Celem tego artykułu i filmu instruktażowego jest opisanie jak odsłonić i usunąć pośmiertny mózg świni i przysadkę mózgową w stanie nienaruszonym, nadającym się do późniejszej analizy makroskopowej i histologicznej.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Ekspozycja OUN świni do analizy histologicznej: podręcznik dekapitacji, otwierania czaszki i usuwania mózgu
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Świnie stają się coraz bardziej popularne w translacyjnych badaniach neurobiologicznych dużych zwierząt jako ekonomicznie i etycznie wykonalny substytut naczelnych innych niż ludzie. Duży rozmiar mózgu świni pozwala na korzystanie z konwencjonalnych klinicznych obrazowania mózgu oraz bezpośrednie stosowanie i testowanie procedur i sprzętu neurochirurgicznego z kliniki dla ludzi. Dalsza analiza makroskopowa i histologiczna wymaga jednak pośmiertnego naświetlenia ośrodkowego układu nerwowego (OUN) świni, a następnie usunięcia mózgu. Nie jest to łatwe zadanie, ponieważ ośrodkowy układ nerwowy świni jest otoczony grubą, kościstą czaszką i kręgosłupem. Celem tego artykułu i filmu instruktażowego jest opisanie sposobu odsłonięcia i usunięcia pośmiertnego mózgu świni i przysadki mózgowej w stanie nienaruszonym, nadającym się do późniejszej analizy makroskopowej i histologicznej.
Wprowadzenie
Translacyjne badania neurobiologiczne na świniach stały się coraz bardziej popularne w ciągu ostatnich dwóch dekad. Duży rozmiar mózgu świni umożliwia korzystanie z konwencjonalnych klinicznych obrazowania mózgu oraz bezpośrednie stosowanie i testowanie procedur i sprzętu neurochirurgicznego z kliniki dla ludzi1,2,3,4,5,6,7,8. W ciągu ostatnich 20 lat świnie, zwłaszcza świnie miniaturowe (np. świnia miniaturowa z Getyngi), były wykorzystywane do badania metod leczenia neuromodulacyjnego, takich jak przeszczep komórek macierzystych; transfekcja wektora wirusowego; oraz głęboka stymulacja mózgu ukierunkowana na chorobę Parkinsona, otyłość, depresję i chorobę Alzheimera2,6,9,10,11,12,13,14,15,16,17. W ślad za tym opracowano stereotaktyczne i chirurgiczne podejścia do manipulowania CNS3,18,19,20,21. Wprowadzone zmiany w OUN zostały ocenione u żywych zwierząt za pomocą obrazowania mózgu (PET10,13,22,24 i MR23), cystometry11,12,25, analiza chodu17, ocena neurologiczna9,17, oraz badanie pośmiertne na podstawie histologii i analizy stereologicznej14,15,17,26,27,31. Jednak analiza pośmiertna wymaga odsłonięcia i usunięcia mózgu świni, co nie jest łatwym zadaniem, ponieważ gruba, koścista czaszka i włóknista opona twarda otaczają mózg świni.
Celem tego artykułu i filmu instruktażowego jest opisanie, w jaki sposób pośmiertny mózg i przysadka świni mogą zostać odsłonięte i usunięte w stanie nienaruszonym w ciągu 15-20 minut przy użyciu niezmotoryzowanych narzędzi chirurgicznych. Film instruktażowy i ilustracje fotograficzne przedstawiają samce świnek miniaturowych (wiek: 6 miesięcy, masa ciała: 20-25 kg) wykorzystywane do badań anatomicznych przysadki mózgowej świnki miniaturowej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Anestezja i eutanazja zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z „Principles of laboratory animal care” (publikacja NIH nr 86-23, wersja z 1985 r.) i zatwierdzone przez duńską Radę ds. Etyki Badań nad Zwierzętami (Danish Council for Animal Research Ethics).
1. Instrumenty
- Przygotuj instrumenty przedstawione w filmie i wymienione w Tabeli materiałów.
