory of Medicine and Pathobiology, University of Toronto

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Platforma biowire serca to metoda in vitro używana do dojrzewania ludzkich embrionalnych i indukowanych pluripotencjalnych kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych (hPSC-CM) poprzez połączenie trójwymiarowej hodowli komórek ze stymulacją elektryczną. W niniejszym manuskrypcie przedstawiono szczegółową konfigurację platformy biowire serca.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kardiomiocyty pochodzące z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC-CMs) były obiecującym źródłem komórek i zachęciły do zbadania ich potencjalnych zastosowań w badaniach kardiologicznych, w tym w odkrywaniu leków, modelowaniu chorób, inżynierii tkankowej i medycynie regeneracyjnej. Jednak komórki wytwarzane przez istniejące protokoły wykazują zakres niedojrzałości w porównaniu z natywnymi dorosłymi kardiomiocytami komorowymi. Podjęto wiele wysiłków w celu osiągnięcia dojrzałości hPSC-CM, przy czym do tej pory osiągnięto jedynie umiarkowane dojrzewanie. W związku z tym opracowano system inżynieryjny o nazwie biowire, który dostarcza zarówno fizycznych, jak i elektrycznych wskazówek, które prowadzą hPSC-CM do bardziej dojrzałego stanu in vitro. System wykorzystuje mikroprefabrykowaną platformę do wstrzykiwania hPSC-CM w żelu kolagenowym typu I wzdłuż sztywnego szwu szablonowego w celu złożenia w wyrównaną tkankę serca (biowire), która jest poddawana stymulacji polem elektrycznym z coraz większą częstotliwością. W porównaniu z niestymulowanymi kontrolami, stymulowane kardiomiocyty bioprzewodowe wykazują zwiększony stopień dojrzałości strukturalnej i elektrofizjologicznej. Takie zmiany są zależne od szybkości stymulacji. Niniejszy manuskrypt szczegółowo opisuje projektowanie i tworzenie biodrutów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Terapia oparta na komórkach jest jedną z najbardziej obiecujących i zbadanych strategii naprawy/regeneracji serca. Zostało to wsparte przez inżynierię tkanek serca i wspólne dostarczanie biomateriałów1,2. Większość dostępnych źródeł komórek została przebadana na modelach zwierzęcych pod kątem ich potencjalnie korzystnego wpływu na uszkodzone, chore lub starzejące się serca3. W szczególności podjęto znaczne wysiłki w celu wykorzystania ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC) pochodzących z kardiomiocytów (hPSC-CM), potencjalnie nieograniczonego źródła komórek autologicznych w inżynierii tkankowej serca. hPSC-CM mogą być tworzone przy użyciu kilku ustalonych protokołów4,5,6. Jednak uzyskane komórki wykazują fenotypy podobne do płodowych, z szeregiem niedojrzałych cech w porównaniu z dorosłymi kardiomiocytami komorowymi7,8. Może to stanowić przeszkodę w zastosowaniu hPSC-CM jako modeli dorosłej tkanki serca w badaniach nad odkrywaniem leków oraz w opracowywaniu modeli chorób serca u dorosłych9.

Aby przezwyciężyć to ograniczenie niedojrzałości fenotypowej, aktywnie badano nowe podejścia wspomagające dojrzewanie kardiomiocytów. Wczesne badania wykazały skuteczne właściwości pro-dojrzewające w kardiomiocytach noworodków szczurów poprzez cykliczne mechaniczne10 lub stymulację elektryczną11. Wykazano również, że zagęszczanie żelu i cykliczna stymulacja mechaniczna poprawiają niektóre aspekty dojrzewania hPSC-CM 12,13, przy minimalnym poprawie właściwości elektrofizjologicznych i obchodzenia się z wapniem. W związku z tym opracowano system platformy o nazwie "drut biologiczny" (biowire), dostarczając zarówno wskazówek strukturalnych, jak i stymulacji pola elektrycznego w celu przyspieszenia dojrzewania hPSC-CMs14. System ten wykorzystuje mikroprefabrykowaną platformę do tworzenia wyrównanej tkanki serca, która jest podatna na stymulację polem elektrycznym. Można to wykorzystać do poprawy dojrzałości strukturalnej i elektrofizjologicznej hPSC-CM. Tutaj opisujemy szczegóły wytwarzania takich biodrutów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Mistrzowski projekt i produkcja

UWAGA: Użyj miękkiej litografii do produkcji urządzeń. Wykonaj dwuwarstwowy wzorzec SU-8 do formowania polidimetylosiloksanu (PDMS).