2. Dekapitacja
UWAGA: Znieczulenie wprowadzono poprzez domięśniowy zastrzyk 5 mL midazolamu (5 mg/mL) i 5 mL ketaminy (25 mg/mL). Po 5-10 min, gdy zwierzę było w stanie głębokiej sedacji, kanulowano żyłę uszną i podano dożylnie śmiertelną dawkę (100 mg/kg masy ciała) pentobarbitalu sodu (200 mg/mL). Aby upewnić się, że zwierzę zostało całkowicie uśmiercone, sprawdzono odruch bólowy między palcami zgodnie z metodą opisaną przez Ettrup et al. (2011)20. Po potwierdzeniu pełnej eutanazji, zgodnie z powyższym oświadczeniem etycznym, przeprowadzono perfuzję transkardialną 5 L soli fizjologicznej, jak wykazali Ettrup et al. (2011)20. Wszystkie zaprezentowane procedury są wykonywane postmortem, co eliminuje konieczność stosowania środków ostrożności w zakresie dobrostanu, które są niezbędne przy długotrwałym znieczuleniu i przeżyciu po zabiegu.
- Dokonaj dekapitacji świni poprzez wykonanie wysokiego, okrężnego cięcia szyjnego skalpelem chirurgicznym, tuż poniżej kąta żuchwy (Rysunek 1A).
- Używając nadal skalpela chirurgicznego, kontynuuj cięcie w kierunku przednim przez tkanki miękkie szyi, w tym krtani i przełyku, aż do dotarcia do kostnego kręgosłupa, mniej więcej na poziomie połączenia czaszkowo-szyjnego.
- Przesuń cięcie skalpelem chirurgicznym od przedniej strony połączenia czaszkowo-szyjnego, powyżej łuku przedniego atlasu i przez błonę przedsuwną atlasu, odsłaniając w ten sposób kanał kręgowy i rdzeń kręgowy (Rysunek 1B). Jednocześnie poproś asystenta o odciągnięcie ciała świni od głowy, aby ułatwić dostęp między podstawą czaszki a pierwszym kręgiem szyjnym.
- Kontynuuj cięcie chirurgiczne przez worek oponowy i rdzeń kręgowy (Rysunek 1B). Zachowaj szczególną ostrożność, aby upewnić się, że uzyskano pełny przekrój poprzeczny rdzenia kręgowego.
UWAGA: Pominięcie poprzedniego kroku może spowodować niepożądaną trakcję rdzenia kręgowego i mózgu podczas kolejnych etapów procesu dekapitacji. - Siłowo rozszerz połączenie czaszkowo-szyjne na poziomie cięcia (Rysunek 1C). Jednocześnie użyj skalpela chirurgicznego, aby przeciąć pozostałe więzadła potyliczno-atlasowe i zwolnić staw między kłykciami potylicznymi a górnym wyrostkiem stawowym atlasu. Oddziel głowę świni od ciała.
Rysunek 1: Dekapitacja minipigów. (A) Nacięcie szyi (strzałka, kąt żuchwy). (B) Nacięcie więzadeł atlantooccipitalnych i otoczonego oponą twardą rdzenia kręgowego (SC) na poziomie złączenia czaszkowo-szyjnego (C1, łuk przedni atlasu; OC, kłykień potyliczny). (C) Tylna część stawu atlantooccipitalnego zostaje uwolniona poprzez silne wyprostem (strzałki) na poziomie przekroju. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
3. Otwieranie czaszki
- Umieść głowę świni na stole.
- Za pomocą skalpela chirurgicznego wykonaj podłużne nacięcie grzbietowe przez skórę i leżące pod nią tkanki miękkie, od tyłu ryjka, przez szczyt głowy, aż do tylnej części regionu potylicznego.
- Odsłoń grzbietową i tylną część czaszki, usuwając skalpelem chirurgicznym tkanki miękkie znajdujące się bocznie od początkowego nacięcia.
- Odseparuj obustronnie mięsień skroniowy od czaszki (Rycina 2A) za pomocą skalpela chirurgicznego. Upewnij się, że tylna część kości potylicznej została oczyszczona z tkanek miękkich.
- Wykorzystując tylny wlot otworu wielkiego, usuń kość potyliczną kleszczykami kostnymi Kerrisona oraz kleszczykami do kości, aby odsłonić pokryte oponą twardą móżdżek (Rycina 2B).