  1. Zaprojektuj urządzenie za pomocą oprogramowania do projektowania i kreślenia (rysunek 1A, po lewej). Narysuj każdą warstwę wzorca osobno. Wydrukuj projekt urządzenia na dwóch maskach fotograficznych w rozdzielczości 20 000 dpi, odpowiadających dwóm warstwom klasy master15. Ustaw wzór urządzenia jako przezroczysty, a otaczający obszar jako ciemny; maski posłużą jako szablon do optycznego przeniesienia wzoru urządzenia na SU-8 za pomocą litografii (zgodnie z opisem innych15).
  2. Dozuj około 4 ml SU-8 50 na środek 4-calowej płytki krzemowej. Pokryj SU-8 50 równomiernie na płytce za pomocą powlekarki wirowej, wirując z prędkością 2,000 obrotów na minutę (RPM) przez 30 s. Piecz wafelek na płycie grzejnej o temperaturze 95 °C przez 10 minut. Wystaw wafel na działanie światła ultrafioletowego (UV) o temperaturze 200 mJ/cm2.
  3. Wlej około 4 ml SU-8 2050 na środek wafla i wiruj z prędkością 2 500 obr./min przez 30 s. Piecz na płycie grzejnej o temperaturze 95 °C przez 15 minut. Schłodzić do temperatury pokojowej (RT).
  4. Powtórz krok 1.3 jeszcze dwa razy.
  5. Przykryj powlekaną płytkę fotomaską z pierwszej warstwy przezroczystości. Wystaw wafel na działanie światła UV o temperaturze 270 mJ/cm2, aby wykonać pierwszą warstwę. Piec na płycie grzewczej o temperaturze 95 °C przez 15 minut.
  6. Wykonaj drugą warstwę SU-8 2050, powtarzając krok 1.3 dwukrotnie.
  7. Dopasuj maskę drugiej warstwy do elementów na pierwszej warstwie za pomocą wyrównywacza maski. Następnie wystaw na działanie światła UV o temperaturze 240 mJ/cm2. Piec w temperaturze 95 °C przez 15 min.
    UWAGA: Czas ekspozycji zależy od wymaganej całkowitej dawki promieniowania UV i intensywności strumienia światła UV zmierzonej w dniu poprzedzającym użycie.
  8. Rozwinąć wafel, zanurzając go w octanie eteru monometylowego glikolu propylenowego (PGMEA) i wytrząsając z prędkością 200 obr./min przez 30 minut na wytrząsarce orbitalnej.
  9. Umieść wzorzec na szalce Petriego i ostrożnie wylej mieszaninę PDMS (baza do środka sieciującego w stosunku wagowym 10:1) na środek wafla. Zakryj wszystkie funkcje i unikaj pęcherzyków powietrza.
  10. Podgrzewać w piekarniku w temperaturze 70 °C przez 2 godziny. Za pomocą ostrego ostrza przeciąć krawędź szablonu biodrutu PDMS (Rysunek 1A, po prawej). Oderwij PDMS od wzorca. Przytnij urządzenie za pomocą ostrza. Umieścić szablon biodrutu PDMS w woreczku sterylizacyjnym i autoklawie parowym w temperaturze 121 °C przez 20 minut.
  11. W komorze bezpieczeństwa biologicznego (BSC) umieść matrycę biodrutu PDMS na szalce Petriego. Użyj pęsety, aby przytrzymać i zamontować kawałek sterylnego nici chirurgicznego (6-0) w środku kanału mikrostudzienki PDMS, umieszczając ją w rowkach na obu końcach kanału (ryc. 1B-I).