- Przejdź do odsłoniętej przedniej części czaszki i wybierz punkt wejścia w kości czołowej, tuż przed oczami. W tym miejscu użyj dłuta do kości i młotka, aby przebić się przez czaszkę i wejść do zatoki czołowej (Rycina 2C).
- Wykorzystując przestrzeń zatoki czołowej, kontynuuj grzbietowo-tylne usuwanie zewnętrznej blaszki czaszki kleszczykami do kości lub kleszczykami kostnymi, aby odsłonić wewnętrzną, cienką kostną blaszkę czaszki pokrywającą mózgowi przedni (Rycina 2D).
- Ostrożnie otwórz przednią część wewnętrznej kostnej blaszki czaszki za pomocą młotka i dłuta do kości, aby odsłonić pokryty oponą twardą mózgowi przedni (Rycina 2E).
- Kontynuuj usuwanie kości bocznie, używając dłuta do kości i kleszczyków do kości przez kość skroniową i ciemieniową, aby usunąć ostatnią grzbietowo-tylną część czaszki, znajdującą się między już odsłoniętymi częściami pokrytego oponą twardą mózgowia przedniego i móżdżku (Rycina 2F).
UWAGA: Podczas ostatniego etapu tej procedury często możliwe jest użycie dłuta do rozbicia pozostałej tylnej części kości czaszki z jednej strony, na zasadzie otwierania drzwi.
Rysunek 2: Otwarcie czaszki minipig.** (A) Ekspozycja grzbietowo-tylnej powierzchni czaszki, obejmująca usunięcie mięśni potylicznych i skroniowych. (B) Usunięcie kości potylicznej (CB, móżdżek pokryty oponą twardą; OB, kość potyliczna; OC, wyrostek kłykci potyliczny; oraz SC, rdzeń kręgowy). (C) Młotek i dłuto do kości są używane do przebicia czaszki od przodu i wejścia do zatoki czołowej na poziomie oczu. (D) Zakres zatoki czołowej (FS) wykorzystuje się do usunięcia zewnętrznej grubej warstwy kości czaszki (1), odsłaniając wewnętrzną cienką blaszkę kostną (2) pokrywającą mózgowie. (E) Usunięcie cienkiej blaszki kostnej, odsłaniające mózgowie pokryte oponą twardą (strzałka). (F) Na koniec młotek i dłuto do kości służą do bocznego połączenia przedniego i tylnego otworu czaszki. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.
4. Usunięcie mózgu
- Za pomocą pęsety chirurgicznej unieś oponę twardą i wykonaj delikatne nacięcie w pobliżu żylnego zatoki strzałkowej górnej, używając cienkiego skalpela chirurgicznego (Rycina 3A).
- Użyj mikronozyciór lub noża do opony twardej, aby dalej otworzyć oponę twardą pokrywającą powierzchnię grzbietową mózgu.
UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność podczas usuwania opony twardej odpowiadającej namiotowi móżdżku (Rycina 3B), ponieważ zachowanie tej warstwy opony uniemożliwi późniejsze usunięcie mózgu. - Ustaw głowę świni w pozycji pionowej (Rycina 3C).
- Użyj dłuta do kości lub dyssektora, aby uwolnić brzuszną przednią część mózgowia poprzez tępe rozdzielenie opuszki węchowej od pokrytej oponą twardą podstawy jamy czaszki (Rycina 3D).
- Użyj cienkiego skalpela chirurgicznego, aby przeciąć odsłoniętą chiasmę opticum (Rycina 3E). Odsłoń i przetnij nalepek przysadki oraz nerwy okoruchowe.
- Uwolnij brzuszną część pnia mózgu, przecinając dolne nerwy czaszkowe (Rycina 3F) cienkim skalpelem chirurgicznym. Upewnij się, że namiot móżdżku został całkowicie nacięty (Rycina 3B), w przeciwnym razie ta warstwa opony twardej przetnie pień mózgu podczas procesu uwalniania.
Rycina 3: Usuwanie mózgu minipig.** (A) Otwarcie opony twardej za pomocą pęsety chirurgicznej i noża do opon. (B) Należy zachować ostrożność, aby całkowicie naciąć płat opony twardej (strzałka), znajdujący się między mózgowiem a móżdżkiem. (C) Głowa świni jest ustawiona pionowo w celu lepszej wizualizacji struktur podstawy czaszki oraz aby grawitacja wspomagała zamierzone przemieszczenie mózgu. (D) Do uwolnienia opuszki węchowej poprzez tępe przecięcie od pokrytej oponą twardą podstawy czaszki używa się dyssektora lub dłuta kostnego. (E) Sekcję kontynuuje się w kierunku tylnym wzdłuż podstawy czaszki w celu odsłonięcia i przecięcia skrzyżowania wzrokowego (strzałka), szypuły lejka oraz nerwów okoruchowych. (F) Uwalnianie mózgu kończy się przecięciem dolnych nerwów czaszkowych w miejscu, w którym odchodzą one od brzusznej powierzchni pnia mózgu (III, nerw okoruchowy; IV, nerw bloczkowy; V, nerw trójdzielny oraz VI, nerw odwodzący). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
5. Usunięcie przysadki
- Zidentyfikuj przysadkowy ogonek oraz otaczającą go warstwę opony twardej (przeponę siodła) w podstawie czaszki (Rysunek 4A).
- Nacinaj warstwę opony twardej bocznie od ogonka przysadki za pomocą precyzyjnego skalpela chirurgicznego (Rysunek 4B).
- Użyj dyssektora, aby uwolnić przysadkę i podnieść ją z dołka przysadkowego (Rysunek 4C).
Rycina 4: Usunięcie przysadki u minipigów. (A) Identyfikacja dołka przysadki (*) w podstawie czaszki (1, opuszka węchowa; 2, skrzyżowanie wzrokowe; oraz PF, tylny dół czaszki). (B) Boczna nacięcie okrywy twardówki (przepona siodłowata, (strzałka)). (C) Przysadka (strzałka) zostaje uwolniona za pomocą dyssektora i wyjęta z dołka przysadki. Pasek skali (A-C) = 10 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Aby zapobiec wysychaniu materiału tkankowego, zaleca się przechowywanie usuniętego mózgu i przysadki w słoiku wypełnionym utrwalaczem lub solą fizjologiczną niezwłocznie po przeprowadzeniu analizy makroskopowej. Materiał tkankowy może być przechowywany w utrwalaczu przez lata, podczas gdy przechowywanie w soli fizjologicznej, nawet w lodówce, z czasem doprowadzi do rozkładu tkanki.
Usuniętą przysadkę można również zamrozić bezpo...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Większość eksperymentalnych badań neurobiologicznych przeprowadza się na małych gatunkach zwierząt, takich jak myszy i szczury, u których dostęp do OUN jest ułatwiony dzięki cienkiej grubości czaszki i opony twardej. Jednak u większych zwierząt doświadczalnych, takich jak świnie 1,4,8, owce32 i naczelne inne niż ludzie, znaczna grubość tych struktur wymaga użycia solidnych narzędzi (tabela materiałów) i o...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy dziękują za umiejętną pomoc Pani Trine W. Mikkelsen, Pani Lise M. Fitting i personelu Påskehøjgaard. Duńska Rada ds. Badań Medycznych, Fundacja Lundbeck i Fundacja Novo Nordisk wsparły finansowo badanie.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Ciężka rękojeść skalpela #4 | FST (Fine Science Tools) | 10008-13 | Dobry do nacinania skóry i usuwania tkanek miękkich |
| Niesterylne ostrza skalpela #23 | FST | 10023-00 | |
| Rękojeść do skalpela #7 | FST | 10007-12 | Optymalna do nacinania opony twardej i prac precyzyjnych |
| Niesterylne ostrza skalpela #11 | FST | 10011-00 | |
| Kleszcze chirurgiczne | FST | 11024-18 | Końcówki kleszczy chirurgicznych zapewniają pewny chwyt |
| Kerrison Bone Punch | Aesculap Neurosurgery | FF713R | Musi być wytrzymały, rozmiar gryzu 3-5 mm |
| Bone Rongeur | Aesculap Neurosurgery | MD615 | Musi być wytrzymały, rozmiar ugryzienia 15 x 5 mm |
| Bone Rongeur | Aesculap Neurosurgery | FO551R | Musi być wytrzymały, rozmiar gryzu 25 x 15 mm |
| Dłuto do kości | Lawton | 67-0335 | Rozmiar główki dłuta nie powinien przekraczać 20 mm |
| Młotek (młotek) | Millarco | 5624108 | Waga 300 g, długość 30 cm, powierzchnia uderzenia głową 2 x 2 cm |
| Mikronożyczki | FST | Numer katalogowy: 14002-14 | |
| Dysekcja | Aesculap Neurosurgery | OL165R | |
| Gö ttingen minipigs | Ellegaard Gö ttingen Minipigs A/S, Dania | ||
| Euthanimal | pentobarbital | ||
| Ketamina | Pfizer | ||
| Midazolam | Hameln Pharmaceuticals |
Bibliografia
- Lind, M. N., Moustgaard, A., Jelsing, J., Vajta, G., Cumming, P., Hansen, A. K. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neurosci Biobehav Rev. 31, 728-751 (2007).