2. Stworzenie Komory Stymulacji Elektrycznej

  1. Wykonaj parę prostokątnych kawałków poliwęglanu (długość x szerokość x grubość: 2 cm x 0,85 cm x 0,35 cm) i użyj ich jako ramy komory stymulacji elektrycznej (rysunek 2).
  2. Wywierć dwa otwory o szerokości 3 mm w odległości 2 cm od siebie wzdłuż linii środkowej każdego elementu ramy z poliwęglanu.
  3. Wytnij dwa kawałki prętów węglowych o długości 1,5 cm. Wywierć otwór o szerokości 1 mm przez pręt węglowy około 3 mm od końca. Przeciągnij drut platynowy przez otwór pręta węglowego i dokręć drut, owijając go wokół pręta węglowego. Przymocuj klips do drugiego końca platynowego drutu, aby później połączyć go ze stymulatorem elektrycznym.
  4. Włóż pręty węglowe do elementów ramy z poliwęglanu. Umieść zmontowaną ramę z prętami węglowymi w studzience z sześciodołkową płytą.
  5. Wlej 2 ml PDMS do studzienki. Zanurz spód ram z poliwęglanu w PDMS, utrzymując powierzchnię PDMS na poziomie blisko, ale nie sięgając do dna prętów węglowych. Podgrzewać w piekarniku w temperaturze 70 °C przez 2 godziny.
  6. Wyjąć komorę stymulacji elektrycznej z płytki sześciodołkowej i umieścić ją w woreczku sterylizacyjnym do sterylizacji parowej w temperaturze 121 °C na 20 minut.

3. Dysocjacja enzymatyczna hPSC-CM

  1. Skłonić hPSC do różnicowania się w kardiomiocyty za pomocą ustalonego protokołu4.
    UWAGA: Krótko mówiąc, generuj kardiomiocyty za pomocą ustalonych protokołów ciała embrionalnego (EB) w pożywce stem pro poprzez sekwencyjną suplementację białkiem morfogenetycznym kości 4, podstawowym czynnikiem wzrostu fibroblastów, aktywiną A, czynnikiem wzrostu śródbłonka naczyniowego i homologiem Dickkopfa 14. Użyj EB od 20 do 34 dnia różnicowania do produkcji biodrutów.
  2. Zebrać EB z dolnej płytki mocującej za pomocą końcówki do pipety P1,000 i przenieść do stożkowej probówki. Osad przez odwirowanie przez 5 minut przy 125 x g i RT. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad za pomocą wstępnie podgrzanej kolagenazy typu I o temperaturze 37 °C zawierającej 1% dezoksyrybonukleazy I (DNAse I). Inkubować w temperaturze 37 °C przez 2 godziny w celu roztrawienia.
  3. Dodać 5 ml wstępnie podgrzanego podłoża do płukania o temperaturze 37 °C i wirować przez 5 minut przy 125 x g i RT. Odrzucić supernatant. Zawiesić osad w 2 ml roztworu trypsyny/kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) i inkubować w temperaturze 37 °C przez 5 minut.
  4. Dodać 1 ml pożywki zatrzymującej zawierającej 3% (v/v) DNazy I.
  5. Umieścić igłę o masie 20 g (0,9 mm) w strzykawce o pojemności 5 ml i przepuścić przez nią zawiesinę EB 3-5 razy.
  6. Dodać 7 ml pożywki płuczącej i wirować przy 280 x g przez 5 minut. Odrzucić supernatant. Ponownie zawiesić granulat w zmodyfikowanym podłożu Dulbecco firmy Iscove (IMDM) i przechowywać na lodzie. Określ numer komórki za pomocą hemocytometru. Weź 0,5 x 106 komórek i osad przez odwirowanie przy 280 x g przez 5 minut. Usunąć supernatant.
  7. Wstępnie schłodzić wszystkie składniki żelu na lodzie przed zmieszaniem ich w sterylnej probówce. Wymieszaj następujące składniki żelu kolagenowego (stężenie końcowe): 2,1 mg / ml kolagenu typu I z ogona szczura, 24,9 mM glukozy, 23,8 mM NaHCO3, 14,3 mM NaOH, 10 mM HEPES i 10% macierzy zewnątrzkomórkowej w 1x pożywce M199. Na końcu dodaj kolagen i macierz zewnątrzkomórkową. Mieszać, pipetując w górę i w dół.
  8. Zawieś 0,5 x 106 komórek z 3,5 μl żelu kolagenowego i dobrze wymieszaj.
  9. Za pomocą końcówki pipety P10 dodaj 4 μl zawiesiny komórek do kanału o długości 0,5 cm (Rysunek 1B-II). W razie potrzeby wyreguluj położenie szwu za pomocą sterylnych kleszczy.
  10. Przykryj dno szalki Petriego sterylnym roztworem soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS), uważając, aby nie dotknąć żelu. Inkubować w temperaturze 37 °C przez 30 minut.
  11. Zastąp PBS 12 ml pożywki hodowlanej (np. stem pro lub pożywki zalecanej przez producenta komórki), wystarczającej do pokrycia komórek (ryc. 1B-III). Hodowla w inkubatorze w temperaturze 37 °C przez 1 tydzień. Zmieniaj podłoże co drugi dzień.

4. Stymulacja elektryczna w uprawie biodrutów

  1. W BSC dodaj 2 ml PBS do każdej studzienki sześciodołkowej płytki, w której będzie mieściła się komora stymulatora elektrycznego. Użyj sterylnej pęsety, aby delikatnie umieścić autoklawowane urządzenie do stymulacji elektrycznej w studzience. Wyrzuć PBS ze studni.
  2. Przykryj pręty węglowe 5 ml wstępnie podgrzanej pożywki hodowlanej. Użyj sterylnej pęsety, aby zamontować biodruty w komorze stymulacji elektrycznej i ustawić je prostopadle do prętów węglowych (rysunek 2).
  3. Umieść pokrywkę na wierzchu płytki sześciodołkowej, ale pozostaw wystarczającą ilość platynowych przewodów wychodzących na zewnątrz płytki, aby połączyć się ze stymulatorem elektrycznym. Umieścić sześciodołkową płytkę w inkubatorze do hodowli komórkowych w temperaturze 37 °C i podłączyć przewód platynowy do stymulatora elektrycznego.
  4. Stymulować bioprzewody za pomocą stymulatora elektrycznego o następującym ustawieniu: dwufazowy powtarzający się impuls, czas trwania impulsu 1 ms, 3 V/cm i 1 impuls na sekundę (PPS). Podnoś PPS co 24 godziny do następujących wartości: 1,83, 2,66, 3,49, 4,82, 5,15 i 6. Zmieniaj podłoże co drugi dzień.
  5. Obserwuj kurczliwość kardiomiocytów w odpowiedzi na stymulację elektryczną pod mikroskopem przy 10-krotnym powiększeniu.
    UWAGA: Po tygodniu stymulacji biodruty stają się dojrzałe (patrz sekcja z wynikami).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uzasadnieniem dla użycia szwu w biodrutach jest służenie jako szablon do tworzenia konstrukcji 3D, które ustawiają się w jednej osi i naśladują kształt włókien sercowych. Pokazujemy, że po siedmiu dniach hodowli w biodrucie komórki przebudowały żel wokół szwu (ryc. 3A). Komórki zebrały się wzdłuż osi szwu, tworząc wyrównaną tkankę serca (ryc. 3). Po 7 dniach hodowli wstępnej, bioprzewody poddano 7-dniowej stymulacji polem elektrycznym i dalej wykazywały w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy manuskrypt opisuje konfigurację i wdrożenie platformy inżynieryjnej, biowire, w celu poprawy dojrzewania hPSC-CM. Urządzenie może być wykonane w standardowych zakładach mikrofabrykacji, a biodruty mogą być wytwarzane przy użyciu popularnych technik hodowli komórkowych i stymulatora elektrycznego.