- Bjarkam, C. R., et al. Neuromodulation in a minipig model of Parkinson disease. British J Neurosurg. 22 (Suppl. 1), S9-S12 (2008).
- Bjarkam, C. R., Cancian, G., Glud, A. N., Ettrup, K. S., Østergaard, L., Sørensen, J. C. MRI-guided stereotaxic targeting in pigs based on a stereotaxic localizer box fitted with an isocentric frame and use of SurgiPlan computer-planning software. J Neurosci Methods. 183 (2), 119-126 (2009).
- Sauleau, P., Lapouble, E., Val-Laillet, D., Malbert, C. H. The pig model in brain imaging and neurosurgery. Animal. 3 (8), 1138-1151 (2009).
- Bjarkam, C. R., et al. Safety and function of a new clinical intracerebral microinjection instrument for stem cells and therapeutics examined in the Göttingen minipig. Stereotact Funct Neurosurg. 88 (1), 56-63 (2010).
- Fjord-Larsen, L., et al. Long-term delivery of nerve growth factor by encapsulated cell biodelivery in the minipig basal forebrain. Mol Therapy. 18 (12), 2164-2172 (2010).
- Sørensen, J. C., et al. Development of neuromodulation treatments in a large animal model - Do neurosurgeons dream of electric pigs? Prog Brain Res. 194, 97-103 (2011).
- Dolezalova, D., et al. Pig models of neurodegenerative disorders: utilization in cell replacement-based preclinical safety and efficacy studies. J Comp Neurol. 522 (12), 2784-2801 (2014).
- Mikkelsen, M., Moller, A., Jensen, L. H., Pedersen, A., Harajehi, J. B., Pakkenberg, H. MPTP-induced Parkinsonism in minipigs: A behavioral, biochemical, and histological study. Neurotoxicol Teratol. 21, 169-175 (1999).
- Danielsen, E. H., et al. The DaNEX study of embryonic mesencephalic, dopaminergic tissue grafted to a minipig model of Parkinson's disease: Preliminary findings of effect of MPTP poisoning on striatal dopaminergic markers. Cell Transplant. 9 (2), 247-259 (2000).
- Dalmose, A., Bjarkam, C. R., Sørensen, J. C., Jørgensen, T. M., Djurhuus, J. C. Effects of high frequency deep brain stimulation on urine storage and voiding function in conscious minipigs. Neurourol Urodyn. 23 (3), 265-272 (2004).
- Dalmose, A., Bjarkam, C. R., Djurhuus, J. C. Stereotactic electrical stimulation of the pontine micturition center in the pig. Br J Urol. 95, 886-889 (2005).
- Andersen, F., Watanabe, H., Bjarkam, C. R., Danielsen, E. H., Cumming, P. The DaNeX Study Group. Pig brain stereotaxic standard space: Mapping of cerebral blood flow normative values and effect of MPTP-lesioning. Brain Res Bull. 66 (1), 17-29 (2005).
- Glud, A. N., et al. Direct gene transfer in the minipig CNS using stereotaxic lentiviral microinjections. Acta Neurobiol Exp. 70 (3), 1-8 (2010).
- Glud, A. N., et al. Direct MRI-guided stereotaxic viral mediated gene transfer of alpha-synuclein in the minipig CNS. Acta Neurobiol Exp. 71 (4), 508-518 (2011).