O ile nam wiadomo, nie ma zgłoszonej metody podobnej do biodrutów. Strategia ta pokazuje, że poprawa właściwości dojrzewania była zależna od schematu stymulacji elektrycznej, o czym świadczy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez dotację z Heart and Stroke Foundation of Canada (G-14-0006265), granty operacyjne z Canadian Institutes of Health Research (137352 i 143066) oraz grant Fundacji J.P. Bickell (1013821) dla SSN.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwas L-askorbinowySigmaA-4544hPSC-CM pożywka hodowlana
kompozyt AutoCAD Autodesk, IncOprogramowanie do projektowania urządzenia
Pręty węglowe, & Oslash; 3 mmKomponent komory stymulatora elektrycznego
Kolagen, typ 1, ogon szczuraBD Biosciences354249Żel kolagenowy: 2,1 mg/ml kolagenu typu I z ogona szczura w 24,9 mM glukozy, 23,8 mM NaHCO3, 14,3 mM NaOH, 10 mM HEPES, w 1x pożywce M199 z 10% Matrigelem o obniżonym współczynniku wzrostu.
Kolagenaza typu I SigmaC01300,2% kolagenazy typu I (w/v) i 20% FBS (v/v) w PBS z Ca2+ i Mg2+. Sterylizować za pomocą 0,22 μ m przefiltrować i zrobić 12 ml porcji. Przechowywać w temperaturze -20 stopni Celsjusza.
Deoksyrybonukleaza I (DNaza I)EMD Milipor260913-25MUPrzygotować 1 mg/ml roztworu podstawowego DNazy I w wodzie. Przefiltrować sterylnie i przechowywać 0,5 ml podwielokrotności w temperaturze − 20 &stopni; C
Wiertła i wiertła (Ø 1 mm i 2 mm)DremelWiercenie otworów w ramach z poliwęglanu
Stymulator elektrycznyTrawas88x
Surowica bydlęca płodu (FBS)WISENT Inc.080-450
D-(+)-Glukoza SigmaG5767Składnik żelu kolagenowego
L-GlutaminaThermo Fisher Scientific25030081
H2OMilliQ18.2 MΩ &środkowa kropka; cm przy 25 & stopniach; C, ultraczysty, do wytwarzania wszystkich rozwiązań
HEPESSigmaH4034Składnik żelu kolagenowego
Płyta grzejnaTorrey PinesHS40
Zmodyfikowany Ilbecco's Medium (IMDM)Thermo Fisher Scientific12440053
Nakładka do maskiEVG EVG 620
Matrigel, obniżony współczynnik wzrostu Corning354230Składnik żelu kolagenowego
Medium 199 (M199)Thermo Fisher Scientific11825015Składnik żelu kolagenowego
Monotioglicerol (MTG)SigmaM-6145hPSC-CM pożywka hodowlana
Wytrząsarka orbitalnaVWR89032-088
Penicylina/Streptomycyna (P/S)Thermo Fisher Scientific15070063
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS) z Ca2+ i Mg2+ Thermo Fisher Scientific14040133
Plate (6-dołkowy)Corning353046
Plate (6-dołkowy), niskie mocowanieCorning3471
Druty platynowe, 0,2 mmElement komory stymulatora elektrycznego
Polidimetylosiloksan (PDMS)DowCorning Sylgard 184
Eter monometylowy glikolu propylenowego octan (PGMEA)Łania i Ingalls Inc.Aby opracować woreczek na wafel
, otwieranekonwertery92308Do sterylizacji parowej
Wafel krzemowy, 4-calowyUniversityWafer Inc.
Wodorowęglan sodu (NaHCO3)SigmaS5761Składnik żelu kolagenowego
Wodorotlenek soduSigmaS8045Składnik żelu kolagenowego
Powlekarka sprinSpecjalistyczne systemy powlekaniaG3P-8
Pożywka hodowlana StemPro-34Thermo Fisher Scientific10639011Pożywka hodowlana hPSC-CM. Aby przygotować 50 ml, dodaj 1,3 ml suplementu, 500 μ L 100 i razy; L-glutamina, 250 μ L 30 mg/ml transferyny, 500 μ l 5 mg/ml kwasu askorbinowego, 150 μ L z 26 μ l /2 ml monotioglicerolu (MTG) i 500 μ L (1%) penicylina/streptomycyna.
Medium domycia: FBS (1:1)
SU-8 50 MicroChem Corp.fotorezyst, komponent główny
SU-8 2050 MicroChem Corp.fotorezyst, składnik główny
TransferynaRoche10-652-202hPSC-CM pożywka hodowlana
Trypsin/EDTA, 0,25%Thermo Fisher Scientific25200056pożywka hodowlana hPSC-CM
PodłożeIMDM zawierające 1% penicyliny/streptomycyny
myjące

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sun, X., Nunes, S. S. Overview of hydrogel-based strategies for application in cardiac tissue regeneration. Biomed Mater. 10 (3), 034005(2015).
  2. Sun, X., Altalhi, W., Nunes, S. S. Vascularization strategies of engineered tissues and their application in cardiac regeneration. Adv Drug Deliv Rev. 96, 183-194 (2016).
  3. Hastings, C. L., et al. Drug and cell delivery for cardiac regeneration. Advanced Drug Delivery Reviews. 84 (0), 85-106 (2015).
  4. Yang, L., et al. Human cardiovascular progenitor cells develop from a KDR+ embryonic-stem-cell-derived population. Nature. 453 (7194), 524-528 (2008).
  5. Zhang, J., et al. Extracellular matrix promotes highly efficient cardiac differentiation of human pluripotent stem cells: the matrix sandwich method. Circ Res. 111 (9), 1125-1136 (2012).
  6. Lian, X., et al. Robust cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells via temporal modulation of canonical Wnt signaling. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (27), E1848-E1857 (2012).
  7. Snir, M., et al. Assessment of the ultrastructural and proliferative properties of human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285 (6), H2355-H2363 (2003).
  8. Dolnikov, K., et al. Functional properties of human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes: intracellular Ca2+ handling and the role of sarcoplasmic reticulum in the contraction. Stem Cells. 24 (2), 236-245 (2006).
  9. Yang, X., Pabon, L., Murry, C. E. Engineering adolescence: maturation of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Circ Res. 114 (3), 511-523 (2014).
  10. Zimmermann, W. H., et al. Tissue engineering of a differentiated cardiac muscle construct. Circ Res. 90 (2), 223-230 (2002).
  11. Radisic, M., et al. Functional assembly of engineered myocardium by electrical stimulation of cardiac myocytes cultured on scaffolds. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (52), 18129-18134 (2004).
  12. Schaaf, S., et al. Human engineered heart tissue as a versatile tool in basic research and preclinical toxicology. PLoS One. 6 (10), e26397(2011).
  13. Tulloch, N. L., et al. Growth of engineered human myocardium with mechanical loading and vascular coculture. Circ Res. 109 (1), 47-59 (2011).
  14. Nunes, S. S., et al. Biowire: a platform for maturation of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Nat Methods. 10 (8), 781-787 (2013).
  15. Lake, M., et al. Microfluidic device design, fabrication, and testing protocols. Protocol Exchange. , (2015).
  16. Shiba, Y., Hauch, K. D., Laflamme, M. A. Cardiac applications for human pluripotent stem cells. Curr Pharm Des. 15 (24), 2791-2806 (2009).
  17. Yang, X., et al. Tri-iodo-l-thyronine promotes the maturation of human cardiomyocytes-derived from induced pluripotent stem cells. J Mol Cell Cardiol. 72, 296-304 (2014).
  18. Zhang, D., et al. Tissue-engineered cardiac patch for advanced functional maturation of human ESC-derived cardiomyocytes. Biomaterials. 34 (23), 5813-5820 (2013).
  19. Radisic, M., et al. Oxygen gradients correlate with cell density and cell viability in engineered cardiac tissue. Biotechnol Bioeng. 93 (2), 332-343 (2006).
  20. Reubinoff, B. E., Pera, M. F., Fong, C. Y., Trounson, A., Bongso, A. Embryonic stem cell lines from human blastocysts: somatic differentiation in vitro. Nat Biotechnol. 18 (4), 399-404 (2000).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

System Biowirein ynieria tkanki sercadojrzewanie hPSC CMel z kolagenu typu Iszablon z nici jedwabnejwykonanie komory z PDMSprogresywna stymulacja cz stotliwo ciowastrukturalne i elektrofizjologiczne dojrzewanie

Powiązane artykuły