- Ettrup, K. S., Sørensen, J. C., Rodell, A., Alstrup, A. K. O., Bjarkam, C. R. Hypothalamic deep brain stimulation influences autonomic and limbic circuitry involved in the regulation of aggression and cardiocerebrovascular control in the minipig. Stereotact Funct Neurosurg. 90 (5), 281-291 (2012).
- Nielsen, M. S., et al. Continuous MPTP intoxication in the minipig results in chronic parkinsonian deficits. Acta Neurobiol Exp. 76, 198-210 (2016).
- Bjarkam, C. R., et al. A MRI-compatible stereotaxic localizer box enables high-precision stereotaxic procedures in pigs. J Neurosci Methods. 139 (2), 293-298 (2004).
- Bjarkam, C. R., Jorgensen, R. L., Jensen, K. N., Sunde, N. A. A., Sørensen, J. C. H. Deep brain stimulation electrode anchoring using BioGlue®, a protective electrode covering, and a titanium microplate. J Neurosci Methods. 168, 151-155 (2008).
- Ettrup, K. S., et al. Basic Surgical Techniques in the Minipig: Intubation, Transurethral Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion. J Vis Exp. (52), e2652(2011).
- Ettrup, K. S., Tornøe, J., Sørensen, J. C., Bjarkam, C. R. A surgical device for minimally invasive implantation of experimental deep brain stimulation leads in large research animals. J Neurosci Methods. 200 (1), 41-46 (2011).
- Danielsen, E. H., et al. Positron emission tomography of living brain in minipigs and domestic pigs. Scand J Lab Anim Sci Suppl. 25 (1), 127-135 (1998).
- Røhl, L., et al. Time evolution of cerebral perfusion and ADC measured by MRI in a porcine stroke model. J Magn Reson Imaging. 15 (2), 123-129 (2002).
- Cumming, P., Gillings, N. M., Jensen, S. B., Bjarkam, C. R., Gjedde, A. Kinetics of the uptake and distribution of the dopamine D2/3 agonist (R)-N-[1-11C]n-propylnorapomorphine in brain of healthy and MPTP-poisoned Gottingen miniature pigs. Nucl Med Biol. 30 (5), 547-553 (2003).
- Jensen, K. N., Deding, D., Sørensen, J. C., Bjarkam, C. R. Long-term implantation of deep brain stimulation electrodes in the pontine micturition centre of the minipig. Acta Neurochir. 151 (7), 785-794 (2009).
- Rosendal, F., et al. Does chronic low dose treatment with ciclosporin influence the brain? A histopathological study in pigs. Transplantation Proc. 37 (8), 3305-3308 (2005).
- Nielsen, M. S., Sørensen, J. C., Bjarkam, C. R. The substantia nigra pars compacta of the minipig: An anatomical and stereological study. Brain Struct Funct. (4-5), 481-488 (2009).
- Sørensen, J. C., Bjarkam, C. R., Simonsen, C. Z., Danielsen, E., Geneser, F. A. Oriented sectioning of irregular tissue blocks in relation to computerized scanning modalities. Results from the domestic pig brain. J Neurosci Methods. 104, 93-98 (2000).
- Bjarkam, C. R., Pedersen, M., Sørensen, J. C. New strategies for embedding, orientation and sectioning of small brain specimens enable direct correlation to MR-images, brain atlases, or use of unbiased stereology. J Neurosci Methods. 108, 153-159 (2001).
- Bjarkam, C. R., Sørensen, J. C., Geneser, F. A. Distribution and morphology of serotonin-immunoreactive axons in the hippocampal region of the New Zealand white rabbit. I. Area dentata and hippocampus proper. Hippocampus. 13 (1), 21-37 (2003).
- Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., Sørensen, J. C., Palomero-Gallagher, N. The telencephalon of the minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy. Brain Struct Funct. , e-pub ahead of print (2016).
- Boltze, J., Nitzsche, B., Geiger, K. D., Schoon, H. A. Histopathological investigation of different MCAO modalities and impact of autologous bone marrow mononuclear cell administration in an ovine stroke model. Transl Stroke Res. 2, 279-293 (2011).
- Jortner, B. S. The return of the dark neuron. A histological artifact complicating contemporary neurotoxicologic evaluation. Neurotoxicology. 27, 628-634 (2006).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
